وقد تم تمويل هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة (NIH) K12 الفرص المعالجون-الشامل المادية والمهنية في التدريب على البحث التأهيل (K12 HD055931)، ومؤسسة للعلاج الطبيعي وكلود بيتسبرغ D. الفلفل الاستقلال الأميركيين مركز أقدم (P30 AG024827 ).

1. قطب كهربائي التحضير <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع (أ) 1 سم x 1 سم من الباب المتجه لوحات الدارات الكهربائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استقرار دبابيس wirewrap 2 باستخدام قبضة الرذيلة، مع دبابيس متباعدة حوالي 3.5 ملم بعيدا. وينبغي أن ينتهي ذات الشعبتين من المسامير يمكن مواجهة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ينحني wirewrap دبابيس بزاوية 90 درجة، في منتصف المسافة تقريبا طول امتدادها، وذلك باستخدام كماشة needlenose. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كشف الأسلاك النحاسية من الروابط، وحوالي 7 سم من الرصاص الصدد، عن طريق تجريد العزل الأسلاك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جندى واحد من الأسلاك النحاسية وحتى نهاية ذات الشعبتين واحدة من العلامات wirewrap. كرر الخطوة لحام للدبوس wirewrap الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب تنكمش الأنابيب في اتصال ملحوم بين الأسلاك النحاسية ودبابيس ذهبية من أجل عزل وتحقيق الاستقرار. تسخين الأنابيب باستخدام طرف لحام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج unsoldered نصائح من المسامير في الفتحات المجاورة wirewrap من لوحة الدارات اللوح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن العلامات wirewrap موازية لبعضها البعض وسانتإك من خلال اللوح تلك التي تقع على نصائح على مسافة واحدة عند وضعها من خلال المجلس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تضمين نهايات ملحوم من المسامير في الايبوكسي واضح. السماح للالايبوكسي لعلاج لمدة 10 دقائق تقريبا، أو حتى تجف تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر تطبيق الايبوكسي حتى هي جزء لا يتجزأ تماما من المسامير وناقلات لوحات الدارات الكهربائية من أجل توفير السلامة الهيكلية وتخفيف الضغط عن أسلاك من الرصاص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الرمال أسفل الايبوكسي باستخدام ملف معدنية لكشف نصائح من المسامير الذهب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام المتعدد لضمان يؤدي هما لا قلل كهربائيا وأن أسلاك من الرصاص لها الاستمرارية السليم </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نعلق الكهربائي يؤدي من الجهاز NMES إلى الإناث موصل سلك 2-الطريق (بومونا التصحيح الحبل). </li></ul> 2. حيوان التحضير <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحيوانات هي تخدير عن طريق الاستنشاق باستخدام isofluorane 2٪ (مختبرات أبوت، شمال شيكاغو، IL) في 100٪ غاز 2 O. وينبغي أن تظل تخدير الحيوان في جميع أنحاء رانه NMES الدورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل البدء في تنفيذ بروتوكول NMES قرصة اصبع القدم للتأكد من أن هذا الحيوان هو تخدير كامل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينبغي فحصها بانتظام للحيوان ردا على التحفيز من أجل ضمان مستوى مخدر يكفي. ينبغي تعديل تخدير حسب الحاجة. ينبغي لجميع حركة غير ذلك من المحطة حفز، والتغيرات في عمق الجهاز التنفسي، ولون الأغشية المخاطية يتم تقييمها بانتظام لرصد عمق التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحيوان في الاستلقاء الجانبي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مواد التشحيم العيون للعيون من أجل منع جفاف القرنية أثناء العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق منطقة hindlimb أن يعامل، والقضاء مع الكحول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مسح القطب مع مبيض 3٪، ثم تشطف بالماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق طبقة من الهلام إجراء اكثر من موقع حيث سيتم تطبيق الكهربائي. تطبيق عند الضرورة في جميع أنحاء بروتوكول NMES لضمان تدفق التيار الكهربائي بين والجلد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حرارة مصباح سوينبغي استخدام آر بطانية المياه المنتشرة على الحفاظ على طبيعي يتراوح الجسم الأساسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملاحظة: تم استعراض جميع الإجراءات والتي وافق عليها رعاية جامعة بيتسبرغ الحيوان المؤسسية والاستخدام وأداء اللجنة في PHS أكد وAAALAC كثافة العمليات. برنامج معتمد والمرافق. </li></ul> 3. تنبيه <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قطب كهربائي: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتنشيط عضلات المقصورة الأمامية، بما في ذلك الأمامية الظنبوبي والطويلة لأصابع العضلات الباسطة، وضع قطب كهربائي سطح مباشرة على العصب الحيوان إبزيمي العميقة، التي هي فرع البعيدة الخروج من العصب الشظوي المشترك، ويقع الأمامي فقط إلى أن الشظوية الرأس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتنشيط عضلات المقصورة الأمامية، ويتأكد من وضع القطب الكهربائي عندما التحفيز يثير عطف ظهري كامل الكاحل والإرشاد الكامل للأرقام. من ناحية أخرى، عطف ظهري، في حال عدم وجود أرقام تشير إلى أن التمديد فقط الظنبوبي ما كان عليه سابقاويتم تحفيز العضلات rior. ربما مثل هذه الاستجابة المستهدفة مقلص يكون من المرغوب فيه، اعتمادا على تصميم الدراسة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وينقسم إلى تقلص العضلات 2 مراحل من التحفيز: حر الحركة المرحلة متحدة المركز، والذي يحدث خلال الأولية ~ 0.5 ثانية. خلال هذه المرحلة الأولى، ومخلب ينتقل من موقف إلى الراحة القصوى وعطف ظهري تمديد أرقام. المرحلة الثانية من التحفيز هو انكماش متساوي القياس المطرد في نهاية المدى عطف ظهري والإرشاد أرقام. </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحفيز المعلمات: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هذا النموذج يستخدم NMES 300 PV الكهربائي متعدد الوظائف Empi الجهاز، الذي يوفر 2 قنوات NMES التقليدية (انظر الجدول). لأغراض هذا النموذج، يستخدم فقط 1 قناة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتشمل المعايير المستخدمة متماثل الموجي، ومدة النبضة إلى 150 ميكرو ثانية ومعدل تكرار 50HZ. تم تعيين وقت تنبيه إلى 5 ثوان، وذلك بنسبة 0.5 التعلية الثانية ومنحدر 0.5 ثانية إلى أسفل. وهذا سوف يسمح للعضلة إلى أكثر تدريجيا accliلم إلى التحفيز. في البروتوكول الحالي، من وقت في ما بين الانقباضات كان من المقرر ان 10 ثانية، ولكن يمكن تعديل هذا يتوقف على النتيجة المرجوة. وانخفضت من الأوقات يؤدي إلى بدء أسرع من العضلات والارهاق. واستندت هذه المعايير التحفيز على البروتوكولات السريرية المصممة لتعزيز قوة العضلات باستخدام التنبيه الكهربائي العضلي العصبي، من دون إحداث أضرار كبيرة في العضلات والهيكل العظمي 1، 15، 16. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفئران إكمال مجموعتين من 10 تقلصات، مع فترة راحة لمدة 5 دقائق في ما بين مجموعات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بالنسبة للحيوانات الكبار، ويبدأ عادة NMES كثافة في 9 مللي أمبير. من تجربتنا، وهذا هو تقريبي لكثافة القصوى البداية التي لا تحفز على ضعف مشية ملحوظا فورا بعد التحفيز. بالنسبة للدورات NMES لاحقة، وتزداد كثافة من 1 مللي أمبير في كل مرة من الحيوانات قادرة على إكمال 20 dorsiflexions كامل. </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الانتهاء من بروتوكول التحفيز وريكوجدا من التخدير، والحيوانات تظهر عادة مشية طبيعية والموقف. وينبغي عدم المساس مشية طوال مدة البرنامج NMES. </li></ul> 4. ممثل النتائج تم تنفيذ بروتوكول NMES الموضحة في هذه المقالة في سلالات الفئران عدة، بما في ذلك: نوع وايلد (B6/10)، وB6.SCID MDX / الفئران SCID. نتائج ممثل NMES أجرى أكثر من 4 أسابيع (20 دورات) في 3-5 الشهر القديمة وتعرض MDX / SCID. والموت الرحيم إنسانية الحيوانات عن طريق التفكك عنق الرحم في حين تحت التخدير. وكان حصاد عضلة الظنبوبي الأمامي وتجميدها على الفور في C. 2 ميثيل البيوتان مسبقا تبرد في النتروجين السائل، وتخزينها في -80 درجة وقد تم الحصول على المسلسل المقاطع العرضية (10 ميكرون)، والتي شنت على الشرائح. وأجريت التحليلات الإحصائية باستخدام معيار حزم البرامج الإحصائية (SPSS، v19.0 البرمجيات). أولا، تم استخدام اختبار ليفين لتقييم ما إذا كانت هناك واق المساواة بين الفروق. وقد أجريت بعد ذلك عينات المستقلة اختبار t للتحقيق في الخلافات بين NMES ومجموعات التحكم. وأجريت هيماتوكسيلين ويوزين (H &amp; E) البقع للتحقيق في ما اذا كان البروتوكول NMES من شأنه أن يؤدي إلى الإصابة ازداد في عضلة التصنع. وقد تم اختيار قسم واحد، وتم الحصول على الصور باستخدام مجهر الضوء (نيكون الكسوف E800، نيكون، واليابان). احصي يدويا العدد الكلي للألياف، وعدد من الألياف مع نوى موقعا مركزيا باستخدام المعاهد الوطنية للصحة (NIH) - وضعت برامج تحليل الصور، صورة J. لم يكن هناك زيادة كبيرة في مؤشر التجدد (عدد الألياف الأنوية مركزيا / العدد الكلي للألياف) في الحيوانات التي قدمت إلى NMES، بالمقارنة مع الضوابط (P = 0.802، الشكل 1). هذا يشير إلى أن تطبيق NMES لا يزيد من تتالي انحطاط، تجديد لوحظ في الحيوانات التصنع، وبالتالي فهو لا يحتمليجب حمل اصابة في العضلات المتزايد. تم تنفيذ تلطيخ مناعي لCD31 للتحقيق في تأثير بروتوكول NMES التي تستمر 4 أسابيع على الأوعية الدموية في العضلات. لفترة وجيزة، تم إصلاح أجزاء عضلة في 4٪ من الفورمالين، ومنعت استخدام 5٪ مصل الحصان (HS). وحضنت المقاطع مع الأجسام المضادة لمكافحة فأر فأر الابتدائي (1:300 في تخفيف HS 5٪) وتعامل مع الأجسام المضادة 555 المسمى مكافحة فأر عنزة الثانوية (1:300 في تخفيف HS 5٪). لتحديد العدد الكلي للخلايا CD31 إيجابي، وقد تم اختيار قسم واحد، وتصويرها باستخدام المجهر فلوري (نيكون الكسوف E800، اليابان). وقد عدها يدويا إجمالي عدد الشعيرات الدموية باستخدام الشمالية الكسوف البرمجيات (Empix التصوير شركة). كانت هناك زيادة كبيرة في عدد من خلايا CD31 إيجابي في الحيوانات التي قدمت إلى NMES بالمقارنة مع الضوابط (P &lt;0.01، الشكل 2)، مشيرا الى ان بروتوكول NMES صفها بأنها تشجع على الهيكل العظمي الأوعية الدموية في العضلات. <stroنانوغرام&gt; في الموضع اختبار مقلص: بعد أربعة أسابيع من الانتهاء من وضع بروتوكول NMES فقد تم اختبار مقلص للعضلات المقصورة الأمامية باستخدام جهاز الفحص في الوضع الطبيعي (الموديل 809B، أورورا العلمي المؤتمر الوطني العراقي، كندا)، ومشجعا على (النموذج 701C، أورورا العلمية خفيفة وكندا)، وقوة محول (أورورا العلمي المؤتمر الوطني العراقي، كندا). لفترة وجيزة، تم عزل العصب الشظوي تخدير الحيوانات من خلال شق صغير الوحشي في الركبة. ثم وضعت الفئران مستلق على منصة وكان وضعه القدم التي يجري اختبارها على الصفيحة القدمية. وقد استقر hindlimb لإجراء تجارب مع شريط من القماش على الركبة والقدم. وقد حفزت العضلات باستخدام أقطاب هوك إدراجها تحت الجلد. تم اختبار عضلة تقلص تكززي على تردد 150Hz ل350ms للتحقيق في ما اذا كان البروتوكول NMES التي تستمر 4 أسابيع قد يحفز تحسن في قوة العضلات. وتم تطبيع النتائج لوزن العضلات رطبة. كانت هناك زيادة بنسبة 30٪ تقريبا في الكزازIC تقلص من الحيوانات التي قدمت إلى NMES، بالمقارنة مع الضوابط (P = 0.005) (الشكل 3)، مما يدل على بروتوكول وصف يحسن قوة العضلات الهيكلية في MDX / SCID الحيوانات. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig1.jpg" /> . الشكل 1 هيماتوكسيلين ويوزين تلطيخ العضلات والهيكل العظمي من التصنع (MDX) / الفئران العوز المناعي (4-5 أشهر) (التكبير 10x): أ الضوابط) غير المعالجة، B) بعد 4 أسابيع من NMES. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig2.jpg" /> الشكل 2. CD31 المناعي (الحمراء)، كعلامة من الأوعية الدموية الهيكل العظمي والعضلات، في العضلات والهيكل العظمي من التصنع (MDX) / الفئران العوز المناعي (4-5 أشهر) (20x والتكبير) أ) رقابة علاجية، B) بعد 4 أسابيع من NMES. <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig3.jpg" /> الشكل 3. اختبار مقلصمن العضلات مقصورة الأمامية في السيطرة والحيوانات تعامل مع NMES لمدة 4 أسابيع. MNM = ملي متر نيوتن. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3914/3914fig3large.jpg">انقر هنا لعرض أكبر شخصية</a> .

<ol>
	<li>Snyder-Mackler, L., Delitto, A., Bailey, S. L., Stralka, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strength+of+the+quadriceps+femoris+muscle+and+functional+recovery+after+reconstruction+of+the+anterior+cruciate+ligament.+A+prospective,+randomized+clinical+trial+of+electrical+stimulation.">Strength of the quadriceps femoris muscle and functional recovery after reconstruction of the anterior cruciate ligament. A prospective, randomized clinical trial of electrical stimulation.</a> Journal of Bone &#38; Joint Surgery - American. 77, 1166-1173 (1995).</li><li>Gibson, J. N., Smith, K., Rennie, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevention+of+disuse+muscle+atrophy+by+means+of+electrical+stimulation:+maintenance+of+protein+synthesis.">Prevention of disuse muscle atrophy by means of electrical stimulation: maintenance of protein synthesis.</a> Lancet. 2, 767-770 (1988).</li><li>Malatesta, D., Cattaneo, F., Dugnani, S., Maffiuletti, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+electromyostimulation+training+and+volleyball+practice+on+jumping+ability.">Effects of electromyostimulation training and volleyball practice on jumping ability.</a> Journal of Strength &#38; Conditioning Research. 17, 573-579 (2003).</li><li>Maffiuletti, N. A., Dugnani, S., Folz, M., Di Pierno, E., Mauro, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+combined+electrostimulation+and+plyometric+training+on+vertical+jump+height.">Effect of combined electrostimulation and plyometric training on vertical jump height.</a> Med. Sci. Sports Exerc. 34, 1638-1644 (2002).</li><li>Pichon, F., Chatard, J. C., Martin, A., Cometti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+and+swimming+performance.">Electrical stimulation and swimming performance.</a> Med. Sci. Sports Exerc. 27, 1671-1676 (1995).</li><li>Gondin, J., Guette, M., Ballay, Y., Martin, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electromyostimulation+training+effects+on+neural+drive+and+muscle+architecture.">Electromyostimulation training effects on neural drive and muscle architecture.</a> Med. Sci. Sports Exerc. 37, 1291-1299 (2005).</li><li>Mathieu-Costello, O., Agey, P. J., Wu, L., Hang, J., Adair, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary-to-fiber+surface+ratio+in+rat+fast-twitch+hindlimb+muscles+after+chronic+electrical+stimulation.">Capillary-to-fiber surface ratio in rat fast-twitch hindlimb muscles after chronic electrical stimulation.</a> Journal of Applied Physiology. 80, 904-909 (1996).</li><li>Ebina, T., Hoshi, N., Kobayashi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+angiogenesis+in+electrically+stimulated+skeletal+muscle+in+rabbits:+characterization+of+capillary+sprouting+by+ultrastructural+3-D+reconstruction+study.">Physiological angiogenesis in electrically stimulated skeletal muscle in rabbits: characterization of capillary sprouting by ultrastructural 3-D reconstruction study.</a> Pathology International. 52, 702-712 (2002).</li><li>Zhao, M., Huai, B., Wang, E., Forrester, J. V., McCaig, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+directly+induces+pre-angiogenic+responses+in+vascular+endothelial+cells+by+signaling+through+VEGF+receptors.">Electrical stimulation directly induces pre-angiogenic responses in vascular endothelial cells by signaling through VEGF receptors.</a> Journal of Cell Science. 117, 397-405 (2004).</li><li>Nagasaka, M., Kohzuki, M., Fujii, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+low-voltage+electrical+stimulation+on+angiogenic+growth+factors+in+ischaemic+rat+skeletal+muscle.">Effect of low-voltage electrical stimulation on angiogenic growth factors in ischaemic rat skeletal muscle.</a> Clinical &#38; Experimental Pharmacology &#38; Physiology. 33, 623-627 (2006).</li><li>Brutsaert, T. D., Gavin, T. P., Fu, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+differences+in+expression+of+VEGF+mRNA+in+rat+gastrocnemius+following+1+hr+exercise+or+electrical+stimulation.">Regional differences in expression of VEGF mRNA in rat gastrocnemius following 1 hr exercise or electrical stimulation.</a> BMC Physiology. 2, 8 (2002).</li><li>Putman, C. T., Dusterhoft, S., Pette, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+satellite+cell+content+and+myosin+isoforms+in+low-frequency-stimulated+fast+muscle+of+hypothyroid+rat.">Changes in satellite cell content and myosin isoforms in low-frequency-stimulated fast muscle of hypothyroid rat.</a> Journal of Applied Physiology. 86, 40-51 (1999).</li><li>Monaghan, B., Caulfield, B., O'Mathuna, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+neuromuscular+electrical+stimulation+for+quadriceps+strengthening+pre+and+post+total+knee+replacement.">Surface neuromuscular electrical stimulation for quadriceps strengthening pre and post total knee replacement.</a> Cochrane Database Syst. Rev. CD007177, (2010).</li><li>Jubeau, M., Gondin, J., Martin, A., Sartorio, A., Maffiuletti, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Random+motor+unit+activation+by+electrostimulation.">Random motor unit activation by electrostimulation.</a> Int. J. Sports Med. 28, 901-904 (2007).</li><li>Piva, S. R., Goodnite, E. A., Azuma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuromuscular+electrical+stimulation+and+volitional+exercise+for+individuals+with+rheumatoid+arthritis:+a+multiple-patient+case+report.">Neuromuscular electrical stimulation and volitional exercise for individuals with rheumatoid arthritis: a multiple-patient case report.</a> Physical Therapy. 87, 1064-1077 (2007).</li><li>Delitto, A., Rose, S. J., McKowen, J. M., Lehman, R. C., Thomas, J. A., Shively, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+versus+voluntary+exercise+in+strengthening+thigh+musculature+after+anterior+cruciate+ligament+surgery.[erratum+appears+in+Phys+Ther+1988+Jul;68(7):1145].">Electrical stimulation versus voluntary exercise in strengthening thigh musculature after anterior cruciate ligament surgery.[erratum appears in Phys Ther 1988 Jul;68(7):1145].</a> Physical Therapy. 68, 660-663 (1988).</li></ol>

ليس لدينا ما يكشف.

هذه النتائج تشير الى ان نموذجنا الفئران المتقدمة من NMES يعزز الهيكل العظمي والعضلات الأوعية الدموية (الشكل 2) وتعزيز (الشكل 3)، ولكن لا يسبب الضرر الهيكل العظمي والعضلات (الشكل 1). وتجدر الإشارة إلى أنه تم تصميم المعلمات التحفيز وصفها هنا للحث على عضلة الحمولة الزائدة للعضلات مقصورة الأمامية. تماما كما هو الحال بالنسبة لسيناريوهات السريرية، يمكن تعديل وضع قطب كهربائي لتنشيط المجموعات العضلية الأخرى، على الرغم من استجابة العضلات لNMES قد تكون مختلفة، اعتمادا على تكوين نوع من الألياف. يجوز تعديل NMES مدة، إجمالي عدد جلسات العلاج، وعدد من حالات التكرار وفقا لدراسة تصميم. كما هو الحال مع أي بروتوكول، وهذه الطريقة والقيود التي ينبغي أن يلاحظ. في هذه الدراسة، تم تنفيذ أكثر من تحفيز العصب الشظوي العميق. ومع ذلك، في العيادة، والتحفيز أناق تديرها عادة في وحدة المحرك. في نموذج حيواني، وتحفيز العصب تتطلب أقل كثافة من أجل انتزاع كامل تقلص العضلات. آخر حصر للنموذج كما قدم هو أننا غير قادرين على الحصول على المعلومات على مستوى الراحة أثناء بشأن تطبيق NMES، بالنظر إلى أن الحيوانات هي تخدير. ولذلك، فإن التحمل من شدة مماثلة في عدد السكان السريرية ومن الصعب تقدير. ومع ذلك، تشير نتائجنا النسيجية لدينا NMES النموذج، كما وصفها، لا يسبب اصابة في العضلات. تطوير نماذج الحيوانات التي تحاكي أساليب تنفيذها عادة في عيادة توفر لنا أدوات مختبر مفيد يسمح لتحسين فهم الاستجابات الخلوية والجزيئية لتدخلات العلاج. وبالإضافة إلى ذلك، مثل هذه النماذج مفيدة لإجراء دراسات ما قبل السريرية على حد سواء لصقل البروتوكولات إعادة التأهيل القائمة ووضع مؤشرات جديدة.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم كاشف </td><td> شركة </td><td> فهرس العدد </td></tr><tr><td> المشاركات ناقلات لف سلك مع محطة لحام ذات الشعبتين </td><td> نيوارك </td><td> T68 </td></tr><tr><td> ناقلات لوحة الدوائر </td><td> نيوارك </td><td> 3662-2 </td></tr><tr><td> بومونا رقعة الحبل </td><td> نيوارك </td><td> ف 36-0 </td></tr><tr><td> 5 الايبوكسي دقيقة </td><td> VO شركة بيكر </td><td> 4001 </td></tr><tr><td> أطياف جل 360 الكهربائي </td><td> ميليكين الطبية </td><td> MR41217 </td></tr><tr><td> جهاز محمول التحفيز العصبي العضلي </td><td> EMPI </td><td> 300pv </td></tr></tbody></table>

a murine model of muscle training by neuromuscular electrical stimulation

التحفيز الكهربائي العصبي العضلي (NMES) هو أسلوب شائع السريرية التي يتم استخدامها على نطاق واسع لاستعادة 1، 2 أو الحفاظ على تعزيز قدرة العضلات وظيفية 3-5. التنبيه سطح الهيكل العظمي والعضلات ينطوي على تدفق الحالية بين الكاثود والأنود 1، الأمر الذي أدى بالتالي إثارة للوحدة الحركية وألياف العضلات المحيطة بها. NMES هي طريقة جذابة لتقييم الاستجابات التكيفية العضلات والهيكل العظمي لعدة أسباب. أولا، فإنه يقدم نموذجا للتكرار التجارب التي تم توثيقها جيدا التكيفات الفسيولوجية، مثل تضخما myofiber وتقوية العضلات 6، الأوعية الدموية 7-9، إفراز عامل النمو 9-11، وتنشيط عضلة الخلية السلائف 12. قد تكون هذه الاستجابات الفسيولوجية معاير بعناية باستخدام معايير مختلفة من التحفيز (للمراجعة كوكرين، انظر 13). وبالإضافة إلى ذلك، NMES المجندينالوحدات الحركية غير انتقائي، وبطريقة ثابتة مكانيا وزمانيا متزامن 14، وتقدم ميزة لممارسة تأثير العلاج على جميع الألياف، وبغض النظر عن نوع من الألياف. بالرغم من وجود موانع الاستعمال المحدد لNMES السكان في سريري، بما في ذلك الاضطرابات وريدي محيطي أو خبيثة، على سبيل المثال، NMES آمنة وقابلة للتنفيذ، حتى بالنسبة لأولئك الذين يعانون من سوء و / أو طريح الفراش، وبالنسبة للسكان في أي ممارسة صارم قد يكون أمرا صعبا. هنا، علينا أن نبرهن على بروتوكول للتكيف مع الأقطاب الكهربائية المتاحة تجاريا وتنفيذ بروتوكول NMES باستخدام نموذج الفئران. هذا نموذج حيواني لديه ميزة الاستفادة من جهاز متوفر سريريا وتقديم ردود الفعل الفورية بشأن المواقع من قطب كهربائي للحصول على تأثير مقلص عضلة المرجوة. لهذا الغرض من هذه المخطوطة، فإننا سوف تصف البروتوكول لتنشيط عضلة من عضلات المقصورة الأمامية من hindlimb الماوس.

Watch this Scientific Journal Video about A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation at JoVE.com

A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

يوصف نموذج الفئران من التحفيز الكهربائي العصبي العضلي (NMES)، وهي طريقة آمنة وغير مكلفة السريرية، إلى العضلات الأمامية للمقصورة. هذا النموذج في الاستفادة من تعديل جهاز متاحة بسهولة السريرية لغرض انتزاع تقلصات العضلات المستهدفة والمحددة في الفئران.

نموذج الفئران من تدريب عضلات بواسطة التنبيه الكهربائي العصبي العضلي

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional ...

a-murine-model-muscle-training-neuromuscular-electrical

Google

Research

JoVE Journal

Medicine

20.8K Views.  University of Pittsburgh. يوصف نموذج الفئران من التحفيز الكهربائي العصبي العضلي (NMES)، وهي طريقة آمنة وغير مكلفة السريرية، إلى العضلات الأمامية للمقصورة. هذا النموذج في الاستفادة من تعديل جهاز متاحة بسهولة السريرية لغرض انتزاع تقلصات العضلات المستهدفة والمحددة في الفئران.

Video: A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

التحفيز الكهربائية المبرمجة في الفئران

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

Utilizing Transcranial Magnetic Stimulation to Study the Human Neuromuscular System

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade. While the use of TMS has expanded to the study of many systems and processes during this time, the original application and perhaps one of the most common uses of TMS involves studying the physiology, plasticity and function of the human neuromuscular system. Single pulse TMS applied to the motor cortex excites pyramidal neurons transsynaptically 2 (Figure 1) and results in a measurable electromyographic response that can be used to study and evaluate the integrity and excitability of the corticospinal tract in humans 3. Additionally, recent advances in magnetic stimulation now allows for partitioning of cortical versus spinal excitability 4,5. For example, paired-pulse TMS can be used to assess intracortical facilitatory and inhibitory properties by combining a conditioning stimulus and a test stimulus at different interstimulus intervals 3,4,6-8. In this video article we will demonstrate the methodological and technical aspects of these techniques. Specifically, we will demonstrate single-pulse and paired-pulse TMS techniques as applied to the flexor carpi radialis (FCR) muscle as well as the erector spinae (ES) musculature. Our laboratory studies the FCR muscle as it is of interest to our research on the effects of wrist-hand cast immobilization on reduced muscle performance6,9, and we study the ES muscles due to these muscles clinical relevance as it relates to low back pain8. With this stated, we should note that TMS has been used to study many muscles of the hand, arm and legs, and should iterate that our demonstrations in the FCR and ES muscle groups are only selected examples of TMS being used to study the human neuromuscular system.

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive tool to gain insight on the physiology and function of the human nervous system. Here, we present our TMS techniques to study cortical excitability of the upper limb and lumbar musculature.

استخدام التنشيط المغناطيسي عبر الجمجمة لدراسة النظام العصبي العضلي الإنسان

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade.  While ...

Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim) for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. It has been extensively used in various clinical settings. Based upon recent discoveries related to the systemic effects of voluntary breathing and intrinsic physiological interactions among systems during voluntary breathing, a new EStim protocol, Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim), has been developed to augment the effects of electrical stimulation. In BreEStim, a single-pulse electrical stimulus is triggered and delivered to the target area when the airflow rate of an isolated voluntary inspiration reaches the threshold. BreEStim integrates intrinsic physiological interactions that are activated during voluntary breathing and has demonstrated excellent clinical efficacy. Two representative applications of BreEStim are reported with detailed protocols: management of post-stroke finger flexor spasticity and neuropathic pain in spinal cord injury.

Breathing-controlled Electrical Stimulation BreEStim for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

The purpose is to present a new method, breathing-control electrical stimulation (BreEStim) for management of neuropathic pain and spasticity.

التنفس التي تسيطر عليها تحفيز الكهربائية (BreEStim) لإدارة ألم الأعصاب والتشنج

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. ...

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

نموذج الفئران من التئام الجروح

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

A نموذج من الفئران تحت العنكبوتية نزف

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Reproducable الشلل النصفي عن طريق الشريان الأورطي الصدري انسداد في نموذج الفئران من الحبل الشوكي نقص التروية، ضخه

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

تقييم البطين الأيمن هيكل وظيفة في نموذج الفأر من الشريان الرئوي عبر الصدر عن طريق انقباض ضربات القلب

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As such, primary or &#39;neuronal-like&#39; cell culture systems are commonly utilized. While&#160;these systems are relatively easy to work with, and are useful model systems in which various functional outcomes (such as cell death) can be readily quantified, the examined outcomes and pathways in cultured immature neurons (such as excitotoxicity-mediated cell death pathways) are not necessarily the same as those observed in mature brain, or in intact tissue. Therefore, there is the need to develop models in which cellular mechanisms in mature neural tissue can be examined. We have developed an in vitro technique that can be used to investigate a variety of molecular pathways in intact nervous tissue. The technique described herein utilizes rat cortical tissue, but this technique can be adapted to use tissue from a variety of species (such as mouse, rabbit, guinea pig, and chicken) or brain regions (for example, hippocampus, striatum, etc.). Additionally, a variety of stimulations/treatments can be used (for example, excitotoxic, administration of inhibitors, etc.). In conclusion, the brain slice model described herein can be used to examine a variety of molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

We have developed a brain slice model which can be used to examine molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.&#160;This technique generates viable mature brain tissue and reduces animal numbers required for experimentation, whilst keeping the neuronal circuitry, cellular interactions, and postsynaptic compartments partly intact.

excitotoxic المواد تحفيز الدماغ باعتبارها Microslices<em&gt; في المختبر</em&gt; نموذج من السكتة الدماغية

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As ...

Clinical Assessment of Spatiotemporal Gait Parameters in Patients and Older Adults

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and neurological patients1-4, but also in healthy older adults5,6. The quantitative gait analysis described in this protocol is performed with a recently-introduced photoelectric system (see&#160;Materials table) which has the potential to be used in the clinic because it is portable, easy to set up (no subject preparation is required before a test), and does not require maintenance and sensor calibration. The photoelectric system consists of series of high-density floor-based photoelectric cells with light-emitting and light-receiving diodes that are placed parallel to each other to create a corridor, and are oriented perpendicular to the line of progression7. The system simply detects interruptions in light signal, for instance due to the presence of feet within the recording area. Temporal gait parameters and 1D spatial coordinates of consecutive steps are subsequently calculated to provide common gait parameters such as step length, single limb support and walking velocity8, whose validity against a criterion instrument has recently been demonstrated7,9. The measurement procedures are very straightforward; a single patient can be tested in less than 5 min&#160;and a comprehensive report can be generated in less than 1&#160;min.

This protocol is used to evaluate spatial and temporal gait variables of neurological/orthopedic patients and older persons by means of a recently-introduced floor-based photocell system.

التقييم السريري للالزماني المكاني المشية معلمات في المرضى وكبار السن

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.