Raman exaltée de surface résonance diffusion Nanoprobe Ratiometry pour détecter le Cancer de l’ovaire microscopique par l’intermédiaire de récepteurs de l’acide folique ciblage

Résumé

Cancer de l’ovaire forme des métastases dans toute la cavité péritonéale. Ici, nous présentons un protocole pour faire et utilisation folate-récepteur ciblé exaltée de surface résonance Raman scattering nanosondes qui révèlent ces lésions avec une spécificité élevée via ratiométrique imagerie. Les nanosondes sont administrés par voie intrapéritonéale à des souris vivantes, et les images dérivées correspondent bien aux histologie.

Résumé

Cancer de l’ovaire représente la malignité gynécologique plus meurtrière. La plupart des patients présentent à un stade avancé (stade III ou IV de la FIGO), quelle local métastatique se propager a déjà eu lieu. Cependant, cancer de l’ovaire a un modèle unique de métastases, tumeur implants sont initialement contenus dans la cavité péritonéale. Cette caractéristique pourrait permettre, en principe, la résection complète de la tumeur implants avec intention curative. Bon nombre de ces lésions métastatiques sont microscopiques, ce qui les rend difficile à identifier et à traiter. Neutraliser ces micrométastases est censé être un objectif majeur pour éliminer une récidive tumorale et assurer la survie à long terme. Imagerie avec surface améliorée résonance Raman scattering nanosondes Raman peut servir à délimiter des tumeurs microscopiques avec la sensibilité élevée, en raison de leur brillant et bioorthogonal signatures spectrales. Nous décrivons ici la synthèse de deux « saveurs » de ces nanosondes : un anticorps fonctionnalisés qui cible le récepteur de l’acide folique — surexprimé dans de nombreux cancers de l’ovaire et un nanoprobe de contrôle non ciblés, avec les spectres distincts. Les nanosondes sont administrés simultanément par voie intrapéritonéale à des modèles de souris d’un adénocarcinome ovarien métastatique humain. Toutes les études animales ont été approuvées par le Comité utilisation du Memorial Sloan Kettering Cancer Center et d’institutionnels animalier. La cavité péritonéale des animaux est chirurgicalement exposée, lavée et scannée avec un microphotospectrometer Raman. Par la suite, les signatures de Raman des deux nanosondes sont découplés en utilisant un algorithme d’ajustement classique moindres carrés, et leurs scores respectifs divisée pour fournir un signal de ratiométrique de folate ciblée sur les sondes non ciblées. De cette façon, les métastases microscopiques sont visualisés avec grande spécificité. Le principal avantage de cette approche est que l’application locale dans la cavité péritonéale, qui peut être fait idéalement au cours de la procédure chirurgicale — peut baliser des tumeurs sans soumettre le patient à une exposition systémique nanoparticule. Faux positif des signaux issus de liaisons non spécifiques de la nanosondes sur surfaces viscérales peuvent être éliminés en suivant une approche ratiométrique où nanosondes ciblés et non ciblés avec des signatures distinctes de Raman sont appliquées sous forme d’un mélange. La procédure est actuellement toujours limitée par l’absence d’un commercial Raman de grand champ d’imagerie système de caméra, qui une fois disponible permettra l’application de cette technique dans le théâtre d’opération.

Introduction

Raman d’imagerie avec « Surface améliorée Raman scattering » nanoparticules (SERS) a montré très prometteur dans la délimitation des lésions dans différents contextes et pour beaucoup de tumeurs différentes types^1,2,3,4 . L’avantage principal de la SERS nanoparticules est leur signature spectrale d’empreintes digitales-like, offrant leur détection incontestable qui n’est pas confondue par signaux de fond biologique⁵. En outre, l’intensité du signal émis est encore amplifiée avec l’utilisation de molécules de journaliste (colorants) avec des maxima d’absorption en ligne avec le laser d’excitation, donnant naissance à la « diffusion Raman de surface renforcée par résonance » (SERRS) nanoparticules avec une plus grande sensibilité^{6,7,8,9,10,11,12}.

Une barrière qui doit être traitée pour l’adoption de nanoparticules de SE(R)RS¹³ et nombreux autres nanoparticules constructions^14,15 pour l’usage clinique sont leur mode d’administration, comme l’injection intraveineuse des causes systémiques exposition de l’agent et nécessite des tests approfondis afin d’exclure les effets négatifs potentiels. Dans cet article, nous présentons un paradigme différent fondé sur l’application des nanoparticules localement en vivo, directement dans la cavité péritonéale pendant une intervention chirurgicale, suivie d’une étape de lavage pour enlever n’importe quel indépendant nanoparticules¹. Cette approche est conforme à nouvelles approches thérapeutiques qui sont actuellement sous enquête qui font aussi l’utilisation de l’instillation locale d’agents dans la cavité péritonéale, appelée hyperthermique chimiothérapie intrapéritonéale (Chip). Ainsi, le principe lui-même devrait être relativement facile à intégrer dans un flux de travail clinique. Nous avons étudié la biodistribution des nanoparticules après application intrapéritonéale et n’a observé aucune absorption détectable dans la circulation systémique¹. En outre, l’approche d’application locale contourne la séquestration des nanoparticules par le système réticulo-endothélial, donc le nombre de nanoparticules requis est nettement réduit. Toutefois, lorsqu’il est appliqué par voie topique, nanoparticules fonctionnalisés anticorps ont tendance à adhérer sur les surfaces viscérales même en l’absence de leur cible. Afin de minimiser les fausses signaux positifs en raison de l’adhérence de nanoparticules non spécifiques, nous poursuivons une approche ratiométrique, où un nanoprobe moléculairement ciblée fournit le signal spécifique et un nanoprobe de contrôle non ciblée, avec différent spectre Raman, comptes pour non-spécifiques fond^16,17. Nous avons démontré cette méthodologie de la résonance améliorée surface application topique sur la spectroscopie Raman ratiométrique récemment dans un modèle murin de cancer de l’ovaire diffuse¹.

L’objectif général de cette méthode consiste à développer deux nanosondes SERRS, une cible et un non spécifique, à appliquer localement dans des modèles murins, afin de la prévalence/surexpression d’un cancer d’images connexes biomarqueur ratiométrique détection des deux sondes par l’intermédiaire Imagerie Raman. Dans cet ouvrage, le récepteur de l’acide folique (FR) a été choisi comme cible, car il s’agit d’un surexprimés marqueur dans de nombreux cancers de l’ovaire^18,19. Raman microimaging avec des nanoparticules axée sur les « sers » a également été démontrée pour le cancer cellule identification²⁰. Deux « saveurs » distincts des nanoparticules de Raman sont synthétisées, chacun dérivant un colorant organique différent de son empreinte. Les nanoparticules sont constitués d’un en forme d’étoile or entouré d’une capsule de silice et de démontrer la résonance plasmonique de surface à environ 710 nm. Le journaliste de Raman (colorant organique) est déposé en même temps que la formation de la coquille de la silice. Enfin, pour les nanosondes FR ciblées (αFR-NPs) la coquille de silice est conjuguée avec des anticorps, alors que les nanosondes indifférenciés (nt-NPs) sont passivés avec une monocouche de polyéthylène glycol (PEG).

Cette technique a été utilisée avec succès pour mapper les tumeurs microscopiques dans un modèle murin de xénogreffe de cancer ovarien métastatique diffus (SKOV-3), démontrant son applicabilité pour utilisation in vivo. Il peut également être étendu pour utilisation dans les tissus excisés, pour phénotypage de tumeur, ou de la détermination de la marge après compactage comme le montre une étude apparentés²¹.

SERRS nanosondes fournissent une plate-forme solide pour la création de plusieurs balises ciblées pour les biomarqueurs, synthétisés par des réactions chimiques simples comme indiqué schématiquement à la Figure 1. Nous présentons ici le protocole pour la synthèse de ces deux types de nanosondes SERRS (chapitres 1-3), le développement d’un modèle de souris de cancer de l’ovaire approprié (article 4), l’administration de nanosondes et imagerie (section 5) et enfin l’analyse des données et visualisation (section 6).

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Protocole

Toutes les études animales ont été approuvées par l’animalier institutionnel et utilisation Comité du Memorial Sloan Kettering Cancer Center (# 07/06/11).

1. or Nanostar Core synthèse

Remarque : Nanostars or servent de noyaux pour les deux saveurs de nanosondes SERRS utilisé dans cette expérience.

1. Préparer les 800 mL de 60 mM d’acide ascorbique (C₆H₈O₆) solution dans l’eau désionisée (DI) et 8 mL de la solution (HAuCl₄) acide de 20 mM tetrachloroauric dans l’eau distillée. Laisser refroidir à 4 ° C.
2. Effectuez cette étape de réaction à 4 ° C. Placer une fiole conique contenant 800 mL de la solution de l’acide ascorbique sur une plaque d’agitation magnétique et induire un vortex stable. Rapidement, ajoutez 8 mL de solution d’acide tetrachloroauric dans le tourbillon. Quelques secondes, formeront à le nanostars et la solution prendra une couleur bleu foncé. Dans le cas où la couleur à tout moment devient rose ou violet, signifiant que la formation des nanosphères, la suspension doit être jetée et la synthèse renvoyés.
3. Versez la suspension nanostar dans 50 mL tubes coniques et centrifuger pendant 20 min (4 ° C, 3 220 x g). Aspirer le surnageant laissant environ 200 µL de la solution dans chaque tube. Faire attention à ne pas déranger le culot de nanoparticules au fond du tube.
   Remarque : Le liquide surnageant doit avoir une teinte bleue à cause de nanostars suspension restantes.
4. À l’aide d’une micropipette, agiter la solution pour suspendre et recueillir les nanoparticules de chaque éprouvette. Partie du culot peut-être être compacté au fond du tube et sera resuspendre pas même avec vigoureux de pipetage-jeter cette partie.
5. Transférer la suspension de nanoparticules dans une cassette de dialyse (MWCO 3.5 kDa) et dialyser au moins trois jours, contre 2 L de l’eau distillée, en changeant l’eau tous les jours. Magasin nanostars en dialyse à 4 ° C pendant un mois avec les changements d’eau tous les 3-4 jours.
   Remarque : Le nanostars convient en dialyse jusqu'à ce que nécessaire pour la réaction de silication, tel que décrit à l’article 2.

2. formation de la coquille de silice

Remarque : Deux saveurs de nanosondes Raman sont synthétisées. La procédure de synthèse est la même pour les deux, avec la seule différence étant la molécule de journaliste Raman (colorant) utilisée. Dans cette expérience, perchlorate de IR780 et IR140 sont utilisées. La réaction doit toujours être effectuée dans des récipients en plastique. La synthèse est évolutive et peut être ajustée pour la quantité désirée d’injection co-set requis. Ici, une synthèse du lot moyen est décrite, qui peut évoluer linéairement aux volumes inférieures ou supérieures au besoin, avec les mêmes concentrations et les temps de réaction. Les réactions pour les deux types de nanoprobe SERRS peuvent être effectuées en parallèle. Faites attention à éviter la contamination croisée. Sonication devrait être effectuée pour la redispersion de nanoparticules pellets après centrifugation pendant les étapes de lavage, ou après que les nanoparticules ont été conservés pendant plus d’une heure. Sonication doit être effectuée jusqu'à ce que les nanoparticules sont clairement suspendus dans la solution, en général pour 1 s.

1. En Tube A (un tube conique de 50 mL), mélanger 10 mL d’isopropanol, 500 µL de TEOS, 200 µL d’eau DI et 60 µL de colorant (perchlorate de IR780 ou IR140, DMF (diméthylformamide) de 20 mM).
2. B Tube (tube de 15 mL conique), mélanger 3 mL d’éthanol et 200 µL d’hydroxyde d’ammonium. Laisser agir la nanostars étape 1.4 pour disperser des grappes en solution et ajouter 1,2 mL de nanostars dans le tube.
   Remarque : la solution d’hydroxyde d’ammonium est très volatil et difficile à pipeter avec précision. Conserver à 4 ° C, jusqu'à ce que nécessaire, pour faciliter le pipetage.
3. Placer le Tube A sur un vortex et d’induire un vortex stable. Rapidement ajouter le contenu du Tube B dans le tourbillon et garder le mélange pendant environ 5 s. transférer immédiatement à un réagissent shaker et laissez pendant 15 minutes en agitant à 300 tr/min, à température ambiante.
4. Après l’incubation de 15 min, étancher la réaction par l’ajout d’éthanol pour remplir le tube de 50 mL. Centrifuger pendant 20 min à 3 220 x g et 4 ° C.
5. Aspirer le surnageant, laissant environ 0,5 mL de solution, en veillant à ne pas déranger le culot. Ajouter 1 mL d’éthanol et agiter avec une pipette pour remettre en suspension les nanoparticules. Transférer dans un tube à centrifuger 1,5 mL et laver 4 fois avec de l’éthanol par centrifugation à 11 000 x g pendant 4 min, aspirer le surnageant et resuspendant le culot par sonication pour environ 1 s.
   Remarque : À ce stade, les nanoparticules silicatés peuvent être fonctionnalisés, tel que décrit à l’article 3, ou remis en suspension dans l’eau distillée avec une étape de lavage supplémentaire, pour le stockage à 4 ° C pendant une semaine.

3. surface fonctionnalisation

Remarque : IR780 SERRS nanosondes va se conjuguer avec des anticorps de folate-ciblant les récepteurs via une reticulation PEG à forme αFR-NPs ; IR140 SERRS contrôle nanosondes va se conjuguer avec une passivation PEG monocouche, pour nt-NPs. Les deux saveurs sont formées par une réaction de thiol-maléimide dans réactions distinctes mais parallèles.

1. Laver les nanoparticules deux fois par centrifugation à 11 000 x g pendant 4 min, aspirer le surnageant et resuspendant le culot dans 1 mL d’éthanol par sonication. Répétez l’étape de lavage une fois de plus, mais redisperse dans 1 mL d’éthanol de 85 %, 10 % 3-MPTMS (3-mercaptopropyltrimethoxysilane) et 5 % de l’eau distillée. Incuber à température ambiante pendant 1-2 h d’introduire des thiols sur la surface de la particule.
2. Laver les nanoparticules thiol fonctionnalisées par centrifugation à 11 000 x g pendant 4 min, aspirer le surnageant et resuspendant le culot par sonication, deux fois dans de l’éthanol, deux fois de DI et enfin en HEPES (4-(2-hydroxyéthyl) -1- tampon de l’acide piperazineethanesulfonic) (10 mM, pH 7.1) et mettre de côté.
   Remarque : MES (2-(N- morpholino) ethanesulfonic acide) tampon ou HEPES doit être utilisé. Tampons avec une salinité plus élevée, tels que PBS (tampon phosphate salin), peuvent causer l’agrégation de nanoparticules.
3. Pour les anticorps fonctionnalisés αFR-NPs, réagissent 200 µg d’anticorps (anti-acide folique liaison protéine anticorps clone en [LK26]) avec excès molaire décuplée de reticulation PEG (éther de poly(ethylene glycol) (5-pentanoate de N-hydroxysuccinimide) N′-(3- maleimidopropionyl) aminoéthanethiol (No CAS : 851040-94-3), dans le diméthylsulfoxyde (DMSO)) dans 500 µL de tampon MES (10 mM, pH 7.1) pendant 30 min.
4. Retirez l’excès reticulation et concentrer des anticorps par centrifugation de la solution d’anticorps-PEG dans un filtre centrifuge (MWCO 100 kDa). Pour les filtres centrifuges utilisées dans cette étude, effectuer la centrifugation pendant 10 min à 14 000 x g et 23 ° C. Récupérer les anticorps conjugués dans un nouveau tube en inversant le filtre et centrifugation à 1 000 x g pendant 2 min.
5. Pipeter les nanoparticules de IR780 de l’étape 3.2 dans le tube avec les anticorps et agiter à l’aide de la pipette pour mélanger. Incuber le mélange pendant au moins 30 min à température ambiante, ou, alternativement, à 4 ° C jusqu’au lendemain pour former les αFR-NPs.
6. Pour former les nt-NPs, ajouter 1 % w/v terminée par méthoxy (m) PEG5000-maléimide (No CAS : 99126-64-4) dissolvant dans le DMSO pour les nanoparticules IR140 SERRS étape 3.2 et laisser réagir dans 500 µL MES de tampon (10 mM, pH 7.1) pendant au moins 30 min à température ambiante, ou encore à 4 ° C du jour au lendemain.
7. Pour l’administration à des souris (section 5), centrifuger les deux saveurs de nanoprobe à 11 000 x g pendant 4 min, aspirer le surnageant pour supprimer la solution avec libre n’ayant pas réagie anticorps/PEG et redisperse chaque saveur dans un tampon MES (10 mM, pH 7.1) à la concentration de h 600 . Quand resuspendant les nanoparticules, minimiser l’exposition inutile à l’échographie, pour éviter la dénaturation de l’anticorps.

4. élaboration d’un modèle de souris

1. Établir une culture régulière de la lignée de cellules d’adénocarcinome ovarien humain (SKOV-3). Éventuellement, pour permettre un suivi par l’intermédiaire de bioluminescence/fluorescence, utiliser les cellules transfectées de Luc SKOV-3⁺/GFP⁺ . Cellules en culture dans un milieu RPMI (Roswell Park Memorial Institute) avec 10 % de sérum de veau foetal et passage deux fois par semaine. Pour injection, incuber les cellules avec 0,25 % trypsin/0.05% EDTA pendant 3 min à détacher, puis laver et remettre en suspension dans du PBS à 2 x 10⁶ cellules/100 µL.
2. Pour établir le modèle de micrométastase ovarienne, injecter 200 µL de suspension SKOV-3 cellules par voie intrapéritonéale dans des souris femelles athymiques (FOXn1nu/FOXn1nu souris, âgés de 6 à 8 semaines). Dissémination péritonéale disséminée aura lieu dans environ 4 semaines. Si vous utilisez Luc SKOV-3⁺ cellules, croissance de la tumeur peut être contrôlée avec bioluminescence par l’administration de 2 mg de luciférine beetle dans 50 µL de PBS par injection retroorbital.

5. Nanoprobe Injection et imagerie

1. Préparer les nanosondes (αFR-NPs et nt-NPs) tel que décrit dans les chapitres 1 à 3 et le mélange à un ratio de 1:1, pour une concentration finale de 300 h de chaque type dans le tampon MES (10 mM, pH 7.1). Vous pouvez également préparer des étalons de référence de 30 h de chacune des saveurs nanoprobe en petits tubes coniques (100 µL).
2. Injecter par voie intrapéritonéale de 1 mL de la suspension de nanoparticules à chaque souris et masser doucement le ventre pour distribuer les nanoparticules dans la cavité péritonéale. Retourner la souris à son logement. Au bout de 25 minutes, euthanasier la souris via CO₂ asphyxie.
3. Fixer la souris sur une plateforme chirurgicale, à la position allongée (pour l’abdomen entier d’imagerie, la plate-forme doit être montable sur la platine du microscope verticale).
   1. Avec des ciseaux de dissection et de pinces dentelées, enlever la peau pour exposer le péritoine et réaliser une grande incision sagittale (entre 2 et 3 cm de longueur) pour exposer l’abdomen entier. Fixez les rabats péritonéales sur la plate-forme. Lavez l’intérieur de la cavité péritonéale avec au moins 60 mL de PBS à l’aide d’un vaporisateur en plastique.
      Remarque : Pour activer la vue dégagée d’imagerie de l’abdomen entier, les intestins doivent être mobilisés ou excisé. Pour l’excision, résection avec une ligature des vaisseaux mésentériques afin de réduire l’hémorragie dans la cavité abdominale.
   2. Par ailleurs, à l’image des organes spécifiques, les accises après le lavage de PBS et placez-les sur une lame de microscope.
4. Transfert de la plate-forme ou la diapositive à un microspectrophotomètre Raman avec configuration optique verticale et une platine motorisée pour l’imagerie ; utiliser un système commercial avec un 300 mW 785 nm diode laser, avec une grille de 1 200 grooves par mm, centrée à 1 115 cm^-1.
   1. Concentrer sur la zone d’intérêt en utilisant des optiques light blanc, parfocale avec le laser de Raman. Sélectionnez la zone à être photographié et la résolution souhaitée ; dans le présent rapport a été utilisé un mode d’acquisition rapides (spectres acquis sous illumination laser continu avec la platine du microscope en perpétuel mouvement, avec une résolution spatiale efficace 14,2 µm par 200µm ; grossissement x 5, puissance de 100 mW à l’objectif, et < 100 ms exposition par point).
      Remarque : Les tubes avec les nanosondes de référence d’étape 5.1 peuvent être placées dans la zone image si vous le souhaitez, d’étalons de référence interne pour l’analyse ultérieure. Veillez à ce qu’aucune sources lumineuses externes autres que le laser n’atteint l’objectif.
5. Eventuellement, préparation des échantillons pour traitement histologique et validation par la fixation de paraformaldéhyde à 4 % dans du PBS pendant une nuit à 4 ° C. Rincez avec du PBS à 4 ° C pendant 15 min au moins deux fois. Conserver l’échantillon dans l’éthanol à 70 % dans l’eau jusqu’au traitement histologique standard et enrobage de paraffine. Pour la validation histologique des tumeurs, des sections (5 µm d’épaisseur) de différentes profondeurs du bloc de paraffine peuvent être colorées à l’hématoxyline et éosine (H & E).

6. traitement des données et visualisation

Remarque : Tout traitement de données a été réalisé avec une interface utilisateur graphique développée en interne, à l’aide de logiciels commerciaux. Toutes les fonctions utilisées ont des équivalents génériques disponibles dans d’autres environnements informatiques.

1. Obtenir des spectres de référence pour les deux saveurs, en interrogeant des suspensions pures de chacun. Les spectres de référence peuvent être dérivés de point des scans de la nanosondes, imagerie de la nanosondes en plaques à puits, ou en incluant des références internes dans les analyses expérimentales dans les tubes de référence (voir étape 5.1).
2. Prétraitez les spectres de référence, à l’aide de soustraction de base (filtre de Whittaker, λ = 200), normalisation par l’aire sous la courbe et les dérivés filtre Savitzky-Golay (polynôme du secon degré fonction, premier ordre dérivé, largeur = 15 étapes). Ces spectres prétraités serviront de références pour le modèle classique des moindres carrés (CLS).
3. Prétraitez les exemples de données de l’image de la même manière que les spectres de référence. Obtenir des scores CLS pour chaque point d’échantillonnage à l’aide d’un algorithme CLS disponible. Les scores de CLS (DSAP) direct sont tout simplement les coordonnées de la projection d’un spectre de l’échantillon sur l’espace linéaire défini par la matrice inverse généralisée (inverse de Moore-Penrose) des spectres de référence. Autre raccord algorithmes peuvent être utilisés (non négatifs moindres carrés, moindres carrés partiels ou autres).
   Remarque : Certains algorithmes de raccord peuvent donner lieu à des scores négatifs, qui, dans ce contexte, ne sont pas physiques. Si c’est le cas, un seuil peut être affectée à exclure des scores négatifs, ou un algorithme de contrainte non négatifs moindres carrés seront utilisées à la place.
4. Calculer le ratio lenveloppe des scores sur la référence pour les nanoparticules ciblées (marque_αFR) sur les scores sur la référence pour les nanoparticules indifférenciés (partitions,_nt). Si les scores sont non négatifs, le rapport peut être exprimé de façon logarithmique :
   R = log₁₀(Scores_αFR/_ntdes Scores).
   Le rapport R est mieux affiché dans une échelle de couleurs divergentes centrée à zéro, pour exprimer l’abondance relative des sondes dans les ordres de grandeur. L’image résultante peut être superposée sur l’image de lumière blanche de l’échantillon, de révéler des zones de la surexpression du récepteur acide folique.

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Résultats

À des fins de contrôle de la qualité, les nanoparticules peuvent être caractérisées à l’aide de diverses méthodes au cours du processus de synthèse, y compris le TEM, DLS, nanoparticules suivi analyse et spectroscopie d’absorbance UV/Vis, comme illustré à la Figure 2.

De cette façon, la taille du noyau nanostar or (décrit dans la section 1), la formation de la coquille de silice (se...

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Discussion

Le protocole décrit ici donne des instructions pour la synthèse de deux « saveurs » de nanosondes SERRS et leur emploi chez les souris pour Raman imagerie de tumeur ovarienne surexprimant le récepteur de l’acide folique, en utilisant un algorithme ratiométrique. Le principal avantage de l’imagerie au cours d’autres techniques d’imagerie optiques (par exemple, fluorescence) Raman est la grande spécificité du signal nanoprobe qui ne peuvent pas être confondue avec les signaux d’origine biologique. Dans...

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Name of Reagent
Ascorbic acid	Sigma-Aldrich	A5960
3-MPTMS	Sigma-Aldrich	175617
Ammonium hydroxide (28%)	Sigma-Aldrich	338818
Anti-Folate Receptor antibody [LK26]	AbCam	ab3361
Dimethyl sulfoxide	Sigma-Aldrich	276855
Dimethyl sulfoxide (anhydrous)	Sigma-Aldrich	276855
Ethanol	Sigma-Aldrich	792780
IR140	Sigma-Aldrich	260932
IR780 perchlorate*	Sigma-Aldrich	576409	Discontinued*
Isopropanol	Sigma-Aldrich	650447
N.N.Dimethylformamide	Sigma-Aldrich	227056
PEG crosslinker	Sigma-Aldrich	757853
PEG-maleimide	Sigma-Aldrich	900339
Tetrachloroauric Acid	Sigma-Aldrich	244597
Tetraethyl Orthosilicate	Sigma-Aldrich	86578
*IR792	Sigma-Aldrich	425982	*Alternative
Name of Equipment
Dialysis cassette (3,500 MWCO)	ThermoFIsher	87724
Centrifugal filters	Millipore	UFC510096
inVia confocal Raman microscope	Renishaw
MATLAB (v2014b)	Mathworks
PLS Toolbox (v8.0)	Eigenvector research