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  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Présenté ici est un protocole pour la fragmentation chronique du sommeil (CSF) modèle atteint par un rotor orbital électriquement contrôlé, qui pourrait induire un déficit cognitif confirmé et le comportement anxieux chez les jeunes souris de type sauvage. Ce modèle peut être appliqué pour explorer la pathogénie des troubles chroniques du sommeil et des troubles connexes.

Résumé

Les troubles du sommeil sont généralement fréquents dans les populations comme une maladie chronique ou un événement plaint. La perturbation chronique du sommeil est proposée pour être étroitement liée à la pathogénie des maladies, en particulier les maladies neurodégénératives. Nous avons récemment constaté que 2 mois de fragmentation du sommeil ont initié la maladie d’Alzheimer (MA) comme des changements comportementaux et pathologiques chez de jeunes souris de type sauvage. Ici, nous présentons un protocole normalisé pour atteindre la fragmentation chronique du sommeil (CSF). En bref, CSF a été induit par un rotor orbital vibrant à 110 rpm et fonctionnant avec un cycle répétitif de 10 s-on, 110 s-off, pendant la phase light-ON (8:00 AM-8:00 PM) en continu pendant jusqu’à 2 mois. Des affaiblissements de l’apprentissage et de la mémoire spatiaux, comportement anxieux mais pas dépression-comme chez les souris comme conséquences de la modélisation de CSF, ont été évalués avec le labyrinthe d’eau de Morris (MWM), la reconnaissance d’objet nouveau (NOR), l’essai en plein champ (OFT) et l’essai forcé de natation (FST). En comparaison avec d’autres manipulations de sommeil, ce protocole minimise les travaux de manipulation et maximise l’efficacité de modélisation. Il produit des phénotypes stables chez de jeunes souris de type sauvage et peut être potentiellement généré à diverses fins de recherche.

Introduction

Les troubles du sommeil sont de plus en plus fréquents chez les patients souffrant de troubles du sommeil et chez les personnes en bonne santé ayant des troubles du sommeil. Il a été observé que les patients atteints de maladies neurodégénératives, douleur chronique, stress émotionnel, maladies du système respiratoire, maladies du système urinaire, etc, se plaignent généralement des expériences desommeil désagréables 1,2,3,4,5. L’apnée obstructive du sommeil (AOS), les mouvements périodiques des membres dans le sommeil (PLMS), l’insomnie d’entretien du sommeil parmi d’autres troubles du sommeil sont les causes les plus courantes, qui induisent la fragmentationdu sommeil 6,7. Dans les pays développés, l’AOS a plus de 5% à 9% de prévalence dans la population adulte et 2% dans la population enfant8,9,10. Pendant ce temps, il y a une proportion croissante de la population en bonne santé éprouvant la perturbation de sommeil due à la surutilisation des téléphones intelligents, aux habitudes irrégulières de sommeil, aux bruits ennuyeux, et aux fonctions de travail, telles que des équipes de nuit pour des soignants. Le sommeil est reconnu comme important pour le dégagement des déchetscérébraux 11,12, consolidation dela mémoire 13,14, équilibremétabolique 15,16, parmi beaucoup d’autres processus physiologiques. Pourtant, on ne sait toujours pas si les troubles du sommeil à long terme donnent lieu à des altérations irréversibles de la pathogénie chez les êtres humains en bonne santé, et s’il s’agit de l’étiologie ou d’un facteur contributif au développement de maladies du système nerveux central, comme les maladies neurodégénératives dans quelques années. Notre objectif est de signaler un modèle expérimental qui génère un déficit cognitif stable et évident et un comportement anxieux chez les jeunes souris de type sauvage après un traitement de fragmentation du sommeil de 2 mois. Ce modèle serait appliqué pour répondre aux questions scientifiques énumérées ci-dessus.

Les troubles du sommeil sont répertoriés comme un facteur de risque potentiel de développer la maladie d’Alzheimer (MA) ou la démence. Kang et coll. ont d’abord trouvé et décrit l’exacerbation de la pathologie de la MA par 6 h de privation aiguë desommeil 17. Par la suite, beaucoup d’autres études ont rapporté que la privation ou la fragmentation de sommeil pourrait aggraver la pathogénie dans les modèles transgéniques de sourisd’ANNONCE 18,19,20. Cependant, très peu de chercheurs ont étudié les conséquences de la perturbation du sommeil chez les jeunes souris sauvages; c’est-à-dire, si la perturbation du sommeil donne lieu à un comportement ad-like ou des changements pathologiques chez les jeunes souris de type sauvage. Dans notre publication récente, nous avons rapporté que 2 mois de fragmentation de sommeil ont induit le déficit spatial évident de mémoire et le comportement anxieux-comme, aussi bien que l’accumulation intracellulaire d’Amyloid-β (Aβ) dans le cortex et l’hippocampe dans les souris sauvages de type 2-3 mois21. Nous avons également observé des niveaux d’expression modifiés des marqueurs de voie endosome-autophagosome-lysosome et de l’activation de microglies, qui était semblable aux changements pathologiques rapportés dans les souris d’APP/PS121,22.

Ce protocole présenté de fragmentation du sommeil (SF) a été validé par Sinton et coll.23 et modifié par Li et coll.24. En bref, un rotor orbital vibrant à 110 rpm interrompt le sommeil pendant 10 s toutes les 2 minutes pendant la phase light-ON (8:00 AM-8:00 PM). L’altération de structure de sommeil dans ce modèle a été précédemment caractérisée avec des enregistrements électrophysiologiques de sommeil et rapportée par Li et autres24,indiquant une augmentation significative du temps de sillage et la diminution du sommeil rapide de mouvement d’oeil (REM) pendant la phase de lumière-ON, avec les temps totaux de sommeil et de sillage (en 24 heures) inchangés après plus de 4 semaines de modélisation24. Actuellement, le sommeil total ou la privation partielle de sommeil sont les modèles de manipulation du sommeil les plus couramment utilisés. La privation totale de sommeil est généralement effectuée par une manipulation douce soutenue ou l’exposition de l’animal à de nouveaux objets, alternativement en tournant continuellement une barre ou un tapis roulanten cours d’exécution 25,26,27,28,29. Pour des raisons éthiques, la privation totale de sommeil est généralement inférieure à 24 h. Le modèle de privation partielle de sommeil le plus couramment appliqué est la méthode de plate-forme d’eau, qui ablating principalement sommeilparadoxal 30,31,32. D’autres approches utilisant soit un tapis roulant ou une barre qui balaie le bas de la cage, pourrait induire la fragmentation du sommeil lorsqu’il est mis sur à intervallesfixes 33,34,35,36,37,38. Il est à noter que SF interrompt le sommeil et provoque par intermittence des excitations à travers tous les stades desommeil 24. Un des avantages importants de ce modèle CSF appliquant rotor orbital est qu’il peut être effectué en continu pendant des mois automatiquement contrôlé par des machines, ce qui évite le traitement fréquent du travail tous les jours, sauf pour la surveillance régulière. En outre, l’appareil permettrait de modéliser simultanément plusieurs cages de souris dans le cadre d’interventions en uniforme. Pendant des séances de modélisation entières, les souris sont logées dans leurs cages domestiques avec des matériaux habituels de literie et de nidification, tandis que d’autres méthodes nécessitent une exposition à des environnements diversifiés et un stress inévitable.

La fragmentation du sommeil était auparavant caractérisée par la méthode de manipulation du sommeil, qui imite les excitations fréquentes pendant la phase de sommeil et le rebond substantiel du sommeil pendant la phase de sillage. Dans certaines littératures, CSF était considéré comme le modèle animal pour OSA39,40. Dans cette étude, la justification de la fréquence choisie de l’excitation pour être 30 fois par heure est basée sur l’observation des indices d’excitation chez les patients présentant l’apnée du sommeil modérée à sévère. On l’a observé que la fragmentation de sommeil de 4 semaines a sensiblement augmenté la latence hypercapnique d’excitation et le seuil tactile d’excitation, qui pourrait au moins durer 2 semaines aprèsrétablissement 24. Ce phénotype a été expliqué en révélant la réduction d’activation de c-fos dans les neurones noradrenergic, orexinergic, histaminergic, et cholinergic wake-active en réponse à l’hypercapnie, aussi bien que les projections catécholaminergiques et orexinergic réduites dans le cortex cingulaire24. Cependant, il est nécessaire de noter que la caractéristique la plus importante dans OSA est l’hypoxie provoquée par l’obstruction de voie aérienne, qui a comme résultat la perturbationde sommeil 41,42. La perturbation du sommeil et l’hypoxie répétitive interagissent réciproquement les unes avec les autres dans la pathogénie osa. Par conséquent, la fragmentation du sommeil seule pourrait ne pas être en mesure de démontrer pleinement toutes les caractéristiques clés de l’AOS chez la souris.

Ici, nous présentons un protocole normalisé pour modéliser la fragmentation chronique du sommeil chez les jeunes souris de type sauvage. Le déficit cognitif et l’anxiété-like aussi bien que les comportements dépression-comme après traitement de CSF ont été évalués par le labyrinthe d’eau de Morris, reconnaissance d’objet nouvelle, essai ouvert de champ, et essai forcé de natation. Il est important de noter que ce modèle doit être pris dans son ensemble qui génère des phénotypes du modèle de sommeil dysregulated, déficit cognitif, et le comportement anxieux. Le modèle actuel pourrait potentiellement être appliqué, mais pas limité, aux fins suivantes : 1) Étudier plus avant les mécanismes fonctionnels ou moléculaires de pathogénie induits par la perturbation chronique du sommeil chez les jeunes souris sans prédisposition génétique, 2) Identifier la voie directe menant à la neurodégénérescence initiée par la perturbation du sommeil, 3) Explorer les thérapeutiques pour améliorer les phénotypes induits par la perturbation chronique du sommeil, 4) Étudier les mécanismes intrinsèques de protection/compensatoire chez les souris de type sauvage lors d’une perturbation chronique du sommeil, 5) À appliquer pour étudier la régulation veille-sommeil et les mécanismes de transition de l’état.

Protocole

Ce protocole a été approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’hôpital tongji, le Tongji Medical College, l’Université des sciences et de la technologie huazhong.

1. Dépistage et préparation des souris pour l’expérience

  1. Choisissez des souris mâles adultes de type sauvage (8 à 10 semaines) dont le poids est de 20 à 28 g pour l’ensemble de l’expérience.
    REMARQUE : Des souris C57BL/6 de type sauvage sont obtenues auprès du Hubei Research Center for Laboratory Animals, Hubei, Chine.
  2. Assignez au hasard toutes les souris au CSF et au groupe témoin. Maison 3-5 souris dans chaque cage pour éviter le stress d’isolement social. Le nombre de souris logées dans les cages témoins est égalé à celui logé dans les cages de CSF appariées.
    REMARQUE : Les souris dans les mêmes cages de groupe sont regroupées pour effectuer des expériences comportementales de suivi.
  3. Localisez les cages de contrôle dans la même pièce avec les cages CSF, pour garder l’environnement environnant et les effets de travail identiques.
  4. Numéroter et marquer les souris de chaque groupe sur leurs oreilles à l’aide d’une étiquette d’oreille à des fins de surveillance.
  5. Maintenir la température ambiante et l’humidité entre 21-23 °C et 35%-60 %.
  6. Maintenir l’environnement ambiant dans un cycle clair-obscurité de 12 heures (8h00-20h00 lumière-ON, 20h00-8h00 lumière-OFF), pour éviter l’effet biaisé sur le rythme normal du sommeil chez la souris.
  7. Réduisez au minimum le bruit et les interférences pendant que le chercheur est présent dans la salle de modélisation.
  8. Fournir aux souris suffisamment de nourriture et d’eau. Utilisez de longues buses avec des pointes de valve à billes sur les bouteilles d’eau, pour éviter les fuites d’eau sur les mouvements de la plate-forme. Attachez la bouteille d’eau sur le dessus de la cage avec une source pour éviter la dislocation de la bouteille pendant le fonctionnement du rotor.

2. Préparation et réglage du rotor orbital

  1. Préparez un rotor orbital à commande électrique avec plate-forme agrandie (67 cm x 110 cm), sur laquelle 10 cages peuvent être placées tout au plus.
  2. Réglez le rotor orbital pendant la phase light-ON (8:00 AM-8:00 PM) contrôlée par une incommandent de programme, qui est le moment où les souris montrent la majorité de leur sommeil quotidien.
  3. Réglez le rotor orbital avec une vitesse de 110 rpm et un cycle répétitif de 10 s-on, 110 s-off contrôlé avec une incommandé à l’état solide.
    REMARQUE : La capacité de charge de la plate-forme est de 50 kg. L’amplitude fixe de l’horizon rotor vibrant est de 2,5 cm.
  4. Attachez les cages CSF au-dessus de la plate-forme du rotor par des ressorts épais pour éviter la dislocation des cages lors des rotations de la plate-forme.

3. Modélisation et surveillance chroniques de la fragmentation du sommeil

  1. Placez les cages du CSF et les souris témoins dans la salle de modélisation pendant une semaine avant les expériences, afin de laisser les souris s’adapter à l’environnement ambiant.
  2. Au début de la modélisation, assurez-vous que toutes les souris ont un accès gratuit à la nourriture et à l’eau pendant les rotations orbitales.
  3. Au début de la modélisation, observez au moins pendant 1 h pour assurer le rotor orbital fonctionnant en vitesse.
  4. Pendant la période de modélisation, vérifiez que le rotor orbital fonctionne correctement et les conditions de souris tous les 2 jours pour s’assurer que les souris ont assez de nourriture et d’eau. Changez les literies des cages chaque semaine.
  5. Pendant la période de modélisation, peser les souris chaque semaine à 8h00 lors du changement de literie. Retirez les souris avec une perte de poids significative de la modélisation, et aussi des groupes expérimentaux.
    REMARQUE : Une perte de poids importante est définie comme pesant moins de 20 g pendant 2 semaines.
  6. Pendant toute la modélisation, retirez l’agresseur, le cas échéant, de la cage et, également, des groupes expérimentaux.
  7. Après la fin de la modélisation, continuer à entretenir et nourrir les souris dans la pièce d’origine.

4. Essai de labyrinthe d’eau de Morris (MWM)

  1. Préparation au test
    1. Préparer l’appareil d’un réservoir circulaire rempli d’eau chaude (20-23 °C).
    2. Suspendre quatre signes avec différentes formes et couleurs sur le rideau entourant le réservoir dans quatre directions quadrant comme référence de vision lointaine. Rendre l’eau opaque par l’ajout de lait en poudre.
    3. Localisez une plate-forme au milieu du quadrant sud-ouest.
  2. Le test de formation
    1. Soumettre les souris à quatre essais consécutifs entre 8h00 et 00h00 chaque jour sur une période d’entraînement de 5 jours.
    2. Relâchez chaque souris dans l’eau face à la paroi latérale à l’un des quatre quadrants en quatre essais. Dans chaque essai, laissez la souris nager pendant 60 s pour trouver la plate-forme. Si la souris est incapable d’arriver à la plate-forme dans les 60 s, guidez-la vers la plate-forme et y rester pendant 15 s.
    3. Utilisez un système de suivi vidéo pour enregistrer automatiquement la latence d’évasion des souris pour trouver la plate-forme cachée.
  3. Le test de sonde
    1. Effectuez le test de sonde le sixième jour après 5 jours d’entraînement.
    2. Retirez la plate-forme. Relâchez chaque souris du quadrant nord-est et laissez-la nager pendant 60 s
    3. Utilisez un système de suivi vidéo pour enregistrer automatiquement les données de suivi des souris.

5. Nouveau test de reconnaissance d’objets (NOR)

  1. La phase familière
    1. Placer les souris dans un réservoir (longueur 30 cm, largeur 28 cm, hauteur 35 cm) dans l’ordre, qui contient deux copies d’objets (A1 et A2). Permettre aux souris d’explorer librement (10 min par essai).
    2. Utilisez un système de suivi vidéo pour enregistrer automatiquement les données de suivi des souris.
  2. La phase de test
    1. Effectuer l’essai après un délai de 1 h de la phase familière. Remplacez l’un des objets originaux par un objet nouveau (« roman ») dans le réservoir en gardant l’autre inchangé. Retournez les souris dans le réservoir et laissez-la explorer pendant 5 min par essai.
    2. Utilisez un système de suivi vidéo pour enregistrer automatiquement le temps passé dans l’exploration de chaque objet par chaque souris.
      REMARQUE : L’exploration de l’objet est déterminée en léchant, reniflant, mâchant ou déplaçant vibrissae tout en orientant le nez vers et moins de 1 cm de l’objet. L’indice de discrimination (DI) est calculé avec l’équation (TN − TF)/(TN + TF), où TN = temps passé à explorer l’objet « nouveau » et TF = temps passé à explorer l’objet « familier ».

6. Essai en plein champ (OFT)

  1. Préparer l’appareil d’un réservoir (30 cm x 28 cm x 35 cm).
  2. Pendant le test, placez chaque souris au centre du réservoir et laissez-la explorer librement pendant 5 min. Nettoyez le réservoir avec 75% d’éthanol après chaque essai pour éviter les effets restants de la souris précédente.
  3. Utilisez un système de suivi vidéo pour enregistrer automatiquement les données de suivi des souris.

7. Test de natation forcée (FST)

  1. Préparer l’appareil d’un récipient cylindrique ouvert, qui contient de l’eau (20-23 °C) qui est de 15 cm de profondeur.
  2. Pendant le test, placez chaque souris dans le cylindre et laissez-la y rester pendant 6 min.
  3. Utilisez un système de piste vidéo pour enregistrer automatiquement le temps d’immobilité pendant les 4 dernières minutes du test par chaque souris.
    REMARQUE: La souris est déterminée à être immobile quand elle cesse de lutter et flotte dans l’eau, ne faisant que des mouvements qui sont nécessaires pour garder la tête hors de l’eau.

8. Analyse des données

  1. Analyser les données à l’aide d’un logiciel d’analyse statistique (p. ex., GraphPad Prism 6.0).
  2. Exprimez toutes les données comme moyen ± SEM.
  3. Comparez la latence d’évasion dans le test MWM entre deux groupes à l’aide d’ANOVA dans les deux sens avec des mesures répétées suivies de posttests Bonferroni. D’autres comparaisons entre le CSF et les groupes de contrôle sont déterminées par des tests t non appraux.
  4. Considérez les différences significatives si P < 0.05 dans tous les tests.

Résultats

Tous les résultats et chiffres représentatifs ont été reproduits à partir de notre récente publication21. La réutilisation des chiffres a été autorisée par la revue originale.

L’ensemble de la conception expérimentale est illustré dans l’ordre du temps, ce qui indique le moment de la modélisation CSF, les tests comportementaux de MWM, NOR, OFT, et FST (Figure 1A). Nous avons obtenu des poids de souris chaque semaine auprès...

Discussion

Les étapes critiques du protocole actuel comprennent la mise en place de machines de fragmentation du sommeil avec les paramètres optimisés en fonction de l’objectif de l’étude et le maintien des souris dans un environnement de vie confortable et calme tout au long des séances de modélisation. Il est également crucial de décider du bon moment pour interrompre ou arrêter la fragmentation du sommeil et organiser des tests comportementaux pour ces souris. Comme d’autres modèles de manipulation du sommeil, il...

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Ces travaux ont été soutenus par la National Natural Science Foundation of China (61327902-6 à W. Wang et 81801318 à F.F. Ding). Nous reconnaissons le Dr Sigrid Veasy pour avoir mis en place le système expérimental SF et fourni gentiment des détails techniques. Nous reconnaissons le Dr Maiken Nedergaard pour ses commentaires instructifs pour les expériences connexes.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Any-maze behavior tracking systemStoelting,Inc,USA-A video-tracking system which was used to record the behavior track of mice.
C57BL/6J miceHubei Research Center for Laboratory Animals, Hubei, China.-healthy male C57BL/6J mice aged 10-12 weeks were purchased from Hubei Research Center for Laboratory Animals
Graphpad Prism 6.0 SoftwareGraphpad Software,Inc.USA-Graphpad Prism 6.0 software was used to draw statistical graphs.
Morris water maze systemShanghai XinRuan Information Technology Co.,Ltd,ChinaXR-XM101The system was used to perform Morris water maze test
Orbial rotorShanghai ShiPing Laboratory Equipment Co.,Ltd,ChinaSPH-331The orbital rotor was used to establish the chronic sleep fragmentation model
Solid state timerOMRON Corporation, Kyoto, JapanH3CR-F8-300The solid state time was used to control the frequency and time of the rotor running
Wooden Lusterless Tank--length 30 cm, width 28 cm, height 35 cm The tank was used to perform open field test and novel object recognition test

Références

  1. Peter-Derex, L., Yammine, P., Bastuji, H., Croisile, B. Sleep and Alzheimer's disease. Sleep Medicine Reviews. 19, 29-38 (2015).
  2. Mathias, J. L., Cant, M. L., Burke, A. L. J. Sleep disturbances and sleep disorders in adults living with chronic pain: a meta-analysis. Sleep Medicine. 52, 198-210 (2018).
  3. Murphy, M. J., Peterson, M. J. Sleep Disturbances in Depression. Sleep Medicine Clinics. 10 (1), 17-23 (2015).
  4. Walter, L. M., et al. Sleep disturbance in pre-school children with obstructive sleep apnoea syndrome. Sleep Medicine. 12 (9), 880-886 (2011).
  5. Helfand, B. T., et al. The relationship between lower urinary tract symptom severity and sleep disturbance in the CAMUS trial. Journal of Urology. 185 (6), 2223-2228 (2011).
  6. Kimoff, R. J. Sleep fragmentation in obstructive sleep apnea. Sleep. 19 (9), 61-66 (1996).
  7. Dhondt, K., et al. Sleep fragmentation and periodic limb movements in children with monosymptomatic nocturnal enuresis and polyuria. Pediatric Nephrology. 30 (7), 1157-1162 (2015).
  8. Young, T., Peppard, P. E., Gottlieb, D. J. Epidemiology of obstructive sleep apnea: a population health perspective. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 165 (9), 1217-1239 (2002).
  9. Peppard, P. E., et al. Increased prevalence of sleep-disordered breathing in adults. American Journal of Epidemiology. 177 (9), 1006-1014 (2013).
  10. Marcus, C. L., et al. Diagnosis and management of childhood obstructive sleep apnea syndrome. Pediatrics. 130 (3), 714-755 (2012).
  11. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the adult brain. Science. 342 (6156), 373-377 (2013).
  12. Benveniste, H., et al. The Glymphatic System and Waste Clearance with Brain Aging: A Review. Gerontology. 65 (2), 106-119 (2019).
  13. Stickgold, R., Walker, M. P. Memory consolidation and reconsolidation: what is the role of sleep. Trends in Neurosciences. 28 (8), 408-415 (2005).
  14. Stickgold, R. Sleep-dependent memory consolidation. Nature. 437 (7063), 1272-1278 (2005).
  15. Aalling, N. N., Nedergaard, M., DiNuzzo, M. Cerebral Metabolic Changes During Sleep. Current Neurology and Neuroscience Reports. 18 (9), 57 (2018).
  16. Rempe, M. J., Wisor, J. P. Cerebral lactate dynamics across sleep/wake cycles. Frontiers in Computational Neuroscience. 8, 174 (2014).
  17. Kang, J. E., et al. Amyloid-beta dynamics are regulated by orexin and the sleep-wake cycle. Science. 326 (5955), 1005-1007 (2009).
  18. Minakawa, E. N., et al. Chronic sleep fragmentation exacerbates amyloid beta deposition in Alzheimer's disease model mice. Neuroscience Letters. 653, 362-369 (2017).
  19. Qiu, H., et al. Chronic Sleep Deprivation Exacerbates Learning-Memory Disability and Alzheimer's Disease-Like Pathologies in AβPP(swe)/PS1(ΔE9) Mice. Journal of Alzheimer's Disease : JAD. 50 (3), 669-685 (2016).
  20. Holth, J. K., et al. The sleep-wake cycle regulates brain interstitial fluid tau in mice and CSF tau in humans. Science. 363 (6429), 880-884 (2019).
  21. Xie, Y., et al. Chronic sleep fragmentation shares similar pathogenesis with neurodegenerative diseases: Endosome-autophagosome-lysosome pathway dysfunction and microglia-mediated neuroinflammation. CNS Neuroscience & Therapeutics. 26 (2), 215-227 (2020).
  22. Ba, L., et al. Distinct Rab7-related Endosomal-Autophagic-Lysosomal Dysregulation Observed in Cortex and Hippocampus in APPswe/PSEN1dE9 Mouse Model of Alzheimer's Disease. Chinese Medical Journal (England). 130 (24), 2941-2950 (2017).
  23. Sinton, C. M., Kovakkattu, D., Friese, R. S. Validation of a novel method to interrupt sleep in the mouse. Journal of Neuroscience Methods. 184 (1), 71-78 (2009).
  24. Li, Y., et al. Effects of chronic sleep fragmentation on wake-active neurons and the hypercapnic arousal response. Sleep. 37 (1), 51-64 (2014).
  25. Misrani, A., et al. Differential effects of citalopram on sleep-deprivation-induced depressive-like behavior and memory impairments in mice. Progress Neuro-psychopharmacology & Biological Psychiatry. 88, 102-111 (2019).
  26. Xu, A., et al. Roles of hypothalamic subgroup histamine and orexin neurons on behavioral responses to sleep deprivation induced by the treadmill method in adolescent rats. Journal of Pharmacological Sciences. 114 (4), 444-453 (2010).
  27. Saito, L. P., et al. Acute total sleep deprivation potentiates amphetamine-induced locomotor-stimulant effects and behavioral sensitization in mice. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 117, 7-16 (2014).
  28. Spano, G. M., et al. Sleep Deprivation by Exposure to Novel Objects Increases Synapse Density and Axon-Spine Interface in the Hippocampal CA1 Region of Adolescent Mice. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 39 (34), 6613-6625 (2019).
  29. Morrow, J. D., Opp, M. R. Sleep-wake behavior and responses of interleukin-6-deficient mice to sleep deprivation. Brain, Behavior, and Immunity. 19 (1), 28-39 (2005).
  30. Arthaud, S., et al. Paradoxical (REM) sleep deprivation in mice using the small-platforms-over-water method: polysomnographic analyses and melanin-concentrating hormone and hypocretin/orexin neuronal activation before, during and after deprivation. Journal of Sleep Research. 24 (3), 309-319 (2015).
  31. Aleisa, A. M., Alzoubi, K. H., Alkadhi, K. A. Post-learning REM sleep deprivation impairs long-term memory: reversal by acute nicotine treatment. Neuroscience Letters. 499 (1), 28-31 (2011).
  32. Zagaar, M., Dao, A., Alhaider, I., Alkadhi, K. Regular treadmill exercise prevents sleep deprivation-induced disruption of synaptic plasticity and associated signaling cascade in the dentate gyrus. Molecular and Cellular Neurosciences. 56, 375-383 (2013).
  33. McKenna, J. T., et al. Sleep fragmentation elevates behavioral, electrographic and neurochemical measures of sleepiness. Neuroscience. 146 (4), 1462-1473 (2007).
  34. Tartar, J. L., et al. Hippocampal synaptic plasticity and spatial learning are impaired in a rat model of sleep fragmentation. The European Journal of Neuroscience. 23 (10), 2739-2748 (2006).
  35. Guzman-Marin, R., Bashir, T., Suntsova, N., Szymusiak, R., McGinty, D. Hippocampal neurogenesis is reduced by sleep fragmentation in the adult rat. Neuroscience. 148 (1), 325-333 (2007).
  36. Nair, D., et al. Sleep fragmentation induces cognitive deficits via nicotinamide adenine dinucleotide phosphate oxidase-dependent pathways in mouse. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 184 (11), 1305-1312 (2011).
  37. McCoy, J. G., et al. Experimental sleep fragmentation impairs attentional set-shifting in rats. Sleep. 30 (1), 52-60 (2007).
  38. Dumaine, J. E., Ashley, N. T. Acute sleep fragmentation induces tissue-specific changes in cytokine gene expression and increases serum corticosterone concentration. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 308 (12), 1062-1069 (2015).
  39. Carreras, A., et al. Chronic sleep fragmentation induces endothelial dysfunction and structural vascular changes in mice. Sleep. 37 (11), 1817-1824 (2014).
  40. Khalyfa, A., et al. Circulating exosomes potentiate tumor malignant properties in a mouse model of chronic sleep fragmentation. Oncotarget. 7 (34), 54676-54690 (2016).
  41. Ferreira, C. B., Cravo, S. L., Stocker, S. D. Airway obstruction produces widespread sympathoexcitation: role of hypoxia, carotid chemoreceptors, and NTS neurotransmission. Physiological Reports. 6 (3), (2018).
  42. Tripathi, A., et al. Intermittent Hypoxia and Hypercapnia, a Hallmark of Obstructive Sleep Apnea, Alters the Gut Microbiome and Metabolome. mSystems. 3 (3), (2018).
  43. D'Hooge, R., De Deyn, P. P. Applications of the Morris water maze in the study of learning and memory. Brain Research. Brain Research Reviews. 36 (1), 60-90 (2001).
  44. Vorhees, C. V., Williams, M. T. Morris water maze: procedures for assessing spatial and related forms of learning and memory. Nature Protocols. 1 (2), 848-858 (2006).
  45. Vogel-Ciernia, A., Wood, M. A. Examining object location and object recognition memory in mice. Current Protocols in Neuroscience. 69, 1-17 (2014).
  46. Kraeuter, A. K., Guest, P. C., Sarnyai, Z. The Open Field Test for Measuring Locomotor Activity and Anxiety-Like Behavior. Methods in Molecular Biology. 1916, 99-103 (2019).
  47. Porsolt, R. D., Bertin, A., Blavet, N., Deniel, M., Jalfre, M. Immobility induced by forced swimming in rats: effects of agents which modify central catecholamine and serotonin activity. European Journal of Pharmacology. 57 (2-3), 201-210 (1979).
  48. Hauglund, N. L., Kusk, P., Kornum, B. R., Nedergaard, M. Meningeal Lymphangiogenesis and Enhanced Glymphatic Activity in Mice with Chronically Implanted EEG Electrodes. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 40 (11), 2371-2380 (2020).
  49. Nguyen-Michel, V. H., et al. Rapid eye movement sleep behavior disorder or epileptic seizure during sleep? A video analysis of motor events. Seizure. 58, 1-5 (2018).
  50. Zimmerman, J. E., Raizen, D. M., Maycock, M. H., Maislin, G., Pack, A. I. A video method to study Drosophila sleep. Sleep. 31 (11), 1587-1598 (2008).
  51. Abad, J., et al. Automatic Video Analysis for Obstructive Sleep Apnea Diagnosis. Sleep. 39 (8), 1507-1515 (2016).
  52. Sandlund, C., Hetta, J., Nilsson, G. H., Ekstedt, M., Westman, J. Impact of group treatment for insomnia on daytime symptomatology: Analyses from a randomized controlled trial in primary care. International Journal of Nursing Studies. 85, 126-135 (2018).
  53. Shekleton, J. A., Rogers, N. L., Rajaratnam, S. M. Searching for the daytime impairments of primary insomnia. Sleep Medicine Reviews. 14 (1), 47-60 (2010).
  54. Dixon, L. J., Lee, A. A., Gratz, K. L., Tull, M. T. Anxiety sensitivity and sleep disturbance: Investigating associations among patients with co-occurring anxiety and substance use disorders. Journal of Anxiety Disorders. 53, 9-15 (2018).
  55. Press, Y., Punchik, B., Freud, T. The association between subjectively impaired sleep and symptoms of depression and anxiety in a frail elderly population. Aging Clinical and Experimental Research. 30 (7), 755-765 (2018).

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