Nous sommes reconnaissants à quatre examinateurs anonymes pour améliorer le manuscrit, et de la National Science Foundation (Grant IOS-0546784) pour le support.

1. La conductance hydraulique pour mesurer Feuille Feuilles hydratés (K max) <ol><li> Recueillir des pousses de préférence le soir ou la nuit de telle sorte que les tensions du xylème sont faibles, couper dans l&#39;air et les placer dans un sac en plastique noir fourré avec du papier absorbant humide. Dans le laboratoire, recouper au moins deux noeuds de la fin de chaque prise de vue sous l&#39;eau. Laissez tourner réhydrater pendant la nuit dans de l&#39;eau pure, ou toute autre solution doit être utilisé pour les mesures de feuilles K. Eau ultra-pure est recommandée comme solution de flux de moins que les impacts des différentes solutions doivent être étudiées comme un facteur. </li><li> Couper la feuille de la pousse avec une lame de rasoir propre solution de flux de sous partiellement dégazé. Eau ultra-pure est recommandée comme solution de flux de moins que les impacts des différentes solutions doivent être étudiées comme un facteur. Nous vous recommandons de dégazage de la solution du jour au lendemain dans un flacon à l&#39;aide d&#39;une pompe à vide, mais d&#39;autres méthodes peuvent être employées. </li><li> Wrap pré-étiré autour du parafilm petioLe pour assurer une bonne étanchéité entre le pétiole et des tubes. Cette étape est particulièrement utile pour les non-rondes pétioles, que l&#39;emballage parafilm supplémentaire aidera autour du pétiole pour s&#39;adapter à l&#39;intérieur du tube. Pâte dentaire peut être appliquée à l&#39;emballage avant de le pétiole parafilm pour remplir des rainures dans les pétioles. </li><li> Branchez la feuille de tube en silicone sous l&#39;eau ultrapure pour empêcher l&#39;air entrant dans le système. Que la feuille est soulevée au-dessus de la source d&#39;eau, l&#39;eau dans le tube est sous pression sub-atmosphérique, et donc l&#39;étanchéité est bonne si aucun air est aspiré dans le tube pendant la mesure. Sinon pour sceller le pétiole directement dans le tube de silicone, un raccord à compression avec joint en caoutchouc peut être utilisé (par exemple, (Omnifit A2227 alésage adaptateur; Omnifit, Cambridge, Royaume-Uni); cette approche est utile pour pétioles avec des formes particulièrement complexes, ou pour les brins d&#39;herbe , qui peut être enroulé autour d&#39;une tige de verre et scellé avec le raccord à compression. Lorsque cela est possible, l&#39;étanchéité du pétiole directement dans sctubes licone a l&#39;avantage d&#39;être rapide et laissant une jonction pétiole-tube qui est transparent, ce qui permet bulles pour être plus facile à voir. Le tube relie la feuille de tuyau dur fonctionnant dans un cylindre gradué sur une balance (résolution ± 10 ug), qui enregistre les données toutes les 30 secondes à un ordinateur (par exemple en utilisant &quot;Lien Balance&quot; Logiciel; Mettler-Toledo GmbH, Greifensee, Suisse) pour le calcul de la vitesse d&#39;écoulement à travers la feuille. </li><li> Les feuilles doivent être tenus à la hausse de surface ventrale dans des cadres de bois enfilées avec une ligne de pêche au-dessus d&#39;un ventilateur grande boîte et sous une source de lumière (&gt; 1,000 mol • m 2 • s -1 rayonnement photosynthétique actif de haute irradiance mesures), légèrement au-dessus du niveau de le ménisque dans l&#39;éprouvette graduée. La feuille doivent être placées au-dessus de l&#39;eau dans la colonne graduée à faire en sorte que l&#39;eau en mouvement à la lame est entraînée par la transpiration, et ne pénètre pas dans la feuille sous pression due à la gravité, de même quele cas si la lame a été placée au-dessous du ménisque de l&#39;eau dans le cylindre. Les petits récipients remplis avec une serviette en papier humide sont placés à l&#39;intérieur de la chambre d&#39;équilibrage pour assurer l&#39;équilibre de l&#39;air dans l&#39;eau est saturé, ce qui évite l&#39;évaporation de la source d&#39;eau dans l&#39;atmosphère de la balance. Cette possibilité peut être vérifié en mettant fin à circuler dans la feuille à l&#39;aide d&#39;une vanne robinet à quatre voies dans le tube, et en vérifiant que la masse de la bouteille d&#39;eau sur la balance ne diminue pas. </li><li> Placez un récipient transparent rempli d&#39;eau Pyrex dessus de la feuille pour absorber la chaleur de la lampe. </li><li> Maintenir la température des feuilles entre 23 ° C et 28 ° C tout au long de l&#39;expérience en ajoutant plus d&#39;eau froide dans le récipient en Pyrex tels que la lampe chauffante ne chauffe pas le récipient en Pyrex suffisamment pour réchauffer l&#39;air autour de la feuille ci-dessous. </li><li> Laisser la feuille de transpirer sur l&#39;appareil pendant au moins 30 minutes, donnant ainsi suffisamment de temps pour s&#39;acclimater à fort ensoleillement, et pour l&#39;affichageonnellement jusqu&#39;à ce que le débit se stabilise, sans tendance à la hausse ou à la baisse, et avec un coefficient de variation &lt;5% pour au moins les mesures prises 5-10 à intervalles de 30 sec de débit. Il est essentiel pour le débit pour atteindre un état ​​d&#39;équilibre parce que cette méthode suppose une feuille stable Ψ. Des études antérieures, ces critères sont suffisants pour la stabilisation du débit (E), Ψ des feuilles et K; tests avec des périodes de mesure plus après écoulement stable a été créé n&#39;a montré aucune relation de la feuille de la maternelle à la durée de la mesure pour chacun des sept espèces d&#39;un large gamme de capacité feuilles 17,18. Stabilisation prend généralement 30 minutes ou moins, mais chez certaines espèces peuvent nécessiter plus d&#39;une heure pour certaines espèces. </li></ol> Remarque: Lorsque le débit est très faible (&lt;8 pg s -1), la stabilité peut être déterminée en utilisant la moyenne mobile des cinq derniers intervalles sec 30. </p&gt; <ol start="9"><li> Jeter des mesures si le débit change brusquement, que ce soit en raison de la fermeture des stomates soudaine, ou des fuites apparente du joint ou de blocage dans le système par des particules ou des bulles d&#39;air. </li><li> Lorsque le débit se stabilise, enregistrer la température des feuilles d&#39;un thermocouple. </li><li> Enlever rapidement la feuille de la tubulure, la limande sécher le pétiole et placer la feuille dans un sac refermable qui avait été précédemment expiré en, pour arrêter la transpiration. </li><li> Laissez la feuille de s&#39;équilibrer dans son sac pendant au moins 20 min. </li><li> La moyenne des 10 dernières mesures de débit. Ce sera votre mesure E. </li><li> Lorsque la feuille est équilibrée, mesurer le potentiel final de feuilles d&#39;eau (Ψ final) avec une chambre de pression. </li><li> Mesurer la surface foliaire avec un scanner à plat et un logiciel de traitement d&#39;image, ou avec un appareil de mesure de surface foliaire. </li><li> K feuilles est calculé comme E / ΔΨ-feuille (où ΔΨ feuille final = Ψ </sub&gt; - 0 MPa) et plus normalisée par la surface foliaire. Les unités sont en mmol m -2 s -1 MPa -1. Parce que la feuille est positionnée juste au-dessus du niveau de l&#39;eau dans la colonne graduée, l&#39;effet de la gravité dans la réduction de la pression de l&#39;eau entrant dans la feuille serait négligeable, notamment par rapport à la dernière Ψ, qui est toujours&gt; -0,1 MPa. </li><li> Pour corriger les variations de K feuille induite par la dépendance de la température 15,19,20 viscosité de l&#39;eau, de normaliser les valeurs K des feuilles de 25 ° C à l&#39;aide de l&#39;équation suivante: </li></ol><img alt="L&#39;équation 1" fo:content-width="3.863in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq1.jpg" /><ol start="18"><li> Conductance stomatique (g s) peut être déterminée en tant que E divisée par la différence feuille à la pression de vapeur de l&#39;air, ce qui équivaut à la vapeur pressudéficit re (VPD), déterminée à l&#39;aide d&#39;un capteur de température et d&#39;humidité relative adjacente à la lame. VPD est calculée en utilisant l&#39;équation 21 suivant </li></ol><img alt="Équation 2" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq2.jpg" fo:content-width="1.67in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq2highres.jpg" /> où RH est l&#39;humidité relative, VP est la pression de vapeur saturante de l&#39;air (en kPa, en fonction de la température, selon l&#39;équation Arden Buck 22), et la pression atmosphérique PA (en kPa). 2. Mesure de la conductance foliaire hydraulique pour feuilles déshydratées <ol><li> Recueillir des pousses de préférence le soir ou la nuit de telle sorte que les tensions du xylème sont faibles, couper dans l&#39;air et les placer dans des sacs en plastique remplis de sombres avec des serviettes de papier humides. Dans le laboratoire, recouper au moins deux noeuds de la fin de chaque prise de vue sous l&#39;eau. Laissez tourner réhydrater pendant la nuit dans de l&#39;eau pure, ou toute autre solution à utiliser pour le Kmesures af. Eau ultra-pure est recommandée comme solution de flux de moins que les impacts des différentes solutions doivent être étudiées comme un facteur. </li><li> Coupez les pousses en segments avec au moins trois feuilles sous l&#39;eau ultrapure et déshydrater pousses avec un ventilateur pour différentes périodes de temps à une plage de valeurs Ψ feuilles. </li><li> Une fois que les pousses sont déshydratés, placez sacs refermables (Whirl-Pak; Nasco, Fort Atkinson, WI, USA) qui ont été précédemment expiré en) autour de chaque feuille de la pousse, puis placez tout le tournage dans un grand sac refermable avec du papier humide serviette. </li><li> Laissez le tournage s&#39;équilibrer pendant au moins 30 min (pour les pousses fortement déshydratées temps d&#39;équilibrage plus longs peuvent être nécessaires). </li><li> Après équilibrage, la feuille d&#39;accise haut et en bas et de mesure initiale Ψ feuille (= Ψ o) à l&#39;aide d&#39;une chambre de pression. </li><li> Jeter le tournage, si la différence de la feuille Ψ de ces deux feuilles est supérieure à 0,1 MPa (de stronfeuilles gly déshydratés, cette gamme peut être étendue à 0,3 MPa). </li><li> La troisième feuille est ensuite utilisé pour déterminer K feuilles et g s avec l&#39;EFM, en suivant les étapes ci-dessus 1.2 -1.18. Notamment, l&#39;état d&#39;équilibre E peut être obtenu même pour les feuilles qui ont été sévèrement déshydratés feuilles, comme les stomates d&#39;ouvrir et de générer des valeurs sensiblement plus élevées que la conductance cuticulaire 17 g s. </li><li> Pour construire des courbes de vulnérabilité hydrauliques, calcul de feuille de K en utilisant la finale Ψ comme à l&#39;étape 1.16, puis des valeurs dans K feuilles contre celui qui est le plus faible, Ψ Ψ o ou final, à savoir la plus forte déshydratation subie par la feuille pendant l&#39;expérience (= Ψ plus bas). De même, la baisse de g s en réponse à la déshydratation des feuilles peut être déterminée en traçant g s contre plus bas Ψ. Des travaux antérieurs a sh<html> propre que la déshydratation induit au moins partiellement la baisse irréversibles K feuilles et g 14,16 s. </li><li> Nous vous recommandons d&#39;obtenir au moins 6 feuilles valeurs K par intervalles de 0,5 MPa de Ψ plus bas (cet intervalle peut être réduit à 0,25 MPa si les espèces avec lesquelles vous travaillez est vraiment vulnérable à la déshydratation). </li><li> Effectuer Dixon aberrant de test sur ​​les valeurs de K feuilles pour chaque intervalle de 0,5 MPa potentiel hydrique des plus faibles Ψ pour éliminer les valeurs aberrantes de votre courbe de vulnérabilité 23. </li><li> Parce que les espèces diffèrent dans leurs réponses de K foliaire et à la déshydratation g s 14,16, s&#39;adapter à des fonctions différentes pour chaque espèce et sélectionnez le maximum de vraisemblance (valeur la plus faible AIC, voir 14 pour les détails). Nous vous recommandons de montage au moins quatre fonctions précédemment utilisés dans la littérature: linéaire (pg &quot;fo: content-width =&quot; 1.4in &quot;fo: src =&quot; / files/ftp_upload/4179/4179eq3highres.jpg &quot;/&gt;), sigmoïde ( <img alt="L&#39;équation 4" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq4.jpg" fo:content-width="1.483in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq4highres.jpg"/> ), Logistique ( <img alt="L&#39;équation 5" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq5.jpg" fo:content-width="1.7in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq5highres.jpg"/> ) Et exponentiel ( <img alt="L&#39;équation 6" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq6.jpg" fo:content-width="1.583in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq6highres.jpg"/> ). </li></ol> 3. Les résultats représentatifs Le déclin de la conductance hydraulique feuille avec déshydratation varie fortement selon les espèces (Fig. 1). Espèces sensibles à la sécheresse expérience d&#39;un recul plus marqué à des potentiels moins négatifs d&#39;eau que les espèces plus tolérantes de sécheresse, lorsqu&#39;elle est mesurée sous fort éclairement (PAR&gt; 1,000 mol • m -2 • s -1). L&#39;eaupotentiel à 80% de perte de conductivité hydraulique (P 80) pour mésique plante Helianthus annuus était de 3 MPa moins négatif que celui de Heteromeles arbutifolia, originaire de Californie, chaparral. Heteromeles arbutifolia répondu de façon linéaire à la baisse du potentiel hydrique, tandis que Helianthus annuus ont montré une non linéaire déclin. Les deux conductance stomatique (g s) et la feuille de conductance hydraulique (K feuilles) peuvent aussi répondre de façon spectaculaire à irradiance (Fig. 2). Pour Raphiolepis indica, la conductance stomatique a fortement diminué avec la déshydratation des feuilles mesurées sous fort éclairement (PAR&gt; 1,000 mol • m -2 • s -1) et sous la lumière de laboratoire (PAR &lt;6 mol • m -2 • s -1). Sous fort éclairement, les feuilles mesurée avec l&#39;EFM qui a été déshydraté au potentiel de l&#39;eau qui est typique pour bien éclairé leaves sur les plantes intactes à la mi-journée a montré similaire g s comme des feuilles mesurées sur les plantes intactes avec une poromètre (étoile dans la Fig. 2). Notamment, pour les feuilles à une hydratation maximale, K feuille était quatre fois plus élevé pour les feuilles exposées au haut de faible éclairement (11 vs 2,8 mmol m -2 s -1 MPa -1), et donc K feuilles ont montré une réponse forte lumière dans bien feuilles hydratés que g s. En outre, en vertu de fort ensoleillement, K feuilles, a diminué plus fortement avec la déshydratation. Le P 80 était de 0,93 MPa moins négative sous haute de faible éclairement. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4179/4179fig1.jpg" /> Figure 1. Feuille courbes de vulnérabilité hydrauliques pour une période de sécheresse sensible (en haut) et un tolérantes à la sécheresse (en bas) les espèces (à partir de 14,24). Chaque point représente un péchégle de mesure de conductance hydraulique feuille (K feuilles) sur une feuille individuelle en utilisant le procédé par évaporation de flux (EFM). Les barres verticales représentent le potentiel de l&#39;eau à laquelle les espèces ont perdu 80% de la conductance foliaire hydraulique initiale (P 80). Meilleures fonctions d&#39;ajustement à l&#39;aide du maximum de vraisemblance sont tracées pour les deux espèces. <img alt="Équation 7" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq7.jpg" fo:content-width="3.293in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq7highres.jpg"/><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/4179/4179fig2.jpg" /> Figure 2. La réponse de la conductance stomatique (g s) et de la conductance foliaire hydraulique (K feuilles) à potentiel hydrique de la baisse des indicateurs mesurés dans Raphiolepis vs haute irradiance faible (de 16). (PAR&gt; 1.000 et &lt;6 mmol • m -2 • s-1). Chaque point représente une seule mesure sur une feuille individuelle en utilisant la méthode d&#39;évaporation de flux (EFM), avec des points blancs et noirs représentant des feuilles mesurées dans irradiance élevée et faible respectivement. Les équations des courbes de conductance stomatique à fort éclairement faible vs: <img alt="Équation 8" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq8.jpg" fo:content-width="4.727in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq8highres.jpg" /> et <img alt="Équation 9" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq9.jpg" fo:content-width="2.26in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq9highres.jpg"/> . Équations de courbes de vulnérabilité de l&#39;irradiation à haute vs basse: <img alt="Équation 10" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq10.jpg" fo:content-width="2.7in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq10highres.jpg"/> et <img alt="Équation 11" src="/files/ftp_upload/4179/4179eq11.jpg" fo:content-width="1.8in" fo:src="/files/ftp_upload/4179/4179eq11highres.jpg"/> . L&#39;étoile grise dans la partie supérieure représente la moyenne ± staerreur ndard pour g et le potentiel hydrique foliaire mesuré sur des feuilles de plantes intactes à la mi-journée avec un poromètre. Gris et noir barres verticales dans le panneau inférieur représentent le potentiel de l&#39;eau à laquelle les espèces ont perdu 80% de la conductance foliaire hydraulique initiale (P 80) sous irradiation haute et basse, respectivement.

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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biometry. , (1995).</li><li>Scoffoni, C., Rawls, M., McKown, A., Cochard, H., Sack, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decline+of+leaf+hydraulic+conductance+with+dehydration:+relationship+to+leaf+size+and+venation+architecture.">Decline of leaf hydraulic conductance with dehydration: relationship to leaf size and venation architecture.</a> Plant Physiol. 156, 832-843 (2011).</li><li>Sack, L., Tyree, M. T., Holbrook, N. M., Zweiniecki, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Vascular Transport in Plants. , (2005).</li><li>Nardini, A., Tyree, M. T., Salleo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xylem+cavitation+in+the+leaf+of+Prunus+laurocerasus+and+its+impact+on+leaf+hydraulics.">Xylem cavitation in the leaf of Prunus laurocerasus and its impact on leaf hydraulics.</a> Plant Physiol. 125, 1700-1709 (2001).</li><li>Brodribb, T. J., Holbrook, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stomatal+closure+during+leaf+dehydration,+correlation+with+other+leaf+physiological+traits.">Stomatal closure during leaf dehydration, correlation with other leaf physiological traits.</a> Plant Physiol. 132, 2166-2173 (2003).</li><li>Blackman, C. J., Brodribb, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+measures+of+leaf+capacitance:+insights+into+the+water+transport+pathway+and+hydraulic+conductance+in+leaves.">Two measures of leaf capacitance: insights into the water transport pathway and hydraulic conductance in leaves.</a> Funct. Plant Biol. 38, 118-126 (2011).</li><li>Nardini, A., Raimondo, F., Lo Gullo, M. A., Salleo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Leafminers+help+us+understand+leaf+hydraulic+design.">Leafminers help us understand leaf hydraulic design.</a> Plant Cell Environ. 33, 1091-1100 (2010).</li><li>Sheriff, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaporation+sites+and+distillation+in+leaves.">Evaporation sites and distillation in leaves.</a> Ann. Bot. 41, 1081-1082 (1977).</li><li>Canny, M. J., Huang, C. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Leaf+water+content+and+palisade+cell+size.">Leaf water content and palisade cell size.</a> New Phytol. 170, 75-85 (2006).</li><li>Santiago, L. S., Mulkey, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+test+of+gas+exchange+measurements+on+excised+canopy+branches+of+ten+tropical+tree+species.">A test of gas exchange measurements on excised canopy branches of ten tropical tree species.</a> Photosynthetica. 41, 343-347 (2003).</li><li>Sack, L., Cowan, P. D., Jaikumar, N., Holbrook, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+'hydrology'+of+leaves:+co-ordination+of+structure+and+function+in+temperate+woody+species.">The 'hydrology' of leaves: co-ordination of structure and function in temperate woody species.</a> Plant Cell Environ. 26, 1343-1356 (2003).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

La méthode des flux d&#39;évaporation présenté ici permet relativement rapide (30 min) la détermination de la conductance foliaire hydraulique dans le laboratoire avec mesure simultanée de la conductance stomatique. L&#39;EFM est à ce jour la méthode qui suit de plus près la voie naturelle de l&#39;eau dans les feuilles, étant donné que l&#39;eau s&#39;évapore dans les espaces aériens des feuilles et se diffuse à partir des stomates 15. Un certain nombre d&#39;autres méthodes expérimentales pour la détermination de K existent feuille 25, trois étant particulièrement fréquente. (1) Dans la méthode des flux à haute pression (HPFM), l&#39;eau est poussée à travers la feuille sous haute pression 15,26. Cependant, les courbes de vulnérabilité ne peut pas être obtenu avec cette méthode parce appliquées pressions positives peuvent remplir embolies et réhydrater les tissus du mésophylle. (2) Dans la méthode de réhydratation cinétique (RKM), K feuille est calculée en utilisant l&#39;analogie entre la réhydratation des feuilles déshydratées avec le charging d&#39;un condensateur en série avec une des résistances 27,28. Cette méthode est rapide, mais ne reproduit pas l&#39;ensemble du système des voies naturelles de transpiration dans la feuille et n&#39;est pas facilement modifiées pour permettre la mesure des feuilles acclimatées à fort ensoleillement. (3) Dans le procédé de pompe à vide (VPM) de la feuille est placé dans une chambre, son pétiole relié à une source d&#39;eau à l&#39;équilibre, tandis que les aspirateurs d&#39;intensités différentes sont appliquées à la perte d&#39;eau d&#39;entraînement de feuille de la feuille 15,26. Cette méthode peut prendre beaucoup de temps. Mesures utilisant les trois méthodes ont été trouvés à donner des résultats cohérents 15,28,29, et donc l&#39;EFM est fréquemment utilisé étant donné son basé sur le mouvement de l&#39;eau par transpiration, et sa relative rapidité, et sa modification pour mesurer feuille de K dans des conditions différentes. Toutes les méthodes typiques utilisées pour déterminer feuille K comportent un degré d&#39;incertitude dans la quantification selonurately la force motrice correspondant à la transpiration 25. Dans l&#39;EFM, la feuille de calcul ΔΨ feuille K est inférieure à la force d&#39;entraînement réelle, car elle est basée sur la feuille après le nombre Ψ lame est équilibrée pour la bombe à pression. À ce stade, la feuille en vrac Ψ ne représentent pas nécessairement le potentiel hydrique des cellules à la fin de la voie hydraulique, où l&#39;eau s&#39;évapore, mais plutôt une moyenne pondérée par les volumes des cellules relativement peu de potentiel hydrique bas où l&#39;eau est le déplacement et l&#39;évaporation, et pour les cellules plus nombreuses du potentiel hydrique élevée qui peut être isolé à partir du flux de transpiration. Combien la feuille Ψ diffère de la véritable moteur dépend donc de l&#39;endroit où l&#39;eau s&#39;évapore dans la feuille. Si l&#39;eau s&#39;évapore à travers la feuille, la feuille en vrac Ψ peut être proche de la véritable moteur, et si l&#39;eau ne s&#39;évapore que de relativement peu de caunes près des stomates, la majeure partie de la feuille Ψ peut sous-estimer considérablement le véritable moteur, c&#39;est à dire, le potentiel hydrique de ces cellules peut en fait être beaucoup plus faible, et donc K feuilles réelle serait inférieure à celle déterminée avec l&#39;EFM. Ainsi, le degré cette feuille K déterminé par l&#39;EFM représente la feuille K vraie est sensible aux voies d&#39;écoulement des eaux, qui ne sont pas encore bien comprises. Alors que l&#39;EFM fournit des données qui correspondent à ceux des autres méthodes de mesure K foliaire (voir ci-dessus), et est excellent pour une utilisation comparative, la possibilité d&#39;une espèce de variation dans les voies d&#39;écoulement d&#39;eau à travers le mésophylle doit être approfondie. En effet, même pour des feuilles de même espèce, ces voies d&#39;eau peut varier dans des conditions différentes, par exemple, sous différents éclairements et 4,30 charges thermiques ou de statut différent de l&#39;eau (compte tenu de rétraction tissulaire) 31. Une connaissance plus approfondiedes voies de transport de l&#39;eau permettrait ainsi à l&#39;EFM pour être utilisé pour résoudre les effets de l&#39;évolution des voies de transport sur feuilles ensemble hydraulique. La mesure de la conductance stomatique à l&#39;EFM a l&#39;avantage de permettre la détermination des réponses aux irradiance et la déshydratation et apporter des réponses adaptées de g s à la feuille K. En outre, l&#39;effet de la déshydratation feuille précédente suivie d&#39;une réhydratation de g s peuvent être évalués avec cette méthode. Cependant, cette méthode présente deux inconvénients potentiels. Tout d&#39;abord, cette mesure g s est faite sur une feuille excisée, plutôt que sur une plante intacte, et la seconde, la détermination de la conductance stomatique est basée sur la mesure du climat certaine distance de la feuille, plutôt que de fermer à la feuille comme dans une chambre poromètre , si la ventilation de la feuille avec le ventilateur s&#39;équilibre avec la surface de la feuille entourant air. Pour certaines espèces, exciséeles feuilles peuvent présenter différentes réponses que pour les stomates des feuilles sur une plante intacte 16,32. Cependant, pour plusieurs espèces g s estimées en utilisant l&#39;EFM était similaire aux valeurs mesurées sur les plantes intactes avec un poromètre pour les feuilles à la mi-journée Ψ feuille 16 (figure 2). L&#39;EFM peuvent être appliquées pour des raisons physiologiques aperçu, c&#39;est à dire étudier la dynamique de K feuille, son fondement dans la structure et de l&#39;anatomie, et ses réponses aux facteurs environnementaux. En outre, la méthode peut être utilisée pour comparer les plantes de même espèce cultivées dans des conditions différentes, ou d&#39;âges différents, ou de comparer des plantes de différentes espèces adaptées à des environnements différents. En construisant des courbes de vulnérabilité des feuilles, on peut mieux comprendre les mécanismes de tolérance des espèces à la sécheresse. En période de sécheresse, la cavitation et de l&#39;effondrement des cellules ont été observé dans le xylème feuille de certains<html> espèces, et le retrait de cellules dans le mésophylle lors de la déshydratation pourrait également avoir une incidence mouvement de l&#39;eau (revue dans 14). Les futures études seront nécessaires pour déterminer l&#39;importance relative de chacun de ces processus dans la conduite du déclin de K foliaire et la fermeture des stomates. L&#39;irradiance est également un facteur majeur K feuilles et l&#39;EFM est particulièrement adapté pour des mesures sous fort éclairement. La réponse combinée des aquaporines à rayonnement et à la sécheresse devrait gagner beaucoup d&#39;intérêt. Éclairement élevé conduit à une expression accrue et / ou une activation des aquaporines qui permettent d&#39;écoulement rapide de l&#39;eau à travers les cellules vivantes, ce qui augmente feuille K, tandis que la déshydratation conduit à une expression réduite et / ou de-activatation des aquaporines, réduisant feuille K. Les effets combinés de l&#39;éclairement énergétique et l&#39;approvisionnement en eau sur une feuille K est indispensable d&#39;approfondir 4,10,16,33. tente &quot;&gt; En outre, à travers les espèces, K feuilles et sa vulnérabilité a été liée à la répartition des espèces à l&#39;égard de la fourniture d&#39;eau légère et d&#39;autres ressources 3,13,24. espèces des zones sèches ont tendance à montrer une plus grande résistance à la baisse hydraulique, face à plus négatifs potentiels hydriques du sol, et par le maintien d&#39;une feuille de K élevée à des potentiels plus négatifs de l&#39;eau, ils peuvent maintenir un niveau élevé g s et continuer la capture du CO 2 pour la photosynthèse 13,14. Ainsi, l&#39;étude de la feuille de propriétés hydrauliques donne un aperçu au niveau de des cellules végétales, des feuilles et tout et ses réponses à l&#39;environnement, et est susceptible de produire de nombreuses nouvelles découvertes importantes à toutes les échelles.

measurement of leaf hydraulic conductance and stomatal conductance and their responses to irradiance and dehydration using the evaporative flux method (efm)

L&#39;eau est une ressource clé, et le système de transport usine d&#39;eau fixe des limites à la croissance maximale et tolérance à la sécheresse. Lorsque les plants ouvrir leurs stomates pour réaliser une forte conductivité stomatique (g s) de captage du CO 2 pour la photosynthèse, de l&#39;eau est perdue par transpiration 1,2. L&#39;eau s&#39;évapore des espaces aériens est remplacé à partir des parois cellulaires, à son tour, puisant de l&#39;eau dans le xylème des nervures des feuilles, en dessin tour de xylème dans les tiges et les racines. Comme l&#39;eau est aspirée à travers le système, il éprouve la résistance hydraulique, créant des tensions dans tout le système et un potentiel de feuilles d&#39;eau à basse (Ψ feuille). La feuille elle-même est un goulot d&#39;étranglement dans le système plante entière, ce qui représente en moyenne 30% de la résistance des plantes hydraulique 3. Conductance foliaire hydraulique (K = feuille de résistance 1 / feuilles hydraulique) est le rapport entre le débit d&#39;eau au gradient de potentiel hydrique à travers la feuille, et résume lescomportement d&#39;un système complexe:. l&#39;eau se déplace à travers le pétiole et par le biais de plusieurs ordres de veines, des sorties dans la gaine du faisceau et passe à travers ou autour des cellules du mésophylle avant de s&#39;évaporer dans l&#39;espace aérien et étant apparu à partir du stomates K est d&#39;un intérêt fort comme un importante particularité physiologique de comparer les espèces, la quantification de l&#39;efficacité de la structure de la feuille et de la physiologie pour le transport de l&#39;eau, et une variable clé pour enquêter de sa relation à la variation de la structure (par exemple, dans l&#39;architecture nervation foliaire) et de ses impacts sur les échanges gazeux photosynthétiques. De plus, K feuille réagit fortement à l&#39;environnement feuille interne et externe 3. Feuille K peut augmenter considérablement avec l&#39;irradiance apparemment due à des changements dans l&#39;expression et l&#39;activation des aquaporines, des protéines impliquées dans le transport de l&#39;eau à travers les membranes 4, et la feuille de K diminue fortement au cours de drdevrait, en raison de la cavitation et / ou l&#39;effondrement de conduits du xylème, et / ou la perte de la perméabilité dans les tissus extra-xylème en raison de mésophylle et le rétrécissement des cellules paquet gaine ou désactivation aquaporine 5-10. Parce que K foliaire peut restreindre g s et le taux de photosynthèse à travers les espèces dans des conditions bien arrosées et en période de sécheresse, et donc de limiter les performances de la plante entière, ils peuvent éventuellement déterminer la répartition des espèces d&#39;autant plus que les sécheresses augmenteront en fréquence et la gravité 11-14. Nous présentons une méthode simple pour la détermination simultanée de K feuilles et g s sur feuilles excisées. Une feuille transpirant est relié par son pétiole à tube en cours d&#39;exécution à une source d&#39;eau à l&#39;équilibre. La perte d&#39;eau à partir de la balance est enregistré pour calculer le débit à travers la feuille. Lorsque l&#39;état d&#39;équilibre de la transpiration (E, • m -2 mmol • s -1) est atteint, g <sub&gt; S est déterminé en divisant par le déficit de pression de vapeur, et la feuille de K en divisant par la force d&#39;entraînement de l&#39;eau potentiel déterminé à l&#39;aide d&#39;une chambre de pression (K feuille = E / - Δψ feuille, MPa) 15. Cette méthode peut être utilisée pour évaluer les réponses feuilles K pour différents éclairements et de la vulnérabilité de la feuille de la maternelle à la déshydratation 14,16,17.

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Measurement of Leaf Hydraulic Conductance and Stomatal Conductance and Their Responses to Irradiance and Dehydration Using the Evaporative Flux Method EFM

Nous décrivons une méthode relativement rapide (30 min) et en même temps réaliste pour la mesure de la conductance hydraulique foliaire (<em&gt; K</em<sub&gt; Feuille</sub&gt;) Et la conductance stomatique (<em&gt; G</em<sub&gt; S</sub&gt;) Pour transpirants feuilles excisées. La méthode peut être modifiée pour mesurer les réponses à la lumière et de la déshydratation de<em&gt; K</em<sub&gt; Feuille</sub&gt; Et<em&gt; G</em<sub&gt; S</sub&gt;.

Mesure de la conductance hydraulique foliaire et la conductance stomatique et de leurs réponses à d&#39;irradiance et de déshydratation en utilisant la méthode par évaporation Flux (EFM)

Water is a key resource, and the plant water transport system sets limits on maximum growth and drought tolerance. When plants open their stomata to ...

measurement-leaf-hydraulic-conductance-stomatal-conductance-their

Research

JoVE Journal

Biology

Measurement of Leaf Hydraulic Conductance and Stomatal Conductance and Their Responses to Irradiance and Dehydration Using the Evaporative Flux Method (EFM)

36.9K vues.  University of California, Los Angeles. Nous décrivons une méthode relativement rapide (30 min) et en même temps réaliste pour la mesure de la conductance hydraulique foliaire ( K

Vidéo: Measurement of Leaf Hydraulic Conductance and Stomatal Conductance and Their Responses to Irradiance and Dehydration Using the Evaporative Flux Method EFM

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in cellular and mammalian models. Here, we describe detailed methods to perform stable isotopic profiling of intermediary metabolism and metabolic flux in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are described for profiling whole worm free amino acids, labeled carbon dioxide, labeled organic acids, and labeled amino acids in animals exposed to stable isotopes either from early development on nematode growth media agar plates or beginning as young adults while exposed to various pharmacologic treatments in liquid culture. Free amino acids are quantified by high performance liquid chromatography (HPLC) in whole worm aliquots extracted in 4% perchloric acid. Universally labeled 13C-glucose or 1,6-13C2-glucose is utilized as the stable isotopic precursor whose labeled carbon is traced by mass spectrometry in carbon dioxide (both atmospheric and dissolved) as well as in metabolites indicative of flux through glycolysis, pyruvate metabolism, and the tricarboxylic acid cycle. Representative results are included to demonstrate effects of isotope exposure time, various bacterial clearing protocols, and alternative worm disruption methods in wild-type nematodes, as well as the relative extent of isotopic incorporation in mitochondrial complex III mutant worms (isp-1(qm150)) relative to wild-type worms. Application of stable isotopic profiling in living nematodes provides a novel capacity to investigate at the whole animal level real-time metabolic alterations that are caused by individual genetic disorders and/or pharmacologic therapies.

Stable Isotopic Profiling of Intermediary Metabolic Flux in Developing and Adult Stage Caenorhabditis elegans

Stable isotopic profiling by gas chromatography mass spectrometric analysis of intermediary metabolic flux is described in the nematode, Caenorhabditis elegans. Methods are detailed for assessing isotopic enrichment in carbon dioxide, organic acids, and amino acids following isotope exposure either during development on agar plates or during adulthood in liquid culture.

Stable profilage isotopique du flux métabolique intermédiaire dans la phase de développement et de l&#39;adulte Caenorhabditis elegans</em

Stable isotopic profiling has long permitted sensitive investigations of the metabolic consequences of genetic mutations and/or pharmacologic therapies in ...

Recherche

Biologie

Expression and Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein in Saccharomyces cerevisiae

The cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) is a chloride channel, that when mutated, can give rise to cystic fibrosis in humans.There is therefore considerable interest in this protein, but efforts to study its structure and activity have been hampered by the difficulty of expressing and purifying sufficient amounts of the protein1-3. Like many 'difficult' eukaryotic membrane proteins, expression in a fast-growing organism is desirable, but challenging, and in the yeast S. cerevisiae, so far low amounts were obtained and rapid degradation of the recombinant protein was observed 4-9. Proteins involved in the processing of recombinant CFTR in yeast have been described6-9 .In this report we describe a methodology for expression of CFTR in yeast and its purification in significant amounts. The protocol describes how the earlier proteolysis problems can be overcome and how expression levels of CFTR can be greatly improved by modifying the cell growth conditions and by controlling the induction conditions, in particular the time period prior to cell harvesting. The reagants associated with this protocol (murine CFTR-expressing yeast cells or yeast plasmids) will be distributed via the US Cystic Fibrosis Foundation, which has sponsored the research. An article describing the design and synthesis of the CFTR construct employed in this report will be published separately (Urbatsch, I.; Thibodeau, P. et al., unpublished). In this article we will explain our method beginning with the transformation of the yeast cells with the CFTR construct - containing yeast plasmid (Fig. 1). The construct has a green fluorescent protein (GFP) sequence fused to CFTR at its C-terminus and follows the system developed by Drew et al. (2008)10. The GFP allows the expression and purification of CFTR to be followed relatively easily. The JoVE visualized protocol finishes after the preparation of microsomes from the yeast cells, although we include some suggestions for purification of the protein from the microsomes. Readers may wish to add their own modifications to the microsome purification procedure, dependent on the final experiments to be carried out with the protein and the local equipment available to them. The yeast-expressed CFTR protein can be partially purified using metal ion affinity chromatography, using an intrinsic polyhistidine purification tag. Subsequent size-exclusion chromatography yields a protein that appears to be &gt;90% pure, as judged by SDS-PAGE and Coomassie-staining of the gel.

Expression and Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein in Saccharomyces cerevisiae

Attempts to express the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) in Saccharomyces cerevisiae have, until now, yielded relatively low amounts of protein. This protocol and the associated reagents distributed via the Cystic Fibrosis Foundation should allow the preparation of milligram amounts of this 'difficult' eukaryotic membrane protein.

Expression et purification de la protéine transmembranaire de la fibrose kystique conductance Regulator dans Saccharomyces cerevisiae

The  cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) is a chloride  channel, that when mutated, can give rise to cystic fibrosis in  ...

An Innovative Method for Exosome Quantification and Size Measurement

Although the biological importance of exosomes has recently gained an increasing amount of scientific and clinical attention, much is still unknown about their complex pathways, their bioavailability and their diverse functions in health and disease. Current work focuses on the presence and the behavior of exosomes (in vitro as well as in vivo) in the context of different human disorders, especially in the fields of oncology, gynecology and cardiology.
Unfortunately, neither a consensus regarding a gold standard for exosome isolation exists, nor is there an agreement on such a method for their quantitative analysis. As there are many methods for the purification of exosomes and also many possibilities for their quantitative and qualitative analysis, it is difficult to determine a combination of methods for the ideal approach. 
Here, we demonstrate nanoparticle tracking analysis (NTA), a semi-automated method for the characterization of exosomes after isolation from human plasma by ultracentrifugation. The presented results show that this approach for isolation, as well as the determination of the average number and size of exosomes, delivers reproducible and valid data, as confirmed by other methods, such as scanning electron microscopy (SEM).

A method for isolation of exosomes from whole blood and further analysis by nanoparticle tracking using a semi-automatic instrument is presented in this article. The presented technology provides an extremely sensitive method for visualizing and analyzing particles in liquid suspension.

Une méthode innovante pour Exosome Quantification et Taille Mesure

Although the biological importance of exosomes has recently gained an increasing amount of scientific and clinical attention, much is still unknown about ...

Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein Expressed in Saccharomyces cerevisiae

Defects in the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) protein cause cystic fibrosis (CF), an autosomal recessive disease that currently limits the average life expectancy of sufferers to &#60;40 years of age. The development of novel drug molecules to restore the activity of CFTR is an important goal in the treatment CF, and the isolation of functionally active CFTR is a useful step towards achieving this goal.
We describe two methods for the purification of CFTR from a eukaryotic heterologous expression system, S. cerevisiae. Like prokaryotic systems, S. cerevisiae can be rapidly grown in the lab at low cost, but can also traffic and posttranslationally modify large membrane proteins. The selection of detergents for solubilization and purification is a critical step in the purification of any membrane protein. Having screened for the solubility of CFTR in several detergents, we have chosen two contrasting detergents for use in the purification that allow the final CFTR preparation to be tailored to the subsequently planned experiments.
In this method, we provide comparison of the purification of CFTR in dodecyl-&#946;-D-maltoside (DDM) and 1-tetradecanoyl-sn-glycero-3-phospho-(1&#39;-rac-glycerol) (LPG-14). Protein purified in DDM by this method shows ATPase activity in functional assays. Protein purified in LPG-14 shows high purity and yield, can be employed to study post-translational modifications, and can be used for structural methods such as small-angle X-ray scattering and electron microscopy. However it displays significantly lower ATPase activity.

Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein Expressed in Saccharomyces cerevisiae

Heterologous expression and purification of the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) are significant challenges and limiting factors in the development of drug therapies for cystic fibrosis. This protocol describes two methods for the isolation of milligram quantities of CFTR suitable for functional and structural studies.&#160;

Purification de la fibrose kystique régulateur de la conductance transmembranaire protéine exprimée dans<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Defects in the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) protein cause cystic fibrosis (CF), an autosomal recessive disease that ...

A Standardized Method for the Analysis of Liver Sinusoidal Endothelial Cells and Their Fenestrations by Scanning Electron Microscopy

Liver sinusoidal endothelial cells are the gateway to the liver, their transcellular fenestrations allow the unimpeded transfer of small and dissolved substances from the blood into the liver parenchyma for metabolism and processing. Fenestrations are dynamic structures - both their size and/or number can be altered in response to various physiological states, drugs, and disease, making them an important target for modulation. An understanding of how LSEC morphology is influenced by various disease, toxic, and physiological states and how these changes impact on liver function requires accurate measurement of the size and number of fenestrations. In this paper, we describe scanning electron microscopy fixation and processing techniques used in our laboratory to ensure reproducible specimen preparation and accurate interpretation. The methods include perfusion fixation, secondary fixation and dehydration, preparation for the scanning electron microscope and analysis. Finally, we provide a step by step method for standardized image analysis which will benefit all researchers in the field.

The fenestrated liver sinusoidal endothelial cell is a biologically important filter system that is highly influenced by various diseases, toxins, and physiological states. These changes significantly impact on liver function. We describe methods for the standardisation of the measurement of the size and number of fenestrations in these cells.

Une méthode standardisée pour l&#39;analyse des cellules endothéliales et sinusoïdale du foie Leurs fenestrations par microscopie électronique à balayage

Liver sinusoidal endothelial cells are the gateway to the liver, their transcellular fenestrations allow the unimpeded transfer of small and dissolved ...

Relating Stomatal Conductance to Leaf Functional Traits

Leaf functional traits are important because they reflect physiological functions, such as transpiration and carbon assimilation. In particular, morphological leaf traits have the potential to summarize plants strategies in terms of water use efficiency, growth pattern and nutrient use. The leaf economics spectrum (LES) is a recognized framework in functional plant ecology and reflects a gradient of increasing specific leaf area (SLA), leaf nitrogen, phosphorus and cation content, and decreasing leaf dry matter content (LDMC) and carbon nitrogen ratio (CN). The LES describes different strategies ranging from that of short-lived leaves with high photosynthetic capacity per leaf mass to long-lived leaves with low mass-based carbon assimilation rates. However, traits that are not included in the LES might provide additional information on the species&#39; physiology, such as those related to stomatal control. Protocols are presented for a wide range of leaf functional traits, including traits of the LES, but also traits that are independent of the LES. In particular, a new method is introduced that relates the plants&#8217; regulatory behavior in stomatal conductance to vapor pressure deficit. The resulting parameters of stomatal regulation can then be compared to the LES and other plant functional traits. The results show that functional leaf traits of the LES were also valid predictors for the parameters of stomatal regulation. For example, leaf carbon concentration was positively related to the vapor pressure deficit (vpd) at the point of inflection and the maximum of the conductance-vpd curve. However, traits that are not included in the LES added information in explaining parameters of stomatal control: the vpd at the point of inflection of the conductance-vpd curve was lower for species with higher stomatal density and higher stomatal index. Overall, stomata and vein traits were more powerful predictors for explaining stomatal regulation than traits used in the LES.

Unraveling how physiology and morphology are linked allows a deeper understanding of mechanistic functioning of plant leaves. We present both a procedure to derive parameters of stomatal regulation from stomatal conductance measurements and correlations with traditional functional leaf traits.

Concernant la conductance stomatique de feuilles traits fonctionnels

Leaf functional traits are important because they reflect physiological functions, such as transpiration and carbon assimilation. In particular, ...

Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular systolic and diastolic function. Measures of ventricular contractility and compliance are obtained through examination of cardiac response to changes in afterload and preload. These techniques were originally developed nearly three decades ago to measure cardiac function in large mammals and humans. The application of these analyses to small mammals, such as mice, has been accomplished through the optimization of microsurgical techniques and creation of conductance catheters. Conductance catheters allow for estimation of the blood pool by exploiting the relationship between electrical conductance and volume. When properly performed, these techniques allow for testing of cardiac function in genetic mutant mouse models or in drug treatment studies. The accuracy and precision of these studies are dependent on careful attention to the calibration of instruments, systematic conduct of hemodynamic measurements and data analyses. We will review the methods of conducting pressure-volume loop experiments using a conductance catheter in mice.

Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters.

Cardiac pression-volume Analyse boucle aide de la conductance cathéters chez la souris

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

Simple and Effective Administration and Visualization of Microparticles in the Circulatory System of Small Fishes Using Kidney Injection

The systemic administration of micro-size particles into a living organism can be applied for vasculature visualization, drug and vaccine delivery, implantation of transgenic cells and tiny optical sensors. However, intravenous microinjections into small animals, which are mostly used in biological and veterinary laboratories, are very difficult and require trained personnel. Herein, we demonstrate a robust and efficient method for the introduction of microparticles into the circulatory system of adult zebrafish (Danio rerio) by injection into the fish kidney. To visualize the introduced microparticles in the vasculature, we propose a simple intravital imaging technique in fish gills. In vivo monitoring of the zebrafish blood pH was accomplished using an injected microencapsulated fluorescent probe, SNARF-1, to demonstrate one of the possible applications of the described technique. This article provides a detailed description of the encapsulation of pH-sensitive dye and demonstrates the principles of the quick injection and visualization of the obtained microcapsules for in vivo recording of the fluorescent signal. The proposed method of injection is characterized by a low mortality rate (0-20%) and high efficiency (70-90% success), and it is easy to institute using commonly available equipment. All described procedures can be performed on other small fish species, such as guppies and medaka.

This article demonstrates the principles of a quick, minimally invasive injection of fluorescent microparticles into the circulatory system of small fishes and the in vivo visualization of the microparticles in fish blood.

Une Administration simple et efficace et la visualisation de microparticules dans l’appareil circulatoire des petits poissons à l’aide d’Injection de rein

The systemic administration of micro-size particles into a living organism can be applied for vasculature visualization, drug and vaccine delivery, ...

Measurement of Energy Metabolism in Explanted Retinal Tissue Using Extracellular Flux Analysis

High acuity vision is a heavily energy-consuming process, and the retina has developed several unique adaptations to precisely meet such demands while maintaining transparency of the visual axis. Perturbations to this delicate balance cause blinding illnesses, such as diabetic retinopathy. Therefore, the understanding of energy metabolism changes in the retina during disease is imperative to the development of rational therapies for various causes of vison loss. The recent advent of commercially-available extracellular flux analyzers has made the study of retinal energy metabolism more accessible. This protocol describes the use of such an analyzer to measure contributions to retinal energy supply through its two principle arms - oxidative phosphorylation and glycolysis - by quantifying changes in oxygen consumption rates (OCR) and extracellular acidification rates (ECAR) as proxies for these pathways. This technique is readily performed in explanted retinal tissue, facilitating assessment of responses to multiple pharmacologic agents in a single experiment. Metabolic signatures in retinas from animals lacking rod photoreceptor signaling are compared to wild-type controls using this method. A major limitation in this technique is the lack of ability to discriminate between light-adapted and dark-adapted energy utilization, an important physiologic consideration in retinal tissue.

This technique describes real time recording of oxygen consumption and extracellular acidification rates in explanted mouse retinal tissues using an extracellular flux analyzer.

Mesure du métabolisme énergétique chez Explanté tissu rétinien en utilisant l’analyse de Flux extracellulaire

High acuity vision is a heavily energy-consuming process, and the retina has developed several unique adaptations to precisely meet such demands while ...

Profiling of H3K4me3 Modification in Plants using Cleavage under Targets and Tagmentation

Epigenomic regulation at the chromatic level, including DNA and histone modifications, behaviors of transcription factors, and non-coding RNAs with their recruited proteins, lead to temporal and spatial control of gene expression. Cleavage under targets and tagmentation (CUT&#38;Tag) is an enzyme-tethering method in which the specific chromatin protein is firstly recognized by its specific antibody, and then the antibody tethers a protein A-transposase (pA-Tn5) fusion protein, which cleaves the targeted chromatin in situ by the activation of magnesium ions. Here, we provide our previously published CUT&#38;Tag protocol using intact nuclei isolated from allortetraploid cotton leaves with modification. This step-by-step protocol can be used for epigenomic research in plants. In addition, substantial modifications for plant nuclei isolation are provided with critical comments.

Cleavage under targets and tagmentation (CUT&amp;Tag) is an efficient chromatin epigenomic profiling strategy. This protocol presents a refined CUT&amp;Tag strategy for the profiling of histone modifications in plants.

Profilage de la modification H3K4me3 dans les usines à l’aide du clivage sous cibles et de la marquage

Epigenomic regulation at the chromatic level, including DNA and histone modifications, behaviors of transcription factors, and non-coding RNAs with their ...