The Authors acknowledge the economic support by FAIP (Federazione Associazioni Italiane Paraplegici), &#8220;Neurogel-en-Marche&#8221; Foundation (France), Fondazione &#8220;La Colonna&#8221;.

NOTE: Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité d&#39;examen de l&#39;Université de Milan et ont rencontré les directeurs italiens pour les animaux de laboratoire en conformité avec la directive européenne du Communautés Novembre 1986 (86/609 / CEE). 1. Préparation des cellules destinés à la transplantation REMARQUE: utiliser des cellules souches neurales entre le 5e et le 9e passage en culture de ces expériences; tester les cultures pour la prolifération et la capacité de différenciation avant d&#39;être marqué pour la transplantation. Déterminer le degré de différenciation par immunocytochimie 12. <ol><li> Resuspendre les cellules à une concentration de 1 x 10 6 cellules / 150 ul (1 transplantation x 10 6 cellules par souris). Préparer au moins 1,2 x 10 6 cellules par souris, car un excès de cellules est nécessaire à des fins seringue de chargement. </li><li> Laver les cellules trois fois en utilisant un milieu de cellules souches neurales 13 dans une fiole conique de 10 ml. Dans chaqueétape de lavage, les cellules précipitées par centrifugation (500 g pendant 5 min, RT). </li><li> Compter les cellules avant l&#39;essorage final. </li><li> Centrifuger les cellules (500 g pendant 5 min), puis aspirer le surnageant, en faisant attention de ne pas enlever les cellules, mais ne laissant pas plus de 25 pi de surnageant. </li><li> Préparer une suspension de cellules 2x par addition de 1 ml de diluant C au culot de cellules et remettre en suspension avec pipetage doux. </li><li> Immédiatement avant la coloration, préparer une solution de colorant 2x (4 x 10-6 M) dans le diluant C par addition de 4 ul de la solution de colorant PKH26 d&#39;éthanol à 1 ml de diluant C dans un tube et mélangez bien se disperser. </li><li> Ajoutez rapidement les 1 ml de 2x suspension de cellules à 1 ml de 2x Dye Solution et immédiatement mélanger l&#39;échantillon par pipetage (densité cellulaire finale sera 1,2 x 10 7 cellules / ml et 2 x 10-6 M PKH26). </li><li> Incuber la suspension de cellules / colorant 1-5 min. </li><li> Arrêter la coloration par addition d&#39;un volume égal (2ml) de solution de BSA à 1% dans du HBSS et incuber pendant 1 min. </li><li> Centrifuger les cellules (500 g pendant 10 min) et retirer délicatement le surnageant. </li><li> Resuspendre le culot cellulaire dans 10 ml de HBSS et centrifugation (500 g pendant 5 min). </li><li> Laver le culot de cellules deux fois de plus avec 10 ml de milieu complet pour assurer l&#39;élimination de colorant non fixé. </li><li> Remettre en suspension le culot cellulaire dans 10 ml de milieu complet à l&#39;évaluation de la récupération des cellules, la viabilité des cellules et l&#39;intensité de fluorescence. Si les cellules sont nécessaires pour la transplantation, laver et remettre en suspension dans une solution physiologique stérile à une concentration de 3,3 x 10 5 cellules / 50 ul. </li></ol> 2. Préparation pour l&#39;intervention <ol><li> Équipements de chirurgie nettoyer et stériliser. </li><li> Préparer la zone de la chirurgie en essuyant avec un agent aseptique. Mettre en place le dispositif IH Impactor. </li><li> Préparer le matériel d&#39;anesthésie: le trésor de gaz actif avec VetScav Pesage du filtre de périphérique, flux continu Chambre induction, Gene d&#39;oxygènerateur, faible débit O 2 mètres pour les souris. Nettoyer la chambre d&#39;induction et le masque utilisé pendant la chirurgie. </li><li> Anesthésier animaux avec 2,5% (v / v) l&#39;isoflurane en oxygène (1 L / min), et attendre 5 min après l&#39;induction de l&#39;écoulement de la drogue prenne effet. Vérifiez si les moustaches sont des contractions musculaires ou se il est lent retrait des membres postérieurs en réponse à pincer le coussinet plantaire. Au cours de la chirurgie, de réduire la concentration d&#39;isoflurane à 2,0% (v / v) d&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène (1 litre / min). </li></ol> 3. Préparation de souris pour la chirurgie et la transplantation <ol><li> Gardez le mâle adulte CD1 souris (25-30 g) pendant au moins trois jours avant les expériences dans des conditions standard (22 ± 2 ° C, 65% d&#39;humidité et de lumière artificielle entre 08h00-20h00). NOTE: L&#39;ensemble de la procédure de la préparation chirurgicale pour suture prendra environ 40 minutes. <ol><li> Pour identifier l&#39;animal, marquer la queue au moyen d&#39;eau encre de couleur résistante. </li></ol></li><li> Utilisez un électric tondeuse pour couper les cheveux dorsale de la souris à partir du col, environ au niveau de T2, de la région lombaire. </li><li> Stériliser la zone préparée avec une solution d&#39;iodure et de l&#39;éthanol (70% dans l&#39;eau stérile). </li><li> Traiter l&#39;animal avec un sous cutanée (sc) injection de 200 ul de la gentamycine (1 mg / ml dans une solution saline stérile). </li><li> Appliquer du lubrifiant ophtalmique aux deux yeux d&#39;animaux pour éviter la dessiccation et injecter de la buprénorphine (sous-cutanée, 0,03 mg / kg) pour soulager la douleur. </li></ol> 4. laminectomie <ol><li> Passer la souris sur une plus chaud de glissement pour éviter le problème de l&#39;hypothermie pendant la chirurgie. Placez l&#39;animal avec la dorsale vers le haut. </li><li> Faire une incision verticale avec un scalpel sur la région d&#39;intérêt, à partir de T7 à T12. </li><li> Maintenez la peau et un tampon de graisse superficielle en utilisant une pince standards (généralement situé dans l&#39;espace entre la 5 ème et 6 ème processus dorsales thoraciques). </li><li> Comptez le processus sous le navire comme T6puis passer à T7. </li><li> Placer un peu d&#39;incidence sous la face ventrale de la souris pour augmenter la courbure de la colonne vertébrale. Immobiliser la moelle épinière en le bloquant avec la pince Graefe. </li><li> Couper les muscles paravertébraux bilatéralement à partir de T7 et T10 niveau vertébral en utilisant le scalpel jusqu&#39;à ce que la surface dorsale des contacts de la lamina de pointe de scalpel. </li><li> Utilisez le scalpel pour cocher la jonction de T7 jusqu&#39;à T10. Arrêtez-vous dans l&#39;espace entre T8 et T9 saillies épineuses. Couper les tissus entre T8-T9 et T9-T10 avec les ciseaux micro. <ol><li> Utilisez le Rongeur de retirer le processus de T9. Exposer la jonction par attentivement raclant la couche musculaire avec les ciseaux micro. Continuez jusqu&#39;à ce que l&#39;os est exposé. </li></ol></li><li> Utilisez la pince pour retirer les muscles de la lamina et ouvrir un petit espace entre les vertèbres. Insérez délicatement les ciseaux micro sous l&#39;os, couper la lame sur les deux côtés et enlever cette partie avec une pince. </li><li> Retirez la lame avec le forceps pour exposer le cordon. Veillez à ne pas laisser des fragments d&#39;os gratuits ou déchiquetés derrière; retirez-les avec le Rongeur. </li><li> Utilisez les petites pinces d&#39;extrémité pour retirer le périoste ainsi que les fragments d&#39;os ou des muscles qui peuvent être près de l&#39;incision. </li><li> Retirer la moitié supérieure du processus de dorsale T9 et procéder au protocole de l&#39;appareil IH Impactor. </li></ol> 5. Protocole de périphériques IH Impactor (contusion) <ol><li> Placer la souris dans le milieu de la plate-forme de stabilisation de l&#39;appareil impacteur IH. </li><li> Bloquer l&#39;animal avec les deux dents des pinces liées à la plate-forme de stabilisation par deux bras de positionnement commun (bras gauche de la vertèbre thoracique, le bras droit pour vertèbre cervicale). </li><li> Utilisez le bras rostrale à saisir le bord latéral du corps vertébral rostrale (T8). </li><li> Manipuler le bras caudale de la même manière à saisir le corps vertébral de T10. </li><li> Placez la plate-forme de stabilisation dans l&#39;appareil et réduire la pointe (diamètre 0,75mm) aussi près que possible le câble sans le toucher. </li><li> Soulevez la pointe trois tours complets avant de lancer l&#39;impact. </li><li> Effectuer la contusion avec l&#39;impacteur réglé pour fournir une force de 60 à 100 mm Kdyn / sec. </li></ol> 6. Les sutures et les soins post- <ol><li> Suturer l&#39;incision avec un fil de suture absorbable 4/0. Couvrir la moelle épinière exposée à l&#39;endroit de la lame enlevée; suturer le tissu aux extrémités de la coupe au moyen d&#39;une petite aiguille. Mettre les deux points ci-dessus et immédiatement sous le site de l&#39;exposition de la moelle épinière. </li><li> Fermez la peau à l&#39;aide de deux ou trois clips Reflex sans pincement au large des muscles sous-jacents. </li><li> Hydrater le post-opératoire de la souris avec 2 ml de solution saline injection sous-cutanée dans le bas du dos. </li><li> Placez la souris dans une cage retour préchauffé pour éviter l&#39;hypothermie pendant la reprise chirurgicale. La place des cages sur des coussins chauffants. </li><li> Surveiller les souris au cours de la post-traumatique de la phase aiguë en cochant lataille de la vessie, le fil de suture et le poids de l&#39;animal deux fois par jour. Pressez délicatement la vessie (deux fois par jour pendant 7 jours) pour éviter les infections (l&#39;urine pourrait être nuageux, sanglante ou contenant des précipités) de l&#39;appareil urinaire. </li><li> Traiter les souris une fois par jour avec une injection de solution saline (2 ml pendant deux jours d&#39;injection sc post-chirurgie) et antibiotique (gentamicine 0,2 ml; injection sc) pendant cinq jours après la lésion. </li><li> Traiter les souris pour l&#39;analgésie post-opératoire avec la buprénorphine (0,1 mg / kg; deux fois par jour) pendant 3 jours après la lésion. </li></ol> 7. veine caudale injection de cellules REMARQUE: Dans l&#39;étape suivante de la procédure de l&#39;injection des cellules dans la veine caudale est démontrée. Les cellules peuvent également être administrés avec une greffe intraspinale en utilisant un cadre stéréotaxique 15 à 16, ou dans la cisterna magna 17. Il est important de noter que d&#39;autres types de cellules ont pu être transplantées avec ce procédé, telles que les cellules stromales mésenchymales(par exemple, des cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse, des cellules souches d&#39;origine adipeuse, des cellules de liquide amniotique). En outre, d&#39;autres options de traitement telles que les nanoparticules peuvent être injectés dans la veine caudale après la blessure de la moelle épinière. <ol><li> Utilisez 70% d&#39;éthanol et PBS pour nettoyer l&#39;aiguille avant utilisation. Manipulez l&#39;aiguille et la seringue uniquement avec des gants stériles. </li><li> Resuspendre les cellules dans le tube et la charge 75 pi de cellules de test dans une seringue 0,3 ml (29 aiguille G et 0,33 cc seringue). </li><li> Assurez-vous qu&#39;aucun des bulles sont présentes au sein de la suspension cellulaire. Conserver la seringue en position horizontale pour éviter la sédimentation des cellules. </li><li> Placez la souris sous la lampe chauffante pour dilater les veines de la queue. </li><li> Prenez la souris et tirez-le doucement dans le dispositif de retenue de la souris pour visualiser la veine de la queue latérale par une ligne bleue étroite. </li><li> Nettoyez la queue avec un tampon imbibé d&#39;alcool. Une fois la veine est visualisée, saisir la veine de la queue entre le majeur et le pouce de la main gauche. </li><li> Apportez de l&#39;aiguille à la surface à un angle de 15 ° de l&#39;horizon et se assurer que le biseau est écoulé. </li><li> Injecter 50 ul de cellules à un débit de 0,33 pl / s. Après l&#39;injection, retarder le retrait de l&#39;aiguille de 10 sec. Rétracter l&#39;aiguille lentement et prêter attention à la possible efflux de suspension cellulaire. </li><li> Nettoyez la seringue comme dans l&#39;étape 7.1 entre les charges. </li></ol> 8. tests comportementaux et Hind Limb Fonction <ol><li> Placez la souris dans le champ ouvert. </li><li> Évaluer la fonction locomotrice et la récupération de membre postérieur après une contusion à l&#39;essai en plein champ selon l&#39;échelle de la souris Basso (BMS) 18. NOTE: La fonction neurologique doit être évaluée périodiquement, à partir de 3 jours après la blessure pour 4 semaines 18. </li></ol> 9. Perfusion <ol><li> A la fin de la période expérimentale, anesthésier les animaux par une injection intraperitoneale de pentobarbital sodique (65 mg / kg). Utilisez pincées d&#39;orteil à évaluate niveau de l&#39;anesthésie et de procéder seulement après la souris ne répond pas aux stimuli nocifs. </li><li> Retenir l&#39;animal dans une position couchée sur un plan chirurgical. </li><li> Couper à travers le tégument et la paroi abdominale juste en dessous de la cage thoracique. On sépare la membrane du foie. </li><li> Utilisez les ciseaux pour couper la membrane pour exposer la cavité pleurale. </li><li> Couper les côtés de la cage thoracique jusqu&#39;à ce que les clavicules. </li><li> Utilisez les pinces hémostatiques pour serrer le cartilage xiphoïde et placez la pince hémostatique sur la tête. </li><li> Maintenez le tiers inférieur du cœur sur un plan transversal avec la pince. Insérez l&#39;aiguille dans le ventricule gauche. </li><li> Utilisez une pince hémostatique pour serrer le cœur. Cela garantit l&#39;aiguille et empêche les fuites. </li><li> Utilisez les ciseaux pour couper l&#39;oreillette droite. </li><li> Laisser le PBS à pompe (18 ml / min) par l&#39;animal. Maintenir cette pression pendant toute la période de perfusion de tampon (3-4 min, ce qui correspond à environ 70 ml de PBS). Continuez jusqu&#39;à ce que le cœur est propre.</li><li> Mettre le robinet d&#39;arrêt pour permettre le fixateur (paraformaldehyde à 4% dans l&#39;eau distillée, 4% PFA) à travers la pompe. Laisser le PFA 4% à pomper par l&#39;animal pendant environ 8-10 min (300 ml). Augmenter progressivement la pression pour atteindre un maximum de 30 ml / min. Un foie durci est la meilleure indication d&#39;une perfusion de succès. </li></ol> 10. Collecte et traitement des tissus, l&#39;histologie et Iimmunohistochemistry <ol><li> Disséquer la moelle épinière de T5 à L1. Puis post-fixer le tissu dans 6 ml dans 4% PFA (O / N à 4 ° C). </li><li> Mettre le même tissu dans une solution à 30% de saccharose pendant 72 heures à 4 ° C afin de le protéger et cryo pour empêcher la formation de cristaux pendant la congélation. </li><li> QUICK FREEZE le cordon avec de la glace sèche et le stocker à -80 ° C. </li><li> L&#39;article au moyen d&#39;un cryostat à une épaisseur de 15 um et collecter les sections sur des lames de verre et continuer à immunocytochimie. </li><li> Rincer sections avec 200 pi de PBS pour chaque slide (3 fois, 5 minutes à chaque fois, RT). </li><li> Perméabiliser chaque lame avec 200 ul de 10% de NGS et 0,2% de Triton X-100 dans du PBS pendant 1 heure à température ambiante. </li><li> Rincer sections avec 200 pi de PBS pour chaque lame (3 fois, 5 minutes à chaque fois, RT). </li><li> Bloquer les sites non spécifiques avec 200 ul de solution de blocage de coulisseau (5%; NGS 0,1% de Triton X-100 dans du PBS) pendant 30 min (RT). </li><li> Incuber chaque lame avec 200 ul d&#39;anticorps primaires O / N à 4 ° C (anticorps diluer dans 5% de NGS; 0,1% de Triton X-100 dans du PBS). </li><li> Laver les sections avec 200 pi de PBS pour chaque coulisseau (3 fois, 5 minutes à chaque fois; RT). </li><li> Incuber avec des anticorps secondaires appropriés pendant 2 heures à température ambiante. </li><li> Laver les sections avec 200 pi de PBS pour chaque coulisseau (3 fois, 5 minutes à chaque fois; RT). </li><li> noyaux de tache avec 200 ul de 4 &#39;, 6-diamidin-2-phenilindole (DAPI) (1 ug / ml de concentration finale, 10 minutes à température ambiante). </li><li> Monter en utilisant le réactif FluorSave et analyser par microscopie confocale. NOTE: Dansdéterminations de contrôle, des anticorps primaires doivent être supprimées et remplacées avec des concentrations équivalentes de IgG non liée de la même sous-classe. Protein deux anticorps primaire associée aux microtubules a été utilisé. </li></ol>

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Les auteurs déclarent aucun intérêt financier concurrence.

Dans cet article, nous avons décrit une méthode pour obtenir un modèle reproductible de blessures de la moelle épinière en utilisant un impacteur Horizon Infini à une force de 70 Kdyne (sévère). En utilisant une force plus importante paradigme (80 Kdyne), nous pouvons causer une blessure plus grave que, malheureusement, est associée à une mortalité des souris élevées. Afin d&#39;éviter ce problème, nous choisissons généralement un paradigme de force modérée (70 Kdyne) qui est associée à une lésion ...

Une blessure de la moelle épinière (SCI) est la blessure la plus courante causée par un traumatisme à haute énergie comme les véhicules automobiles accidents, les chutes, les sports et la violence 1. En graves SCI, la force des blessures détruit ou endommage les tissus nerveux, causant une perte soudaine de la fonction neurologique. Traumatique SCI se produit fréquemment chez les jeunes adultes entre 10 et 40 ans. Il affecte grandement état ​​mental et physique du patient et provoque un énorme impact économique pour la société 2. L&#39;approche de traitement à la phase aiguë est souvent limitée à une forte dose de corticostéroïdes, la stabilisation et la décompression chirurgicale pour atténuer éventuellement d&#39;autres dommages 3-4, mais les rôles de ces méthodes sur la récupération locomotrice après SCI sont encore controversée. En plus de la perte de tissu aigu, la lésion traumatique et l&#39;activation des mécanismes secondaires causes de la dégénérescence et de la mort démyélinisation de plusieurs types de cellules 6.5. Le degré de récupération de la fonction peut dedix être corrélée à la mesure de la substance blanche ménagé au site de la lésion 7. Les modèles animaux de SCI peuvent être utilisés à la fois pour étudier les réponses biologiques des tissus à des blessures et de tester des thérapies potentielles. En outre, un modèle animal utile d&#39;une pathologie humaine a non seulement de reproduire certains aspects de cette condition, mais aussi doit offrir des avantages plus de l&#39;observation clinique directe et expérience. Les modèles les plus largement utilisés de blessures de la moelle épinière impliquent une contusion ou une compression des blessures livré à la moelle épinière exposé chirurgicalement 8. Le développement d&#39;une blessure contusion poids baisse contrôlée représente un jalon important dans l&#39;histoire de la recherche SCI. Le centre de recherche sur la moelle épinière Ohio State University a poursuivi le défi technologique d&#39;un dispositif qui peut être utilisé pour induire une compression particulière de la moelle épinière avec des paramètres d&#39;impact contrôlées par un ordinateur neuf. Cela a été initialement conçu pour une utilisation wie rats; plus tard, il a été modifié pour se appliquer à 10 souris. Les avantages de ce type d&#39;approche sont que les biomécanique de blessures peuvent être étudiés plus en profondeur et les paramètres de blessures peuvent être définis d&#39;une manière plus complète afin d&#39;obtenir un modèle expérimental reproductible, permettant ainsi une évaluation plus précise des effets de traitements testés sur le processus de récupération fonctionnelle. De nombreuses études ont évalué les effets de la transplantation d&#39;une variété de cellules souches dans des modèles 11 SCI. Nous avons récemment isolé adultes de neurones cellules souches de la zone sous-ventriculaire (SVZ) plusieurs heures après la mort du donneur de la souris 12-13. Cette procédure prévoit une population de cellules souches neurales, appelé après mortem précurseurs neuraux (PM-PNJ), qui semblent être avantageux dans une approche de la médecine régénérative pour guérir SCI. Dans cet article nous allons le démontrer: i) le protocole de marquage des cellules avec le traceur PKH26 vitale, ii) l&#39;Surgical procédure à effectuer sur lésions médullaires traumatiques, et iii) la voie intraveineuse (iv) l&#39;administration de cellules marquées. En outre, dans ce travail, nous démontrons que les cellules transplantées migrent vers les sites de lésion de la moelle épinière et se différencient principalement en protéines associée aux microtubules (MAP) 2 cellules positives. De plus, la différenciation se accompagne de la promotion d&#39;une récupération stable de la fonction des membres postérieurs.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="743">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:115px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:223px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">PKH26GL-1KT&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">091M0973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;">Infinite horizon (IH) Impactor device&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Precision Systems and Instrumentation, LLC</td>
			<td style="width:119px;">Model 0400 Serial 0171</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Gentamycin 10mg/ml</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECM0011B</td>
			<td>1mg/ml in sterile saline solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Isoflurane-Vet 250ml</td>
			<td style="width:115px;">Merial</td>
			<td style="width:119px;">B142J12A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Blefarolin POM OFT 10g</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Slide Warmer</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">HB101-sm-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Scalpel, size 10</td>
			<td style="width:115px;">Lance Paragon</td>
			<td style="width:119px;">26920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Small Graefe Forceps</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">11023-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Rongeur</td>
			<td style="width:115px;">Medicon Instruments</td>
			<td style="width:119px;">07 60 07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Micro scissors</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">15000-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Absorbable sutures (4/0)</td>
			<td style="width:115px;">Safil Quick</td>
			<td style="width:119px;">C0046203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Hemostat</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">13014-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Reflex 7 wound clip applicator</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">7mm Reflex wound clips</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12032-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">NGS</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td>ECS0200D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Triton X 100</td>
			<td style="width:115px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:119px;">1086431000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Anti Microtubule Assocoated Protein&#160; (MAP) 2</td>
			<td style="width:115px;">Millipore</td>
			<td style="width:119px;">AB5622</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alexa Fluor 488</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A11008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FluorSave Reagent&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Calbiochem</td>
			<td style="width:119px;">345789</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Neural stem cells medium</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>DMEM-F12 medium (Euroclone) containing 2 mm l-glutamine (Euroclone), 0.6% glucose (Sigma-Aldrich), 9.6 gm/ml putrescine (Sigma-Aldrich), 6.3 ng/ml progesterone (Sigma-Aldrich), 5.2 ng/ml sodium selenite (Sigma-Aldrich), 0.025 mg/ml insulin (Sigma-Aldrich), 0.1 mg/ml transferrin (Sigma-Aldrich), and 2 &#956;g/ml heparin (sodium salt, grade II; Sigma-Aldrich), bFGF (human recombinant, 10 ng/mL; Life Technologies) and EGF (human recombinant, 20 ng/mL; Life Technologies)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">DMEM-F12</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ASM5002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">l-glutamine</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECB3000D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">glucose</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">G8270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">putrescine</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P5780-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">progesterone</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P6149-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Sodium-selenite</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">S9133-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">transferrin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">T 5391</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Insulin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">I1882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Heparin sodium-salt</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">H0200000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">bFGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG0024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">h-EGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG6045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Syringe 0.33cc 29G</td>
			<td style="width:115px;">Terumo</td>
			<td style="width:119px;">MYJECTOR&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">buprenorphine</td>
			<td style="width:115px;">Schering Plough SpA</td>
			<td style="width:119px;">TEMGESIC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">eye gel</td>
			<td style="width:115px;">Bausch &#38; Lomb</td>
			<td style="width:119px;">LIPOSIC</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural stem cell transplantation in experimental contusive model of spinal cord injury

Lésion de la moelle épinière est un état clinique dévastateur, caractérisé par un complexe de dysfonctionnements neurologiques. Les modèles animaux de lésions de la moelle épinière peuvent être utilisés à la fois pour enquêter sur les réponses biologiques à des blessures et de tester des thérapies potentielles. Contusion ou compression délivrée blessure à la moelle épinière exposée chirurgicalement sont les modèles les plus répandus de la pathologie. Dans ce rapport, la contusion expérimentale est effectuée en utilisant l&#39;horizon infini (IH) dispositif de Impactor, qui permet la création d&#39;un modèle animal de lésion reproductible par la définition des paramètres de blessures spécifiques. la transplantation de cellules souches est généralement considérée comme une stratégie potentiellement utile pour guérir cette maladie débilitante. De nombreuses études ont évalué les effets de la transplantation de diverses cellules souches. Ici, nous démontrons une méthode adaptée pour les blessures de la moelle épinière suivie par injection dans la veine de la queue de cellules dans des souris CD1. En bref, nous fournissons les procédures pour: i) le marquage cellulaire wie un traceur vitale, ii) soins pré-opératoires de souris, iii) l&#39;exécution d&#39;une blessure de la moelle épinière contondante, et iv) l&#39;administration intraveineuse de post mortem précurseurs neuraux. Ce modèle de contusion peut être utilisé pour évaluer l&#39;efficacité et l&#39;innocuité de la transplantation de cellules souches dans une approche de la médecine régénératrice.

Le nombre total de cellules transplantées est 1 x 10 6 cellules et a été divisé en trois injections consécutives dans la veine de la queue. Nous avons administré 3,3 x 10 5 cellules dans 50 ul de solution tampon de phosphate (PBS). La première injection a été réalisée dans les 30 minutes après la blessure, la deuxième 6 heures plus tard et les dernières 18 heures après la lésion. Le choix d&#39;un délai de 18 h après l&#39;administration de SCI PM-NPC a été déterminée par la p...

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Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Lésion de la moelle épinière est une condition traumatique qui entraîne une morbidité grave et une mortalité élevée. Dans ce travail, nous décrivons en détail un modèle de contusion de blessure de la moelle épinière chez la souris suivie d&#39;une transplantation de cellules souches neurales.

Neural Transplantation de cellules souches dans la partie expérimentale Modèle contusion de la moelle épinière des blessures

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

12.8K vues.  University of Milan.  Lésion de la moelle épinière est une condition traumatique qui entraîne une morbidité grave et une mortalité élevée. Dans ce travail, nous décrivons en détail un modèle de contusion de blessure de la moelle épinière chez la souris suivie d'une transplantation de cellules souches neurales. 

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Intraspinal Cell Transplantation for Targeting Cervical Ventral Horn in Amyotrophic Lateral Sclerosis and Traumatic Spinal Cord Injury

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) cases 1 and is the ultimate cause of death in patients with the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS) 2.
ALS is a devastating neurological disorder that is characterized by relatively rapid degeneration of upper and lower motor neurons. Patients ultimately succumb to the disease on average 2-5 years following diagnosis because of respiratory paralysis due to loss of phrenic motor neuron innnervation of the diaphragm 3. The vast majority of cases are sporadic, while 10% are of the familial form. Approximately twenty percent of familial cases are linked to various point mutations in the Cu/Zn superoxide dismutase 1 (SOD1) gene on chromosome 21 4. Transgenic mice 4,5 and rats 6 carrying mutant human SOD1 genes (G93A, G37R, G86R, G85R) have been generated, and, despite the existence of other animal models of motor neuron loss, are currently the most highly used models of the disease.
Spinal cord injury (SCI) is a heterogeneous set of conditions resulting from physical trauma to the spinal cord, with functional outcome varying according to the type, location and severity of the injury 7. Nevertheless, approximately half of human SCI cases affect cervical regions, resulting in debilitating respiratory dysfunction due to phrenic motor neuron loss and injury to descending bulbospinal respiratory axons 1. A number of animal models of SCI have been developed, with the most commonly used and clinically-relevant being the contusion 8.
Transplantation of various classes of neural precursor cells (NPCs) is a promising therapeutic strategy for treatment of traumatic CNS injuries and neurodegeneration, including ALS and SCI, because of the ability to replace lost or dysfunctional CNS cell types, provide neuroprotection, and deliver gene factors of interest 9.
Animal models of both ALS and SCI can model many clinically-relevant aspects of these diseases, including phrenic motor neuron loss and consequent respiratory compromise 10,11. In order to evaluate the efficacy of NPC-based strategies on respiratory function in these animal models of ALS and SCI, cellular interventions must be specifically directed to regions containing therapeutically relevant targets such as phrenic motor neurons. We provide a detailed protocol for multi-segmental, intraspinal transplantation of NPCs into the cervical spinal cord ventral gray matter of neurodegenerative models such as SOD1G93A mice and rats, as well as spinal cord injured rats and mice 11.

Neural precursor transplantation is a promising strategy for protecting and/or replacing lost/dysfunctional cervical phrenic motor neurons in spinal cord injury (SCI) and the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS). We provide a protocol for cell delivery to cervical spinal cord ventral horn in rodent models of ALS and SCI.

Cell Transplantation intraspinale pour le ciblage du col corne ventrale de la sclérose latérale amyotrophique et les lésions de la moelle épinière

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) ...

Recherche

Médecine

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Aiguë et chronique Test tactile sensorielle après un traumatisme médullaire chez le rat

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modèle de contusion unilatérale des blessures moelle épinière cervicale aide de l&#39;impacteur Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and finding new sources for implantable cells are the focus of recent research4,5. Investigating the effectiveness of cell therapies is not an easy task and new tools are needed to investigate the mechanisms involved in the treatment process6. We designed an experimental protocol of ischemia/reperfusion in order to allow the observation of cellular connections and even subcellular mechanisms during ischemia/reperfusion injury and after stem cell transplantation and to evaluate the efficacy of cell therapy. H9c2 cardiomyoblast cells were placed onto cell culture plates7,8. Ischemia was simulated with 150 minutes in a glucose free medium with oxygen level below 0.5%. Then, normal media and oxygen levels were reintroduced to simulate reperfusion. After oxygen glucose deprivation, the damaged cells were treated with transplantation of labeled human bone marrow derived mesenchymal stem cells by adding them to the culture. Mesenchymal stem cells are preferred in clinical trials because they are easily accessible with minimal invasive surgery, easily expandable and autologous. After 24 hours of co-cultivation, cells were stained with calcein and ethidium-homodimer to differentiate between live and dead cells. This setup allowed us to investigate the intercellular connections using confocal fluorescent microscopy and to quantify the survival rate of postischemic cells by flow cytometry. Confocal microscopy showed the interactions of the two cell populations such as cell fusion and formation of intercellular nanotubes. Flow cytometry analysis revealed 3 clusters of damaged cells which can be plotted on a graph and analyzed statistically. These populations can be investigated separately and conclusions can be drawn on these data on the effectiveness of the simulated therapeutical approach.

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

We demonstrate how to set up an in vitro ischemia/reperfusion model and how to evaluate the effect of stem cell therapy on postischemic cardiac cells.

Transplantation de cellules souches dans un In vitro Simulation d&#39;ischémie / reperfusion modèle

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modèle de contusion de graves lésions de la moelle épinière chez les rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

Une nouvelle méthode de stabilisation vertébrale pour Produire contusion Traumatisme médullaire

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Contrôlée corticale modèle d&#39;impact pour Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un système de radio-télémétrique de surveiller la fonction cardiovasculaire chez le rat avec la moelle épinière Transection et embryonnaires souches neurales greffes cellulaires

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Synergetic Use of Neural Precursor Cells and Self-assembling Peptides in Experimental Cervical Spinal Cord Injury

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. Clinically, more than 50% of SCI affect the cervical spine1. As a consequence of the primary injury, a cascade of secondary mechanisms including inflammation, apoptosis, and demyelination occur finally leading to tissue scarring and development of intramedullary cavities2,3. Both represent physical and chemical barriers to cell transplantation, integration, and regeneration. Therefore, shaping the inhibitory environment and bridging cavities to create a supportive milieu for cell transplantation and regeneration is a promising therapeutic target4. Here, a contusion/compression model of cervical SCI using an aneurysm clip is described. This model is more clinically relevant than other experimental models, since complete transection or ruptures of the cord are rare. Also in comparison to the weight drop model, which in particular damage the dorsum columns, circumferential compression of the spinal cord appears advantageous. Clip closing force and duration can be adjusted to achieve different injury severity. A ring spring facilitates precise calibration and constancy of clip force. Under physiological conditions, synthetic self-assembling peptides (SAP) self-assemble into nanofibers and thus, are appealing for application in SCI5. They can be injected directly into the lesion minimizing damage to the cord. SAPs are biocompatible structures erecting scaffolds to bridge intramedullary cavities and thus, equip the damaged cord for regenerative treatments. K2(QL)6K2 (QL6) is a novel SAP introduced by Dong et al.6 In comparison to other peptides, QL6 self-assembles into &#946;-sheets at neutral pH6.14 days after SCI, after the acute stage, SAPs are injected into the center of the lesion and neural precursor cells (NPC) are injected into adjacent dorsal columns. In order to support cell survival, transplantation is combined with continuous subdural administration of growth factors by osmotic micro pumps for 7 days.

Treating cervical spinal cord injury with both self-assembling peptides (SAP) and neural precursor cells (NPC), together with growth factors, is a promising approach to promote regeneration and recovery. A contusion/compression aneurysm clip rat model of cervical SCI and combined treatment involving SAP injection and NPC transplantation is established.

Utilisation synergique des cellules neurales précurseurs et peptides d&#39;auto-assemblage dans la partie expérimentale moelle épinière cervicale blessures

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibré Forceps modèle de compression de la moelle épinière des blessures

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...