Nous tenons à remercier la mission tant Connect et la Fondation Gillson-Longenbaugh pour fournir les fonds pour ce projet. Nous tenons également à remercier le Dr Catherine Ambrose, pour ses conseils essentiels et de l&#39;utilisation de ses équipements DXA. Enfin, nous tenons à remercier le Dr Kaori Ono, Département de biologie intégrative et de pharmacologie, pour ses suggestions en matière d&#39;analyse DXA fémur.

1. Modèle de souris transection spinale <ol><li> Adulte, mâle, souris C57BL6 (environ 20-25 g) sont anesthésiés à l&#39;aide d&#39;une combinaison de kétamine (200 mg / kg) et de xylazine (10 mg / kg). Toutes les interventions chirurgicales sont réalisées dans un cadre institutionnel, IACUC approuvé bloc opératoire dans des conditions stériles. </li><li> Une fois profondément anesthésiés, la fourrure du dos est garni en utilisant une tondeuse électrique. Le dos est d&#39;abord nettoyée rasé avec une solution d&#39;iode suivie par 70% d&#39;éthanol. </li><li> Avant l&#39;incision initiale, la zone de l&#39;arrière pour être incisé est d&#39;abord infiltré avec un anesthésique local (marcaïne) à une concentration de (0,25%, &lt;1ml/kg) pour minimiser les douleurs post-chirurgicales. </li><li> L&#39;utilisation de petits ciseaux, une petite ouverture est faite dans la peau autour de la zone L2. Cette ouverture est élargie avec le même ensemble de ciseaux, qui s&#39;étend longitudinalement à la zone T2. Les bords de la peau sont ensuite tenus à l&#39;écart par l&#39;utilisation de pinces de bouledogue. </li><li> Micro-ciseaux sont alors utiliséspour effacer le tissu musculaire de la lamina épinière dorsale au niveau thoracique 8 (T8). T8 peuvent être identifiés comme décrit dans Kuh et Wrathall (1998) 10. Brièvement, T13 peut être identifié par son apophyse épineuse dorsale. En utilisant une paire de pince Dumont # 5, la dernière côte peut être palpé / identifiés et comptés retour à T8. Une fois effacé, Rongeurs d&#39;os sont utilisées pour effectuer une laminectomie dorsale T8. </li><li> Lésion pleine transection spinale: Une fois la moelle épinière est exposée à T8, un ensemble supplémentaire de stériliser les micro-ciseaux sont utilisés pour sectionner la moelle épinière dans le plan perpendiculaire à l&#39;axe long de la corde sous un microscope chirurgical. Nous utilisons # 5 pince Dumont à soulever délicatement un pôle de la moelle épinière afin de confirmer la complétude de la lésion. </li><li> Après transection spinale, un petit morceau de Gelfoam stérile, trempé dans une solution saline stérile (0,9%) est soigneusement placée dans la cavité lésion à favoriser l&#39;hémostase. </li><li> Une pièce supplémentaire de Gelfoam est ensuite placé sur le spin exposéecordon al. La peau est ensuite fermé avec stériles, en acier inoxydable des agrafes chirurgicales. Les sujets sont ensuite retournés dans leur cage d&#39;origine, placé sur une serviette en papier pour empêcher l&#39;aspiration de litière et chauffée avec un coussin chauffant pour une période de 12 heures environ. Les sujets sont également fournis avec des packs d&#39;hydrogel (ClearH2O) et boulettes de nourriture sur le plancher de leurs cages pendant redresser au début. Sujets blessés sont en mesure d&#39;accéder à la nourriture / eau dans leur maison une fois récupérés des cages de l&#39;anesthésie. </li><li> Tous les sujets blessés reçoivent deux fois par jour évacuations vessie manuel (à environ 12 heures d&#39;intervalle) en utilisant une modification de la méthode manuelle de Crede pour la durée de l&#39;étude (40 jours). </li><li> Souris blessés sont également fournis avec deux injections quotidiennes intrapéritonéales de saline à 0,9% pendant trois jours (0,5 cc) pour aider à maintenir l&#39;hydratation, et deux fois des injections quotidiennes de l&#39;buprénorphine opiacés (0,05 mg / kg) pour contrôler les douleurs post-chirurgicales pour une période de 5 jours. Si des animaux présentent des signes of douleur après la période initiale de 5 jours, ils recevraient la buprénorphine supplémentaires (0,05 mg / kg) par jour tant que les signes de la douleur (mobilité réduite, la stature courbée, non marié, la vocalisation lorsqu&#39;il est manipulé) ont résolu. </li></ol> 2. L&#39;évaluation longitudinale de la densité osseuse à l&#39;aide de l&#39;IVIS Lumina XR sur la même cohorte d&#39;spinale-sectionné souris <ol><li> À compter du jour 10 post-SCI et continue à intervalles de 10 jours jusqu&#39;au jour 40, nous avons évalué les fémurs droit et gauche et tibias dans la vie, les sujets anesthésiés (transection SCI et saufs témoins appariés par âge). </li><li> Le jour de la numérisation, les sujets ont été transférés dans leurs cages à domicile de la zone de Vivarium de l&#39;institution de la pièce dans laquelle l&#39;étrier IVIS Lumina XR est logé. Tous les sujets sont ensuite anesthésiés en utilisant le même kétamine / xylazine cocktails précédemment utilisé dans la livraison de la SCI. Ce cocktail assure un état d&#39;anesthésie pour une période de 1 à 1,5 heures; suffisante pour la durée de l&#39;scannprocédure d&#39;ING. </li><li> L&#39;enquêteur initialise le périphérique Lumina XR et permet à la caméra interne pour atteindre la température de fonctionnement (-90 ° C) (~ 10 minutes). </li><li> Une fois anesthésié, le sujet (transection ou de contrôle) est doucement placée sur la plate-forme des animaux dans la XR Lumina. Une lentille à fort grossissement est inséré dans l&#39;appareil pour permettre à la fois se concentrer sur le fémur et du tibia régions (Champ de vision 2.4X2.4cm avec fort grossissement de l&#39;objectif). Si le sujet est mal positionné en dehors du champ de vue, la porte est ouverte et le sujet repositionné jusqu&#39;à ce que la jambe gauche ou arrière droit est centré (voir figure 2a pour le placement correct de la patte postérieure). </li><li> Une fois correctement positionné, la fonction X-ray peut être exécuté. Faites une sélection à partir de l&#39;énergie dans la liste déroulante appropriée des animaux (sous réserve de vie, 35 kV 100uA, filtré les rayons X) </li><li> Une fois que l&#39;animal est en bonne position, activer la fonction X-ray par chèque de marquage X-Ray dans lepanneau de contrôle. Acquérir l&#39;image aux rayons X. Assurez-vous que le fémur et le tibia sont ensemble visible (voir figure 2b). Données d&#39;image RAW est automatiquement sauvegardé sur le disque dur. Représentant. Les fichiers TIFF sont également enregistrés. La souris est ensuite retourné à la maison de sa cage et a permis de récupérer sous observation enquêteur. Le processus est ensuite répété avec la souris à côté. Note: Le logiciel Image habitable affiche transformé images aux rayons X par défaut. Pour afficher premières images aux rayons X, supprimer la coche à côté de X-Ray Absorption dans le système correctionnel / Les outils de filtrage. Lorsque les données de rayons X a été corrigé pour l&#39;absorption, vous pouvez évaluer la densité osseuse par rapport en comparant les intensités du signal de ROIs mesure. L&#39;intensité augmente avec la densité ROI tissus augmente. </li></ol> 3. L&#39;analyse des images des rayons X IVIS scans <ol><li> Ouvrez le logiciel en double-cliquant sur l&#39;icône vivante image. </li><li> Charger une image aux rayons X en cliquant sur le <strong&gt; bouton Parcourir. Dans la boîte de dialogue qui s&#39;affiche, sélectionnez le dossier d&#39;intérêt et cliquez sur OK. Le navigateur d&#39;image Living affiche les données sélectionnées avec l&#39;ID utilisateur, les informations d&#39;étiquettes et les informations de configuration caméra. Pour ouvrir les données, effectuez l&#39;une des manières suivantes: Double-cliquez sur la ligne de données, clic droit sur ​​le nom de données et sélectionnez Charger dans le menu contextuel, sélectionnez la ligne de données et cliquez sur Charger, ou double-cliquez sur la vignette. La palette de l&#39;image et l&#39;outil sont affichées. Ouvrir les données sont surlignés en vert dans le navigateur. </li><li> Cliquez sur Outils ROI dans la palette d&#39;outils. Dans les outils ROI, ROI Mesure sélectionner le type de liste déroulante. Pour charger le ROI 3 est utilisé dans cette expérience, cliquez sur l&#39;icône Square et de charge de 3 cases. </li><li> En utilisant une règle, mesurer la longueur du fémur. Ajuster la longueur de deux des carrés à e 1 / 8 de la longueur du fémur au total. Ajuster la largeur de ces deux places à 1/24e de la longueur du fémur total. Avec votre règle, mesurez 1 / 8 ème de la distance de l&#39;extrémité proximale du fémur, et de situer la place de sorte qu&#39;il soit centré dans le fémur. Situer le second carré de sorte qu&#39;elle repose 1/4ème de la longueur du fémur au total depuis l&#39;extrémité distale du fémur (fig. 3). Ces ROI peut être utilisé pour mesurer les régions du fémur proximale et distale. </li><li> Utilisation de la règle, mesurer la longueur du tibia. Ajuster la longueur de la troisième carré à e 1 / 8 de la longueur totale du tibia. Ajustez la largeur à 1 / 30 ème de la longueur totale du tibia. Situer la place de telle sorte que soit centré et 1 / 8 ème de la longueur totale de la distance du tibia de l&#39;extrémité proximale du tibia (voir figure 3). </li><li> Cliquez sur l&#39;icône Mesurer (un crayon et une règle). Les mesures d&#39;intensité ROI apparaissent dans l&#39;image aux rayons X et la table ROI mesures apparaît. Exporter cette table to l&#39;emplacement souhaité dans un fichier. csv. Cela vous permettra d&#39;ouvrir la table en utilisant Excel. </li><li> Répétez cette opération avec toutes vos images enregistrées. </li><li> Consolider toutes vos données sur une seule feuille de calcul Excel. La signification statistique a été déterminée par l&#39;étudiant t-test en utilisant Microsoft Excel ou SigmaPlot 11,0 logiciel (Software Systat). </li></ol> 4. Analyse post-mortem de la densité osseuse: <ol><li> Après l&#39;acquisition de la finale longitudinale X-ray scanner dans le XR IVIS Lumina, les souris sont ensuite profondément anesthésiés avec Beuthanasia (75 mg de pentobarbital / kg). Une fois l&#39;anesthésie profonde a été atteint, les souris sont perfusées avec transcardiaque glacé froide tampon phosphate salin avec heparain (40 mg / litre) pour être exsangue. </li><li> Une fois saigné, deux fémurs d&#39;accise. Payer un soin particulier pour éliminer autant que possible les tissus mous, à cet effet a été démontré qu&#39;elle affecte 11 des mesures de densité. Enveloppez les fémurs avec une gaze imbibée d&#39;eau et stocker à-20C jusqu&#39;à ce que vous êtes prêt à les analyser. </li></ol> 5. Analyse DXA aide d&#39;un densitomètre Hologic QDR 4000 osseuse <ol><li> Gaze imbibée dégel fémurs et le transfert à la suite Ostéodensitomètre. </li><li> Calibrer l&#39;appareil selon le protocole du fabricant; s&#39;assurer que les valeurs de BMC et BMD tombent dans les limites acceptables. </li><li> Placez un collimateur en laiton dans la machine. Cela permet à l&#39;utilisateur de limiter la taille et l&#39;angle du faisceau de rayons X pour se concentrer sur une cible spécifique. </li><li> Immerger le fémur décongelé dans une boîte de Pétri remplie d&#39;eau (condyles vers la gauche, avec le parallèle fémur pour le lit), et le positionner juste à droite du laser. </li><li> Entrez une biographie (un titre descriptif qui inclut des informations d&#39;identification des animaux, traitement, etc) pour le fémur vous êtes sur le scan. </li><li> Entrez numérisation à partir du menu Sélections, puis sélectionnez régiona salut-res. Indiquez vos paramètres de numérisation: Un balayage région de 2 x 0,7489 pouces, avec un interligne 0,01 pouces et résolution du point de 0,00499 pouce. Note: Surveiller le balayage alors qu&#39;elle est en cours. Comme le faisceau de rayons X raster scanne l&#39;échantillon, un contrôle pour s&#39;assurer qu&#39;il ya suffisamment d&#39;eau dans la chambre pour couvrir complètement l&#39;échantillon d&#39;os. </li><li> Entrez Analyser dans le menu Sélection Analyse. Suivez les invites pour souligner le fémur entier comme un retour sur investissement. Une page de rapport sera venue l&#39;calculée BMC (grammes) et la DMO (g / cm 2). </li><li> Répétez ces étapes pour analyser les fémurs restant. </li><li> Consolider toutes vos données sur une seule feuille Excel et effectuer des analyses statistiques (test t). </li></ol> 6. Les résultats représentatifs: La perte osseuse de la densité relative d&#39;un tibia et le fémur de souris après lésion de la moelle épinière par rapport aux souris naïves est détectable en utilisant la méthode ci-dessus. Il ya une diminution significative de la densité détectable osseuse après10 jours seulement (12%, p &lt;0,0005), avec jusqu&#39;à 15% la perte de densité osseuse à 40 jours (p &lt;0,0005, figure 4). Perte de densité osseuse dans le fémur a été observée à 40 jours après la lésion (diminution de 7%, p &lt;0,05, figure 5). Ces résultats fournissent des preuves à l&#39;usage des non-invasive imagerie par rayons X pour l&#39;observation longitudinale du changement de densité osseuse après lésion de la moelle épinière. Afin de comparer l&#39;efficacité de cette méthode pour ce qui est actuellement disponible; nous avons analysé les fémurs excisés de ces souris 40 jours après des blessures à l&#39;aide d&#39;imagerie DXA. Une représentation de la sortie des données peut être vu dans la figure 6. Nous avons trouvé qu&#39;il y avait une perte significative du contenu minéral osseux chez les souris par rapport à la SCI naïfs (12% de diminution, p &lt;0,05, figure 7). La densité minérale osseuse n&#39;a pas beaucoup changé, mais il n&#39;a suivi une tendance similaire (figure 8). Ces résultats sont semblables à ceux trouvés dans la littérature; Picard et al ont observé une diminution de 13,5% (p &lt;0,001) dans BMC, mais aucune decr significativela facilité de la DMO (Picard 2008). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig1.jpg" /> Figure 1. Chronologie expérimentale. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig2.jpg" /> Figure 2 Représentant de l&#39;orientation arrière gauche-membre:. Une photographie) et b) x-ray. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig3.jpg" /> Figure 3. Dimensions ROI et d&#39;orientation au sein des régions du fémur proximal et le tibia. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig4.jpg" /> Figure 4. Perte de densité osseuse après un traumatisme médullaire dans le tibia proximal 10, 20, 30 et 40 jours après la lésion (n = 5) par rapport à appariés selon l&#39;âge naïfs (n = 5). Les barres d&#39;erreur représentent SEM; ** p &lt;0,005, *** p &lt;0,0005. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig5.jpg" /> <strong&gt; Figure perte de densité 5. osseuse après la SCI dans le fémur proximal 10, 20, 30 et 40 jours après la lésion (n = 5) par rapport à appariés selon l&#39;âge naïfs (n = 5). Les barres d&#39;erreur représentent SEM; * p &lt;0,05. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig6.jpg" /> Figure 6. Perte de densité osseuse après un traumatisme médullaire dans le fémur distal jours 10, 20, 30 et 40 après la blessure (n = 5) par rapport à témoins appariés par âge naïfs (n = 5). Les barres d&#39;erreur représentent SEM; * p &lt;0,01-0,05; ** p &lt;0,001-0,01; *** p &lt;0.0001 à 0.001; **** p &lt;0,0001. <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig7.jpg" /> Figure 7. Image représentative de données DXA montrant BMC et de sortie DMO. <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig8.jpg" /> Figure 8. DXA analyse du contenu minéral osseux (en grammes) dans les fémurs de souris SCI 40 jours après la blessure (n = 5) vs appariés selon l&#39;âge naïfs (n = 5).Les barres d&#39;erreur représentent SEM; * p &lt;0,05. <img alt="Figure 9" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig9.jpg" /> Figure 9. Analyse DXA de la densité minérale osseuse (mg / cm 2) dans les fémurs de souris SCI 40 jours après l&#39;accident (n = 5) vs appariés selon l&#39;âge naïfs (n = 5). Les barres d&#39;erreur représentent SEM; aucune différence significative.

<ol>
	<li>Jiang, S. D., Jiang, L. S., Dai, L. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+osteoporosis+in+spinal+cord+injury.">Mechanisms of osteoporosis in spinal cord injury.</a> Clin. Endocrinol. (Oxford). 65, 555-565 (2006).</li><li>Uebelhart, D., Demiaux-Domenech, B., Roth, M., Chantraine, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+metabolism+in+spinal+cord+injured+individuals+and+in+others+who+have+prolonged+immobilisation.+A+review.">Bone metabolism in spinal cord injured individuals and in others who have prolonged immobilisation. A review.</a> Paraplegia. 33, 669-673 (1995).</li><li>Elefteriou, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+signaling+and+the+regulation+of+bone+remodeling.">Neuronal signaling and the regulation of bone remodeling.</a> Cell. Mol. Life. Sci. 62, 2339-2349 (2005).</li><li>Finsen, V., Indredavik, B., Fougner, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+mineral+and+hormone+status+in+paraplegics.">Bone mineral and hormone status in paraplegics.</a> Paraplegia. 30, 343-347 (1992).</li><li>Sugawara, H., Linsenmeyer, T. A., Beam, H., Parsons, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+properties+of+bone+in+a+paraplegic+rat+model.">Mechanical properties of bone in a paraplegic rat model.</a> J. Spinal. Cord. Med. 21, 302-308 (1998).</li><li>Kiratli, B. J., Smith, A. E., Nauenberg, T., Kallfelz, C. F., Perkash, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+mineral+and+geometric+changes+through+the+femur+with+immobilization+due+to+spinal+cord+injury.">Bone mineral and geometric changes through the femur with immobilization due to spinal cord injury.</a> J. Rehabil. Res. Dev. 37, 225-233 (2000).</li><li>Shen, J., Fan, L., Yang, J., Shen, A. G., Hu, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+longitudinal+Raman+microspectroscopic+study+of+osteoporosis+induced+by+spinal+cord+injury.">A longitudinal Raman microspectroscopic study of osteoporosis induced by spinal cord injury.</a> Osteoporos. Int. 21, 81-87 (2010).</li><li>Guertin, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technological+platform+to+optimize+combinatorial+treatment+design+and+discovery+for+chronic+spinal+cord+injury.">A technological platform to optimize combinatorial treatment design and discovery for chronic spinal cord injury.</a> J. Neurosci. Res. 86, 3039-3051 (2008).</li><li>Picard, S., Lapointe, N. P., Brown, J. P., Guertin, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histomorphometric+and+densitometric+changes+in+the+femora+of+spinal+cord+transected+mice.">Histomorphometric and densitometric changes in the femora of spinal cord transected mice.</a> Anat. Rec. (Hoboken). 291, 303-307 (2008).</li><li>Kuhn, P. L., Wrathall, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+graded+contusive+spinal+cord+injury.">A mouse model of graded contusive spinal cord injury.</a> J. Neurotrauma. 15, 125-140 (1998).</li><li>Tsujio, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=mineral+analysis+through+dual+energy+X-ray+absorptiometry+in+laboratory+animals.">mineral analysis through dual energy X-ray absorptiometry in laboratory animals.</a> J. Vet. Med. Sci. 71, 1493-1497 (2009).</li></ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Cette étude présente un roman, méthode non invasive permettant d&#39;évaluer les changements de densité dans les os individuels (tibias et fémurs) longitudinalement, au sein d&#39;une seule cohorte de souris, en utilisant l&#39;étrier IVIS Lumina XR système d&#39;imagerie. SCI a entraîné une diminution de la densité osseuse dans les deux fémurs et tibias lorsqu&#39;ils sont étudiés au sein d&#39;une seule cohorte d&#39;spinale-sectionné souris sur une période d&#39;essai 40 jours par rapport à appariés selon l&#39;âge, indemnes souris témoins,. Nos résultats dans le fémur ont été confirmés, post-mortem, par l&#39;utilisation de la DXA, ce qui suggère que l&#39;application de l&#39;étrier Instruments IVIS Lumina XR peut servir comme un outil de mesure sensible pour évaluer les effets à long terme et progressive de SCI sur la perte osseuse . Un avantage potentiel pour les chercheurs qui utilisent ce système est la possibilité de suivre le développement longitudinal des changements pathologiques dans les os des membres postérieurs des animaux suivants SCI. La capacité à évaluer une seule cohorte sur de longues périodes fournit errong avantages pour le chercheur en termes de: 1) les coûts associés à l&#39;achat d&#39;animaux et de soins de longue durée. Au lieu d&#39;une étude nécessitant un grand nombre d&#39;animaux qui doivent être sacrifiés à des moments spécifiques, afin d&#39;évaluer les changements en fonction du temps, ces résultats pathologiques peuvent être suivies au sein de la même cohorte au cours de cette même période, 2) la variabilité: en plus de comparaison avec les cohortes de contrôle, les résultats générés au sein de la cohorte unique de sujets blessés peuvent être évalués et comparés entre les points de temps pour les mêmes animaux dans toute l&#39;étendue de l&#39;étude; une fois de plus, la réduction de la variabilité intra-animale, ainsi que la nécessité pour les grands cohortes de sujets expérimentaux. Alors que l&#39;étrier IVIS Lumina XR nous ont fourni des informations longitudinales importantes concernant le développement de l&#39;ostéoporose induite par la SCI, il ya des limites qui devraient être considérés: 1) alors que cette plateforme nous a permis de générer à haute résolution des rayons X datune dans les os des membres postérieurs des souris après la SCI, son utilité peut être limitée à de petits rongeurs comme les souris. La hauteur maximale autorisée sous réserve au sein de la XR Lumina est de 2,8 cm. Tout ce qui dépasse cette hauteur ne peuvent être imagées avec succès en utilisant le composant X-ray de la XR Lumina. Dans nos mains, ce qui a empêché notre capacité d&#39;étudier des rats dans le poids de 200 à 250 grammes. Bien qu&#39;il soit possible de rats image par cette gamme de poids ou d&#39;autres rongeurs comme les hamsters ou les gerbilles, cela va nécessiter des tests supplémentaires par la PI. 2) l&#39;orientation mixte. Il est essentiel que l&#39;enquêteur attentivement arranger les branches dans une orientation facilement reproductible qui permette de comparaison réussie entre les séances d&#39;imagerie. La normalisation du placement permettra à un membre de l&#39;enquêteur de générer et d&#39;appliquer standardisés ROI qui peuvent être enregistrés et appliqués sur les deux sujets et le temps. Globalement, nous pensons que l&#39;IVIS Lumina XR offre une excellente plate-forme avec laquelle le modèlele développement de la SCI-dépendante l&#39;ostéoporose chez la souris. La possibilité d&#39;étudier la perte osseuse longitudinalement dans la cohorte la même souris va nous permettre de: 1) mieux comprendre la nature temporelle de la perte osseuse et la déminéralisation après un traumatisme médullaire, 2) déterminer si ces changements se stabiliser au cours du temps, 3) d&#39;explorer, avec la disponibilité de deux lignées de souris transgéniques et nulle, la possibilité d&#39;étudier les mécanismes moléculaires sous-tendant ces changements pathologiques de manière réductrice, et 4) très probablement l&#39;avantage le plus important, commencer à tester de nouvelles interventions conçues pour soit empêcher le développement de l&#39;ostéoporose dans les premiers stades de blessure, ou d&#39;inverser ces modifications une fois que l&#39;ostéoporose a déjà développé. Enfin, le XR Lumina, en plus d&#39;offrir un excellent potentiel de l&#39;imagerie à rayons X, peut également être utilisée pour étudier les deux signaux bioluminescents et fluorescents dans les animaux vivants. On pourrait facilement imaginer incorporant les autres modalités offertes au sein de ce système pour regarder une multitude de facteurs qui déterminent la dynamique de l&#39;os de façon mécaniste suivants SCI ou toute autre maladie processus qui aboutit à l&#39;ostéoporose.

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commentaires </th></tr><tr><td> Beuthanasia </td><td> Butler Schein animaux Santé </td><td> 001848 </td><td></td></tr><tr><td> Ketathesia (kétamine Chlorhydrate) </td><td> Butler Schein animaux Santé </td><td> 023061 </td><td></td></tr><tr><td> Xylazine </td><td> Butler Schein animaux Santé </td><td> 037849 </td><td></td></tr><tr><td> Bupivicaïne </td><td> Butler Schein animaux Santé </td><td> 021801 </td><td></td></tr><tr><td> Gelfoam; 7MM </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC0085178 </td><td> Pour promouvoir l&#39;hémostase au cours la chirurgie </td></tr><tr><td> IVIS Lumina XR </td><td> Caliper Life Sciences </td><td> 135400 </td><td></td></tr><tr><td> ZFOV, 2,5 cm de domaine Vue lentilles </td><td> Caliper Life Sciences </td><td> 127285 </td><td> Absolument nécessaire àgénèrent haute grossissement X-ray images de l&#39;os la structure </td></tr><tr><td> QDR os Densitomètre </td><td> Hologic </td><td></td><td> Modèle utilisé n&#39;est plus dans la production </td></tr></tbody></table>

longitudinal evaluation of mouse hind limb bone loss after spinal cord injury using novel, in vivo, methodology

Lésion de la moelle épinière (SCI) est souvent accompagnée de l&#39;ostéoporose dans les régions sublesional du bassin et des extrémités inférieures, conduisant à une fréquence plus élevée de fractures 1. Comme ces fractures se produisent souvent dans des régions qui ont perdu la fonction sensorielle normale, le patient est à un plus grand risque de fracture de pathologies dépendantes, y compris la mort. SCI-dépendante de perte à la fois dans la densité minérale osseuse (DMO, g / cm 2) et le contenu minéral osseux (CMO, g) a été attribuée à la désuétude mécanique 2, 3 neuronale aberrante de signalisation et les changements hormonaux 4. L&#39;utilisation de modèles de rongeurs de la SCI ostéoporose induite peut fournir de précieuses informations concernant les mécanismes qui sous-tendent le développement de l&#39;ostéoporose après la SCI ainsi que d&#39;un environnement de test pour la génération de nouvelles thérapies 5-7 (et révisée en 8). Des modèles murins de la SCI sont d&#39;un grand intérêt car ils permettent une approche réductionniste d&#39;un mécanisme-bal&#39;évaluation sed grâce à l&#39;utilisation des souris nulles et non transgéniques. Bien que ces modèles ont fourni des données importantes, il ya toujours un besoin pour minimalement invasif, des méthodes fiables, reproductibles et quantifiables dans la détermination de l&#39;étendue de la perte osseuse après la SCI, en particulier au cours du temps et au sein de la même cohorte d&#39;animaux de laboratoire, pour améliorer le diagnostic , méthodes de traitement, et / ou la prévention de l&#39;ostéoporose induite par la SCI. Une méthode idéale pour mesurer la densité osseuse chez les rongeurs permettrait d&#39;expositions multiples, séquentiels (le temps) à faible niveau d&#39;irradiation par rayons X. Cette étude décrit l&#39;utilisation d&#39;un nouvel ensemble d&#39;animaux du scanner, le IVIS Lumina XR (étrier Instruments) qui peuvent être utilisés pour fournir de basse énergie (1-3 milligray (mGy)) à haute résolution, à fort grossissement des images radiographiques des os des membres postérieurs de la souris au cours du temps après un traumatisme médullaire. Une perte significative de la densité osseuse a été observée dans les tibias des souris de 10 jours post-rachidien transection comparativement aux indemne, appariés selon l&#39;âge de contrôle (naïfs) souris (13% de diminution, p &lt;0,0005). La perte de densité osseuse dans le fémur distal est également détectable par jour 10 post-SCI, tandis qu&#39;une perte de densité dans la partie proximale du fémur n&#39;était pas détectable jusqu&#39;à 40 jours après la lésion (diminution de 7%, p &lt;0,05). SCI-dépendante la perte de densité du fémur de souris a été confirmé post-mortem par l&#39;utilisation de bi-énergie absorptiométrie à rayons X (DEXA), le «gold standard» actuel pour les mesures de densité osseuse. Nous détecter une perte de 12% de BMC dans les fémurs de souris à 40 jours post-SCI en utilisant les IVIS Lumina XR. Cela se compare favorablement avec une perte indiqué précédemment BMC de 13,5% par Picard et ses collègues qui ont utilisé l&#39;analyse DXA sur la souris fémurs post-mortem 30 jours après la SCI 9. Nos résultats suggèrent que l&#39;IVIS Lumina XR offre une nouvelle méthode pour effectuer high-resolution/high-magnification long terme, les mesures longitudinales de la densité osseuse des membres postérieurs chez la souris après un traumatisme médullaire.

Watch this Scientific Journal Video about Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology at JoVE.com

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Un examen longitudinal de la perte osseuse dans les fémurs et les tibias des souris adultes a été réalisée suite à une blessure de la moelle épinière en utilisant séquentielle faible dose de rayons X scanne. La perte osseuse du tibia a été détecté pendant l&#39;étude, tandis que la perte osseuse dans le fémur n&#39;a pas été détecté jusqu&#39;à 40 jours après la lésion.

Évaluation longitudinale des souris Limb perte osseuse Hind après un traumatisme médullaire utilisant Novel, In vivo Méthodologie

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher ...

longitudinal-evaluation-mouse-hind-limb-bone-loss-after-spinal-cord

Research

JoVE Journal

Medicine

Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

15.0K vues.  University of Texas Health Science Center at Houston. Un examen longitudinal de la perte osseuse dans les fémurs et les tibias des souris adultes a été réalisée suite à une blessure de la moelle épinière en utilisant séquentielle faible dose de rayons X scanne. La perte osseuse du tibia a été détecté pendant l'étude, tandis que la perte osseuse dans le fémur n'a pas été détecté jusqu'à 40 jours après la lésion.

Vidéo: Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Aiguë et chronique Test tactile sensorielle après un traumatisme médullaire chez le rat

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Recherche

Médecine

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Contrôlé blessures de lacération du col chez la souris

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modèle de contusion de graves lésions de la moelle épinière chez les rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

Une nouvelle méthode de stabilisation vertébrale pour Produire contusion Traumatisme médullaire

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Evaluation de l&#39;activation des muscles respiratoires aide respiratoire évaluation du contrôle moteur (MRAC) chez les personnes atteintes de maladies chroniques Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

In vivo Macrophage Imaging Using MR Targeted Contrast Agent for Longitudinal Evaluation of Septic Arthritis

Macrophages are key-cells in the initiation, the development and the regulation of the inflammatory response to bacterial infection. Macrophages are intensively and increasingly recruited in septic joints from the early phases of infection and the infiltration is supposed to regress once efficient removal of the pathogens is obtained. The ability to identify in vivo macrophage activity in an infected joint can therefore provide two main applications: early detection of acute synovitis and monitoring of therapy.
In vivo noninvasive detection of macrophages can be performed with magnetic resonance imaging using iron nanoparticles such as ultrasmall superparamagnetic iron oxide (USPIO). After intravascular or intraarticular administration, USPIO are specifically phagocytized by activated macrophages, and, due to their magnetic properties, induce signal changes in tissues presenting macrophage infiltration. A quantitative evaluation of the infiltrate is feasible, as the area with signal loss (number of dark pixels) observed on gradient echo MR images after particles injection is correlated with the amount of iron within the tissue and therefore reflects the number of USPIO-loaded cells.
We present here a protocol to perform macrophage imaging using USPIO-enhanced MR imaging in an animal model of septic arthritis, allowing an initial and longitudinal in vivo noninvasive evaluation of macrophages infiltration and an assessment of therapy action.

In vivo Macrophage Imaging Using MR Targeted Contrast Agent for Longitudinal Evaluation of Septic Arthritis

We demonstrate how to perform macrophage MR imaging using ultrasmall superparamagnetic contrast agent (USPIO) in septic arthritis, allowing an initial and longitudinal in vivo non-invasive evaluation of macrophages infiltration and an assessment of therapy efficacy.

In vivo des macrophages imagerie utilisant MR ciblée agent de contraste pour l&#39;évaluation longitudinale d&#39;arthrite septique

Macrophages are key-cells in the initiation, the development and the regulation of the inflammatory response to bacterial infection. Macrophages are ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Contrôlée corticale modèle d&#39;impact pour Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un système de radio-télémétrique de surveiller la fonction cardiovasculaire chez le rat avec la moelle épinière Transection et embryonnaires souches neurales greffes cellulaires

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibré Forceps modèle de compression de la moelle épinière des blessures

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Contraste échographie amélioré pour l&#39;évaluation de la moelle épinière flux sanguin dans la partie expérimentale Traumatisme médullaire

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...