Ce travail a été appuyé par le CRSNG et l&#39;AHFMR. Les auteurs remercient Mariam Alaverdashvili et Amanda Mauthe-Kaddoura pour les commentaires sur le manuscrit et Hiroe Yamazaki de l&#39;aide sur la préparation chirurgie.

1. Préparation Chirurgie <ol><li> Anesthésier le rat avec le type et la dose d&#39;anesthésiques. Ici, nous utilisons l&#39;uréthane (1,5 g / kg, Sigma-Aldrich, St Louis, MO) - préparé comme solution à 20% en diluant 20 g d&#39;uréthane dans 100 ml de tampon phosphate salin (PBS) à savoir les animaux recevront 7,5 ml / kg par voie intrapéritonéale solution d&#39;uréthane (IP). En raison de sa courbe dose-réponse, la dose totale d&#39;uréthane est divisé en quatre applications, chacune séparée par environ 30 minutes. Avant les deux premières demandes d&#39;uréthane, un animal est anesthésié avec l&#39;isoflurane administré à une concentration de 3-4% (oxygène à 2 litres par minute) et maintenu à 2% (oxygène jusqu&#39;à 2 litres par minute) pour empêcher un animal de stressée par injection. Pendant la chirurgie, une administration supplémentaire de isofluorane (concentration de 2% pendant 2 minutes) peuvent être utilisés si nécessaire. </li><li> Rasez les poils le long du site d&#39;incision (face dorsale de la tête) afin de s&#39;assurer quela fourrure ne sera pas contaminer la plaie et qu&#39;une superficie suffisante peut être désinfectée à travers le site de l&#39;incision. </li><li> Préparer site chirurgical antiseptique à l&#39;aide d&#39;iode organique ou du savon de chlorhexidine et antiseptiques (éthanol). </li><li> Préparer les sondes de silicium (Technologies NeuroNexus, Ann Arbor, MI). Les sondes peuvent être désinfectés à l&#39;aide d&#39;éthanol à 70%, suivi par un rinçage à l&#39;eau distillée. Si nécessaire, les sondes peuvent être peintes avec un marqueur fluorescent préparé antiseptique (teinture par exemple moi, Invitrogen Co.), au plus tard, révèlent la position de la sonde dans l&#39;analyse histologique. Pour ce faire nous utilisons un petit pinceau et très douce et délicatement toucher l&#39;arrière de la sonde de silicium avec le colorant. Cette procédure devrait toujours être faite sur un microscope pour s&#39;assurer que la sonde n&#39;est pas d&#39;être endommagé ou plié. Toujours vérifier pour s&#39;assurer que le colorant n&#39;est pas bloquant l&#39;un des canaux. Tout colorant résiduel laissé sur la sonde peut être enlevée plus tard avec de l&#39;alcool, suivi d&#39;un rinçage avec de l&#39;eau. </li><li> Silicon Electrodees de soins: en raison de leur petite taille, les sondes de silicium sont délicats et extrêmement sensibles à la rupture, même lorsque vous l&#39;utilisez avec un soin considérable. Ainsi, nous recommandons de surveiller les dangers potentiels, à tout moment, tels que: (i) Gardez les sondes dans une boîte appropriée désignée, (ii) Empêcher s&#39;écraser ou de laisser tomber les sondes lors de leur manipulation, (iii) S&#39;assurer que les manipulateurs stéréotaxique sont bien fixés pour prévenir tout accident, (iv) Lors de l&#39;enregistrement, les tissus environnants et / ou de sang peut se rattacher à des sondes. Par conséquent, il est important d&#39;être aussi prudent lorsque vous retirez les sondes après l&#39;enregistrement. Utiliser un flux constant de solution de PBS ou de solution saline est fortement recommandé, (v) Il faut toujours nettoyer les sondes après l&#39;enregistrement. Pour nettoyer les sondes, il est fortement recommandé de les submerger dans un détergent liquide enzymatique (Boston, Bausch &amp; Lomb) pendant quelques minutes. Toujours rincer les sondes avec de l&#39;eau distillée et les retourner à leur boîte dédiée. Dans notre expérience, des soins adéquats des sondes de silicium assureenregistrements de bonne qualité depuis plus de 10 expériences. Si un canal »devient bruyant&quot; lors de l&#39;utilisation, il devrait être exclu des analyses ultérieures. Nous avons constaté que la diaphonie entre canaux est minime; donc un canal bruyant a généralement très peu d&#39;effet sur un signal dans les autres canaux. </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Appliquer une pommade sur les yeux surface de l&#39;œil avant toute manipulation chirurgicale. </li><li> Administrer dexaméthasone 5 mg / ml par voie sous cutanée pour réduire l&#39;inflammation cérébrale. </li><li> Fixer l&#39;animal dans toute la chirurgie cadre stéréotaxique. </li><li> Administrer chlorhydrate de lidocaïne 2% avec épinéphrine (2-4 mg / kg dilué à une solution à 0,5%) sous-cutanée à l&#39;endroit de l&#39;incision, avant l&#39;incision est faite pour réduire le risque potentiel de l&#39;hémorragie de la plaie et pour l&#39;anesthésie locale. </li><li> Faire une incision de 2 cm grâce à la ligne médiane du cuir chevelu et de déplacer la peau en dehors pour exposer la surface du crâne. </li><li> Effacer le cuir chevelu dorsale du fascia par dissection et le contrôlel&#39;hémorragie en microcautery ou en utilisant de la cire d&#39;os. </li><li> Faites deux trous de forage à attacher de petites vis dans l&#39;os occipital du crâne pour les animaux et la terre de référence. La vis de référence doit être en contact avec mère. Afin de réduire le bruit électrique pendant les enregistrements, il est recommandé de garder les vis humide en tout temps. Pour ce faire, une petite barrière qui entoure la vis en acrylique peuvent être construits ou les vis peuvent être couverts avec de l&#39;agar. </li><li> Faire une craniotomie 1-2 mm de diamètre dans les coordonnées correspondant à la zone corticale et / ou sous-corticales (s) d&#39;intérêt 5. Utiliser l&#39;air comprimé pour enlever la poussière d&#39;os au besoin pendant une craniotomie (trou de forage). Empêcher le crâne échauffement du forage en appliquant des gouttes de PBS. Faire une craniotomie secondes si nécessaire pour insérer la deuxième sonde. Dans cette vidéo, nous vous présentons un enregistrement à partir de deux aires corticales simultanément, donc deux craniotomies sont faites. </li><li> Construire une petite barrière de résine acrylique (par exemple: Lang dentaireFabrication, Co., Inc, Wheeting, IL) qui entoure les deux craniotomies afin de garder PBS sur le dessus de dure-mère exposée, l&#39;empêchant de se dessécher. Appliquer PBS constante pendant toute l&#39;expérience. </li><li> Ouvrez la dure-mère des deux craniotomies. Deux aiguilles (30 ½ gauge) plié sur la pointe (formant un crochet), peuvent être utilisés pour cette manipulation. </li><li> Fixez le connecteur de la sonde de silicium pour l&#39;manipulatiors stéréotaxique. Les connecteurs sont attachés à un poteau afin d&#39;avoir les jarrets des sondes parfaitement parallèle au manipulateur stéréotaxique. Ceci est crucial pour maintenir les enregistrements stable et éviter d&#39;endommager la sonde. </li><li> Connectez-vis de référence à la broche de silicium sonde de référence. Pour réduire le bruit électrique de la vis de terre doivent être connectés à: i) la terre de la prise de sonde; ii) la masse du châssis de l&#39;appareil d&#39;enregistrement, et iii) le cadre stéréotaxique. </li><li> Placez l&#39;extrémité des sondes de silicium juste en contact avec la pie-mère. </li><li> Introduire lentement èmesondes de silicium électronique et s&#39;assurer que les tiges des sondes de silicium (fig. 1 et 2) peuvent être insérés dans le cerveau sans résistance ou de flexion. </li><li> Abaisser avec précaution les sondes jusqu&#39;à atteindre la zone d&#39;enregistrement désiré. Si nécessaire, ajouter quelques gouttes de PBS sur le haut de craniotomies pour éviter le dessèchement des tissus. </li><li> Parce anesthésie à l&#39;uréthane ne doit être utilisé pour des procédures terminales, l&#39;animal est euthanasié par une injection IP d&#39;au moins 200mg/kg de pentobarbital de sodium dilué à une concentration qui ne dépasse pas 60 mg / ml. Elle est suivie par la décapitation de l&#39;animal. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs: Enregistrements représentant des potentiels de champ local et des activités de dopage sont illustrés dans la Figure 3A. Après avoir effectué le tri pointe (pointes discrimination provenant de différents neurones; fig 3B, C, 6, 7, 8) de silicium enregistrements de sonde offrent la possibilité d&#39;étudier l&#39;activité de la population neuronaux impliqués dans, hd&#39;autres ong, les processus suivants: la mémoire et la prise de décision 9, plasticité 10, relance de codage 11, 12 et l&#39;activité spontanée des effets de divers médicaments 13. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig1.jpg" /> Figure 1. A. Exemple d&#39;une sonde de silicium avec une tige unique est superposé à un montage de neurones reconstruits (courtoisie de S. Sakata 14). B. Exemple d&#39;une sonde avec une configuration tétrode à chacun des huit pattes. C. Schéma d&#39;un le crâne de rat. Les cases vertes représentent l&#39;étendue de la craniotomie sur le cortex somatosensoriel droit et gauche. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig2.jpg" /> Figure 2. Exemple d&#39;expérience avec des sondes de silicium insérés dans le cortex préfrontal et l&#39;hippocampe. Les gouttes de PBS couvrir la craniotomie pour protéger les personnes exposées brain de sécher. Deux vis situées sur le cervelet sera relié à la terre et de référence, respectivement. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig3.jpg" /> Figure 3. A. Image montre 500ms d&#39;un enregistrement électrophysiologiques représentative du potentiel de champ local (LFP) d&#39;une tétrode (note: tension négative est tracée sur l&#39;axe des ordonnées). Insérer montre - une forme d&#39;onde d&#39;un pic B. vues en deux dimensions des grappes unité dans l&#39;espace caractéristique de 1 tétrode.. Chaque cluster représente les pointes d&#39;une seule unité (neurone). C. Moyenne des formes d&#39;onde pic d&#39;unités représentatives (code couleur) à chacun des quatre sites d&#39;enregistrement d&#39;une tétrode unique. D. Waveform énergie (liée à l&#39;amplitude) des pointes enregistrées au cours du temps . Notez les valeurs de l&#39;énergie relativement constante pour chaque unité, ce qui indique un enregistrement stable sur la durée de la période affichée.

<ol>
	<li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li><li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces:+new+horizons+and+clinical+opportunities.">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. 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Neurophysiol. 92, 600-608 (2004).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain: in stereotaxic coordinates. , (1998).</li><li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+methods+for+spike+sorting:+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials.">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9, R53-R78 (1998).</li><li>Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements.">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li><li>Luczak, A., Narayanan, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+representation--analyzing+single-unit+activity+in+extracellularly+recorded+neuronal+data+without+spike+sorting.">Spectral representation--analyzing single-unit activity in extracellularly recorded neuronal data without spike sorting.</a> J. Neurosci. Methods. 144, 53-61 (2005).</li><li>Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internally+generated+cell+assembly+sequences+in+the+rat+hippocampus.">Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus.</a> Science. 321, 1322-1327 (2008).</li><li>Fujisawa, S., Amarasingham, A., Harrison, M. T., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavior-dependent+short-term+assembly+dynamics+in+the+medial+prefrontal+cortex.">Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex.</a> Nat Neurosci. 11, 823-833 (2008).</li><li>Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+do+neurons+work+together?+Lessons+from+auditory+cortex.">How do neurons work together? Lessons from auditory cortex.</a> Hear. Res. 271, 37-53 (2011).</li><li>Luczak, A., Bartho, P., Marguet, S. L., Buzsaki, G., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+structure+of+neocortical+spontaneous+activity+in+vivo.">Sequential structure of neocortical spontaneous activity in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 347-352 (2007).</li><li>Robbe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cannabinoids+reveal+importance+of+spike+timing+coordination+in+hippocampal+function.">Cannabinoids reveal importance of spike timing coordination in hippocampal function.</a> Nat. Neurosci. 9, 1526-1533 (2006).</li><li>Sakata, S., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laminar+structure+of+spontaneous+and+sensory-evoked+population+activity+in+auditory+cortex.">Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex.</a> Neuron. 64, 404-418 (2009).</li></ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Ce document montre comment utiliser les réseaux d&#39;électrodes de silicium pour enregistrer à partir grande population de neurones (&gt; 100) dans de multiples aires corticales simultanément. Afin de réussir dans la chirurgie et l&#39;enregistrement, les questions suivantes devraient être envisagées: <ol><li> Introduction de la sonde à un endroit désiré: Lors de l&#39;insertion des sondes dans le tissu cérébral, il est possible de causer des dommages considérables. Cela peut entraîner une mauvaise qualité d&#39;unités enregistrées. Pour éviter ce problème, nous recommandons ce qui suit: (i) Introduire les sondes à un angle de certaine (recommandé d&#39;utiliser un angle de 10 degrés). En faisant cela, les dommages dendritiques des neurones enregistrés peuvent être réduites, (ii) Après les sondes sont insérées dans le tissu cérébral, ils sont d&#39;abord abaissé à un rythme plus rapide (environ 50 à 100 microns par 10-30 sec) jusqu&#39;à ce qu&#39;ils obtiennent proche de la zone souhaitée de l&#39;enregistrement. Lorsque les sondes sont environ 200 microns de la zone cible, la position est ajustée plus lentement (environron 10 microns tous les 2 ou 3 minutes). </li><li> La stabilisation des enregistrements: Lorsque les sondes sont dans la zone désignée et de l&#39;activité considérable est détectée (pointes distinctif dans la majorité des canaux), il est recommandé d&#39;attendre environ 30 minutes avant de commencer un enregistrement. Cela permettra aux tissus cérébraux pour stabiliser mécaniquement après l&#39;insertion de sondes et d&#39;assurer un enregistrement plus stable. </li><li> Pulsations du cerveau: Occasionnellement, il est possible de voir la pulsation du cerveau qui peut réduire considérablement la qualité d&#39;un enregistrement. Une petite craniotomie (juste assez d&#39;espace pour répondre de la sonde) peut réduire la pulsation du cerveau dans une zone d&#39;enregistrement. Si nécessaire, la grande citerne peut être perforé. Ceci réduit la pression du fluide cérébro-spinal et diminue les gonflements et la pulsation. </li><li> Silicon sonde de configuration: sondes silicium peut avoir une variété de formes et de configurations de sites d&#39;enregistrement. Par exemple, elles peuvent varier dans le nombre de tiges, la longueur et l&#39;épaisseur des pattes, et dansl&#39;agencement des sites d&#39;enregistrement (par exemple tétrode vs configuration linéaire, voir: www.neuronexustech.com). Le choix de la sonde utilisée avec une configuration spécifique dépend de la question scientifique devant être répondu. Par exemple, si l&#39;objectif est d&#39;enregistrer des populations de neurones dans des endroits multiples en une seule couche spécifique (tel que présenté dans ces enregistrements), le meilleur choix est d&#39;utiliser une sonde avec huit pattes et une configuration tétrode. Cela permet des enregistrements de plusieurs unités uniques à chaque tétrode et d&#39;échantillonnage de huit emplacements dans un laps de 1.4mm. Dans un autre exemple, si quelqu&#39;un souhaite étudier propagations d&#39;activité à travers les couches corticales, le meilleur choix serait d&#39;utiliser une sonde avec une tige avec des sites d&#39;enregistrement régulièrement réparties le long de cette tige qui permet d&#39;enregistrer en plusieurs couches corticales simultanément 14. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Société </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> Uréthane </td><td> Sigma-Aldrich </td><td></td></tr><tr><td> Tampon phosphate salin (PBS) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> L&#39;isoflurane </td><td> Benson </td><td> 02241315 </td></tr><tr><td> Sondes en silicone </td><td> Technologies NeuroNexus </td><td> Un X 4 2 - Têt - 5mm - 150 - 200 à 312 </td></tr><tr><td> Dye I (DIIC 18 (3)) </td><td> Invitrogen Co. </td><td> 617830 </td></tr><tr><td> La dexaméthasone 5 </td><td> Vetoquinol </td><td> 0A0640B </td></tr><tr><td> Pommade oculaire </td><td> Vetoquinol </td><td> 005165414 </td></tr><tr><td> Chlorhydrate de lidocaïne 2% avec épinéphrine </td><td> Bimeda-MTC </td><td> 00141984 </td></tr><tr><td> Cadre stéréotaxique </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1430-B </td></tr><tr><td> Manipulateur de l&#39;électrode et le support </td><td> KOPF Instruments </td><td> 960 </td></tr><tr><td> Oreille de rat-barres </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1955 </td></tr><tr><td> Adaptateur Rat </td><td> KOPF Instruments </td><td> 920 </td></tr><tr><td> Anesthésie masque </td><td> KOPF Instruments </td><td> 906 </td></tr><tr><td> Scalpel </td><td> Instruments chirurgicaux Roboz </td><td> RS-9843 </td></tr><tr><td> Les lames de bistouri </td><td> Parangon </td><td> 0086 </td></tr><tr><td> Micro Ciseaux de dissection </td><td> Instruments chirurgicaux Roboz </td><td> RS-5910 </td></tr><tr><td> Vis </td><td> Pasteners Gould Limited </td><td> 14084701 </td></tr><tr><td> Pince hémostatique </td><td> RobInstruments chirurgicaux oz </td><td> RS-7130 RS-7211 </td></tr><tr><td> 30 ½ aiguilles de calibre </td><td> Becton-Dickinson </td><td> 305115 </td></tr><tr><td> Micromoteur de contrôle </td><td> Foredom </td><td> HP4-917 </td></tr><tr><td> Pince à dissection </td><td> Instruments chirurgicaux Roboz </td><td> RS-5237 </td></tr><tr><td> La cire d&#39;os </td><td> Lukens </td><td> M263500 </td></tr><tr><td> Bouteille d&#39;air comprimé </td><td> Falcon Safety Products, Inc </td><td> 50-10521C </td></tr><tr><td> Nettoyant enzymatique </td><td> Boston, Bausch &amp; Lomb </td><td> BAUSCH497628 </td></tr><tr><td> L&#39;eau distillée </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dentaire poudre acrylique </td><td> Lang dentaire </td><td> 1220 </td></tr><tr><td> Dentaire liquide acrylique </td><td> Lang dentaire </td><td> 1404 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Numérique Lynx SX Système </td><td> Neuralynx Inc </td><td> 4SX-Z400 </td></tr><tr><td> Cheeta Softwere </td><td> Neuralynx Inc </td><td></td></tr><tr><td> Câbles Alligator </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat

À grande échelle à partir des enregistrements électrophysiologiques ensembles neuronaux offrent l&#39;occasion d&#39;étudier comment le cerveau orchestre de la grande variété des comportements de l&#39;activité de dopage de ses neurones. Une des méthodes les plus efficaces pour surveiller l&#39;activité de dopage à partir d&#39;un grand nombre de neurones dans plusieurs circuits neuronaux locaux est à la fois en utilisant des tableaux électrode de silicium 1-3. Les potentiels d&#39;action de produire de grandes variations de tension transmembranaire dans le voisinage de corps cellulaires. Ces signaux de sortie peut être mesurée en plaçant un conducteur à proximité d&#39;un neurone. Si il ya beaucoup d&#39;actifs (fortification) neurones dans le voisinage de la pointe, l&#39;électrode de signal combiné dossiers de chacun d&#39;eux, où la contribution d&#39;un seul neurone est pondéré par sa &quot;distance électrique&quot;. Sondes de silicium sont électrodes d&#39;enregistrement idéal pour surveiller les neurones multiples en raison d&#39;un grand nombre de sites d&#39;enregistrement (64) et un petit volume. Furthermore, plusieurs sites peuvent être organisées sur une distance de quelques millimètres, permettant ainsi l&#39;enregistrement simultané de l&#39;activité neuronale dans les différentes couches corticales ou plusieurs colonnes corticales (fig. 1). Surtout, la distribution géométrique précise des sites d&#39;enregistrement permet également pour la détermination de la relation spatiale des 4 isolés neurones individuels. Ici, nous décrivons une affection aiguë, à grande échelle d&#39;enregistrement des neurones du cortex gauche et à droite forelimb somatosensoriel simultanément dans un rat anesthésié avec des sondes de silicium (Fig. 2).

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Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Enregistrements extracellulaires de l&#39;activité neuronale en utilisant des sondes de silicium chez le rat anesthésié seront décrites. Cette technique permet d&#39;obtenir des informations à travers de multiples zones du cerveau de plus de 100 neurones simultanément. Il fournit des informations avec une résolution cellule unique sur la dynamique des ensembles neuronaux dans de multiples circuits locaux.

Enregistrement à grande échelle ensembles neuronaux avec des sondes en silicone chez le rat anesthésié

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

24.8K vues.  University of Lethbridge. Enregistrements extracellulaires de l'activité neuronale en utilisant des sondes de silicium chez le rat anesthésié seront décrites. Cette technique permet d'obtenir des informations à travers de multiples zones du cerveau de plus de 100 neurones simultanément. Il fournit des informations avec une résolution cellule unique sur la dynamique des ensembles neuronaux dans de multiples circuits locaux.

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Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

À grande échelle d&#39;enregistrement des neurones par des sondes de silicium mobiles à se comporter Rongeurs

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Recherche

Neurosciences

A Fully Automated and Highly Versatile System for Testing Multi-cognitive Functions and Recording Neuronal Activities in Rodents

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be investigated in a single task sequence. The unique feature of this system is a custom-made, acoustically transparent chamber that eliminates many of the issues associated with auditory cue control in most commercially available chambers. The ease with which operant devices can be added or replaced makes this system quite versatile, allowing for the implementation of a variety of auditory, visual, and olfactory behavioral tasks. Automation of the system allows fine temporal (10 ms) control and precise time-stamping of each event in a predesigned behavioral sequence. When combined with a multi-channel electrophysiology recording system, multiple cognitive brain functions, such as motivation, attention, decision-making, patience, and rewards, can be examined sequentially or independently.

In this report, we present a fully automated and highly versatile system capable of simultaneously testing multi-cognitive behaviors and recording neuronal activities for rodents.

Un système entièrement automatisé et hautement polyvalent pour Test Multi-Fonctions cognitives et l&#39;enregistrement des activités neuronales chez les rongeurs

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Rapide Micro-iontophorèse de glutamate et le GABA: un outil utile d&#39;étudier l&#39;intégration synaptique

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracellulaires enregistrement de l&#39;activité neuronale Combiné avec Microiontophoretic Application des substances neuroactifs chez la souris Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Enregistrement simultané de Électrorétinographie et potentiels évoqués visuels chez des rats anesthésiés

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced electrodes for large-scale electrophysiological recording of neuronal activity, but the procedures for their chronic implantation are still underdeveloped. The activity of hippocampal place cells is known to correlate with an animal&#39;s position in the environment, but the underlying mechanisms are still unclear. To investigate place cells, here we describe a set of techniques which range from the fabrication of devices for chronic silicon probe implants to the monitoring of place field activity in a cue-enriched treadmill apparatus. A micro-drive and a hat are built by fitting and fastening together 3D-printed plastic parts. A silicon probe is mounted on the micro-drive, cleaned, and coated with dye. A first surgery is performed to fix the hat on the skull of a mouse. Small landmarks are fabricated and attached to the belt of a treadmill. The mouse is trained to run head-fixed on the treadmill. A second surgery is performed to implant the silicon probe in the hippocampus, following which broadband electrophysiological signals are recorded. Finally, the silicon probe is recovered and cleaned for reuse. The analysis of place cell activity in the treadmill reveals a diversity of place field mechanisms, outlining the benefit of the approach.

We describe the diverse steps to implant chronic silicon probes and to record place cells in mice that are running head-fixed on a cue-enriched treadmill apparatus.

Implantation des sondes de silicium chronique et enregistrement des cellules hippocampiques Place dans un appareil de tapis roulant enrichi

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

La Stimulation électrique chronique transcrânienne et Intracortical enregistrement chez le rat

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Construction d’un Hyperdrive tétrode multi amélioré pour un enregistrement neuronaux à grande échelle en comportement des Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.

Imagerie tridimensionnelle à grande échelle de l’organisation cellulaire dans le néocortex de souris

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

Système hybride de micropropulsion avec sonde opto-Silicon récupérable et tetrode pour l'enregistrement à haute densité de dual-Site dans les souris en mouvement libre

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...