Commencez à refroidir un moulin à café commercial en broyant environ 30 à 50 grammes de glace carbonique deux fois, pendant 30 secondes à chaque fois. Jetez la poudre de glace carbonique et mélangez trois grammes de spaghettis de cellules de levure congelées avec environ 30 à 50 grammes de glace carbonique dans le moulin à café pré-refroidi. Scellez la jonction entre le bouchon et le broyeur avec Parafilm.
Mélangez le mélange de glace carbonique de cellules de levure 10 fois, pendant 30 secondes chacune, en laissant des intervalles de 30 secondes entre chaque tour. Transférez la poudre de glace carbonique de cellule de levure obtenue dans un bécher en plastique, à l’aide d’une spatule propre et sèche. Après l’évaporation de la glace carbonique, ajoutez 2,25 millilitres de billes magnétiques, ou tampon MB, avec des inhibiteurs de protéase et de phosphatase, à la poudre de cellules de levure.
Après avoir pipeté vigoureusement le mélange de tampon cellulaire, transférez la suspension cellulaire dans un tube conique de 15 millilitres. Ensuite, stockez 0,1 % d’échantillons d’extraits de cellules brutes pour l’ADN et 0,05 % d’échantillons pour l’analyse des protéines, à moins 20 degrés Celsius. Transférez la suspension cellulaire restante dans des tubes de réaction de deux millilitres à faible liaison et séparez les débris cellulaires en centrifugeant les tubes.
Une fois cela fait, tirez tous les surnageants dans un tube conique de 15 millilitres. Encore une fois, stockez 0,1 % du surnageant à moins 20 degrés Celsius pour l’ADN et 0,05 % du surnageant pour l’analyse des protéines. Ensuite, lavez 500 microlitres de bouillie à billes magnétiques couplées à l’immunoglobuline G avec 500 microlitres de tampon MB froid, contenant des inhibiteurs de protéase et de phosphatase, deux fois, pendant cinq minutes chacune, à quatre degrés Celsius, en rotation à 20 tr/min.
Incuber les billes magnétiques dans 500 microlitres de tampon MB froid pendant une heure à quatre degrés Celsius, en rotation à 20 tr/min, avant de retirer le surnageant des billes à l’aide d’une grille magnétique. Mélangez la boue de billes magnétiques équilibrée avec le lysat cellulaire obtenu précédemment et tirez dans un tube conique de 15 millilitres. Après une incubation de deux heures à quatre degrés Celsius et 20 tr/min, transférez la suspension complète de lysat de cellules à billes magnétiques dans des tubes de réaction à faible liaison.
Séparez les billes magnétiques portant les anneaux de chromatine d’intérêt du lysat cellulaire, à l’aide d’une grille magnétique. Transférez le reste de chaque tube dans un nouveau tube conique de 15 millilitres, avant de stocker des échantillons à moins 20 degrés Celsius pour l’analyse de l’ADN et des protéines. Ensuite, suspendez la bille magnétique de chaque tube conique de 15 millilitres dans 300 microlitres de tampon MB froid et combinez les billes en un tube de réaction.
Effectuez cinq lavages de 10 minutes chacun, en utilisant 750 microlitres de tampon MB froid, contenant des inhibiteurs de protéase et de phosphatase, à quatre degrés Celsius, tout en tournant à 20 tr/min. Ensuite, effectuez le lavage final avec 750 microlitres de tampon MB froid sans inhibiteurs de protéase et de phosphatase. Suspendre les billes préparées dans 40 microlitres de tampon MB froid sans inhibiteurs de protéase et de phosphatase.
