Production microfluidique de liposomes sensibles à la température contenant des lysolipides

Résumé

Le protocole présente les paramètres optimisés pour la préparation des liposomes thermosensibles à l’aide du dispositif microfluidique micromélangeur d’os de hareng décalé. Cela permet également la co-encapsulation de la doxorubicine et de l’indocyanine vert dans les liposomes et la libération photothermique déclenchée de doxorubicine pour la libération contrôlée / déclenchée de médicaments.

Résumé

Le protocole présenté permet une préparation continue à haut débit de liposomes sensibles à basse température (LTSL), qui sont capables de charger des médicaments chimiothérapeutiques, tels que la doxorubicine (DOX). Pour ce faire, un mélange de lipides éthanoliques et une solution de sulfate d’ammonium sont injectés dans un micromélangeur à chevrons décalé (SHM) dispositif microfluidique. Les solutions sont rapidement mélangées par le SHM, offrant un environnement solvant homogène pour liposomes auto-assemblage. Les liposomes collectés sont d’abord annealed, puis dialysés pour enlever l’éthanol résiduel. Un pH-gradient de sulfate d’ammonium est établi par l’échange tampon de la solution externe en utilisant la chromatographie d’exclusion de taille. DOX est ensuite chargé à distance dans les liposomes avec une efficacité d’encapsulation élevée (-gt; 80%). Les liposomes obtenus sont homogènes en taille avec un diamètre moyen Z de 100 nm. Ils sont capables de libérer de DOX encapsulés en rafale séchage à température en présence d’une légère hyperthermie (42 oC). Le vert endocyanine (ICG) peut également être co-chargé dans les liposomes pour la libération de DOX laser-déclenché par l’infrarouge proche. L’approche microfluidique assure une préparation à haut débit, reproductible et évolutive des LTSL.

Introduction

La formulation de LTSL est un produit liposomique cliniquement pertinent qui a été développé pour délivrer la doxorubicine de drogue chimiothérapeutique (DOX) et permet la libération efficace de drogue d’éclatement à l’hyperthermie douce médicalement accessible (T - 41 c)¹. La formulation LTSL se compose de 1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC), le lysolipid 1-stearoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphatidylcholine (MSPC; M signifie "mono") et plébisémie PEGylated 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[methoxy(polyéthylène glycol)-2000] (DSPE-PEG₂₀₀₀). En atteignant la température de transition de phase (T_m 41 oC), le lysolipid et le DSPE-PEG₂₀₀₀ facilitent ensemble la formation des pores membranaires, ce qui entraîne une libération par rafale du médicament². La préparation des LTSL utilise principalement une approche descendante en vrac, à savoir l’hydratation et l’extrusion de films lipidiques. Il reste difficile de préparer de façon reproductible de grands lots avec des propriétés identiques et en quantités suffisantes pour des applications cliniques³.

La microfluidique est une technique émergente pour la préparation des liposomes, offrant la taille des nanoparticules, la reproductibilité et l’évolutivité³. Une fois les paramètres de fabrication optimisés, le débit pourrait être augmenté par la parallélisation, avec des propriétés identiques à celles préparées à l’échelle de banc^3,4,5. Un avantage majeur de la microfluidique par rapport aux techniques conventionnelles en vrac est la capacité de gérer de petits volumes liquides avec une haute maniabilité dans l’espace et le temps grâce à la miniaturisation, permettant une optimisation plus rapide, tout en fonctionnant d’une manière continue et automatisée⁶. La production de liposomes avec des dispositifs microfluidiques est réalisée par une approche de nanoprécipitation ascendante, qui est plus efficace en temps et en énergie parce que les processus d’homogénéisation tels que l’extrusion et la sonication sont inutiles⁷. En règle générale, une solution organique (p. ex. l’éthanol) de lipides (et de charge utile hydrophobe) est mélangée à un non-solvant miscible (p. ex. l’eau et la charge utile hydrophile). Comme le solvant organique se mélange avec le non-solvant, la solubilité pour les lipides est réduite. La concentration lipidique atteint finalement une concentration critique au cours de laquelle le processus de précipitation est déclenché⁷. Les nanoprécipitates des lipides finissent par se développer en taille et se rapprocher dans un liposome. Les principaux facteurs régissant la taille et l’homogénéité des liposomes sont le rapport entre le non-solvant et le solvant (c.-à-d. rapport aqueux-organiques de débit ; FRR) et l’homogénéité de l’environnement solvant lors de l’auto-assemblage des lipides en liposomes⁸.

Un mélange efficace de fluides en microfluidique est donc essentiel à la préparation de liposomes homogènes, et diverses conceptions de mélangeurs ont été utilisées dans différentes applications⁹. Le micromélangeur à chevrons décalés (SHM) représente l’une des nouvelles générations de mélangeurs passifs, ce qui permet un débit élevé (à portée de mL/min) avec un faible facteur de dilution. Ceci est supérieur aux dispositifs de mélange hydrodynamique microfluidique s’ils sont traditionnels^8,10. Le SHM a modelé des rainures d’os de hareng, qui mélangent rapidement des fluides par advection chaotique^9,11. La courte échelle de temps de mélange de SHM (5 ms, soit moins que l’échelle de temps d’agrégation typique de 10 à 100 ms) permet à l’auto-assemblage des lipides de se produire dans un environnement solvant homogène, produisant des nanoparticules avec une distribution de taille uniforme^3,12.

La préparation des LTSL avec la microfluidique n’est, cependant, pas aussi simple comparée aux formulations liposomiques conventionnelles dues au manque de cholestérol⁸, sans lequel les bicouches de lipide sont sensibles à l’interdigitation induite par l’éthanol^13,14,15. Jusqu’à présent, l’effet de l’éthanol résiduel se présente lors de la production microfluidique de liposomes n’a pas été bien compris. La majorité des formulations rapportées sont intrinsèquement résistantes à l’interdigitation (contenant du cholestérol ou des lipides insaturés)¹⁶, qui, contrairement aux LTSL, sont à la fois saturées et sans cholestérol.

Le protocole présenté ici utilise SHM pour préparer les LTSL pour l’administration de médicaments à libération déclenchée par la température. Dans la méthode présentée, nous nous sommes assurés que les LTSL microfluidiques sont de taille nanométrique (100 nm) et uniformes (dispersité et lt; 0,2) par diffusion dynamique de la lumière (DLS). En outre, nous avons encapsulé DOX en utilisant la méthode de gradient de sulfate d’ammonium transmembrane (également connu sous le nom de chargement à distance)¹⁷ comme validation de l’intégrité de la bicouche lipidique LTSL. Le chargement à distance de DOX nécessite le liposome pour maintenir un pH-gradient afin d’atteindre une efficacité d’encapsulation élevée (EE), ce qui est peu probable de se produire sans une bicouche lipidique intacte. Dans cette méthode présentée, distincte des protocoles typiques de préparation microfluidique de liposome, une étape d’annealing est exigée avant que l’éthanol soit enlevé pour permettre la capacité de chargement à distance ; c’est-à-dire pour restaurer l’intégrité de la bicouche lipidique.

Comme nous l’avons mentionné précédemment, les charges utiles hydrophiles et hydrophobes peuvent également être introduites dans les solutions initiales pour l’encapsulation simultanée des charges utiles lors de la formation des LTSL. Comme preuve de concept, le vert endocyanine (ICG), un colorant fluorescent proche infrarouge approuvé par la FDA, qui est également un agent photothermique prometteur, est introduit au mélange lipidique initial et co-chargé avec succès dans les LTSL. Un laser de 808 nm est utilisé pour irradier les LTSL chargés par DOX/ICG et induire avec succès la libération d’éclatement de DOX déclenchée par le chauffage photothermique dans un délai de 5 minutes.

Tous les instruments et matériaux sont disponibles dans le commerce, prêts à l’emploi, et sans nécessité de personnalisation. Étant donné que tous les paramètres de formulation des LTSL ont été optimisés, suivant ce protocole, les chercheurs qui n’ont aucune connaissance préalable de la microfluidique pourraient également préparer les LTSL, qui servent de base à un système d’administration de médicaments thermosensibles.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocole

1. Configuration de l’équipement

1. Assembler les pompes à seringues et SHM comme suit.
   1. Connectez le port « À l’ordinateur » de la pompe à seringues secondaire (pompe 02, pour une solution aqueuse) au port « To Network » de la pompe à seringues principale (pompe 01, pour la solution lipidique d’éthanol) à l’aide du câble de réseau Pump to Pump (Figure 1, jaune).
   2. Connectez le port "To Computer" de la pompe principale au port "RS232 Serial" de l’ordinateur à l’aide de PC pour pomper le câble réseau (Figure 1, bleu).
   3. Connectez les tubes à chacune des entrées et sorties du SHM à l’aide d’un écrou et d’une ferrule. Convertir le terminal de la tuyauterie pour les deux entrées en Femelle Luer en utilisant un autre écrou et ferrule et un assemblage syndical. Le tuyauterie plus long des entrées permet une fixation plus facile aux seringues (Figure 2).
2. Configurez le logiciel de commande de pompe.
   1. Attribuez l’adresse de la pompe à seringue principale et de la pompe à seringuesecondaire à « Ad:01 » et « Ad:02 », respectivement, en utilisant le bouton « Configuration » de la pompe à seringues. Cela n’a besoin que pour la première fois.
   2. Ouvrez le logiciel de commande de pompe sur l’ordinateur. Les deux pompes à seringues doivent être détectées automatiquement, suivies d’un bip sonore. Sinon, cliquez sur Pompes et Recherchez des pompes pour mettre à jour la connexion. (Figure 3).
   3. Attribuez le diamètre à 12,45 (mm) en choisissant "HSW Norm-Ject 5 cc (Dia 12.45)".
   4. Attribuez le taux à 0,25 ml/min pour la pompe 01 (solution lipidique d’éthanol) et à 0,75 ml/min pour la pompe 02 (solution aqueuse). Les débits correspondent à un débit total (TFR) de 1 mL/min et à un taux de débit aqueuse/éthanol (FRR) de 3.
   5. Attribuez le volume à toutes les valeurs supérieures à 5 ml.
      REMARQUE : Le volume d’infusion ciblé est réglé plus grand que le volume liquide chargé compte tenu du volume vide du tube.
   6. Sélectionnez le mode INF (infusion) pour les deux pompes.
   7. Appuyez sur L’ensemble pour confirmer les paramètres.

2. Préparer les LTSL

1. Préparer un mélange lipidique LTSL10 ou LTSL10-ICG (voir tableau 1).
2. Retirez 1 ml de mélange lipidique et au moins 3 ml de (NH₄)₂SO₄ solution à l’aide de deux seringues de verrouillage Luer de 5 ml.
3. Installez les deux seringues sur les pompes à seringues en position verticale en faisant glisser le flange de la seringue sur le dispositif de retenue de la seringue, et le piston de la seringue jusqu’au bloc poussoir de la pompe (Figure 4).
4. Enveloppez l’extrémité du ruban chauffant sur la seringue avec la solution aqueuse. Enveloppez l’autre extrémité du ruban chauffant et la sonde de température du thermostat autour de la seringue avec la solution lipidique. Il est utile de pratiquer cette étape avec des seringues vides en place afin de faciliter le processus d’assemblage (Figure 5A).
5. Connectez les deux seringues aux adaptateurs Luer femelles des entrées correspondantes du SHM. Assurez-vous que les seringues contenant le mélange lipidique et (NH₄)₂SO₄ solutions sont connectés à l’inlet d’éthanol et à l’inlet aqueuse, respectivement. Ajuster la position du piston pour enlever les bulles d’air des seringues (Figure 5B).
   REMARQUE : Assurez-vous que les seringues sont toujours bien placées sur la retenue de seringue des pompes.
6. Chauffer les seringues à plus de 51 oC à l’aide du ruban chauffant à l’aide d’une séance de chauffage de 10 s. Laissez le thermostat actualiser la température des seringues. Répétez cette étape dans les étapes suivantes pour maintenir la température pendant l’infusion.
   CAUTION: Éteignez le ruban chauffant après 10 s pour éviter la remise des températures et permettre au thermostat de mettre à jour la température réelle. Le ruban chauffant doit également être manipulé avec soin car sa température augmente très rapidement. Le chauffage continu peut endommager l’équipement et les seringues, en raison du délai du thermostat pour la mise à jour de la température mesurée.
7. Une fois que la température est supérieure à 51 oC, exécutez les pompes à seringues en appuyant sur Run All dans le logiciel de commande de la pompe (Figure 3).
8. Assurez-vous que le flux de liquide est exempt de bulles d’air et de toute fuite. Éliminer le volume initial (environ 0,5 ml) de liquide de la prise comme déchets.
   REMARQUE : Ce volume initial de déchets n’est pas défini et dépend du volume interne de la configuration, qui est le volume pour que le fluide se déplace des seringues à travers le tube et le SHM jusqu’à la prise.
9. Recueillir le reste du liquide sous forme d’échantillons de liposome dans un tube microcentrifuge ou un flacon bijou.
10. Pause / arrêter l’infusion lorsque le liquide dans l’une des seringues sont presque vides.
    REMARQUE : Les pompes doivent être arrêtées manuellement, car les pompes peuvent ne pas détecter avec précision la position lorsque les seringues sont vides.
11. Placer les solutions liposome collectées dans un bain d’eau de 60 oC pour l’annexer pendant 1,5 h.
    REMARQUE : Cette étape est essentielle pour permettre le chargement de médicaments dans les liposomes.
12. Transférer les solutions aux tubes de dialyse. Dialyser les solutions contre 1 L de 240 mM (NH₄)₂SO₄ à 37 oC pendant au moins 4 h pour obtenir des liposomes purifiés.
    REMARQUE: Le protocole peut être mis en pause ici. Liposomes à cette étape sont à 5 mM de phospholipide. Les liposomes purifiés peuvent être stockés à 4 oC.
13. Pour nettoyer le SHM pour une utilisation répétée, rincer le SHM séquentiellement avec de l’eau déionisée, de l’éthanol et le sécher avec du gaz azoté.

3. Chargement à distance de DOX dans les LTSL par gradient de pH transmembrane

1. Échangez un tampon externe de LTSL sur la saline tamponnée HEPES (HBS) en utilisant la chromatographie d’exclusion de taille (SEC) pour établir un gradient de pH transmembrane.
   1. Ajoutez un total de 25 ml de HBS au sommet d’une colonne SEC pour préparer la colonne. Laisser toute l’élunement s’élifier à travers la colonne et disposer l’éluate.
   2. Ajouter 1 ml de liposomes dialysés, préparés à partir de l’étape 2.12, à la colonne et disposer l’élute.
   3. Ajouter 1,5 ml de HBS à la colonne et disposer de l’élute.
   4. Ajouter 3 mL de HBS à la colonne et recueillir les 3 ml d’elute.
      REMARQUE: Le protocole peut être mis en pause ici. Les liposomes sont collectés à cette étape et sont à 1,67 mM de phospholipide. Les liposomes échangés par tampon peuvent être stockés à 4 oC.
2. Incuber les LTSL avec de la doxorubicine (DOX) et purifier les LTSL.
   1. Ajouter la solution DOX en 1:20 DOX-to-phospholipid molar ratio dans 1 mL de solution de liposomes tampon-échange (1,67 mmol) contenue dans un flacon bijou. Pour ce faire, on peut y parvenir en ajoutant une solution DOX de 48,4 l l(ML) (83,4 'mol).
   2. Placer le flacon de bijou dans un bain d’eau de 37 oC pendant 1,5 h pour permettre le chargement du DOX dans les liposomes.
   3. Mélanger 10 liposomes avec 170 L de HBS et 20 OL de 1% (v/v) solution Triton X-100 dans une plaque noire de 96 puits. Répéter l’opération pour trois puits. Ces puits correspondent à la teneur DOX « avant purification ».
   4. En cas de préparation du LTSL10-ICG, mélanger 40 liposomes avec 160 L de DMSO dans une plaque claire de 96 puits. Répéter l’opération pour trois puits. Ces puits correspondent à la teneur en ICG « avant purification ».
   5. Purifie la solution liposome telle que décrite à l’étape 3.1.
      REMARQUE : Pour réutiliser la colonne pour la purification future, nettoyez la colonne de DOX libre en ajoutant d’abord 1 ml de solution NaOH diluée de 0,5 M avant d’effectuer l’étape 3.1.1. DOX gratuit en rouge deviendra violet-bleu et s’élioire rapidement à travers la colonne.
   6. Mélanger 30 ll-L de la solution de liposomes purifiés avec 150 ll de HBS et 20 OL de 1 % (v/v) solution Triton X-100 dans une plaque noire de 96 puits. Répéter l’opération pour trois puits. Ces puits correspondent à la teneur DOX « après purification ».
   7. Dans le cas de LTSL10-ICG, mélanger 40 L de la solution de liposomes purifiés avec 160 L de DMSO dans une plaque claire de 96 puits. Répéter l’opération pour trois puits. Ces puits correspondent à la teneur en ICG « après purification ».
   8. Mesurer l’intensité de fluorescence DOX des puits avant (étape 3.2.3) et après (étape 3.2.5) purification, à l’aide d’un lecteur de microplaques_(ex 485 nm,_em 590 nm).
   9. Calculez l’efficacité d’encapsulation de DOX (DOX EE) en prenant le rapport des intensités de fluorescence avant et après la purification.
      
   10. Mesurer l’absorption ICG des puits avant et après la purification, à l’aide d’un lecteur de microplaques (600 à 1000 nm).
   11. Calculez l’efficacité d’encapsulation de l’ICG (ICG EE) en prenant le rapport de l’absorption à 792 nm avant et après la purification, en tenant compte du facteur de dilution (3 fois) pendant la purification.
       

4. Diffusion dynamique de lumière (DLS)

1. Ajouter une solution de 50 liposomes (étape 2.12) à 450 oL d’eau déionisée.
2. Placez la cuvette à l’intérieur de l’instrument DLS et effectuez la mesure selon les instructions du fabricant.
3. Enregistrez le diamètre moyen Z moyen moyen et la dispersion de trois mesures pour chaque échantillon.

5. Calorimétrie différentielle de balayage (DSC)

1. Concentrer 1 ml des échantillons de liposomes (étape 2.12) avec une unité de filtre centrifuge à 0,5 ml (concentration lipidique finale de 10 mM). À l’aide d’un rotor à angle fixe, tourner à 7500 x g pendant environ 15 min.
2. Transférer 20 'L de (NH₄)₂SO₄ solution et liposomes échantillons à deux casseroles DSC respectives. Scellez les casseroles avec des couvercles hermétiques DSC à l’aide du dossier de presse d’échantillon DSC.
3. Mesurer l’échantillon de 30 à 60 oC à un taux de chauffage de 1 oC/min à l’aide d’un calorimètre à balayage différentiel.
4. Analyser les données avec un logiciel approprié. Prenez la température de transition de phase (T_m) comme début de la transition de phase (pic de fusion), qui est mesurée par l’interception x de la tangente du point de pente maximale.

6. Sortie de doxorubicine

1. Préchauffer le HBS à température désignée (37 ou 42 oC) à l’aide d’un bain d’eau. Préparer un bain d’eau glacée pour éteindre les échantillons.
2. Ajouter 100 liposomes purifiés DOX (étape 3.2.5) dans 1,9 mL de HBS dans un tube microcentrifuge. Placez le tube dans le bain d’eau de la température désignée.
3. Retirez immédiatement 200 l d’échantillons du tube et placez-les rapidement dans le bain d’eau glacée pour éteindre toute libération de drogue ultérieure. Cet échantillon correspond au point de temps initial (t -0).
4. Retirez 200 l d’échantillons aux moments suivants (t 5, 10, 15, 30, 60 min) et placez-les rapidement dans le bain d’eau glacée pour éteindre toute libération de drogue.
5. Mélanger 50 l’échantillon de chaque point de temps avec 150 L de HBS dans une plaque noire de 96 puits. Mesurez l’intensité de la fluorescence DOX à l’aide d’un lecteur de plaque.
6. Ajouter 20 l de 1 % (v/v) Triton X-100 dans des puits choisis au hasard préparés à l’étape 6.5. Mesurez l’intensité de fluorescence DOX de ces puits à l’aide d’un lecteur de plaques. Ces valeurs correspondent au point de temps entièrement libéré (t ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' '
7. Calculer et tracer le pourcentage de DOX libéré en interpolant l’intensité de fluorescence de chaque point de temps (I(t)), par rapport à la valeur initiale (I(I(0)), et entièrement libérée (I() ).
   

7. Chauffage au laser et libération déclenchée

1. Fixer la température du bain d’eau à 37 oC et laisser la température se stabiliser.
2. Ajouter 200 L de LDOX chargé LTSL10-ICG ([ICG] - 10 g/mL) à une plaque claire de 96 puits, puis placez-le dans le bain d’eau, gardez le fond immergé dans l’eau.
3. Placez le courant du système laser à 2,27 A. Placez le collimateur du système laser à 5 cm verticalement au-dessus de la surface de la plaque de 96 puits, ce qui correspond à un flux d’énergie de 0,5 W/cm² [Figure 6].
   CAUTION: Le système laser doit être exploité conformément aux mesures de sécurité laser pertinentes.
4. Allumez le laser et surveillez la température chaque minute à l’aide d’une sonde à fibres optiques.
5. À 5 et 10 min, retirer 10 liposomes irradiés au laser de la plaque claire de 96 puits et mélanger avec 190 l de HBS pour trois puits dans une plaque noire de 96 puits.
6. Mélanger 10 liposomes avec 170 L de HBS et 20 OL de 1 % (v/v) solution Triton X-100 pour trois puits dans une plaque noire de 96 puits. Ces puits correspondent au contenu DOX « libéré à 100 % ». Mesurez l’intensité fluorescente DOX et calculez la version DOX décrite à l’étape 6.7.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Résultats

La préparation des LTSL par microfluidique nécessite la composition lipidique de DPPC/MSPC/DSPE-PEG₂₀₀₀ (80/10/10, rapport molaire; LTSL10). La figure 7A (à gauche) montre l’apparition du LTSL10 préparé à partir de l’étape 2.9, comme un liquide clair et non visqueux. La formulation LTSL10 est développée à partir de la formulation conventionnelle, LTSL4 (DPPC/MSPC/DSPE-PEG₂₀₀₀, 86/10/4, rapport molaire) puis...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

Le protocole présenté décrit la préparation de liposomes sensibles à basse température (LTSL) à l’aide d’un micromélangeur à chevrons décalé (SHM). La formulation LTSL10 permet la libération de doxorubicine déclenchée par la température dans les 5 minutes à une température hyperthermique cliniquement atteignable de 42 oC. Indocyanine vert (ICG) peut également être co-chargé pour le chauffage photothermique déclenché la libération de DOX. La méthode repose sur : (i) l’auto-assemblage de phosp...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC)	Lipoid	PC 16:0/16:0 (DPPC)
1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (DSPE-PEG2000)	Lipoid	PE 18:0/18:0-PEG 2000 (MPEG 2000-DSPE)
1-stearoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphocholine (MSPC)	Avanti Polar Lipid	855775P-500MG	Distributed by Sigma-Adrich; also known as Lyso 16:0 PC (Not to be confused with 14:0/18:0 PC, which is also termed MSPC)
4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid (HEPES)	Sigma-Aldrich	H3375-100G
Adapters, Female Luer Lock to 1/4"-28UNF	IDEX Health & Science	P-624	Requires 2 units. For the inlets
Adapters, Union Assembly, 1/4"-28UNF	IDEX Health & Science	P-630	Requires 2 units. (One unit included 2 nuts and 2 ferrules)
Ammonium Sulfate ((NH4)2SO4)	Sigma-Aldrich	31119-1KG-M
Bijou vial	VWR	216-0980	7 mL, clear, polystyrene vial
Centrifugal Filter Unit	Sigma-Aldrich	UFC801008	10 kDa MWCO, Amicon Ultra-4 Centrifugal Filter Unit
Centrifuge	ThermoFisher Scientific	Heraeus Megafuge 8R	With HIGHConic III Fixed Angle Rotor
Cuvette	Fisher Scientific	11602609	Disposable polystyrene cuvette, low volume, for DLS measurement
Dialysis Kit - Pur-A-Lyzer Maxi	Sigma-Aldrich	PURX12015-1KT	12-14 kDa MWCO
Dimethyl Sulfoxide (DMSO)	Sigma-Aldrich	34943-1L-M
DLS Instrument	Malvern Panalytical	Zetasizer Nano ZS90
Doxorubicin Hydrochloride (DOX)	Apollo Scientific	BID0120
DSC Instrument	TA Instruments	TA Q200 DSC
DSC Tzero Hermetic Lids	TA Instruments	901684.901	For DSC measurement
DSC Tzero Pans	TA Instruments	901683.901	For DSC measurement
DSC Tzero Sample Press Kit	TA Instruments	901600.901	For DSC measurement
Ethanol	VWR	20821.330	Absolute, ≥99.8%
FC-808 Fibre Coupled Laser System	CNI Optoelectronics Tech	FC-808-8W-181315	FOC-01-B Fiber Collimator included.
Ferrule, 1/4"-28UNF to 1/16" OD	IDEX Health & Science	P-200	For the outlet
Fibre Optic Temperature Probe	Osensa	PRB-G40
Glass Staggered Herringbone Micromixer (SHM)	Darwin Microfluidics	Herringbone Mixer - Glass Chip
Heating Tape	Omega	DHT052020LD	Can be replaced by other syringe heater such as "HTC" or "SRT series" for slower heating. Manual wiring to a 3-pin plug required for 240V models
Indocyanine Green	Adooq	A10473-100	Distributed by Bioquote Limited (U.K.)
Luer-lock Syringe, 5 mL	VWR	613-2043	Hanke Sass Wolf SOFT-JECT 3-piece syringes, O.D. 12.45 mm
Microplate Reader	BMG Labtech	FLUOstar Omega	Installed with 485 nm (exictation) and 590 nm (emission) filters
Microplate, 96-well, Black, Flat-bottom	ThermoFisher Scientific	611F96BK	For fluorescence measurement in microplate reader
Microplate, 96-well, Clear, Flat-bottom	Grenier	655101	For absorbance measurement microplate reader
Nut, 1/4"-28UNF to 1/16" OD	IDEX Health & Science	P-245	For the outlet
PC to Pump Network Cable for Aladdin, 7ft	World Precision Instruments	NE-PC7	Optional: Syringe pumps can be operated manually
Pump control software - SyringePumpPro Software License for 2	World Precision Instruments	SYRINGE-PUMP-PRO-02	Optional: Syringe pumps can be operated manually
Pump to Pump Network Cable for Aladdin, 7 ft	World Precision Instruments	NE-NET7	Optional: Syringe pumps can be operated manually
Size exclusion chromatography (SEC) column	GE Life Science	17085101	Sephadex G-25 resin in PD-10 Desalting Columns
Sodium chloride (NaCl)	Sigma-Aldrich	31434-1KG-M
Sodium hydroxide (NaOH)	Sigma-Aldrich	S5881-500G
Syringe Pumps & Cable (DUAL-PUMP-NE-1000)	World Precision Instruments	ALADDIN2-220/AL1000-220
Thermostat Temperature Controller	Inkbird	ITC-308	Can be replaced by other syringe heater kit/thermostat
Triton X-100	Sigma-Aldrich	X100-100ML
Tubing, ETFE (1/16" OD)	IDEX Health & Science	1516
USB To RS-232 Converter	World Precision Instruments	CBL-USB-232	Optional: For computer without RS-232 port
Water Bath	Grant Instruments Ltd.	JB Nova 12