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  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Ce travail décrit des méthodes pour établir des modèles hyperglycémiques aigus et chroniques dans le poisson zèbre. L'objectif est d'étudier l'impact de l'hyperglycémie sur les processus physiologiques, tels que la neurogénèse constitutive et induite par les blessures. Le travail souligne également l'utilisation du poisson zèbre pour suivre les molécules radiomarquées (ici, [ 18 F] -FDG) en utilisant PET / CT.

Résumé

L'hyperglycémie est un problème de santé majeur qui entraîne une dysfonction cardiovasculaire et cérébrale. Par exemple, il est associé à des problèmes neurologiques accrus après un accident vasculaire cérébral et se révèle nuire aux processus neurogéniques. Fait intéressant, le poisson zèbre adulte est apparu récemment comme un modèle pertinent et utile pour imiter l'hyperglycémie / diabète et pour enquêter sur la neurogenèse constitutive et régénératrice. Ce travail fournit des méthodes pour développer des modèles d'hyperglycémie de poissons zèbres pour explorer l'impact de l'hyperglycémie sur la prolifération des cellules cérébrales dans des conditions de réparation homéostatique et cérébrale. L'hyperglycémie aiguë est établie en utilisant l'injection intrapéritonéale de D-glucose (2,5 g / kg de poids corporel) dans le poisson zèbre adulte. L'hyperglycémie chronique est induite par l'immersion du poisson zèbre adulte dans du D-glucose (111 mM) contenant de l'eau pendant 14 jours. Des mesures au niveau du glucose sanguin sont décrites pour ces différentes approches. Méthodes pour étudier l'impact de l'hyperglycémie sur un constitutifLa neurogenèse régénérative, en décrivant la blessure mécanique du télencephalon, la dissection du cerveau, l'encastrement de la paraffine et la section avec un microtome, et la réalisation de procédures d'immunohistochimie, sont démontrées. Enfin, la méthode d'utilisation du poisson zèbre comme modèle pertinent pour étudier la biodistribution de molécules radiomarquées (ici, [ 18 F] -FDG) en utilisant PET / CT est également décrite.

Introduction

L'hyperglycémie est définie comme des taux excessifs de glycémie. Bien que cela puisse refléter une situation de stress aigu, l'hyperglycémie est également une condition qui conduit souvent à un diagnostic de diabète, un trouble chronique de la sécrétion d'insuline et / ou de la résistance. En 2016, le nombre d'adultes atteints de diabète a atteint 422 millions dans le monde et chaque année, 1,5 million de personnes meurent de cette maladie, ce qui en fait un problème de santé majeur 1 . En effet, le diabète incontrôlé entraîne plusieurs troubles physiologiques affectant le système cardio-vasculaire, les reins et les systèmes nerveux périphérique et central.

Fait intéressant, l'hyperglycémie aiguë et chronique peut altérer la cognition et contribuer à la fois à la démence et à la dépression 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . De plus, l'admission des patients wL'hyperglycémie a été associée à de pires résultats fonctionnels, neurologiques et de survie après un accident vasculaire ischémique 7 , 8 , 9 , 10 , 11 . Il a également été démontré que l'hyperglycémie / diabète affecte la neurogénèse chez les adultes, un processus menant à la génération de nouveaux neurones, en impactant l'activité des cellules souches neurales et la différenciation neuronale, la migration et la survie 2 , 12 .

Contrairement aux mammifères, les poissons télésoyeux, comme le poisson zèbre, présentent une activité neurogénique intense dans l'ensemble du cerveau et présentent une capacité exceptionnelle pour la réparation du cerveau à l'âge adulte 13 , 14 , 15 , 16 . Notamment, de telles capacités sont possibles en raison de la persistance du neuCellules tronquées / progénitrales, y compris la glande radiale et les neuroblastes 17 , 18 , 19 . En outre, le poisson zèbre a récemment émergé comme modèle pour étudier les troubles métaboliques, y compris l'obésité et l'hyperglycémie / diabète 20 , 21 , 22 .

Bien que le poisson zèbre soit un modèle bien reconnu d'hyperglycémie et de neurogénèse, peu d'études ont étudié l'impact de l'hyperglycémie sur l'homéostasie cérébrale et la fonction cognitive 12,23. Pour déterminer l'impact de l'hyperglycémie sur la prolifération de cellules cérébrales induite par des lésions constitutives, un modèle d'hyperglycémie aiguë a été créé grâce à l'injection intraperitoneale de D-glucose. En outre, un modèle d'hyperglycémie chronique a été reproduit par l'immersion des poissons dans de l'eau additionnée de wIth D-glucose 12 . Le poisson-zèbre présente de nombreux avantages dans la recherche. Ils sont bon marché, faciles à soulever et transparents pendant les premiers stades de développement, et leur génome a été séquencé. Dans le cadre de ce travail, ils présentent également plusieurs avantages supplémentaires: (1) ils partagent des processus physiologiques similaires avec les humains, ce qui en fait un outil essentiel pour la recherche biomédicale; (2) ils permettent une étude rapide de l'impact de l'hyperglycémie sur l'homéostasie du cerveau et la neurogénèse, compte tenu de leur activité neurogénique répandue et forte; Et (3) ils sont un modèle alternatif, ce qui permet de réduire le nombre de mammifères utilisés dans la recherche. Enfin, le poisson zèbre peut être utilisé comme modèle pour tester la biodistribution des molécules radiomarquées et des agents thérapeutiques potentiels utilisant le PET / CT.

L'objectif global de la procédure suivante est de documenter visuellement comment mettre en place des modèles d'hyperglycémie aiguë et chronique chez le poisson zèbre, utiliser zebLe rape pour évaluer le remodelage du cerveau dans des conditions hyperglycémiques et surveiller les molécules radiomarquées (ici, [ 18 F] -FDG) en utilisant du PET / CT.

Protocole

Le poisson zèbre de type sauvage adulte ( Danio rerio ) a été maintenu dans des conditions de photopériode standard (14/10 h lumière / sombre) et de température (28 ° C). Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux lignes directrices de la Communauté européenne et de la Communauté européenne pour l'utilisation des animaux dans la recherche (86/609 / EEC et 2010/63 / EU) et ont été approuvées par le Comité local d'éthique pour l'expérimentation animale.

1. Établissement d'un modèle d'hyperglycémie aiguë dans le poisson zèbre

  1. Préparer une solution mère de tricaine (MS-222) en dissolvant 400 mg de poudre de tricaine dans 97,9 ml d'eau et 2,1 ml de tampon Tris / HCl 1 M (pH 9). Ajustez le pH à 7 et aliquote pour le stockage à -20 ° C.
  2. Préparez une anesthésie pour le poisson zèbre adulte en mettant 5 mL de tricaine (solution mère) dans 100 mL d'eau de poisson (concentration finale de tricaine: 0.02%).
  3. Transférer un poisson zèbre (3 à 6 mois) de son réservoir à l'anesthésie jusqu'à ce qu'il cesse de bouger.
  4. RéDéplacez le poisson à l'aide d'une pipette coupée et séchez-le rapidement sur du papier absorbant.
  5. Peser le poisson.
  6. Préparez une seringue de D-glucose dissous dans 1X PBS et injectez 50 μL de D-glucose (2,5 g / kg de poids corporel).
    NOTE: Par exemple, un poisson de 0,6 g recevra 50 μL de solution de D-glucose / PBS à 3%.
  7. Mettez le poisson sur le dos et insérez l'aiguille de la seringue dans la cavité intrapéritonéale.
  8. Poussez lentement la solution D-glucose / PBS, puis rallumez le poisson dans l'eau.
  9. Vérifiez le poisson jusqu'à ce qu'il récupère complètement. Remettez-le dans son réservoir jusqu'à ce que le temps requis pour effectuer la mesure de la glycémie soit atteint.
    NOTE: La glycémie est mesurée 1,5 h après l'injection.

2. Établissement d'un modèle d'hyperglycémie chronique dans le poisson zébré

  1. Préparez un réservoir de 2 L d'eau de poisson propre.
  2. Dissoudre 40 g de D-glucose dans les 2 L d'eau de poisson pour une concentration finale en D-glucose de111 mM.
  3. Plongez entre 5 et 7 poissons zèbres adultes dans l'eau contenant du D-glucose.
  4. Remplacer l'eau de poisson D-glucose tous les 2 jours afin d'éviter la croissance de bactéries ou d'autres micro-organismes.
  5. Après 14 jours de traitement, placez le poisson brièvement dans de l'eau douce pour éliminer le D-glucose à l'extérieur du corps avant de prendre la mesure du niveau de glycémie.

3. Mesurer les taux de glycémie dans le poisson zèbre

  1. Couvrir le poisson avec de la glace pour une euthanasie rapide.
    REMARQUE: Ne pas utiliser une overdose de tricaine, car cela induit de grandes variations dans le taux de glycémie. Ne laissez pas le poisson dans la glace pendant trop longtemps, car cela entraînera le coagulation du sang.
  2. Essuyez le poisson avec du papier absorbant pour éliminer toute l'eau et éviter toute dilution de sang pendant la mesure de la glycémie.
  3. Retirez un oeil en utilisant des pinces de dissection et attendez jusqu'à ce que la cavité de l'oeil soit remplie de sang.
  4. Mettre une bande de test sur un glucomètre et iNsert la bande dans la cavité de l'œil.
  5. Mesurer les taux de glycémie.

4. Analyse de la prolifération des cellules cérébrales suite à une hyperglycémie

  1. Solutions et tampons: exigences et préparation
    1. Préparer 1 L de 1x PBS en ajoutant 100 ml de PBS 10x à 900 ml d'H 2 O distillé (dH 2 O) et mélanger.
    2. Préparer 1x PBS avec 0,2% de détergent (PBS-T, voir la table des matériaux).
      REMARQUE: Pour préparer 1 L de PBS-T, ajouter 2 mL de détergent (voir la Table des matériaux ) à 1 L de PBS.
    3. Préparez une série d'éthanol (100% x 2, 95%, 85%, 70%, 50% et 30%) et 0,85% de NaCl.
    4. Préparer le tampon de blocage: PBS-T contenant 0,5% à 1% de poudre de lait.
      REMARQUE: Pour préparer 200 ml de tampon de blocage, ajouter 2 g de poudre de lait à 200 ml de PBST.
    5. Préparer un tampon de récupération d'antigène, citrate de sodium.
      NOTE: Pour préparer 1 L de tampon de citrate de sodium, ajouter 2,94 g de citrate de sodium triSel de sodium déshydraté à 1 L de dH 2 0. Ajuster le pH à 6 avant le remplissage à 1 L.
    6. Préparer un tampon de 4% de paraformaldehyde-PBS, en ajoutant 4 g de paraformaldéhyde à 100 ml de 1x PBS. Mettez-le sous agitation à 58-60 ° C jusqu'à ce qu'il se dissout complètement.
  2. Préparation de l'échantillon pour l'immunohistochimie: fixation et déshydratation
    1. Après avoir mesuré le taux de glycémie, séparez la tête du corps en coupant la tête derrière les branchies.
      Note: Alternativement, le cerveau peut être directement extrait et congelé pour d'autres expériences, telles que l'extraction de l'ARNm.
    2. Fixer les têtes pendant une nuit à 4 ° C dans du paraformaldéhyde à 4% dissous dans du PBS (PFA-PBS).
    3. Le lendemain, lavez brièvement les têtes dans PBS.
    4. Dissectez soigneusement le cerveau à l'aide d'un microscope. Rincez les têtes fixes avec du PBS et utilisez une aiguille pour fixer une tête sous un microscope à dissection. Retirer les yeux et le haut du crâne avec une pince. CarefuLly extraire le cerveau et le placer dans 1x PBS.
    5. Laver successivement les cerveaux fixes avec 1x PBS pendant 30 minutes, NaCl 0,85% pendant 30 minutes, EtOH à 70% / NaCl à 0,85% (v / v) pendant 15 minutes, EtOH à 70% pendant 15 minutes (deux fois), 85% d'EtOH pendant 20 Min, 95% d'EtOH pendant 20 min, et 100% d'EtOH pendant 20 min (deux fois). Incuber pendant une nuit dans une solution finale à 100% d'EtOH.
      NOTE: Les cerveaux déshydratés peuvent rester pendant plusieurs mois dans 100% d'EtOH à 4 ° C avant l'encastrement de la paraffine.
  3. Préparation de l'échantillon pour l'immunohistochimie: préparation des tissus pour l'incorporation de paraffine
    1. Placez le cerveau dans un petit bécher en verre.
      REMARQUE: N'utilisez pas de récipient en plastique, car le toluène peut endommager certains plastiques.
    2. Retirer l'éthanol et le remplacer par du toluène, car le cerveau doit être totalement récupéré par le toluène. Effectuer deux bains de 30 minutes de toluène.
    3. Retirez le toluène et placez le cerveau dans une cassette d'encastrement. Mettez la cassette fermée dans les béchers de la série de paraffines fondues à 58 à 60 ° C (30 min dans chaque bécher de paraffine). Activez les pinces d'inclusion du réchauffement. À la fin des bains de paraffine, sortez la cassette et versez une certaine paraffine liquide dans un moule.
    4. Verser la paraffine fondue dans un moule et placer le cerveau à l'intérieur. Orientez le cerveau en utilisant les pinces d'inclusion réchauffante, en utilisant l'orientation antéro-postérieure du cerveau comme guide. Laissez la paraffine durcir sur la partie de refroidissement de la machine d'encastrement.
    5. Pour des raisons techniques, positionnez les cerveaux le long de l'axe antéro-postérieur. Après avoir démasqué le bloc de paraffine, recouper et réparer sur une cassette, avec la paraffine fondue dans l'orientation appropriée pour permettre une coupe transversale.
    6. Insérez le bloc de paraffine dans le bras du microtome. Couper des sections de 50 μm d'épaisseur jusqu'à ce que le niveau d'échantillon du cerveau soit atteint. Coupez le bloc de paraffine pour obtenir un trapèze et ajustez l'épaisseur de coupe à 7 μm. Recueillir les rubans de paraffine à l'aide de pinceaux et les placer sur pap non noirEr. Coupez-les doucement toutes les 3 à 4 sections.
    7. Mettez une glissière sur une plaque chauffante et recouvrez-la avec de l'eau dH 2 O.
    8. Placez doucement les rubans coupés sur l'eau. Retirer l'eau avec un papier absorbant absorbant lorsque les rubans de paraffine sont suffisamment étalés / déployés. Retirez les dernières gouttes mécaniquement. Retirez l'eau des lames et laissez-les sécher pendant au moins 3 h sur la plaque chauffante à environ 30-40 ° C.
  4. Procédure d'immunohistochimie
    1. Retirer la paraffine en plaçant des sections dans trois récipients de xylène pendant 7 minutes chacun.
    2. Réhydratez les sections en mettant les diapositives dans deux récipients d'EtOH à 100% pendant 2 min chacun, puis des bains d'EtOH à 95%, 85% d'EtOH, 70% d'EtOH et 30% d'EtOH pendant 30 s chacun. Enfin, mettez brièvement les diapositives dans dH 2 O et deux fois dans PBS pendant 5 minutes chacune.
    3. Effectuer la récupération de l'antigène en incubant les sections dans le tampon de citrate dans un micro-ondes (2 min à 500 W) jusqu'àLe tampon commence à bouillir. Laissez les glissières récupérer à température ambiante pendant 15 min.
    4. Laver trois fois dans PBST, 5 min chacun, et bloquer les sections pendant 45 minutes dans du PBST contenant 1% de lait. Incuber pendant la nuit avec des anticorps primaires ( p. Ex. Antigène nucléaire de cellule proliférante (PCNA) pour la coloration cellulaire proliférante; 1/100) dilué dans un tampon de blocage ( c'est-à-dire PBST, 1% de lait).
    5. Laver trois fois dans le PBST, 5 min chacun, et incuber les sections pendant 90 min avec des anticorps secondaires appropriés ( p. Ex. Alexa Fluor 488; 1/200) de chèvre anti-souris dilué dans un tampon de blocage et avec DAPI (1/500).
    6. Laver trois fois dans le PBST, 5 min chacun, et monter les diapositives avec un support de montage fluorescent (voir la table des matériaux).
    7. Analyser la coloration en utilisant un microscope épifluorescent et / ou confocal.
    8. Quantifier la prolifération des cellules cérébrales sur au moins trois sections cérébrales successives d'une région d'intérêt dans au moins troisImports.
      REMARQUE: En variante, l'incorporation du cerveau peut être effectuée dans l'agarose pour procéder à une section de vibratome et à une immunohistochimie flottante, comme décrit précédemment 24 .
  5. Étude de l'impact de l'hyperglycémie sur les mécanismes de réparation du cerveau
    NOTE: Alternativement, l'étude de la réparation du cerveau sous hyperglycémie aiguë et chronique peut être effectuée après une blessure par plaidoirie du télénéfaloïde, comme décrit précédemment 24 , 25 , 26 . Brièvement:
    1. Anesthésier le poisson zèbre adulte avec la tricaine.
    2. Placez le poisson sous un microscope à dissection avec de la lumière.
    3. Tenez le poisson d'une main.
    4. D'autre part, insérez une seringue 30 G verticalement à travers le crâne dans la région médiane de l'hémisphère telencephalique droit.
    5. Remettre les poissons dans de l'eau poisson fraiche, de l'eau additionnée de glucose D-glucose (111MM), ou contrôler l'eau de poisson. Permettre au poisson de survivre pendant 7 jours après la blessure.
      REMARQUE: reportez-vous à l'étape 4 pour le reste de la procédure.

5. Imagerie de la Biodistribution de molécules radiomarquées par PET / CT dans le poisson-zèbre: Fluorodéoxyglucose ([18F] -FDG) pour analyser le métabolisme du glucose

  1. Préparez une seringue de 50 μL contenant 20 MBq d'une solution saline de [18F] -FDG.
  2. Placez la seringue derrière l'écran de radioprotection.
  3. Anesthésier un poisson zèbre adulte avec de la tricaine.
  4. Placez le poisson derrière un écran de protection contre les rayonnements.
  5. Injecter [18F] -FDG dans la cavité intrapéritonéale. Essuyez le site d'injection avec un petit morceau de papier de soie pour éviter la détection de résidu [18F] -FDG qui pourrait fuir le ventre du poisson.
  6. Utilisez un étalon radio-isotopique pour mesurer l'activité restante contenue sur la seringue et le tissu pour calculer la dose injectée exacte.
  7. Placez le poisson sur unEw, petit morceau de tissu absorbant imbibé de tricaine et enveloppé doucement. Placez le poisson avec le tissu absorbant sur le lit de l'imageur PET / CT.
  8. Insérez le lit dans le système d'imagerie PET / CT et commencez l'acquisition.
  9. Procéder à la réalisation de l'acquisition PET / CT.
  10. À la fin de la procédure, remettre les poissons dans une petite quantité d'eau de poisson fraîche.
    NOTE: Alternativement, après l'injection [18F] -FDG, le poisson peut être ramené dans une petite quantité d'eau douce pendant 10 min à 1 h pour faciliter la diffusion de [18F] -FDG avant d'anesthésier le poisson encore une fois pour le PET / Imagerie CT.

Résultats

En utilisant les procédures décrites dans cet article, l'injection intrapéritonéale de D-glucose (2,5 g / kg de poids corporel) a été réalisée sur du poisson zèbre adulte et a entraîné une augmentation significative des taux de glycémie 1,5 h après l'injection ( figure 1A ). 24 h après l'injection, les taux de glycémie étaient similaires entre les poissons D-glucose et PBS injectés 12 . Pour le traitement ...

Discussion

Ce travail décrit diverses méthodes pour établir des modèles aigus et chroniques d'hyperglycémie dans le poisson zèbre. Les principaux avantages de ces procédures sont les suivants: (1) ils permettent une réduction du nombre de mammifères utilisés pour la recherche, (2) ils sont simples à mettre en place et à mettre en œuvre rapidement, et (3) ils sont économiques. Par conséquent, de tels modèles permettent d'étudier l'impact de l'hyperglycémie sur un grand nombre d'animaux pour ét...

Déclarations de divulgation

Aucun conflit d'intérêts potentiel n'a été divulgué.

Remerciements

Nous remercions grandement la Direction des Usages du Numérique (DUN) de l'Université La Réunion pour avoir édité la vidéo (en particulier Jean-François Février, Eric Esnault et Sylvain Ducasse), Lynda-Rose Mottagan pour la voix off, Mary Osborne-Pellegrin pour la révision La voix off, et la plate-forme CYROI. Ce travail a été soutenu par des subventions de l'Université La Réunion (Bonus Qualité Recherche, Dispositifs incitatifs), du Conseil Régional de La Réunion, de l'Union Européenne (CPER / FEDER) et de l'association Philancia. ACD est récipiendaire d'une bourse de bourses du ministère de l'Éducation Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche, Université de La Réunion (Contrat Doctorat).

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
1mL Luer-Lok SyringeBD, USA309628
4',6'-diamidino-2-phenylindole (DAPI)Sigma-Aldrich, GermanyD8417
7 mL bijou container plain labDutscher, France080171
D-glucoseSigma-Aldrich, Germany67021
Digital cameraLife Sciences, JapanHamamatsu ORCA-ER
Disposable base molds Simport, CanadaM475-2
Donkey anti-rabbit Alexa fluor 488Life Technologies, USAA21206
Embedding centerThermo Scientific, USAShandon Histocentre 3
Fluorescence microscopeNikon, JapanEclipse 80i
Fluorodeoxyglucose (18F-FDG)Cyclotron, France
Glucometer test stripLifeScan, FranceOne-Touch 143 Ultra
Goat anti-mouse Alexa fluor 594Life Technologies, USAA11005
In-Vivo Imaging SystemTriFoil Imaging, CanadaTriumph Trimodality 
MicrotomeThermo Scientific, USAMicrom HM 355 S
Monoclonal mouse anti-PCNADAKO, USAclone PC10
Paraformaldehyde (PFA)Sigma-Aldrich, GermanyP6148-500G
Polyclonal rabbit anti-GFAPDAKO, USAZ033429
Slide drying benchElectrothermal, USAMH6616
Sodium chlorideSigma-Aldrich, GermanyS9888
Sodium citrate trisodium salt dehydrate Prolabo, France27833.294
Sterile needleBD Microlance 330 G 1/2 ; 0.3 mm× 13 mm
Student Dumont #5 ForcepsFine Science Tools91150-20
Student surgical scissorsFine Science Tools91400-14
Superfros Plus Gold SlidesThermo Scientific, USAFT4981GLPLUS
Surgical microscopeLeica, FranceM320-F12
Tissue embedding cassettesSimport, CanadaM490-10
Tissue embedding mediumLeicaBiosystems, USA39602004
TolueneSigma-Aldrich, Germany244511
Tricaine MS-222Sigma-Aldrich, GermanyA5040
Triton X100Sigma-Aldrich, GermanyX100-500 mL
Vectashield medium Vector Laboratories, USAH-1000
XyleneSigma-Aldrich, Germany534056
Fish StrainAB
Saline phosphate buffer (10X PBS) pH 7.4 (for 1 liter)For preparing 10X PBS, add the following  salts and complete to 1 liter with distilled water
Potassium chloride (MM : 74.55 g/mol): 2.00 gSigma-Aldrich, Germany746436
Potassium phosphate monobasic (MM: 136,09 g/mol): 2.40gSigma-Aldrich, Germany795488
Sodium chloride (MM : 58.44 g/mol): 80.00 g Sigma-Aldrich, GermanyS9888
Sodium phosphate dibasic (MM: 141,96 g): 14,40 gSigma-Aldrich, Germany795410

Références

  1. Ho, N., Sommers, M. S., Lucki, I. Effects of diabetes on hippocampal neurogenesis: links to cognition and depression. Neurosci Biobehav Rev. 37 (8), 1346-1362 (2013).
  2. Cukierman, T., Gerstein, H. C., Williamson, J. D. Cognitive decline and dementia in diabetes--systematic overview of prospective observational studies. Diabetologia. 48 (12), 2460-2469 (2005).
  3. Gaudieri, P. A., Chen, R., Greer, T. F., Holmes, C. S. Cognitive function in children with type 1 diabetes: a meta-analysis. Diabetes Care. 31 (9), 1892-1897 (2008).
  4. Brismar, T., et al. Predictors of cognitive impairment in type 1 diabetes. Psychoneuroendocrinology. 32 (8-10), 1041-1051 (2007).
  5. Ojo, O., Brooke, J. Evaluating the Association between Diabetes, Cognitive Decline and Dementia. Int J Environ Res Public Health. 12 (7), 8281-8294 (2015).
  6. Capes, S. E., Hunt, D., Malmberg, K., Pathak, P., Gerstein, H. C. Stress hyperglycemia and prognosis of stroke in nondiabetic and diabetic patients: a systematic overview. Stroke. 32 (10), 2426-2432 (2001).
  7. Stead, L. G., et al. Hyperglycemia as an independent predictor of worse outcome in non-diabetic patients presenting with acute ischemic stroke. Neurocrit Care. 10 (2), 181-186 (2009).
  8. Kagansky, N., Levy, S., Knobler, H. The role of hyperglycemia in acute stroke. Arch Neurol. 58 (8), 1209-1212 (2001).
  9. Gilmore, R. M., Stead, L. G. The role of hyperglycemia in acute ischemic stroke. Neurocrit Care. 5 (2), 153-158 (2006).
  10. Desilles, J. P., et al. Diabetes mellitus, admission glucose, and outcomes after stroke thrombolysis: a registry and systematic review. Stroke. 44 (7), 1915-1923 (2013).
  11. Dorsemans, A. C., et al. Impaired constitutive and regenerative neurogenesis in adult hyperglycemic zebrafish. J Comp Neurol. , (2016).
  12. Schmidt, R., Strähle, U., Scholpp, S. Neurogenesis in zebrafish - from embryo to adult. Neural Dev. 8, 3 (2013).
  13. Kizil, C., Kaslin, J., Kroehne, V., Brand, M. Adult neurogenesis and brain regeneration in zebrafish. Dev Neurobiol. 72 (3), 429-461 (2012).
  14. Grandel, H., Brand, M. Comparative aspects of adult neural stem cell activity in vertebrates. Dev Genes Evol. 223 (1-2), 131-147 (2013).
  15. Lindsey, B. W., Tropepe, V. A comparative framework for understanding the biological principles of adult neurogenesis. Prog Neurobiol. 80 (6), 281-307 (2006).
  16. März, M., et al. Heterogeneity in progenitor cell subtypes in the ventricular zone of the zebrafish adult telencephalon. Glia. 58 (7), 870-888 (2010).
  17. Chapouton, P., Jagasia, R., Bally-Cuif, L. Adult neurogenesis in non-mammalian vertebrates. Bioessays. 29 (8), 745-757 (2007).
  18. Lindsey, B. W., Darabie, A., Tropepe, V. The cellular composition of neurogenic periventricular zones in the adult zebrafish forebrain. J Comp Neurol. 520 (10), 2275-2316 (2012).
  19. Sarras, M. P., Intine, R. V. Use of Zebrafish as a Disease Model Provides a Unique Window For Understanding the Molecular Basis of Diabetic Metabolic Memory. Zebrafish. , 2611-2619 (2012).
  20. Oka, T., et al. Diet-induced obesity in zebrafish shares common pathophysiological pathways with mammalian obesity. BMC Physiol. 10, 21 (2010).
  21. Capiotti, K. M., et al. Persistent impaired glucose metabolism in a zebrafish hyperglycemia model. Comp Biochem Physiol B Biochem Mol Biol. 171, 58-65 (2014).
  22. Capiotti, K. M., et al. Hyperglycemia induces memory impairment linked to increased acetylcholinesterase activity in zebrafish (Danio rerio). Behav Brain Res. 274, 319-325 (2014).
  23. Schmidt, R., Beil, T., Strähle, U., Rastegar, S. Stab wound injury of the zebrafish adult telencephalon: a method to investigate vertebrate brain neurogenesis and regeneration. J Vis Exp. (90), e51753 (2014).
  24. Diotel, N., et al. Effects of estradiol in adult neurogenesis and brain repair in zebrafish. Horm Behav. 63 (2), 193-207 (2013).
  25. Rodriguez Viales, R., et al. The helix-loop-helix protein id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon. Stem Cells. 33 (3), 892-903 (2015).
  26. Kaslin, J., Ganz, J., Brand, M. Proliferation, neurogenesis and regeneration in the non-mammalian vertebrate brain. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 363 (1489), 101-122 (2008).
  27. Kroehne, V., Freudenreich, D., Hans, S., Kaslin, J., Brand, M. Regeneration of the adult zebrafish brain from neurogenic radial glia-type progenitors. Development. 138 (22), 4831-4841 (2011).
  28. Alunni, A., Bally-Cuif, L. A comparative view of regenerative neurogenesis in vertebrates. Development. 143 (5), 741-753 (2016).
  29. März, M., Schmidt, R., Rastegar, S., Strähle, U. Regenerative response following stab injury in the adult zebrafish telencephalon. Dev Dyn. 240 (9), 2221-2231 (2011).
  30. Wullimann, M., Rupp, B., Reichert, H. . Neuroanatomy of the zebrafish brain: A topological atlas. , 1-144 (1996).
  31. Pellegrini, E., et al. Identification of aromatase-positive radial glial cells as progenitor cells in the ventricular layer of the forebrain in zebrafish. J Comp Neurol. 501 (1), 150-167 (2007).
  32. Zupanc, G. K., Hinsch, K., Gage, F. H. Proliferation, migration, neuronal differentiation, and long-term survival of new cells in the adult zebrafish brain. J Comp Neurol. 488 (3), 290-319 (2005).
  33. Sarras, M. P., Intine, R. V. Use of Zebrafish as a Disease Model Provides a Unique Window For Understanding the Molecular Basis of Diabetic Metabolic Memory. iConcept Press. , 2611-2619 (2013).
  34. Connaughton, V. P., Baker, C., Fonde, L., Gerardi, E., Slack, C. Alternate Immersion in an External Glucose Solution Differentially Affects Blood Sugar Values in Older Versus Younger Zebrafish Adults. Zebrafish. , (2016).
  35. Prasad, S., Sajja, R. K., Naik, P., Cucullo, L. Diabetes Mellitus and Blood-Brain Barrier Dysfunction: An Overview. J Pharmacovigil. 2 (2), 125 (2014).

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