Collecte de parasites de poissons isopodes gnathiidés marins avec des pièges lumineux

Résumé

Nous présentons une méthode pour collecter les parasites des poissons isopodes gnathiidés marins à l’aide de pièges lumineux placés sur le terrain via la plongée à souffle ou la plongée sous-marine.

Résumé

Une méthode de collecte des parasites des poissons isopodes gnathiidés marins à l’aide de pièges lumineux est présentée. Les isopodes gnathiidés sont un groupe important de parasites de poissons marins qui se nourrissent du sang et des liquides des poissons hôtes, principalement la nuit. Comme les tiques et les moustiques sur terre, ils ne s’associent que temporairement avec leur hôte et passent la majeure partie de leur vie libre dans le benthos. Compte tenu de leur grande mobilité et de leur association transitoire et principalement nocturne avec les hôtes, ils ne peuvent pas être facilement collectés en capturant des hôtes libres. Cependant, ils sont facilement attirés par les sources lumineuses sous-marines, créant ainsi la possibilité de les collecter dans des pièges lumineux. La conception et les différentes étapes du déploiement et du traitement de pièges lumineux spécialement adaptés pour la collecte des stades de vie libre des isopodes gnathiidés sont décrites ici. Les résultats des échantillons et les modifications possibles du protocole de base pour une variété de besoins d’échantillonnage différents sont présentés et discutés.

Introduction

Les crustacés parasites sont importants dans l’écologie et le cycle biologique des poissons de récif. La biomasse et l’énergie qu’ils retirent de leurs hôtes sont considérables et influencent le comportement, la physiologie et la survie¹. Les crustacés isopodes gnathiidés représentent le groupe le plus important de parasites des poissons dans les systèmes récifaux tropicaux et subtropicaux, où ils sont à la fois abondants et diversifiés^2,3 et constituent le principal aliment des poissons nettoyeurs ^4,5. Les gnathiidés mesurent généralement de 1 à 3 mm. Ils ont des histoires de vie inhabituelles dans lesquelles seuls les trois stades juvéniles se nourrissent du sang et des fluides corporels des poissons ^6,7. Ils sont plus actifs la nuit^8,9, et bien que la vision semble jouer un certain rôle, la recherche d’hôtes 10 repose fortement sur des indices olfactifs pour trouver des hôtes^11,12. Chacun des trois stades d’alimentation juvénile se nourrit d’un seul poisson hôte, chaque aliment étant séparé par une phase de mue. Après l’alimentation finale, les larves du troisième stade se métamorphosent en adultes qui ne se nourrissent pas, qui se reproduisent puis meurent. Étant donné que l’alimentation ne nécessite qu’une brève association avec l’hôte, alors que chaque intervalle d’alimentation inter-alimentation dure des jours, les gnathiidés passent la majeure partie de leur vie libre dans le benthos.

Les gnathiidés ont un impact multiple sur les hôtes¹. Outre leur rôle de moteurs d’interactions entre les poissons nettoyeurs et les clients 13,14,15, les gnathiidés peuvent augmenter les niveaux de cortisol et diminuer l’hématocrite chez les poissons hôtes adultes¹⁶ et en grand nombre^, peuvent même causer la mort ¹⁷. Pour les poissons juvéniles, même un seul gnathiidé peut être fatal^18,19,20, et même si le poisson survit, sa capacité à rivaliser pour l’espace et à échapper aux prédateurs est compromise^20,21,22. Éviter les gnathiidés peut même constituer l’un des avantages de la migration nocturne chez certains poissons de récif²³.

En plus des poissons plus propres, les populations de gnathiidés peuvent être affectées par d’autres poissons micro carnivores²⁴, ainsi que par des coraux^25,26. Le réchauffement des océans et la perte associée de coraux vivants semblent avoir des impacts opposés sur les gnathiidés^27,28,29.

Compte tenu de leur importance écologique évidente et de l’influence probable des changements environnementaux anthropiques sur leurs populations, il existe des raisons impérieuses de les inclure dans les études écologiques des récifs coralliens. Cependant, leur cycle biologique unique et le petit nombre de chercheurs qui les étudient créent un obstacle à l’élaboration, à la mise en œuvre et à la diffusion de méthodes d’échantillonnage fiables et reproductibles pour les recueillir à des fins de recherche.

Les pièges lumineux ont longtemps été utilisés pour collecter de petits organismes marins la nuit^30,31. Ils profitent et sont basés sur le fait que de nombreux organismes actifs la nuit, y compris les arthropodes, sont attirés par la lumière. Traditionnellement, ils ont été utilisés pour collecter des organismes planctoniques dans la colonne d’eau³⁰. Cependant, les principes de base peuvent être appliqués à la collecte d’organismes nageant librement qui sont actifs près du benthos. Nous présentons ici une méthode de piégeage de la lumière adaptée à la collecte de stades de vie libre d’isopodes gnathiidés près du fond de l’océan dans des environnements de récifs coralliens éloignés tels que les Philippines. Pour la collecte dans des régions éloignées, ces pièges lumineux (figure 1) offrent certains avantages par rapport aux autres méthodes développées pour collecter ces organismes³². Ils sont très portables et durables, ne nécessitant que trois pièces, qui sont faciles à obtenir et peu coûteuses. Ils sont également à flottabilité négative, car lorsqu’ils sont déployés, ils sont complètement remplis d’eau de mer. Parce qu’ils dépendent de la lumière pour l’attraction, ils ne sont efficaces que la nuit pour collecter des espèces actives la nuit. Ils attirent également plus que les espèces cibles, ce qui nécessite un tri des échantillons sous une portée de dissection pour obtenir les organismes cibles. Jusqu’à présent, trois méthodes ont été utilisées par notre équipe et nos collaborateurs pour collecter des gnathiidés dans les systèmes de récifs coralliens à travers le monde³². Il s’agit notamment des pièges d’émergence, des pièges appâtés par des poissons vivants et des pièges légers, chacun présentant des avantages et des limites.

Protocole

Le prélèvement d’échantillons a été autorisé par le Bureau des pêches et des ressources aquatiques du Département de l’agriculture (0154-18 DA-BFAR) conformément aux lois et règlements philippins (RA 9147; FAO 233) et approuvé par le comité d’éthique animale de l’Université Silliman (SU).

1. Pièges lumineux

1. Construction
   1. Construire des pièges lumineux à partir de tubes commerciaux en polychlorure de vinyle (PVC) conçus à l’origine pour la plomberie. Utilisez du PVC coupé de 10 à 15 cm de diamètre à 30 à 40 cm de longueur (figure 1).
   2. Aux deux extrémités des tubes, ajouter des « bouchons » en PVC avec un entonnoir en acrylique transparent inséré au centre de l’ouverture et coller en place avec de la colle époxy transparente (Figure 1). Laissez sécher.
   3. Assurez-vous qu’une extrémité du tube est munie d’un couvercle vissé ou amovible et que les deux extrémités sont étanches lorsque le piège est « fermé » (p. ex., avec l’ajout d’un joint torique).
2. Source lumineuse
   1. Avant le déploiement, allumez une lumière/torche sous-marine (voir Tableau des matériaux) et placez-la dans le tube, face à l’un des entonnoirs transparents, de sorte que la lumière de la torche sous-marine éclaire la zone devant un côté du tube. Si nécessaire, des bâtons lumineux chimiques peuvent être utilisés à la place des torches sous-marines, bien que leur intensité lumineuse soit plus faible.
      NOTE: La lumière attire une variété de petits organismes nocturnes³¹, y compris les gnathiidés, et les pousse à nager dans le tube à travers l’entonnoir transparent. Une fois entrés dans le tube, ils sont incapables de s’échapper en raison de la géométrie du piège lumineux (petite ouverture d’entonnoir) et de la présence continue d’une source lumineuse.
3. Placement
   1. Lorsque vous êtes dans l’eau sur le site de déploiement, remplissez les pièges lumineux, avec la lumière allumée, avec de l’eau de mer, et fixez les deux extrémités. Pour vous assurer que la torche n’est pas en dessous ou ne bloque pas la pointe de l’entonnoir, inclinez l’avant du tube vers le haut pour permettre à la torche de glisser loin de l’entonnoir.
   2. Placez des pièges sur le fond marin, dans le sable ou les décombres, à côté des têtes de corail ou d’autres structures complexes connues pour attirer les poissons. Concentrez le cône lumineux « vers l’intérieur », vers les zones où les poissons se regroupent.
      REMARQUE: En eau peu profonde, les pièges peuvent être placés en plongeant à bout de souffle. Un déploiement plus approfondi nécessite une plongée sous-marine.
4. Récupération
   1. Immédiatement avant de récupérer le piège, scellez les ouvertures des deux entonnoirs (à chaque extrémité du tube) avec un morceau de pâte à modeler ou de bouchon en caoutchouc, en gardant toute l’eau de mer et les organismes contenus à l’intérieur.
      REMARQUE: Les organismes resteront dans le piège une fois que les piles des lumières auront expiré et que la lumière ne sera plus allumée. Cela offre une flexibilité lorsque les pièges sont récupérés (« temps de trempage »). Les facteurs à prendre en compte pour décider du temps de trempage sont présentés ci-dessous (voir la discussion).
5. Transport
   1. Une fois que les pièges ont été récupérés du fond, transportez-les jusqu’à un bateau ou nagez à terre.
   2. Maintenir les pièges près de la température ambiante de l’eau de mer une fois retirés de l’océan.
   3. Transportez-les au laboratoire pour traitement dès que possible, car aucun échange de gaz ou d’eau n’aura lieu une fois retiré de l’océan.

2 Traitement en laboratoire

1. Stockage et filtrage des échantillons
   1. Une fois les pièges lumineux retirés de l’océan et ramenés au laboratoire, videz leur contenu dans des seaux avec de l’eau de mer fraîche.
   2. Ajouter l’aération pour garder les organismes en vie jusqu’à la filtration.
   3. Filtrer le contenu du seau en versant dans un entonnoir tapissé de mailles planctoniques de 50 à 100 μm, puis vider le contenu dans un récipient de 100 ml d’eau de mer fraîche.
   4. Utilisez une pipette pour prélever dans ce récipient plus petit afin de placer les aliquotes de l’échantillon dans une boîte de Petri pour la microscopie. Répétez l’opération jusqu’à ce que l’échantillon entier ait été traité.
2. Identification et élevage des isopodes gnathiidés
   1. Étant donné que les échantillons de pièges lumineux attirent plusieurs espèces de petits invertébrés, examinez soigneusement les échantillons pour identifier et éliminer les isopodes gnathiidés. Un grossissement de 10 à 20x est le meilleur pour cette tâche (Figure 2).
      REMARQUE : L’identification des gnathiidés au niveau de la famille ne nécessite pas de spécimens vivants. Cependant, les gnathiidés adultes, qui sont rarement capturés dans des pièges légers, sont nécessaires pour l’identification morphologique des espèces et la reproduction (voir référence ^1,3,9 pour une méthodologie pour la reproduction et l’élevage des gnathiidés en captivité).
   2. Dans les cas où les gnathiidés doivent être maintenus en vie pour l’élevage, retirez-les délicatement avec une pipette et placez-les dans de petits récipients en plastique d’eau de mer fraîche.

Résultats

Pour l’échantillonnage dans le centre des Philippines, la conception de piège décrite (figure 1) a été utilisée. Lorsque 36 pièges ont été posés pendant la nuit (dans un site), 1 à 1343 gnathiidés par piège (275 ± 54) ont été collectés. Ceux-ci comprenaient à la fois les stades juvéniles nourris et non nourris (figure 2; Tableau 1 et 2). Ces résultats démontrent l’efficacité des pièges lumineux pour collecter les isopo...

Discussion

Les pièges lumineux traditionnels, tels que ceux utilisés pour la collecte des larves de poissons, sont grands et sont suspendus dans la colonne d’eau³⁴. En revanche, les pièges lumineux décrits ici sont petits et déployés sur le fond marin. Ces pièges peuvent être facilement transportés et rapidement déployés. Ils peuvent être placés en plongée libre dans des sites peu profonds (comme dans cette étude) ou en plongée sous-marine dans des sites plus profonds, et attirent à la foi...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Buckets, small sample containers		hardware store
Funnels	Supplier No. 2209-03	Funnels: AMERICAN SCIENTIFIC LLC SE - 75 mm (3”)	https://us.vwr.com/store/product/8884369/plastic-funnels
Main body of light traps (made from commercially available PVC sanitarty pipes)	(SKU 145640)	Alasco Sanitary uPVC Pipes Series 1000 107mm/4'	https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-pipe-series-1000/.  This brand can be found in the Philippines. Other simular brands can also be used
Modeling clay		Can be found in art suppliy and childreans toy stores	To seal the funnel after retreival
Plankton mesh (50-100 µm)		any reputable brand and source	https://www.adkinstruments.in/products/plankton-nets-in-various-mesh-size-1633936883
Screw on lids for the light trap		Alasco  Sanitary  Clean-Out  4"	https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-clean-out/. This brand can be found in the Philippines. Other simular brands can also be used
Scuba/snorkel equipment		any reputable brand and source
Stereo-microscopes		Scientific suppliers
Underwater touches		Princeton Tec Ecoflare or Fantasea Nanospotter 6023