Ce travail a été financé par le National Institutes of Health (NIH) K12 pour physiques et Ergothérapeutes-complets des possibilités de formation de recherche en réadaptation (K12 HD055931), la Fondation pour la thérapie physique et de la Pittsburgh Claude D. Pepper Older indépendance Américains Centre (P30 AG024827 ).

1. Préparation des électrodes <ul><li> Coupez un 1 cm x 1 cm de section du circuit vecteur. </li><li> Stabiliser 2 broches WIREWRAP l&#39;aide d&#39;un étau, avec des épingles espacées d&#39;environ 3,5 mm d&#39;intervalle. Les extrémités bifurquées des broches doivent être vers le haut. </li><li> Pliez connexion enroulée broches à un angle de 90 °, environ à mi-chemin le long de leur longueur, en utilisant une pince à bec effilé. </li><li> Exposer les fils de cuivre de connecteurs, d&#39;environ 7 cm de connexion de plomb, en dépouillant l&#39;isolant des fils. </li><li> Brasure un des fils de cuivre à l&#39;extrémité bifurquée d&#39;une des repères WIREWRAP. Répétez l&#39;étape de soudage pour la broche WIREWRAP autre. </li><li> Tirez un tube rétractable à connexion soudée entre les fils de cuivre et épingles d&#39;or, afin d&#39;isoler et de stabiliser. Chauffer le tube à l&#39;aide de la pointe à souder. </li><li> Insérez les conseils dessoudé des broches dans les ouvertures WIREWRAP adjacentes de la carte de circuit imprimé carte de test. </li><li> Faire en sorte que les repères de connexion enroulée sont parallèles les uns aux autres et rick travers la carte de test tels que les conseils sont situés à la même distance lorsqu&#39;il est placé à travers le conseil d&#39;administration. </li><li> Intégrer extrémités soudées des broches en époxy clair. Laisser sécher la colle pendant environ 10 minutes, ou jusqu&#39;à ce que complètement sec. </li><li> Répéter l&#39;application de résine époxy jusqu&#39;à ce que les repères et dans le circuit vecteur sont entièrement noyés dans afin de fournir l&#39;intégrité structurale et la décharge de traction pour les câbles. </li><li> Poncer l&#39;époxy en utilisant un fichier de métal pour exposer les extrémités des repères d&#39;or. </li><li> Utiliser un multimètre pour s&#39;assurer que les deux fils ne sont pas court-circuit électrique et que les fils de plomb ont une bonne continuité </li><li> Fixez l&#39;électrode conduit de l&#39;appareil au connecteur NMES fil femelle 2 voies (cordon de raccordement Pomona). </li></ul> 2. Préparation des animaux <ul><li> Les animaux sont anesthésiés par inhalation à l&#39;aide isofluorane 2% (Abbott Laboratories, North Chicago, IL) dans 100% d&#39;O 2 du gaz. L&#39;animal doit rester anesthésié tout au long til NMES session. </li><li> Avant de commencer le protocole NMES effectuer une pincement de l&#39;orteil afin de s&#39;assurer que l&#39;animal est entièrement anesthésié. </li><li> Animaux doivent être inspectés régulièrement pour la réponse à la stimulation en vue d&#39;assurer le niveau d&#39;anesthésie est suffisante. L&#39;anesthésie doit être ajustée au besoin. Mouvement autre que celui de la jambe stimulée, des changements de profondeur respiratoire, et la couleur de tous les muqueuses doit être évaluée régulièrement pour surveiller la profondeur de l&#39;anesthésie. </li><li> Placez l&#39;animal en décubitus latéral. </li><li> Appliquer du lubrifiant ophtalmique pour les yeux afin d&#39;éviter le séchage de cornée au cours de la procédure. </li><li> Rasez la zone des membres postérieurs à traiter, et essuyez avec de l&#39;alcool. </li><li> Essuyez l&#39;électrode avec l&#39;eau de Javel à 3%, puis rincer avec de l&#39;eau. </li><li> Appliquer une couche de gel conducteur sur le site où l&#39;électrode sera appliquée. Réappliquer au besoin pendant le protocole ESNM pour assurer un écoulement de courant entre l&#39;électrode et la peau. </li><li> Une chaleur lampe ocouverture r l&#39;eau circulant doit être utilisé pour maintenir un taux normal varie de corps de base. </li><li> Remarque: Toutes les procédures ont été examinées et approuvées par le soin des animaux Université de Pittsburgh et institutionnel Comité utilisation et réalisée par PHS assuré et AAALAC Int. programme accrédité et installations. </li></ul> 3. Stimulation <ul><li> Le placement des électrodes: <ul><li> Pour la stimulation des muscles des compartiments antérieurs, y compris le muscle tibial antérieur et le muscle long extenseur des orteils, placez l&#39;électrode de surface directement au-dessus profonde de l&#39;animal nerf fibulaire, qui est une branche distale hors du nerf fibulaire commun, et il est situé juste en avant du l&#39; tête du péroné. </li><li> Pour la stimulation des muscles compartiment antérieur, le placement de l&#39;électrode est confirmée lorsque la stimulation provoque dorsiflexion de la cheville complète et une extension complète des chiffres. D&#39;autre part, la dorsiflexion, en l&#39;absence de chiffres du poste suggère que seul le jambier anterieure du muscle est stimulé. Une telle réponse ciblée contractile peut être souhaitable, en fonction de conception de l&#39;étude. </li><li> La contraction musculaire est divisé en 2 phases de stimulation: une zone de libre mouvement, la phase concentrique, qui survient pendant la période initiale ~ 0,5 secondes. Au cours de cette première phase, la patte se déplace d&#39;une position de repos à la flexion dorsale maximale et chiffres du poste. La deuxième phase de stimulation est une contraction isométrique soutenue à la fin de gamme dorsiflexion et l&#39;extension chiffres. </li></ul></li><li> Les paramètres de stimulation: <ul><li> Ce modèle utilise la NMES 300 PV Empi appareil d&#39;électrothérapie multifonction, qui fournit 2 canaux de NMES conventionnels (voir le tableau). Pour les fins de ce modèle, seulement 1 canal est utilisé. </li><li> Paramètres de forme d&#39;onde utilisés comprennent symétrique, une durée d&#39;impulsion de 150 ms et une fréquence de 50Hz. Le temps de stimulation est réglé à 5 secondes, avec une hausse de 0,5 seconde rampe et une rampe de 0,5 secondes vers le bas. Cela permettra au muscle de façon plus graduelle acclicompagnon à la stimulation. Dans le protocole actuel, hors du temps entre les contractions a été fixé à 10 secondes, mais cela peut être ajustée en fonction de l&#39;effet désiré. Diminution hors temps se traduira par une initiation plus rapide de la fatigue musculaire. Ces paramètres de stimulation ont été basés sur des protocoles cliniques visant à améliorer la force musculaire en utilisant la stimulation électrique neuromusculaire, sans induire d&#39;importants dommages du muscle squelettique 1, 15, 16. </li><li> Souris remplir deux séries de 10 contractions, avec 5 minutes de repos entre les séries. </li><li> Pour les animaux adultes, l&#39;intensité est généralement initiée NMES à 9 mA. D&#39;après notre expérience, cela est approximatif à l&#39;intensité maximale de départ qui n&#39;induit pas une anomalie de la démarche et immédiatement perceptible après la stimulation. Pour les sessions ultérieures NMES, l&#39;intensité est augmentée de 1 mA à chaque fois que les animaux sont capables de compléter 20 dorsiflexions à part entière. </li></ul></li><li> Après l&#39;achèvement de la stimulation et le protocole recotrès de l&#39;anesthésie, les animaux en général preuve d&#39;une démarche normale et de la posture. Gait doit rester intact pendant toute la durée du programme NMES. </li></ul> 4. Les résultats représentatifs Le protocole NMES décrit dans cet article a été mis en œuvre dans plusieurs souches de souris, y compris: de type sauvage (B6/10), B6.SCID et mdx / souris SCID. Les résultats représentatifs de NMES effectuées pendant 4 semaines (20 séances) en 3-5 mois mdx / SCID sont présentés. Les animaux ont été euthanasiés sans cruauté par dislocation cervicale sous anesthésie. Le muscle tibial antérieur a été récolté et immédiatement congelés dans de 2-méthyl-butane pré-refroidi dans l&#39;azote liquide, et conservés à -80 ° C. Serial sections (10 um) ont été obtenus et monté sur des lames. Les analyses statistiques ont été réalisées en utilisant des logiciels statistiques (SPSS, v19.0 logiciel). Tout d&#39;abord, le test de Levene a été utilisé pour déterminer s&#39;il ya wal&#39;égalité des variances s. Échantillons indépendants t-test a ensuite été réalisée pour étudier les différences entre NMES et les groupes témoins. Hématoxyline et l&#39;éosine (H &amp; E) des taches ont été effectuées pour vérifier si le protocole NMES causerait un dommage a augmenté dans le muscle dystrophique. Une section a été sélectionné, et les images ont été obtenues à l&#39;aide d&#39;un microscope optique (Nikon Eclipse E800; Nikon, Japon). Le nombre total de fibres et le nombre de fibres à noyaux central ont été comptées manuellement à l&#39;aide de la National Institutes of Health (NIH) - a développé un logiciel d&#39;analyse d&#39;image, Image J. Il y avait pas d&#39;augmentation significative de l&#39;indice de régénération (nombre de fibres central nucléées / nombre total de fibres) dans les animaux soumis à NMES, par rapport aux témoins (p = 0,802; Figure 1). Ceci suggère que l&#39;application de la NMES n&#39;augmente pas la cascade la dégénérescence-régénération observée chez les animaux dystrophiques, et est donc peu probableà induire une lésion musculaire. La coloration par immunofluorescence pour CD31 a été réalisée pour étudier l&#39;effet du protocole de 4 semaines sur la vascularisation du muscle NMES. En bref, les sections musculaires ont été fixés dans du formol 4% et bloqué au moyen de 5% de sérum de cheval (HS). Les articles ont été incubées avec un rat anti-souris anticorps primaire (1:300 dilution dans 5% HS) et traitée avec une chèvre anti-rat d&#39;anticorps 555-secondaire marqué (1:300 dilution dans 5% HS). Afin de quantifier le nombre total de cellules positives CD31, une section a été choisi, et photographié en utilisant la microscopie fluorescente (Nikon Eclipse E800, le Japon). Le nombre total des capillaires a été comptées manuellement à l&#39;aide du Nord Eclipse Software (Empix Imaging Inc). Il y avait une augmentation significative du nombre de cellules positives CD31 chez les animaux soumis à NMES par rapport aux témoins (p &lt;0,01; figure 2), ce qui indique que le protocole NMES comme décrit favorise l&#39;angiogenèse muscle squelettique. <strong&gt; Dans les essais in situ contractile: Quatre semaines après la fin d&#39;un protocole NMES, les tests de contraction des muscles compartiment antérieur a été effectuée en utilisant un appareil de tests in situ (Modèle 809B, Aurora Scientific Inc, Canada), stimulateur (modèle 701C, Aurora Scientific Inc , Canada), et capteur de force (Aurora Scientific Inc, Canada). En bref, le nerf sciatique poplité externe des animaux anesthésiés a été isolé par une petite incision latérale du genou. Les souris ont été ensuite placé en décubitus dorsal sur une plate-forme et le pied mis à l&#39;essai a été placé sur la platine. Le membre postérieur utilisé pour le test a été stabilisée avec un ruban de toile sur le genou et le pied. Les muscles ont été stimulés à l&#39;aide d&#39;un crochet électrodes insérées sous la peau. Muscle tétanique contraction a été testé à une fréquence de 150Hz pour 350ms afin de déterminer si le protocole de 4 semaines NMES induirait des améliorations dans la force musculaire. Les résultats ont été normalisé à la masse musculaire humide. Il y avait une augmentation d&#39;environ 30% dans le tetancontraction ic des animaux soumis à NMES, par rapport aux témoins (p = 0,005) (figure 3), ce qui suggère le protocole décrit améliore la force musculaire squelettique mdx / SCID animaux. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig1.jpg" /> . Figure 1 coloration hématoxyline éosine et le muscle squelettique des dystrophique (MDX) / des souris immunodéficientes (4-5 mois) (grossissement 10x): A) les contrôles non traités, B) après 4 semaines de NMES. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig2.jpg" /> Figure 2. CD31 immunofluorescence (rouge), en tant que marqueur de la vascularisation du muscle squelettique, dans le muscle squelettique des dystrophique (MDX) / des souris immunodéficientes (4-5 mois) (grossissement de 20x) A) les contrôles non traités, B) après 4 semaines de NMES. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig3.jpg" /> Figure 3. Essais contractiledes muscles compartiment antérieur en matière de contrôle et les animaux traités avec NMES pour 4 semaines. mNm = milli Newton-mètres. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3914/3914fig3large.jpg">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> .

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Nous n&#39;avons rien à communiquer.

Ces résultats suggèrent que notre modèle murin de NMES développé favorise l&#39;angiogenèse muscle squelettique (figure 2) et le renforcement (Figure 3), mais n&#39;induit pas d&#39;altération du muscle squelettique (Figure 1). Il convient de noter que les paramètres de stimulation décrites ici ont été conçus pour induire une surcharge musculaire aux muscles compartiment antérieur. Tout comme c&#39;est le cas pour les scénarios cliniques, le placement des électrodes peut être ajustée pour stimuler d&#39;autres groupes musculaires, bien que la réponse musculaire à NMES peut être différent, en fonction de la composition type de fibre. NMES durée, le nombre total de séances de traitement, et le nombre total de répétitions peut être modifié en fonction des études de design. Comme avec n&#39;importe quel protocole, cette méthode a des limites qui doivent être notés. Dans la présente étude, la stimulation a été réalisée sur le nerf fibulaire profond. Cependant, dans la clinique, la stimulation is généralement administré à l&#39;unité moteur. Dans le modèle animal, la stimulation du nerf, il faudrait une intensité plus faible afin d&#39;obtenir la contraction musculaire complète. Une autre limitation du modèle tel que présenté, c&#39;est que nous sommes incapables d&#39;obtenir le niveau de confort des informations concernant lors de l&#39;application de la NMES, étant donné que les animaux sont anesthésiés. Par conséquent, la tolérance des intensités comparables dans une population clinique est difficile à évaluer. Cependant, nos résultats suggèrent histologiques notre modèle NMES, tel que décrit, ne pas provoquer de blessures musculaires. Le développement de modèles animaux qui miment les modalités couramment mises en œuvre dans la clinique nous fournir des outils de laboratoire utiles qui permettent à une meilleure compréhension des réponses cellulaires et moléculaires à des interventions thérapeutiques. En outre, ces modèles sont utiles pour effectuer des études précliniques à la fois d&#39;affiner les protocoles de réhabilitation existants et de développer de nouvelles indications.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> Vecteur messages wrapping avec borne à souder bifurquée </td><td> Newark </td><td> T68 </td></tr><tr><td> Vecteur de circuit </td><td> Newark </td><td> 3662-2 </td></tr><tr><td> Cordon de raccordement Pomona </td><td> Newark </td><td> P-36-0 </td></tr><tr><td> 5 époxy minute </td><td> VO Baker Co. </td><td> 4001 </td></tr><tr><td> Gel Spectra électrode 360 </td><td> Milliken médicale </td><td> MR41217 </td></tr><tr><td> Portable dispositif de stimulation neuromusculaire </td><td> EMPI </td><td> 300PV </td></tr></tbody></table>

a murine model of muscle training by neuromuscular electrical stimulation

La stimulation électrique neuromusculaire (NMES) est une modalité clinique commun qui est largement utilisé pour restaurer 1, 2 ou maintenir améliorer la capacité fonctionnelle du muscle 3-5. Stimulation de surface transcutanée du muscle squelettique comprend une circulation de courant entre une cathode et une anode, en induisant ainsi l&#39;excitation de l&#39;unité motrice et les fibres musculaires entourant. NMES est une modalité intéressante pour évaluer les réponses adaptatives des muscles squelettiques, pour plusieurs raisons. Premièrement, elle fournit un modèle reproductible expérimentale dans laquelle des adaptations physiologiques, tels que hypertrophie myofibrille et 6 de renforcement musculaire, l&#39;angiogenèse 7-9, la sécrétion du facteur de croissance 9-11, et l&#39;activation des cellules musculaires précurseurs 12 sont bien documentés. Ces réactions physiologiques peuvent être soigneusement titré en utilisant différents paramètres de stimulation (pour une revue Cochrane, voir 13). En outre, NMES recruesunités motrices non sélectivement, et d&#39;une manière fixe dans l&#39;espace et dans le temps synchrone 14, offrant l&#39;avantage d&#39;exercer un effet de traitement sur ​​tous les fibres, indépendamment du type de fibres. Bien qu&#39;il existe des contre-indications spécifiées à NMES dans les populations cliniques, y compris les troubles veineux périphériques ou maligne, par exemple, NMES est sûr et faisable, même pour ceux qui sont malades et / ou grabataires et pour les populations dans lesquelles l&#39;exercice rigoureux peuvent être difficiles. Ici, nous démontrons le protocole d&#39;adaptation électrodes disponibles dans le commerce et l&#39;exécution d&#39;un protocole NMES utilisant un modèle murin. Ce modèle animal a l&#39;avantage d&#39;utiliser un dispositif disponible en clinique et en fournissant une rétroaction instantanée sur le positionnement de l&#39;électrode de susciter l&#39;effet désiré musculaire contractile. Aux fins de ce manuscrit, nous allons décrire le protocole de stimulation musculaire des muscles compartiment antérieur d&#39;un membre postérieur de la souris.

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A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

Un modèle murin de la stimulation électrique neuromusculaire (NMES), une modalité sûre et peu coûteuse clinique, aux muscles compartiment antérieur est décrit. Ce modèle a l&#39;avantage de la modification d&#39;un dispositif de facilement disponibles clinique dans le but de provoquer des contractions musculaires ciblées et spécifiques chez la souris.

Un modèle murin de la formation du muscle par stimulation neuromusculaire électrique

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional ...

a-murine-model-muscle-training-neuromuscular-electrical

Research

JoVE Journal

Medicine

20.8K vues.  University of Pittsburgh. Un modèle murin de la stimulation électrique neuromusculaire (NMES), une modalité sûre et peu coûteuse clinique, aux muscles compartiment antérieur est décrit. Ce modèle a l'avantage de la modification d'un dispositif de facilement disponibles clinique dans le but de provoquer des contractions musculaires ciblées et spécifiques chez la souris.

Vidéo: A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

Programmé stimulation électrique chez la souris

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

Recherche

Médecine

Utilizing Transcranial Magnetic Stimulation to Study the Human Neuromuscular System

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade. While the use of TMS has expanded to the study of many systems and processes during this time, the original application and perhaps one of the most common uses of TMS involves studying the physiology, plasticity and function of the human neuromuscular system. Single pulse TMS applied to the motor cortex excites pyramidal neurons transsynaptically 2 (Figure 1) and results in a measurable electromyographic response that can be used to study and evaluate the integrity and excitability of the corticospinal tract in humans 3. Additionally, recent advances in magnetic stimulation now allows for partitioning of cortical versus spinal excitability 4,5. For example, paired-pulse TMS can be used to assess intracortical facilitatory and inhibitory properties by combining a conditioning stimulus and a test stimulus at different interstimulus intervals 3,4,6-8. In this video article we will demonstrate the methodological and technical aspects of these techniques. Specifically, we will demonstrate single-pulse and paired-pulse TMS techniques as applied to the flexor carpi radialis (FCR) muscle as well as the erector spinae (ES) musculature. Our laboratory studies the FCR muscle as it is of interest to our research on the effects of wrist-hand cast immobilization on reduced muscle performance6,9, and we study the ES muscles due to these muscles clinical relevance as it relates to low back pain8. With this stated, we should note that TMS has been used to study many muscles of the hand, arm and legs, and should iterate that our demonstrations in the FCR and ES muscle groups are only selected examples of TMS being used to study the human neuromuscular system.

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive tool to gain insight on the physiology and function of the human nervous system. Here, we present our TMS techniques to study cortical excitability of the upper limb and lumbar musculature.

Utilisant la stimulation magnétique transcrânienne à l&#39;étude du système neuromusculaire de l&#39;homme

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade.  While ...

Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim) for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. It has been extensively used in various clinical settings. Based upon recent discoveries related to the systemic effects of voluntary breathing and intrinsic physiological interactions among systems during voluntary breathing, a new EStim protocol, Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim), has been developed to augment the effects of electrical stimulation. In BreEStim, a single-pulse electrical stimulus is triggered and delivered to the target area when the airflow rate of an isolated voluntary inspiration reaches the threshold. BreEStim integrates intrinsic physiological interactions that are activated during voluntary breathing and has demonstrated excellent clinical efficacy. Two representative applications of BreEStim are reported with detailed protocols: management of post-stroke finger flexor spasticity and neuropathic pain in spinal cord injury.

Breathing-controlled Electrical Stimulation BreEStim for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

The purpose is to present a new method, breathing-control electrical stimulation (BreEStim) for management of neuropathic pain and spasticity.

La respiration contrôlée stimulation électrique (BreEStim) pour la gestion de la douleur neuropathique et la spasticité

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. ...

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Modèle murin de la cicatrisation

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

Un modèle murin d&#39;hémorragie sous-arachnoïdienne

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Reproductible paraplégie par l&#39;aorte thoracique occlusion dans un modèle murin de la moelle épinière ischémie-reperfusion

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

Évaluation de ventriculaire droite Structure et fonction dans le modèle de souris de l&#39;artère pulmonaire constriction par échocardiographie transthoracique

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As such, primary or &#39;neuronal-like&#39; cell culture systems are commonly utilized. While&#160;these systems are relatively easy to work with, and are useful model systems in which various functional outcomes (such as cell death) can be readily quantified, the examined outcomes and pathways in cultured immature neurons (such as excitotoxicity-mediated cell death pathways) are not necessarily the same as those observed in mature brain, or in intact tissue. Therefore, there is the need to develop models in which cellular mechanisms in mature neural tissue can be examined. We have developed an in vitro technique that can be used to investigate a variety of molecular pathways in intact nervous tissue. The technique described herein utilizes rat cortical tissue, but this technique can be adapted to use tissue from a variety of species (such as mouse, rabbit, guinea pig, and chicken) or brain regions (for example, hippocampus, striatum, etc.). Additionally, a variety of stimulations/treatments can be used (for example, excitotoxic, administration of inhibitors, etc.). In conclusion, the brain slice model described herein can be used to examine a variety of molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

We have developed a brain slice model which can be used to examine molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.&#160;This technique generates viable mature brain tissue and reduces animal numbers required for experimentation, whilst keeping the neuronal circuitry, cellular interactions, and postsynaptic compartments partly intact.

Excitotoxiques stimulation de Microslices cerveau comme un<em&gt; In vitro</em&gt; Modèle de l&#39;AVC

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As ...

Clinical Assessment of Spatiotemporal Gait Parameters in Patients and Older Adults

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and neurological patients1-4, but also in healthy older adults5,6. The quantitative gait analysis described in this protocol is performed with a recently-introduced photoelectric system (see&#160;Materials table) which has the potential to be used in the clinic because it is portable, easy to set up (no subject preparation is required before a test), and does not require maintenance and sensor calibration. The photoelectric system consists of series of high-density floor-based photoelectric cells with light-emitting and light-receiving diodes that are placed parallel to each other to create a corridor, and are oriented perpendicular to the line of progression7. The system simply detects interruptions in light signal, for instance due to the presence of feet within the recording area. Temporal gait parameters and 1D spatial coordinates of consecutive steps are subsequently calculated to provide common gait parameters such as step length, single limb support and walking velocity8, whose validity against a criterion instrument has recently been demonstrated7,9. The measurement procedures are very straightforward; a single patient can be tested in less than 5 min&#160;and a comprehensive report can be generated in less than 1&#160;min.

This protocol is used to evaluate spatial and temporal gait variables of neurological/orthopedic patients and older persons by means of a recently-introduced floor-based photocell system.

Évaluation clinique de la démarche spatio-temporelles des paramètres chez les patients âgés et les adultes

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.