Nous remercions Jongmin Kim, Dan Siegal-Gaskins, Anu Thubagere, et Enoch Yeung à l&#39;aide de rationaliser le protocole, et Clare Chen et Lee Barclay pour l&#39;assistance dans les premiers stades du projet. Ce matériau est basé sur les travaux pris en charge en partie par l&#39;Agence pour les projets de recherche avancée de défense (DARPA / MTO) programme Living Fonderies, numéro de contrat HR0011-12-C-0065 (DARPA / CMO.ZZS est également soutenue par un scientifique médical UCLA / Caltech bourse du programme de formation et par un DoD, la Force aérienne Bureau de la recherche scientifique, des sciences de la Défense nationale et études supérieures en génie (NDSEG) Fellowship, 32 CFR 168. Les points de vue et les conclusions contenues dans ce document sont celles des auteurs et ne doit pas être interprété comme représentant officiellement politiques, que ce soit expressément ou implicitement, de l&#39;Advanced Research Projects Agency Défense ou le gouvernement des États-Unis.

<ol>
	<li>Noireaux, V., Bar-Ziv, R., Libchaber, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+cell-free+genetic+circuit+assembly.">Principles of cell-free genetic circuit assembly.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100, 12672-12677 (2003).</li><li>He, M. Y., He, Y. Z., Luo, Q., Wang, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+DNA+to+protein:+No+living+cells+required.">From DNA to protein: No living cells required.</a> Process Biochem. 46, 615-620 (2011).</li><li>Forster, A. C., Church, G. 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M., Pao, L., Abramovitch, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomolecular+resource+utilization+in+elementary+cell-free+gene+circuits.">Biomolecular resource utilization in elementary cell-free gene circuits.</a> , 1531-1536 (2013).</li><li>Karzbrun, E., Shin, J., Bar-Ziv, R. H., Noireaux, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coarse-grained+dynamics+of+protein+synthesis+in+a+cell-free+system.">Coarse-grained dynamics of protein synthesis in a cell-free system.</a> Physical review letters. 106, 048104 (2011).</li><li>Hoagland, M. B., Stephenson, M. L., Scott, J. F., Hecht, L. I., Zamecnik, P. 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B., Berg, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+Enzymatically+Synthesized+Ribonucleic+Acid+on+Amino+Acid+Incorporation+by+a+Soluble+Protein-Ribosome+System+from+Escherichia+Coli.">Effect of Enzymatically Synthesized Ribonucleic Acid on Amino Acid Incorporation by a Soluble Protein-Ribosome System from Escherichia Coli.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 48, 94 (1962).</li><li>Zubay, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In-Vitro+Synthesis+of+Protein+in+Microbial+Systems.">In-Vitro Synthesis of Protein in Microbial Systems.</a> Annu Rev Genet. 7, 267-287 (1973).</li><li>Pratt, J. M., Hames, B. D., Higgins, S. 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Formation of active ribosomal subunits in Escherichia coli requires transcription of rRNA genes by host RNA polymerase which cannot be replaced by bacteriophage T7 RNA polymerase.</a> Journal of molecular biology. 231, 581-593 (1993).</li><li>Iskakova, M. B., Szaflarski, W., Dreyfus, M., Remme, J., Nierhaus, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Troubleshooting+coupled+in+vitro+transcription-translation+system+derived+from+Escherichia+coli+cells:+synthesis+of+high-yield+fully+active+proteins.">Troubleshooting coupled in vitro transcription-translation system derived from Escherichia coli cells: synthesis of high-yield fully active proteins.</a> Nucleic acids research. 34, e135 (2006).</li><li>Kigawa, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+Escherichia+coli+cell+extract+for+highly+productive+cell-free+protein+expression.">Preparation of Escherichia coli cell extract for highly productive cell-free protein expression.</a> Journal of structural and. 5, 63-68 (2004).</li><li>Matsuda, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+cell-free+protein+synthesis+for+stable-isotope+labeling.">Improving cell-free protein synthesis for stable-isotope labeling.</a> Journal of biomolecular. NMR. 37, 225-229 (2007).</li><li>Sitaraman, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+cell-free+protein+synthesis+system.">A novel cell-free protein synthesis system.</a> Journal of biotechnology. 110, 257-263 (2004).</li><li>Becskei, A., Serrano, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+stability+in+gene+networks+by+autoregulation.">Engineering stability in gene networks by autoregulation.</a> Nature. 405, 590-593 (2000).</li><li>Maeda, H., Fujita, N., Ishihama, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Competition+among+seven+Escherichia+coli+sigma+subunits:+relative+binding+affinities+to+the+core+RNA+polymerase.">Competition among seven Escherichia coli sigma subunits: relative binding affinities to the core RNA polymerase.</a> Nucleic acids research. 28, 3497-3503 (2000).</li><li>Caschera, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coping+with+complexity:+machine+learning+optimization+of+cell-free+protein+synthesis.">Coping with complexity: machine learning optimization of cell-free protein synthesis.</a> Biotechnology and bioengineering. 108, 2218-2228 (2011).</li><li>Hodgman, C. E., Jewett, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-free+synthetic+biology:+thinking+outside+the+cell.">Cell-free synthetic biology: thinking outside the cell.</a> Metabolic engineering. 14, 261-269 (2012).</li><li>Elowitz, M. B., Leibler, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+synthetic+oscillatory+network+of+transcriptional+regulators.">A synthetic oscillatory network of transcriptional regulators.</a> Nature. 403, 335-338 (2000).</li><li>Tsuruta, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-level+production+of+amorpha-4,11-diene,+a+precursor+of+the+antimalarial+agent+artemisinin,+in+Escherichia+coli.">High-level production of amorpha-4,11-diene, a precursor of the antimalarial agent artemisinin, in Escherichia coli.</a> Plos One. 4, e4489 (2009).</li><li>Gardner, T. S., Cantor, C. R., Collins, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+a+genetic+toggle+switch+in+Escherichia+coli.">Construction of a genetic toggle switch in Escherichia coli.</a> Nature. 403, 339-342 (2000).</li><li>Jewett, M. C., Forster, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Update+on+designing+and+building+minimal+cells.">Update on designing and building minimal cells.</a> Current opinion in biotechnology. 21, 697-703 (2010).</li><li>Noireaux, V., Libchaber, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+vesicle+bioreactor+as+a+step+toward+an+artificial+cell+assembly.">A vesicle bioreactor as a step toward an artificial cell assembly.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 17669-17674 (2004).</li></ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

La base de Escherichia coli endogène TX-TL système d&#39;expression acellulaire décrit ici est une réaction facile à terme de trois tube qui peut prendre moins de huit heures de mise en place pour la collecte des données. Le processus de création tous les réactifs nécessite cinq temps total de «jours (avec les exigences de travail importantes sur un seul jour), mais produit extrait brut pour 3000 et les réactions tampon fabrication des réactifs pour 10 000 réactions (figure 1). En outre, l&#39;extrait brut et tampon de décision réactifs sont stables pendant au moins 1 an à -80 ° C, ce qui permet des utilisations multiples d&#39;une préparation 4. Lors de 0,11 $ par 10 réaction de pi ($ 0,26 y compris le travail), les coûts sont de 98% inférieurs à ceux comparable systèmes commerciaux (Figure 2). Il existe certaines limitations non résolus, cependant, dans le système. L&#39;efficacité de chaque préparation d&#39;extrait cellulaire brut final peut varier en fonction du mode d&#39;aptitude et des conditions environnementales, bien que typical variation du rendement est compris entre 5 à 10% (figure 4b). Par conséquent, la variabilité lot à lot à la fois dans l&#39;expression du point final et dans la dynamique d&#39;expression sont à prévoir. Ces variations devraient rester jusqu&#39;à ce que l&#39;extrait est entièrement caractérisée ou jusqu&#39;à ce que la création d&#39;extrait est entièrement automatisé. Si le système d&#39;expression acellulaire est utilisé pour mener des expériences quantitatives sensibles, il est recommandé d&#39;effectuer toutes les expériences avec le même lot d&#39;extrait cellulaire brut. Le rendement d&#39;un seul lot d&#39;extrait cellulaire brut, environ 3000 réactions, devrait être suffisant pour les cours expérimentaux typiques. Bien que nous soupçonnons variation peut être éliminé par l&#39;intensification et l&#39;automatisation de la procédure, de telles tentatives impliquerait un investissement substantiel de ressources. En outre, bien que les niveaux de point final expression sont relativement faciles à déterminer, encore du travail à faire pour comprendre la dynamique intrinsèque au système acellulaire. Il est connu que les deux CONCURRENC des ressourcesn et ressources limitation peut affecter la dynamique d&#39;expression. Par exemple, Sigma endogène limité 70 peut se traduire par un régime de saturation avec augmentation de la production de matrice d&#39;ADN d&#39;un profil d&#39;expression analogue à celle de nucléotides ou d&#39;acides aminés épuisement. 9,27 Toutefois, la dynamique n&#39;ont pas à être entièrement comprise à utiliser le système. Pour les augmentations pures de rendement, l&#39;optimisation peut se faire par des approches d&#39;apprentissage automatique. 28 Questions de compétition pour les ressources et la limitation peuvent être traitées par des modèles mathématiques vérifiée à l&#39;aide des données expérimentales. Le protocole présenté ici est optimisé pour une souche BL21-Rosetta2, mais est généralisable à d&#39;autres E. souches de E. coli. Des modifications dans BL21-Rosetta2, telles que la suppression du gène codant pour la protéase lon et l&#39;addition de gènes codant pour des ARNt rares, permettent une production maximale de protéine. Nous avons essayé le protocole avec deux autres souches d&#39;extraction - BL21 seulement et un BL21 trxA KO-und trouvé le rendement en protéines de 50% de moins. Nous émettons l&#39;hypothèse que les rendements diminuent de même lors de l&#39;utilisation d&#39;autres souches. D&#39;autres changements dans les paramètres, tels que la commutation du milieu de croissance LB et 2xYT pour d&#39;autres bouillons riches, ont donné lieu à une diminution du rendement en protéines. Systèmes d&#39;expression sans cellules utilisant à la fois des machines de transcription-traduction endogène et exogène et les mécanismes de régulation ont de larges applications dans les protéines et l&#39;expression de métabolite et de la biologie synthétique. 3,29 lieu d&#39;être limité à des circuits de T7-réglementé, on peut envisager de réaliser des biomolécules complexes dans un environnement contrôlable par l&#39;utilisateur en utilisant un mélange de natif E. promoteurs coli et les mécanismes de transcription et de régulation exogène fournis. Sans limitation de la division cellulaire et du métabolisme, de la variabilité dans les circuits de synthèse tels que la repressilator ou en ingénierie des voies métaboliques telles que celles artémisinine production peut être réduit ou mieux comprise. 30,31 Nous VHAe utilisé ces avantages à mettre en œuvre des commutateurs génétiques, ainsi que de comprendre facteur sigma séquestration 9,32 Cette technologie peut également former l&#39;épine dorsale de «minime» ou cellules &quot;artificielles&quot; -. petite, bien caractérisé et les unités incorporées autonomes de extrait. 33,34 En fin de compte, nous nous attendons à des usages immédiats de ce système d&#39;expression acellulaire endogène comme un environnement de prototypage pour la biologie synthétique. Surnommée la &quot;planche à pain biomoléculaire TX-TL,&quot; le système d&#39;expression acellulaire fournit un environnement contrôlable où les circuits de synthèse en fin de compte destinés à l&#39;expression in vivo peut subir tours de prototypage - cycles d&#39;essais sur le plasmide de base, linéaire, ou d&#39;ADN synthétisé chimiquement, puis par l&#39;analyse et la modification rapide. Tours de prototypage peuvent être aidés par des modèles mathématiques prédictifs en cours de développement. En supprimant le clonage et des manipulations in vivo pour les circuits non-finales, nous prévoyons ingénieurstemps de cycle de nierie à être réduits à 1-3 jours au lieu de la norme de la semaine en cours.

A correction to Figure 5's legend has been made for the article <a href="http://www.jove.com/video/50762/protocols-for-implementing-an-escherichia-coli-based-tx-tl-cell-free">Protocols for Implementing an Escherichia coli Based TX-TL Cell-Free Expression System for Synthetic Biology</a>. Method 1 and method 2 have been switched.Z
The figure legend was update from:
Figure 5. Effects of DNA solution on expression efficiency. a) Comparison of two different purification methods for processing plasmids. 1 nM of pBEST-OR2-OR1-Pr-UTR1-deGFP-T500 is prepared using only a QiaPrep Spin Miniprep Kit (Purification method 1) or post-processed with a QiaQuick PCR purification kit (Purification method 2).
to
Figure 5. Effects of DNA solution on expression efficiency. a) Comparison of two different purification methods for processing plasmids. 1
nM of pBEST-OR2-OR1-Pr-UTR1-deGFP-T500 is prepared using only a QiaPrep Spin Miniprep Kit (Purification method 2) or post-processed
with a QiaQuick PCR purification kit (Purification method 1).

A correction to Figure 5's legend has been made for the article Protocols for Implementing an Escherichia coli Based TX-TL Cell-Free Expression System for Synthetic Biology. Method 1 and method 2 have been switched.

Erratum: Protocols for Implementing an Escherichia coli Based TX-TL Cell-Free Expression System for Synthetic Biology

Technologie d&#39;expression acellulaire a commencé dans les années 1950 comme purement translationnelle, avançant ans plus tard pour englober des mécanismes de transcription-traduction couplées en utilisant l&#39;ADN du bactériophage T7. 11,12 Depuis lors, de nombreux efforts ont été faits pour optimiser la création de l&#39;extrait cellulaire brut (ou E . extrait coli S30). 13,14 Ces optimisations incluent prolonger la synthèse des protéines sans cellule grâce à la régénération de l&#39;ATP ou modifications de contrainte, et la réduction du temps de protocole et de coût. 15-17 Autres systèmes d&#39;expression sans cellules existent qui utilisent reconstitué composants en lieu et place de brut extrait de cellules pour l&#39;expression. Tant 5 extrait cellulaire brut et des procédés de reconstitution ont été développés pour une utilisation commerciale. Avec l&#39;avènement de la biologie synthétique, il ya un besoin accru pour une plate-forme bien caractérisé de tester et d&#39;exprimer modules et circuits biologiques fabriqués. 18,19 Cette plate-forme doit êtrepolyvalent, bien caractérisé, simple à manipuler, et mis l&#39;accent sur les éléments fournis par l&#39;utilisateur. En dépit d&#39;être mis au point d&#39;un demi-siècle plus tôt, les systèmes exempts de cellules basées sur E. coli part intrinsèquement à ces exigences, car elles sont une représentation simplifiée en vitro de processus cellulaires, sans la complexité de la croissance et du métabolisme. En outre, toutes les connaissances de base de travail en vivo sur E. coli s&#39;applique facilement à E. systèmes sans cellules coli. Bien que les systèmes d&#39;expression sans cellules peuvent avoir des applications dans la biologie synthétique, à ce jour, l&#39;objectif de la plupart des systèmes d&#39;expression sans cellule a été la maximisation de la protéine et le rendement de métabolite. Ceci est accompli en utilisant le bactériophage T7 transcription de séquences commandés par des promoteurs T7. Bien que 20 l&#39;expression est efficace et robuste, ces systèmes ont un but hautement spécialisé. méthodes de régulation cellulaire sont limitées, des modèles d&#39;ADN cibles doivent êtrerepensées pour inclure des promoteurs T7, et certaines séquences telles que les complexes ribosomiques ne peuvent être transcrites et assemblées. 21,22 systèmes d&#39;expression sans cellules existantes sont incapables de maintenir des rendements élevés tout en conservant les mécanismes de régulation endogènes, une polyvalence nécessaire pour la biologie synthétique. Nous avons développé un E. endogène coli système d&#39;expression acellulaire qui préserve l&#39;efficacité de l&#39;expression de la protéine démontré par les systèmes précédents, mais ajoute à la polyvalence supplémentaire en permettant l&#39;expression et la réglementation fondée sur deux (T7 ou autres) des mécanismes endogènes et exogènes. Le protocole décrit ici est à l&#39;origine basé sur Kigawa et al. (2004) et Liu et al. (2005), mais a des modifications importantes. Il utilise Mg et K-glutamate sur Mg et K-acétate pour une efficacité accrue, élimine le 2-mercaptoéthanol, et lyse des cellules à l&#39;aide d&#39;un cordon-batteur. 17,23,24 Bead-coups est choisi sur l&#39;homogénéisation,procédés basés sur la pression, ou sonication en raison de son faible coût et des rendements comparables aux systèmes concurrents. 23 l&#39;acide 3-phosphoglycérique (3-PGA) est utilisé comme source d&#39;énergie comme il a été constaté pour donner des rendements en protéines supérieure par rapport à la créatine phosphate et phosphoénolpyruvate. 4,25 Notre système peut produire jusqu&#39;à 0,75 mg / ml de protéine rapporteur utilisant un promoteur à base sigma70-avec les opérateurs de lambda-phage ou un promoteur T7-entraîné, rendement similaire à ceux d&#39;autres systèmes commerciaux. 4,6 Cinq jours sont nécessaires pour produire tous les réactifs nécessaires (figure 1). En outre, il permet une réduction des coûts de 98% par rapport aux systèmes sans cellules commerciales comparables - les coûts matériels sont de 0,11 $ par 10 réaction de pi, qui s&#39;élève à 0,26 $ et le travail inclus (Figure 2).

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>2xYT</td>
 <td>MP biomedicals</td>
 <td>3012-032</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>3-PGA</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P8877</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ATP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A8937</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Bacto-agar</td>
 <td>BD Diagnostics</td>
 <td>214010</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Bead-beating tubes (polypropylene microvials)</td>
 <td>BioSpec</td>
 <td>522S</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Beads, 0.1mm dia.</td>
 <td>BioSpec</td>
 <td>11079101</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>BL21 Rosetta 2 E. coli strain</td>
 <td>Novagen</td>
 <td>71402</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Bradford BSA Protein Assay Kit</td>
 <td>Bio-rad</td>
 <td>500-0201</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>cAMP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A9501</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Chloramphenicol</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>C1919</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>CoA</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>C4282</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>CTP</td>
 <td>USB</td>
 <td>14121</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Cuvettes, 1.5ml</td>
 <td>Fisher</td>
 <td>14-955-127</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>DTT</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>D0632</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Folinic acid</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>F7878</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>GTP</td>
 <td>USB</td>
 <td>16800</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HEPES</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>H6147</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>K-glutamate</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G1149</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mg-glutamate</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>49605</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Bio-Spin Chromatography Columns</td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>732-6204</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>NAD</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>N6522</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Nunc 384-well optical bottom plates</td>
 <td>Thermo-Scientific</td>
 <td>142761</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Nunc sealing tape</td>
 <td>Thermo-Scientific</td>
 <td>232701</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PEG-8000</td>
 <td>Promega</td>
 <td>V3011</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium phosphate dibasic solution</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P8584</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium phosphate monobasic solution</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P8709</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>RTS Amino Acid Sampler</td>
 <td>5 Prime</td>
 <td>2401530</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Slide-A-Lyzer Dialysis Cassettes, 10k MWCO (Kit)</td>
 <td>Thermo-Scientific</td>
 <td>66382</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spermidine</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>85558</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Tris base</td>
 <td>Fischer</td>
 <td>BP1521</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>tRNA (from E. coli)</td>
 <td>Roche Applied Science</td>
 <td>MRE600</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>UTP</td>
 <td>USB</td>
 <td>23160</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1L Centrifuge Bottle</td>
 <td>Beckman-Coulter</td>
 <td>A98813</td>
 <td>This is specific for Avanti J-series; obtain equivalent size for centrifuge in use.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>4L Erlenmeyer Flask</td>
 <td>Kimble Chase</td>
 <td>26500-4000</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Avanti J-26XP Centrifuge</td>
 <td>Beckman-Coulter</td>
 <td>393127</td>
 <td>Or 1L-capable centrifuge equivalent.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Forma 480 Orbital Shaker</td>
 <td>Thermo Scientific</td>
 <td>480</td>
 <td>Or chest-size 6x4L shaker equivalent.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>JLA-8.1000 Rotor</td>
 <td>Beckman-Coulter</td>
 <td>363688</td>
 <td>Or 1L-capable, 5000 x g rotor equivalent for centrifuge.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mini-Beadbeater-1</td>
 <td>BioSpec</td>
 <td>3110BX</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>
Supplemental Material 1. Recipes for Items. 
Chloramphenicol, 34 mg/ml: Prepare 0.51 g chloramphenicol and add ethanol to 15 ml. Filter sterilize (0.22 &mu;M), aliquot to 1 ml tubes, store at -20 &deg;C for later use. 
2xYT+P+Cm agar plate: Prepare 1.24 g 2xYT, 1.6 ml potassium phosphate dibasic solution @ 1 M, 0.88 ml potassium phosphate monobasic solution @ 1 M, 0.6 g agar, and water to 40 ml. Autoclave. Let cool to 50 &deg;C and add 40 &mu;l Cm. Aliquot 25 ml into a 100x15 mm petri dish, and let cool for an hour. 
2xYT+P media: Prepare 124 g 2xYT, 160 ml potassium phosphate dibasic solution @1 M, 88 ml potassium phosphate monobasic solution @ 1 M, and water to 4 L. Aliquot out into 2x1.88 L and 0.24 L. Autoclave. 
Tris base, 2 M: Prepare 60.57 g Tris base and water to 250 ml. Sterilize, store at RT for later use. 
DTT, 1 M: Prepare 2.31 g DTT and water to 15 ml. Filter sterilize (0.22 &mu;M), aliquot to 1 ml tubes, store at -20 &deg;C for later use. 
S30A buffer: Prepare 10.88 g Mg-glutamate and 24.39 g K-glutamate, 50 ml Tris at 2M, acetic acid (to pH 7.7), and water to 2 L. Autoclave, store at 4 &deg;C, add 4 ml 1 M DTT before use. 
S30B buffer: Prepare 10.88 g Mg-glutamate and 24.39 g K-glutamate, Tris at 2 M (to pH 8.2), and water to 2 L. Autoclave, store at 4 &deg;C, add 2 ml 1 M DTT before use. 
HEPES: Prepare 1.91 g HEPES (MW 238.21), KOH (to pH 8), and water to 4 ml. 
tRNA: Prepare 30 mg of tRNA and water to 600 &mu;l. 
CoA: Prepare 30 mg of CoA (MW 767.53) and water to 600 &mu;l. 
NAD: Add 34.83 mg of NAD (MW 663.43), Tris at 2 M (to pH 7.5-8), and water to 300 &mu;l. (Add 27 &mu;l of Tris at 2 M to bring the solution to pH 7.5-8). 
cAMP: Add 42.80 mg of cAMP (MW 329.22), Tris at 2 M (to pH 8), and water to 200 &mu;l. (Add 73 &mu;l of Tris at 2 M to bring the solution to pH 8). 
Folinic Acid (33.9 mM): To 20 mg of solid folinic acid calcium salt (MW 511.5), add 1.15 ml water. 
Spermidine: Prepare 23.55 &mu;l of spermidine (MW 145.25) and water to 150 &mu;l. Prepare at room temperature after melting briefly at 37 &deg;C. 
3-PGA: Add 1.03 g of 3-PGA (MW 230.02), Tris at 2 M (to pH 7.5), and water to 3.2 ml. (Add 1.73 ml of Tris at 2 M to bring the solution to pH 7.5). 
Nucleotide Mix: Add 145 mg of ATP dipotassium salt dihydrate (MW 619.4), 133 mg of GTP disodium salt (MW 567.14), 79.4 mg of CTP disodium salt dihydrate (MW 563.16), 82.6 mg of UTP trisodium salt dihydrate (MW 586.12), KOH at 15% dilution (to pH 7.5), and water to 1.5 ml. (Add 353 &mu;l of KOH at 15% dilution to bring the solution to pH 7.5). 
Supplemental Material 2. Bradford Assay.
<ol>
<li>Remove Bradford agent from 4 &deg;C and set at room temperature.</li>
<li>Prepare 50 &mu;l BSA Standard at 1 mg/ml and at 0.1 mg/ml.</li>
<li>Prepare 40 &mu;l 20x dilution of extract from step 1.47.</li>
<li>Add 800 &mu;l water to 7 cuvettes. </li>
<li>Prepare standard cuvettes for 0 mg/ml, 1 mg/ml (10 &mu;l 0.1 mg/ml BSA), 2 mg/ml (20 &mu;l 0.1 mg/ml BSA), 4 mg/ml (4 &mu;l 1 mg/ml BSA), 6 mg/ml (6 &mu;l 1 mg/ml BSA).</li>
<li>Prepare experimental cuvettes for 2 &mu;l of sample and 4 &mu;l of sample.</li>
<li>Add 200 &mu;l of Bradford agent to each cuvette and mix well by pipetting. Incubate at room temperature for at least 10 min.</li>
<li>Produce standard curve at OD 595nm using cuvettes from step 6.5. Reject standard curve if r2 &lt; 0.95.</li>
<li> Determine extract concentration at OD 595nm using cuvettes froms tep 6.6.</li>
</ol>
Supplemental Material 3. Buffer calibration spreadsheet. 
<a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/50762/TXTL_e(template)_calibration_JoVE.xlsx" target="_blank">See TXTL_e(template)_calibration_JoVE.xlsx</a>.
 
Supplemental Material 4. Cell-free expression run spreadsheet. 
<a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/50762/TXTL_JoVE.xlsx" target="_blank">See TXTL _JoVE.xlsx</a>.
 </td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

protocols for implementing an escherichia coli based tx-tl cell-free expression system for synthetic biology

Systèmes d&#39;expression sans cellules idéales peuvent théoriquement émuler un environnement cellulaire in vivo dans un contrôle dans la plate-forme vitro. 1 Ceci est utile pour exprimer des protéines et des circuits génétiques d&#39;une manière contrôlée, ainsi que pour fournir un environnement de prototypage pour la biologie synthétique. 2,3 Pour atteindre ce dernier objectif, les systèmes d&#39;expression sans cellules qui préservent les mécanismes de transcription-traduction endogène Escherichia coli sont capables de refléter plus fidèlement la dynamique cellulaire in vivo que ceux basés sur l&#39;ARN polymérase T7 transcription. Nous décrivons la préparation et l&#39;exécution d&#39;un endogène E. efficace transcription-traduction basée coli (TX-TL) système d&#39;expression acellulaire qui peut produire des quantités équivalentes de protéines comme des systèmes à base de T7 à une réduction de coût de 98% pour les systèmes commerciaux similaires. 4,5 La préparation des tampons et extrait cellulaire brut sont décrit, ainsi que l&#39;exécution d&#39;untrois tube, de réaction TX-TL. Le protocole complet dure cinq jours pour préparer et donne suffisamment de matière pour un maximum de 3000 réactions simples dans une préparation. Une fois préparé, chaque réaction a moins de 8 heures de configuration à la collecte et l&#39;analyse des données. Mécanismes de régulation et de transcription exogène à E. coli, telles que des répresseurs lac / tet et la T7 ARN polymerase, peut être complétée. six propriétés endogènes, telles que l&#39;ARNm et les taux de dégradation de l&#39;ADN, peut également être ajustée. 7 Le système d&#39;expression acellulaire TX-TL a été démontré pour de gros ensemble à l&#39;échelle du circuit, explorer des phénomènes biologiques, et l&#39;expression de protéines dans les deux promoteurs T7 et endogènes. 6,8 modèles mathématiques d&#39;accompagnement sont disponibles. 9,10 Le système résultant a des applications uniques dans la biologie synthétique comme un environnement de prototypage, ou «TX- TL biomoléculaire maquette. &quot;

Nous avons présenté un protocole de cinq jours pour la préparation d&#39;un Escherichia coli endogène fondé TX-TL système d&#39;expression acellulaire. Un calendrier de l&#39;échantillon pour créer les réactifs - extrait cellulaire brut et tampons - peut être trouvé dans la figure 1. Une fois créés, ceux-ci peuvent être stockés à -80 ° C pendant jusqu&#39;à un an. Après réactifs sont créés, expérimental et l&#39;exécution peut être fait en moins de 8 heures. En outre, nous avons optimisé les conditions d&#39;expression du système d&#39;expression acellulaire TX-TL. Autres ajouts fournies par l&#39;utilisateur, tels que des tampons ou des solutions d&#39;ADN, doivent être calibrés pour la toxicité au préalable. Par exemple, les différentes méthodes de transformation conduisent à des plasmides d&#39;expression différents en raison de la teneur en sel. Nous avons également testé l&#39;effet de tampon d&#39;élution de Tris-Cl sur l&#39;efficacité de réaction (figure 5). Un exemple d&#39;étalonnage de brut extrait cellulaire, l&#39;étape de renvoi 4.1 à 4.9, est illustréla figure 4a. En général, nos expériences montrent que l&#39;extrait cellulaire brut est le plus sensible à des niveaux de Mg-glutamate, suivie de niveaux K-glutamate. Pour démontrer le système d&#39;expression acellulaire, nous avons construit et testé une boucle de rétroaction négative fondée sur tet répression. 26 (figure 6). Dans le système d&#39;expression acellulaire, le même circuit course avec et sans ATC montre un point final changement d&#39;expression 7 fois de deGFP journaliste après huit heures d&#39;expression. Bien que cette expérience ne nécessite pas des inducteurs ou des répresseurs mondiaux, si nécessaire, ils peuvent être ajoutés sous la rubrique «Master Mix Préparation.&quot; <img alt="Figure 1" fo:content-width="4.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50762/50762fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50762/50762fig1.jpg" /> Figure 1. Chronologie de l&#39;extrait cellulaire brut, une solution d&#39;acide aminé, et de l&#39;énergie préparation de la solution. Timelin A cinq jours<html> e pour une exécution typique du protocole est donnée ci-dessus, optimisé pour des incubations d&#39;une nuit et les phases de travail pendant la journée. <img alt="Figure 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50762/50762fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50762/50762fig2.jpg" /> Figure 2. Coût et analyse de l&#39;expression des extraits cellulaires bruts concurrence. a) Répartition des coûts de main-d&#39;œuvre et les matériaux du système d&#39;expression acellulaire TX-TL. Sur la base de coûts de réactifs que de Décembre 2012, et les coûts de main-d&#39;œuvre de 14 $ par heure. B) Comparaison de TX-TL coûts du système de la libre expression des cellules contre d&#39;autres systèmes commerciaux. Les coûts sont ventilés par ml, bien que les volumes de réaction peuvent varier selon le kit. C) Comparaison de TX-TL rendement du système de la libre expression des cellules par rapport aux autres systèmes commerciaux. rendement d&#39;expression de la protéine déterminée par les normes du fabricant./ 50762fig2large.jpg &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Cliquez ici pour agrandir la figure. <img alt="Figure 3" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50762/50762fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50762/50762fig3.jpg" /> Figure 3. Chargement en cours et le traitement d&#39;un tube de perles de battre. a) Démonstration de viscosité correcte de solution cellulaire perle. Solution Cell-perle aura une viscosité dépend de nombreux facteurs, y compris quantité de tampon S30A ajouté, la quantité de billes ajoutées, et le temps passé sur la glace. B) Chargement de tube de perles à-coups avant rapide table centrifugation. La centrifugation élimine les bulles accumulées pendant le chargement. C) Bulles de surfaçage après centrifugation table. La taille des bulles varie, ils peuvent être sauté ou éliminées à l&#39;aide d&#39;une pipette d) le tube complètement rempli de billes de battre avant bouchage.. Un ménisque est formé dans le bourrelet battant t-ube, et le bouchon a assez pour couvrir et provoquer de petites quantités à remplir. e) appareil de filtre correctement chargé. Ceux-ci peuvent être réutilisés. F) Comparaison de correctement contre le tube mal traitées de perles battre. Le tube sur la gauche est un tube bien-beat - il dispose d&#39;une petite et bien délimitée couche supérieure, et un surnageant clair. Le tube situé sur la droite est sous-optimale, en fonction de la plus grande, et la deuxième couche trouble du surnageant trouble. Tubes qui sont sous-optimale ne devraient pas subir de traitement supplémentaire. <img alt="Figure 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50762/50762fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50762/50762fig4.jpg" /> Figure 4. Propriétés des préparations d&#39;extraits brut. a) les parcelles d&#39;étalonnage typiques pour l&#39;extrait cellulaire brut. Extrait brut est calibré pour Mg-glutamate supplémentaire, K-glutamate, et les niveaux de DTT, dans cet ordre. Montré est extrémité fluorescence après 8 h, ainsi que le taux maximal de production de protéines basée sur une moyenne mobile de 12 minutes. Sur la base de ces parcelles, une gamme acceptable de plus Mg-glutamate est de 4 mm, K-glutamate est de 60-80 mM, et la TNT est de 0-3 mM. Notez que chaque extrait brut doit être calibré indépendamment de ces trois variables. B) Variation de préparations d&#39;extraits. Endpoint fluorescence de deux extraits bruts préparés à des dates différentes est montré; barres d&#39;erreur sont une déviation standard de trois essais indépendants sur différents jours. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50762/50762fig4large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . <img alt="Figure 5" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50762/50762fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50762/50762fig5.jpg" /> Figure 5. Effets de la solution d&#39;ADN sur l&#39;efficacité de l&#39;expression. a) Comparaison de deux purification différentdes procédés pour le traitement de plasmides. 1 nM de pBEST-OR2-OR1-Pr-UTR1-deGFP-T500 est préparé en utilisant uniquement un kit QiaPrep Spin Miniprep (méthode de purification 1) ou post-traitement avec un kit de purification PCR QiaQuick (méthode de purification 2). Montré est extrémité fluorescence après 8 h, ainsi que le taux maximal de production de protéines sur la base d&#39;une moyenne mobile de 12 minutes. Les barres d&#39;erreur sont une déviation standard de quatre essais indépendants sur des jours différents. b) Effet de tampon d&#39;élution (Tris-Cl). Différentes concentrations de Tris-Cl sont comparées dans une réaction d&#39;expression sans cellule sur la base de l&#39;expression de 1 nM de pBEST-OR2-OR1-Pr-UTR1-deGFP-T500. Les concentrations indiquées sont des concentrations finales de Tris-Cl dans la réaction; tampon d&#39;élution utilisé est 10 mM Tris-Cl. Les barres d&#39;erreur sont une déviation standard de trois essais indépendants sur différents jours. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50762/50762fig5large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . <p class="jove_content" fo:garder-together.within page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figure 5" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50762/50762fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50762/50762fig6.jpg" /> Figure 6. Échantillon TX-TL terme d&#39;une boucle de rétroaction négative. a) installation de démonstration d&#39;une réaction d&#39;exécution acellulaire. Tests &quot;sur&quot; vs état ​​&quot;off&quot; de la boucle de rétroaction négative, avec des contrôles positifs et négatifs. B) la carte de plasmide de boucle de rétroaction négative. C) Les résultats représentatifs. Les données reflètent l&#39;expérience en a) et b), avec un contrôle négatif soustrait le signal. Circuit génétique montre insert. Les barres d&#39;erreur sont une déviation standard de trois essais indépendants sur différents jours. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50762/50762fig6large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . <table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Concentration </td><td> Montant </td><td> Stérilisation </td><td> Remarques </td></tr><tr><td> Chloramphénicol (Cm) </td><td> 34 mg / ml dans l&#39;éthanol </td><td> 1 ml </td><td> Stériliser par filtration (0,22 uM) </td><td> Peut être fait dans de plus grands volumes stockés à -20 ° C pour une utilisation ultérieure. </td></tr><tr><td> 2xYT + P + plaque de gélose cm </td><td> 31 g / L 2xYT, 40 mM de phosphate de potassium dibasique, 22 mM de phosphate de potassium monobasique, 34 ug / ml de chloramphenicol </td><td> 1 plaque </td><td> Autoclave </td><td></td></tr><tr><td> 2xYT + P médias </td><td> 31 g / L 2xYT, 40 mM de phosphate de potassium dibasique, 22 mM de phosphate de potassium monobasique </td><td> 4 L </td><td> Autoclave </td><td></td></tr></tbody></table> Tableau 1. Réactifs pour jour 1 de la cellule brut protocole d&#39;extraction. <table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Concentration </strong&gt; </td><td> Montant </td><td> Stérilisation </td><td> Remarques </td></tr><tr><td> Tris base </td><td> 2 M </td><td> 250 ml </td><td> Stériliser par filtration (0,22 uM) ou autoclave </td><td> Peut être conservé à température ambiante. </td></tr><tr><td> TNT </td><td> 1 M </td><td> 6 ml </td><td> Stériliser par filtration (0,22 uM) </td><td> Peut être fait dans des volumes plus importants et stockés à -20 ° C pour une utilisation ultérieure. </td></tr><tr><td> Tampon S30A </td><td> 14 mM Mg-glutamate, 60 mM de K-glutamate, Tris 50 mM, pH 7,7 </td><td> 2 L </td><td> Autoclave </td><td> Pour atteindre un pH de 7,7, titrer avec de l&#39;acide acétique. Ajouter du DTT à 2 mM de concentration finale juste avant utilisation. Stocker à 4 ° C. </td></tr><tr><td> Tampon S30B </td><td> 14 mM Mg-glutamate, 60 mM de K-glutamate, ~ mM Tris, pH 8,2 5 </td><td> 2 L </td><td> Autoclave </td><td> Pour atteindre un pH de 8,2, titrer avec 2MTris. Ajouter du DTT à 1 mM de concentration finale juste avant utilisation. Stocker à 4 ° C. </td></tr></tbody></table> Tableau 2. Réactifs pour le jour 2 de la cellule brut protocole d&#39;extraction. <table border="1"><tbody><tr><td></td><td colspan="4"> Faucon </td></tr><tr><td></td><td> 1 </td><td> 2 </td><td> 3 </td><td> 4 </td></tr><tr><td> Vide de 50 ml Falcon (g) </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 50 ml Falcon avec culot (g) </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Masse Pellet (50 ml Falcon avec culot - vide de 50 ml Falcon) (g) </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Volume tampon S30A pour ajouter (masse de granulés * 0,9) (ml) </td><td></td&gt; <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> La masse totale de billes à ajouter (masse de granulés * 5.0) (g) </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table> Tableau 3. Tampon S30A et perle calculateur de masse, pour le jour 3 de la cellule brut protocole d&#39;extraction. <table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Concentration </td><td> Montant </td><td> Stérilisation </td><td> Remarques </td></tr><tr><td> HEPES </td><td> 2 M, pH 8, </td><td> 4 ml </td><td> Aucun </td><td> Pour atteindre un pH de 8, titrer avec KOH. </td></tr><tr><td> Nucleotide Mix </td><td> MM ATP 156 et GTP, CTP 94 mM et UTP, pH 7,5 </td><td> 1,5 ml </td><td> Aucun </td><td> Pour atteindre un pH de 7,5, titrer avec KOH. </td></tr><tr><td> ARNt </td><td> 50 mg / ml </td><td> 600 pl </td><td> Aucun </td><td></td></tr><tr><td> CoA </td><td> 65 mM </td><td> 600 pl </td><td> Aucun </td><td></td></tr><tr><td> NAD </td><td> 175 mM, pH 7,5-8 </td><td> 300 pl </td><td> Aucun </td><td> Pour atteindre un pH 7,5-8, titrer avec Tris à 2 M. </td></tr><tr><td> AMPc </td><td> 650 mM, pH 8 </td><td> 200 pl </td><td> Aucun </td><td> Pour atteindre un pH de 8, titrer avec Tris à 2 M. </td></tr><tr><td> Acide folinique </td><td> 33,9 mM </td><td> 300 pl </td><td> Aucun </td><td> Bien que seulement 300 pi est nécessaire, recette supplémentaire est de 1,15 ml. </td></tr><tr><td> Spermidine </td><td> 1 M </td><td> 150 pl </td><td> Aucun </td><td> Conserver à 4 ° C, la chaleur à 37 ° C pour faire fondre. </td></tr><tr><td> 3-PGA </td><td> 1,4 M, pH 7,5 </td><td> 3,2 ml </td><td> Aucun </td><td> Pour atteindre un pH de 7,5, titrer avec Tris à 2 M. </td></tr></tbody></table> Tableau 4. Réactifs pour préparer protocole Energy Solution. Matériel supplémentaire 1. Recettes pour des articles. Chloramphénicol, 34 mg / ml: Préparer 0,51 g chloramphénicol et ajouter de l&#39;éthanol à 15 ml. Stériliser par filtration (0,22 uM), aliquote de 1 ml tubes, conserver à -20 ° C pour une utilisation ultérieure. YT 2x + P + Cm plaque de gélose: Préparer 1,24 g 2xYT, solution dibasique 1,6 ml de phosphate de potassium 1 M @, 0,88 ml de solution de phosphate de potassium monobasique @ 1 M, 0,6 g d&#39;agar et de l&#39;eau à 40 ml. Autoclave. Laisser refroidir à 50 ° C et ajouter 40 ul cm. Aliquote de 25 ml dans une boîte de 100 x 15 mm Petri, et laisser refroidir pendant une heure. 2xYT + P médias: Préparez 124 g 2xYT, solution dibasique 160 ml de phosphate de potassium @ 1 M, 88 ml solution de phosphate de potassium monobasique @ 1 M, et de l&#39;eau à 4 L. Aliquot sortir dans 2 x 1,88 L et 0,24 L. autoclave. Tris base, 2 M: Préparez 60,57 g de Tris base et de l&#39;eau à 250 ml. Stériliser, magasin à la température ambiante pour une utilisation ultérieure. TNT, 1 M: Préparer 2,31 g TNT et de l&#39;eau à 15 ml. Stériliser par filtration (0,22 uM), aliquote de 1 ml tubes, conserver à -20 ° C pour une utilisation ultérieure. Tampon S30A: Préparer 10,88 g Mg-glutamate et 24,39 g K-glutamate, 50 ml de Tris à 2M, de l&#39;acide acétique (à pH 7,7), et de l&#39;eau à 2 L. autoclave, conserver à 4 ° C, ajouter 4 ml 1 M DTT avant utilisation. Tampon S30B: Préparer 10,88 g Mg-glutamate et 24,39 g K-glutamate, Tris à 2 M (pH 8,2), et de l&#39;eau à 2 L. autoclave, conserver à 4 ° C, ajouter 2 ml 1 M DTT avant utilisation. HEPES: Préparation de 1,91 g d&#39;HEPES (MW 238,21), KOH (pH 8), et de l&#39;eau à 4 ml. ARNt: Préparer 30 mg de l&#39;ARNt et de l&#39;eau à 600 pi. CoA: Préparer 30 mg de CoA (MW 767,53) et de l&#39;eau à 600 pi. NAD: Ajouter 34,83 ​​mg de NAD (MW 663,43), Tris à 2 M (pH 7,5-8), et de l&#39;eau à 300 pi. (Ajouter 27 ul de Tris à 2 M pour amener la solution à un pH de 7,5 à 8). AMPc: Ajouter 42,80 mg de l&#39;AMPc (MW 329.22), Tris à 2 M (pH 8), et de l&#39;eau à 200 pi. (Ajouter 73 ul de Tris à 2 M pour amener la solution à pH 8). Acide folinique (33,9 mm): à 20 mg de sel de calcium d&#39;acide folinique solide (511,5 MW), ajouter 1,15 ml d&#39;eau. Spermidine: Préparer 23,55 pi de spermidine (MW 145.25) et de l&#39;eau à 150 pi. Préparer à la température ambiante après la fusion brièvement à 37 ° C. 3-PGA: ajouter 1,03 g de 3-PGA (MW 230,02), au Tris 2 M (pH de 7,5), et de l&#39;eau à 3,2 ml. (Ajouter 1,73 ml de Tris à 2 M pour amener la solution à un pH de 7,5). Nucleotide Mix: Ajouter 145 mg de sel de dihydrate de l&#39;ATP (MW 619,4), 133 mg de GTP sel disodique (MW 567,14), 79,4 mg de CTP sel disodique dihydraté (MW 563,16), 82,6 mg de dihydrate UTP trisodique de sel (MW 586,12) , KOH à 15% de dilution (à pH 7,5), et de l&#39;eau à 1,5 ml. (Ajouter 353 ul de KOH à 15% de dilution pour amener la solution à un pH de 7,5). Matériel supplémentaire 2. Dosage de Bradford. <ol><li> Éliminer l&#39;agent Bradford de 4 ° C et mis à température ambiante. </li><li> Préparer 50 ul de BSA standard à 1 mg / ml et à raison de 0,1 mg / ml. </li><li> Préparer 40 ul 20x dilution de l&#39;extrait de l&#39;étape 1.47. </li><li> Ajouter 800 ul d&#39;eau pour 7 cuvettes. </li><li> Préparer cuvettes standard pour 0 mg / ml, 1 mg / ml (10 ul de 0,1 mg / ml BSA), 2 mg / ml (20 ul de 0,1 mg / ml BSA), 4 mg / ml (4 ul de 1 mg / ml BSA) , 6 mg / ml (6 pi de 1 mg / ml BSA). </li><li> Préparer cuves expérimentales pour 2 ul d&#39;échantillon et 4 ul d&#39;échantillon. </li><li> Ajouter 200 ul d&#39;agent Bradford à chaque cuvette et mélangez bien by pipetage. Incuber à température ambiante pendant au moins 10 min. </li><li> Produire courbe standard à DO 595 nm en utilisant des cuves de l&#39;étape 6.5. Rejeter courbe standard si r 2 &lt;0,95. </li><li> Déterminer la concentration d&#39;extrait à DO 595 nm en utilisant des cuves de l&#39;étape 6.6. </li></ol> Matériel supplémentaire 3. Tampon calibrage feuille de calcul. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50762/TXTL_e(template)_calibration_JoVE.xlsx" target="_blank">Voir TXTL_e (modèle) _calibration_JoVE.xlsx</a> . Matériel supplémentaire 4. Expression acellulaire feuille de calcul exécuté. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50762/TXTL_JoVE.xlsx" target="_blank">Voir TXTL _JoVE.xlsx</a> .

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Protocols for Implementing an Escherichia coli Based TX-TL Cell-Free Expression System for Synthetic Biology

Ce protocole de cinq jours décrit toutes les étapes, de l&#39;équipement et des logiciels supplémentaires nécessaires pour la création et l&#39;exécution d&#39;une Escherichia coli endogène efficace basé TX-TL système d&#39;expression acellulaire à partir de zéro. Avec des réactifs, le protocole prend 8 heures ou moins de configurer une réaction, collecter et traiter les données.

Protocoles pour la mise en œuvre d&#39;un<em&gt; Escherichia coli</em&gt; Sur la base du système d&#39;expression cellulaire gratuit TX-TL pour la biologie synthétique

Ideal cell-free expression systems can theoretically emulate an in vivo cellular environment in a controlled in vitro platform.1 This is useful for ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Protocols for Implementing an Escherichia coli Based TX-TL Cell-Free Expression System for Synthetic Biology

62.7K vues.  California Institute of Technology.  Ce protocole de cinq jours décrit toutes les étapes, de l'équipement et des logiciels supplémentaires nécessaires pour la création et l'exécution d'une Escherichia coli endogène efficace basé TX-TL système d'expression acellulaire à partir de zéro. Avec des réactifs, le protocole prend 8 heures ou moins de configurer une réaction, collecter et traiter les données. 

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An Assay for Measuring the Activity of Escherichia coli Inducible Lysine Decarboxyase

Escherichia coli is an enteric bacterium that is capable of growing over a wide range of pH values (pH 5 - 9)1 and, incredibly, is able to survive extreme acid stresses including passage through the mammalian stomach where the pH can fall to as low as pH 1 - 22. To enable such a broad range of acidic pH survival, E. coli possesses four different inducible amino acid decarboxylases that decarboxylate their substrate amino acids in a proton-dependent manner thus raising the internal pH. The decarboxylases include the glutamic acid decarboxylases GadA and GadB3, the arginine decarboxylase AdiA4, the lysine decarboxylase LdcI5, 6 and the ornithine decarboxylase SpeF7. All of these enzymes utilize pyridoxal-5'-phospate as a co-factor8 and function together with inner-membrane substrate-product antiporters that remove decarboxylation products to the external medium in exchange for fresh substrate2. In the case of LdcI, the lysine-cadaverine antiporter is called CadB. Recently, we determined the X-ray crystal structure of LdcI to 2.0 &#197;, and we discovered a novel small-molecule bound to LdcI the stringent response regulator guanosine 5'-diphosphate,3'-diphosphate (ppGpp) 14. The stringent response occurs when exponentially growing cells experience nutrient deprivation or one of a number of other stresses9. As a result, cells produce ppGpp which leads to a signaling cascade culminating in the shift from exponential growth to stationary phase growth10. We have demonstrated that ppGpp is a specific inhibitor of LdcI 14. Here we describe the lysine decarboxylase assay, modified from the assay developed by Phan et al.11, that we have used to determine the activity of LdcI and the effect of pppGpp/ppGpp on that activity. The LdcI decarboxylation reaction removes the &alpha;-carboxy group of L-lysine and produces carbon dioxide and the polyamine cadaverine (1,5-diaminopentane)5. L-lysine and cadaverine can be reacted with 2,4,6-trinitrobenzensulfonic acid (TNBS) at high pH to generate N,N'-bistrinitrophenylcadaverine (TNP-cadaverine) and N,N&#8242;-bistrinitrophenyllysine (TNP-lysine), respectively11. The TNP-cadaverine can be separated from the TNP-lysine as the former is soluble in organic solvents such as toluene while the latter is not (See Figure 1). The linear range of the assay was determined empirically using purified cadaverine.

An Assay for Measuring the Activity of Escherichia coli Inducible Lysine Decarboxyase

The activity of the inducible lysine decarboxylase is monitored by reacting the substrate L-lysine and the product cadaverine with 2,4,6-trinitrobenzensulfonic acid to form adducts that have differential solubility in toluene.

Un test pour mesurer l&#39;activité des Escherichia coli Inductible Lysine Decarboxyase

Escherichia coli is an enteric bacterium that is capable of growing over a wide range of pH values (pH 5 - 9)1 and, incredibly, is able to survive extreme ...

Recherche

Biologie

Mutagenesis and Functional Selection Protocols for Directed Evolution of Proteins in E. coli

The efficient generation of genetic diversity represents an invaluable molecular tool that can be used to label DNA synthesis, to create unique molecular signatures, or to evolve proteins in the laboratory. Here, we present a protocol that allows the generation of large (>1011) mutant libraries for a given target sequence. This method is based on replication of a ColE1 plasmid encoding the desired sequence by a low-fidelity variant of DNA polymerase I (LF-Pol I). The target plasmid is transformed into a mutator strain of E. coli and plated on solid media, yielding between 0.2 and 1 mutations/kb, depending on the location of the target gene. Higher mutation frequencies are achieved by iterating this process of mutagenesis. Compared to alternative methods of mutagenesis, our protocol stands out for its simplicity, as no cloning or PCR are involved. Thus, our method is ideal for mutational labeling of plasmids or other Pol I templates or to explore large sections of sequence space for the evolution of activities not present in the original target. The tight spatial control that PCR or randomized oligonucleotide-based methods offer can also be achieved through subsequent cloning of specific sections of the library. Here we provide protocols showing how to create a random mutant library and how to establish drug-based selections in E. coli to identify mutants exhibiting new biochemical activities.

Mutagenesis and Functional Selection Protocols for Directed Evolution of Proteins in E. coli

Here we demonstrate a simple protocol to create a random mutant library for a given target sequence. We show how this method, which is performed in vivo in Escherichia coli, can be coupled with functional selections to evolve new enzymatic activities.

Protocoles de sélection mutagenèse et fonctionnelles pour l&#39;évolution dirigée de protéines dans les E. coli</em

The efficient generation of genetic diversity represents an invaluable molecular tool that can be used to label DNA synthesis, to create unique molecular ...

High Throughput Screening of Fungal Endoglucanase Activity in Escherichia coli

Cellulase enzymes (endoglucanases, cellobiohydrolases, and &beta;-glucosidases) hydrolyze cellulose into component sugars, which in turn can be converted into fuel alcohols1. The potential for enzymatic hydrolysis of cellulosic biomass to provide renewable energy has intensified efforts to engineer cellulases for economical fuel production2. Of particular interest are fungal cellulases3-8, which are already being used industrially for foods and textiles processing.
Identifying active variants among a library of mutant cellulases is critical to the engineering process; active mutants can be further tested for improved properties and/or subjected to additional mutagenesis. Efficient engineering of fungal cellulases has been hampered by a lack of genetic tools for native organisms and by difficulties in expressing the enzymes in heterologous hosts. Recently, Morikawa and coworkers developed a method for expressing in E. coli the catalytic domains of endoglucanases from H. jecorina3,9, an important industrial fungus with the capacity to secrete cellulases in large quantities. Functional E. coli expression has also been reported for cellulases from other fungi, including Macrophomina phaseolina10 and Phanerochaete chrysosporium11-12. 
We present a method for high throughput screening of fungal endoglucanase activity in E. coli. (Fig 1) This method uses the common microbial dye Congo Red (CR) to visualize enzymatic degradation of carboxymethyl cellulose (CMC) by cells growing on solid medium. The activity assay requires inexpensive reagents, minimal manipulation, and gives unambiguous results as zones of degradation (&#x201C;halos&#x201D;) at the colony site. Although a quantitative measure of enzymatic activity cannot be determined by this method, we have found that halo size correlates with total enzymatic activity in the cell. Further characterization of individual positive clones will determine , relative protein fitness. 
Traditional bacterial whole cell CMC/CR activity assays13 involve pouring agar containing CMC onto colonies, which is subject to cross-contamination, or incubating cultures in CMC agar wells, which is less amenable to large-scale experimentation. Here we report an improved protocol that modifies existing wash methods14 for cellulase activity: cells grown on CMC agar plates are removed prior to CR staining. Our protocol significantly reduces cross-contamination and is highly scalable, allowing the rapid screening of thousands of clones. In addition to H. jecorina enzymes, we have expressed and screened endoglucanase variants from the Thermoascus aurantiacus and Penicillium decumbens (shown in Figure 2), suggesting that this protocol is applicable to enzymes from a range of organisms.

High Throughput Screening of Fungal Endoglucanase Activity in Escherichia coli

We describe a low cost, high throughput method to screen for fungal endoglucanase activity in E. coli. The method relies on a simple visual readout of substrate degradation, does not require enzyme purification, and is highly scalable. This allows for the rapid screening of large libraries of enzyme variants.

Criblage à haut débit activité endoglucanase fongique dans les Escherichia coli</em

Cellulase enzymes (endoglucanases, cellobiohydrolases, and &beta;-glucosidases) hydrolyze cellulose into component sugars, which in turn can be converted ...

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Phenotypes are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While physical interactions can indicate which bacterial proteins are associated as complexes, they do not necessarily reveal pathway-level functional relationships1. GI screens, in which the growth of double mutants bearing two deleted or inactivated genes is measured and compared to the corresponding single mutants, can illuminate epistatic dependencies between loci and hence provide a means to query and discover novel functional relationships2. Large-scale GI maps have been reported for eukaryotic organisms like yeast3-7, but GI information remains sparse for prokaryotes8, which hinders the functional annotation of bacterial genomes. To this end, we and others have developed high-throughput quantitative bacterial GI screening methods9, 10.
Here, we present the key steps required to perform quantitative E. coli Synthetic Genetic Array (eSGA) screening procedure on a genome-scale9, using natural bacterial conjugation and homologous recombination to systemically generate and measure the fitness of large numbers of double mutants in a colony array format. Briefly, a robot is used to transfer, through conjugation, chloramphenicol (Cm) - marked mutant alleles from engineered Hfr (High frequency of recombination) 'donor strains' into an ordered array of kanamycin (Kan) - marked F- recipient strains. Typically, we use loss-of-function single mutants bearing non-essential gene deletions (e.g. the 'Keio' collection11) and essential gene hypomorphic mutations (i.e. alleles conferring reduced protein expression, stability, or activity9, 12, 13) to query the functional associations of non-essential and essential genes, respectively. After conjugation and ensuing genetic exchange mediated by homologous recombination, the resulting double mutants are selected on solid medium containing both antibiotics. After outgrowth, the plates are digitally imaged and colony sizes are quantitatively scored using an in-house automated image processing system14. GIs are revealed when the growth rate of a double mutant is either significantly better or worse than expected9. Aggravating (or negative) GIs often result between loss-of-function mutations in pairs of genes from compensatory pathways that impinge on the same essential process2. Here, the loss of a single gene is buffered, such that either single mutant is viable. However, the loss of both pathways is deleterious and results in synthetic lethality or sickness (i.e. slow growth). Conversely, alleviating (or positive) interactions can occur between genes in the same pathway or protein complex2 as the deletion of either gene alone is often sufficient to perturb the normal function of the pathway or complex such that additional perturbations do not reduce activity, and hence growth, further. Overall, systematically identifying and analyzing GI networks can provide unbiased, global maps of the functional relationships between large numbers of genes, from which pathway-level information missed by other approaches can be inferred9.

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Systematic, large-scale synthetic genetic (gene-gene or epistasis) interaction screens can be used to explore genetic redundancy and pathway cross-talk. Here, we describe a high-throughput quantitative synthetic genetic array screening technology, termed eSGA that we developed for elucidating epistatic relationships and exploring genetic interaction networks in Escherichia coli.

La cartographie des réseaux fonctionnels bactériens et voies de<em&gt; Escherichia Coli</em&gt; En utilisant des tableaux synthétiques génétiques

Phenotypes  are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and  functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While ...

Rapid Protocol for Preparation of Electrocompetent Escherichia coli and Vibrio cholerae

Electroporation has become a widely used method for rapidly and efficiently introducing foreign DNA into a wide range of cells. Electrotransformation has become the method of choice for introducing DNA into prokaryotes that are not naturally competent. Electroporation is a rapid, efficient, and streamlined transformation method that, in addition to purified DNA and competent bacteria, requires commercially available gene pulse controller and cuvettes. In contrast to the pulsing step, preparation of electrocompetent cells is time consuming and labor intensive involving repeated rounds of centrifugation and washes in decreasing volumes of sterile, cold water, or non-ionic buffers of large volumes of cultures grown to mid-logarithmic phase of growth. Time and effort can be saved by purchasing electrocompetent cells from commercial sources, but the selection is limited to commonly employed E. coli laboratory strains. We are hereby disseminating a rapid and efficient method for preparing electrocompetent E. coli, which has been in use by bacteriology laboratories for some time, can be adapted to V. cholerae and other prokaryotes. While we cannot ascertain whom to credit for developing the original technique, we are hereby making it available to the scientific community.

Rapid Protocol for Preparation of Electrocompetent Escherichia coli and Vibrio cholerae

Electroporation is a commonly employed method for introducing DNA into bacteria in a process known as transformation. Traditional protocols for the preparation of electrocompetent cells are time consuming and labor intensive. This article describes an alternate, rapid, and efficient method for the preparation of electrocompetent cells presently employed by some laboratories.

Protocole rapide pour la préparation de électrocompétentes<em&gt; Escherichia coli</em&gt; Et<em&gt; Vibrio cholerae</em

Electroporation has become a widely used method for rapidly and efficiently introducing foreign DNA into a wide range of cells. Electrotransformation has ...

Detection of Live Escherichia coli O157:H7 Cells by PMA-qPCR

A unique open reading frame (ORF) Z3276 was identified as a specific genetic marker for E. coli O157:H7. A qPCR assay was developed for detection of E. coli O157:H7 by targeting ORF Z3276. With this assay, we can detect as low as a few copies of the genome of DNA of E. coli O157:H7. The sensitivity and specificity of the assay were confirmed by intensive validation tests with a large number of E. coli O157:H7 strains (n = 369) and non-O157 strains (n = 112). Furthermore, we have combined propidium monoazide (PMA) procedure with the newly developed qPCR protocol for selective detection of live cells from dead cells. Amplification of DNA from PMA-treated dead cells was almost completely inhibited in contrast to virtually unaffected amplification of DNA from PMA-treated live cells. Additionally, the protocol has been modified and adapted to a 96-well plate format for an easy and consistent handling of a large number of samples. This method is expected to have an impact on accurate microbiological and epidemiological monitoring of food safety and environmental source.

Detection of Live Escherichia coli O157:H7 Cells by PMA-qPCR

A qPCR assay was developed for detection of Escherichia coli O157:H7 targeting a unique genetic marker, Z3276. The qPCR was combined with propidium monoazide (PMA) treatment for live cell detection. This protocol has been modified and adapted to a 96-well plate format for easy and consistent handling of numerous samples

Détection de Live<em&gt; Escherichia coli</em&gt; O157: H7 par les cellules PMA-qPCR

A unique open reading frame (ORF) Z3276 was identified as a specific genetic marker for E. coli O157:H7. A qPCR assay was developed for detection of E. ...

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and the inherent instability of many membrane proteins once solubilized in detergents. A protocol is described that combines ligation independent cloning of membrane proteins as GFP fusions with expression in Escherichia coli detected by GFP fluorescence. This enables the construction and expression screening of multiple membrane protein/variants to identify candidates suitable for further investment of time and effort. The GFP reporter is used in a primary screen of expression by visualizing GFP fluorescence following SDS polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE). Membrane proteins that show both a high expression level with minimum degradation as indicated by the absence of free GFP, are selected for a secondary screen. These constructs are scaled and a total membrane fraction prepared and solubilized in four different detergents. Following ultracentrifugation to remove detergent-insoluble material, lysates are analyzed by fluorescence detection size exclusion chromatography (FSEC). Monitoring the size exclusion profile by GFP fluorescence provides information about the mono-dispersity and integrity of the membrane proteins in different detergents. Protein: detergent combinations that elute with a symmetrical peak with little or no free GFP and minimum aggregation are candidates for subsequent purification. Using the above methodology, the heterologous expression in E. coli of SED (shape, elongation, division, and sporulation) proteins from 47 different species of bacteria was analyzed. These proteins typically have ten transmembrane domains and are essential for cell division. The results show that the production of the SEDs orthologues in E. coli was highly variable with respect to the expression levels and integrity of the GFP fusion proteins. The experiment identified a subset for further investigation.

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

A streamlined approach to screening for the expression of recombinant membrane proteins in Escherichia coli based on fusion to green fluorescent protein is presented.

Green Fluorescent Protein base Expression dépistage des protéines membranaires dans<em&gt; Escherichia coli</em

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and ...

The Multifaceted Benefits of Protein Co-expression in Escherichia coli

We report here that the expression of protein complexes in vivo in Escherichia coli can be more convenient than traditional reconstitution experiments in vitro. In particular, we show that the poor solubility of Escherichia coli DNA polymerase III &#949; subunit (featuring 3&#8217;-5&#8217; exonuclease activity) is highly improved when the same protein is co-expressed with the &#945; and &#952; subunits (featuring DNA polymerase activity and stabilizing &#949;, respectively). We also show that protein co-expression in E. coli can be used to efficiently test the competence of subunits from different bacterial species to associate in a functional protein complex. We indeed show that the &#945; subunit of Deinococcus radiodurans DNA polymerase III can be co-expressed in vivo with the &#949; subunit of E. coli. In addition, we report on the use of protein co-expression to modulate mutation frequency in E. coli. By expressing the wild-type &#949; subunit under the control of the araBAD promoter (arabinose-inducible), and co-expressing the mutagenic D12A variant of the same protein, under the control of the lac promoter (inducible by isopropyl-thio-&#946;-D-galactopyranoside, IPTG), we were able to alter the E. coli mutation frequency using appropriate concentrations of the inducers arabinose and IPTG. Finally, we discuss recent advances and future challenges of protein co-expression in E. coli.

The Multifaceted Benefits of Protein Co-expression in Escherichia coli

Protein co-expression is a powerful alternative to the reconstitution in vitro of protein complexes, and is of help in performing biochemical and genetic tests in vivo. Here we report on the use of protein co-expression in Escherichia coli to obtain protein complexes, and to tune the mutation frequency of cells.

Les avantages multiples de la protéine co-expression dans<em&gt; Escherichia coli</em

We report here that the expression of protein complexes in vivo in Escherichia coli can be more convenient than traditional reconstitution experiments in ...

HeLa Based Cell Free Expression Systems for Expression of Plasmodium Rhoptry Proteins

Malaria causes significant global morbidity and mortality. No routine vaccine is currently available. One of the major reasons for lack of a vaccine is the challenge of identifying suitable vaccine candidates. Malarial proteins expressed using prokaryotic and eukaryotic cell based expression systems are poorly glycosylated, generally insoluble and undergo improper folding leading to reduced immunogenicity. The wheat germ, rabbit reticulocyte lysate and Escherichia coli lysate cell free expression systems are currently used for expression of malarial proteins. However, the length of expression time and improper glycosylation of proteins still remains a challenge. We demonstrate expression of Plasmodium proteins in vitro using HeLa based cell free expression systems, termed &#8220;in vitro human cell free expression systems&#8221;. The 2 HeLa based cell free expression systems transcribe mRNA in 75 min and 3 &#181;l of transcribed mRNA is sufficient to translate proteins in 90 min. The 1-step expression system is a transcription and translation coupled expression system; the transcription and co-translation occurs in 3 hr. The process can also be extended for 6 hr by providing additional energy. In the 2-step expression system, mRNA is first transcribed and then added to the translation mix for protein expression. We describe how to express malaria proteins; a hydrophobic PF3D7_0114100 Maurer&#8217;s Cleft &#8211; 2 transmembrane (PfMC-2TM) protein, a hydrophilic PF3D7_0925900 protein and an armadillo repeats containing protein PF3D7_1361800, using the HeLa based cell free expression system. The proteins are expressed in micro volumes employing 2-step and 1-step expression strategies. An affinity purification method to purify 25 &#181;l of proteins expressed using the in vitro human cell free expression system is also described. Protein yield is determined by Bradford&#8217;s assay and the expressed and purified proteins can be confirmed by western blotting analysis. Expressed recombinant proteins can be used for immunizations, immunoassays and protein sequencing.

HeLa Based Cell Free Expression Systems for Expression of Plasmodium Rhoptry Proteins

Expression of malarial proteins in cell based systems remains challenging. We demonstrate two step and one step IVT (in vitro translation) cell free expression systems for expressing malarial recombinant rhoptry proteins from HeLa cells. We use a Ni-resin affinity based purification system to purify the rhoptry proteins.

Systèmes cellules HeLa base de la libre expression pour l&#39;expression des<em&gt; Plasmodium</em&gt; rhoptries Protéines

Malaria causes significant global morbidity and mortality. No routine vaccine is currently available. One of the major reasons for lack of a vaccine is ...

Residue-specific Incorporation of Noncanonical Amino Acids into Model Proteins Using an Escherichia coli Cell-free Transcription-translation System

The canonical set of amino acids leads to an exceptionally wide range of protein functionality. Nevertheless, the set of residues still imposes limitations on potential protein applications. The incorporation of noncanonical amino acids can enlarge this scope. There are two complementary approaches for the incorporation of noncanonical amino acids. For site-specific incorporation, in addition to the endogenous canonical translational machineries, an orthogonal aminoacyl-tRNA-synthetase-tRNA pair must be provided that does not interact with the canonical ones. Consequently, a codon that is not assigned to a canonical amino acid, usually a stop codon, is also required. This genetic code expansion enables the incorporation of a noncanonical amino acid at a single, given site within the protein. The here presented work describes residue-specific incorporation where the genetic code is reassigned within the endogenous translational system. The translation machinery accepts the noncanonical amino acid as a surrogate to incorporate it at canonically prescribed locations, i.e., all occurrences of a canonical amino acid in the protein are replaced by the noncanonical one. The incorporation of noncanonical amino acids can change the protein structure, causing considerably modified physical and chemical properties. Noncanonical amino acid analogs often act as cell growth inhibitors for expression hosts since they modify endogenous proteins, limiting in vivo protein production. In vivo incorporation of toxic noncanonical amino acids into proteins remains particularly challenging. Here, a cell-free approach for a complete replacement of L-arginine by the noncanonical amino acid L-canavanine is presented. It circumvents the inherent difficulties of in vivo expression. Additionally, a protocol to prepare target proteins for mass spectral analysis is included. It is shown that L-lysine can be replaced by L-hydroxy-lysine, albeit with lower efficiency. In principle, any noncanonical amino acid analog can be incorporated using the presented method as long as the endogenous in vitro translation system recognizes it.

Residue-specific Incorporation of Noncanonical Amino Acids into Model Proteins Using an Escherichia coli Cell-free Transcription-translation System

An easy-to-use, cell-free expression protocol for the residue-specific incorporation of noncanonical amino acid analogs into proteins, including downstream analysis, is presented for medical, pharmaceutic, structural and functional studies.

Incorporation spécifiques résidus de noncanonical acides aminés en protéines de modèle à l&#39;aide d&#39;un<em&gt; Escherichia coli</em&gt; Système de transcription-traduction libre Cell-