Ce travail a été financé par une subvention des National Institutes of sanitaires (AG023088 BR).

Remarque: La souche Canton-S est la ligne de fond de type sauvage standard obtenue à partir de Bloomington Stock Center. 1. Préparation des aliments et des recettes pour 1000 ml de l&#39;alimentation Remarque: Cette section décrit le protocole pour la préparation des aliments. De grands pots en métal sont utilisés pour préparer environ 18 L de nourriture à la fois. Le protocole décrit ici est réduit ses effectifs et utilise 1000 ml H 2 O. L&#39;alimentation est passé à l&#39;autoclave deux fois. <ol><li> Mélanger 113 g de saccharose et 28 g de levure de bière dans 643 ml d&#39;eau. Ajouter les ingrédients sur un ensemble de plaque chaude à 25 ° C avec un agitateur pour mélanger tout au long de 15 minutes. </li><li> Solution alimentaire autoclave pendant 20 min. </li><li> Mélanger 49 g de farine de maïs et 8,1 g d&#39;agar dans 268 ml d&#39;eau et ajouter au mélange de la nourriture à l&#39;autoclave décrit à l&#39;étape 1.2. Mélangez bien avec une grande cuillère ou un fouet. </li><li> Mélange alimentaire autoclave pendant 20 min. </li><li> Placez les aliments sur une plaque et laisser refroidir en mélangeant constamment avec une barre d&#39;agitation. Jef solutions supplémentaires devraient être ajoutés aux aliments, tels que la mifépristone (RU486), garder la nourriture sur une plaque chauffante mis en place à 60 ° C et ajouter la solution lorsque la nourriture atteint la température requise. </li><li> Dissoudre 2,4 g tegosept à 10,7 ml EtOH à 100% et réservez sur une assiette froide avec un agitateur pour dissoudre complètement et mélanger pendant environ 15 min. </li><li> Ajouter la solution de tegosept à l&#39;alimentation lorsque la température des aliments est de 60 ° C et bien mélanger. </li><li> Utiliser une pompe ou d&#39;un distributeur de produits alimentaires à verser environ 10 ml de la nourriture dans un grand flacon. En utilisant un distributeur de nourriture, on peut verser des aliments simultanément en 100 de large, flacons en plastique (1 plateau) à la fois. </li><li> Couvrir les flacons avec Kimwipes et coton à fromage et laisser de la nourriture à la température ambiante pendant 12-24 heures pour se refroidir. Gardez les aliments à 4 ° C et utiliser dans les 3-4 semaines. Réchauffez les aliments à la température ambiante avant de l&#39;utiliser pour le travail à la mouche. </li></ol> 2. Préparation des fioles en verre <ol><li> Préparer des aliments selon le protocole énumérés dans l&#39;étape 1. </li&gt; <li> Aliquote de 5 ml de nourriture dans chaque étroit, flacon de verre, qui est la bonne taille pour les moniteurs de la population. Cette quantité de nourriture doit être suffisamment faible pour être en dessous de l&#39;anneau le plus bas de l&#39;écran de la population. </li><li> Après la nourriture refroidit à la température ambiante couvrir les flacons avec des bouchons d&#39;éponges et de les conserver à 4 ° C pendant 2 semaines. Parce que la quantité de nourriture dans un flacon est assez faible, il est préférable d&#39;utiliser la nourriture dans une semaine ou deux pour éviter tout dessèchement. </li><li> Réchauffez-vous les flacons à température ambiante avant utilisation. </li></ol> 3. Maintenance des mouches parental <ol><li> Cultiver les mouches dans des flacons en plastique de largeur avec de la nourriture de laboratoire standard et garder les flacons dans une chambre de l&#39;environnement à température contrôlée humidifié à 25 ° C sur un cycle de 12 heures de lumière / obscurité. La période de la lumière du jour commence à 06h00 dans ce laboratoire. </li><li> Dans la matinée adulte clairement vole des flacons de vol qui parentales seront collectées. </li><li> Recueillir FLIE nouvellement écloss et de les séparer par sexe sur un tapis de CO 2 dans les 8 heures après l&#39;éclosion de s&#39;assurer que les mouches femelles sont vierges. Les mouches commencent à s&#39;accoupler 8 heures après l&#39;éclosion. </li><li> Lorsque les hommes et les femmes mouches vierges sont entre 5 et 10 jours d&#39;âge, mettre 10 mâles et 10 mouches femelles dans un flacon avec de la nourriture standard et quelques grains de levure active sur le dessus. Remarque: contrôler la densité des larves en utilisant le même nombre de mouches et de les maintenir dans une fiole pendant deux jours. Addition de levure active favorise la production d&#39;oeufs. </li><li> Gardez vol pour s&#39;accoupler et pondre des oeufs dans une chambre de l&#39;environnement à température contrôlée à 25 ° C avec un cycle de 12 heures de lumière / obscurité pendant 2 jours. Mettre en place 5-10 flacons de vol parentales. </li><li> Passer les mouches à un nouveau flacon en plastique tous les jours et de garder les flacons avec les oeufs dans un incubateur à 25 ° C. </li></ol> 4. Collection de mouches expérimentales <ol><li> Après 9 jours mouches vont commencer à Eclose des flacons où la parental mouches pondent des oeufs (décrites à l&#39;étape 3.6.). Effacer et jeter les mouches qui éclos au cours de la première journée et retourner les flacons à l&#39;incubateur. La plupart des mouches éclos au jour 1 sont des femmes. Une population plus synchronisée de vol sera Eclose le jour 2. </li><li> Dans les 24 heures place des mouches nouvellement éclos sur CO 2 pads et collecter 25 mâles et 25 femelles par vol flacons avec un pinceau ou d&#39;une cuillère de métal. Gardez des mouches sur de CO 2 pads pour une courte période de temps afin de minimiser les effets du CO 2. Notez le jour de l&#39;éclosion sur le flacon. Assemblez au moins 5 flacons répliqués à des fins expérimentales et pour les groupes de contrôle. </li><li> Conserver les flacons dans les chambres d&#39;environnement à température contrôlée à 25 ° C avec un cycle de 12 heures de lumière / obscurité. </li><li> Faire passer les mouches à un nouveau flacon en plastique tous les deux jours en utilisant un entonnoir. </li><li> Âge vol jusqu&#39;à l&#39;âge souhaité pour l&#39;expérimentation est atteint. </li></ol> 5. Configuration des moniteurs de mobilité <ol><li> Placez lePopulation surveille dans un incubateur à température contrôlée. </li><li> Connectez chaque moniteur avec un câble téléphonique à 4 fils à l&#39;unité d&#39;interface d&#39;alimentation (psiu) via répartiteurs 5 voies (multi-ligne), qui peuvent se connecter jusqu&#39;à 5 écrans individuels à une ouverture dans le psiu. Voir les figures 1A et 2B. </li><li> Connectez le psiu à une prise de courant de ligne (100-240 V). Branchez le connecteur de sortie de l&#39;alimentation dans l&#39;une des deux prises d&#39;accouplement psiu. Le feu vert adjacent s&#39;allume en vert lorsqu&#39;il est connecté correctement. </li><li> Connectez le psiu à l&#39;Universal Serial Bus matérielle (USB). Branchez le câble USB entre le matériel USB avec un Macintosh ou un PC sous Windows pour l&#39;enregistrement de données. Il serait préférable d&#39;avoir un ordinateur dédié uniquement à la collecte de données depuis collection fonctionne pendant des jours à la fois. </li><li> Télécharger le logiciel USB (PSIUdrivers.zip). logiciel du pilote USB est utilisé par l&#39;interface d&#39;alimentation et doit être téléchargé qu&#39;une seule fois. Il synthétise uneliaison de données entre le programme d&#39;ordinateur et les moniteurs Psiu / d&#39;activité. Pour une utilisation de PC un port COM et un Macintosh utilisent un port série simple. </li><li> Télécharger le programme informatique pour Macintosh OSX (Intel) ou pour les programmes (XP/Vista/7) Windows PC en suivant les instructions fournies par le fabricant Notes 308.pdf. </li><li> Démarrez le programme d&#39;ordinateur et mis en place le programme en cliquant sur les Préférences, Feux ou moniteurs. Le programme se poursuivra jusqu&#39;à l&#39;utilisateur sélectionne «Quitter» pour arrêter le programme. Si le programme d&#39;ordinateur ou l&#39;ordinateur est éteint les moniteurs vont continuer à compter les interruptions de faisceau, mais les chiffres ne seront pas enregistrées jusqu&#39;à ce que le programme est relancé. Dans ce cas, la première lecture comprendra tous les chefs depuis la dernière fois le psiu envoyé les données à l&#39;ordinateur. </li><li> Sélectionnez l&#39;onglet Préférences et sélectionnez le port série, psiu pour Macintosh et COM pour le PC. </li><li> Sélectionnez l&#39;intervalle de lecture qui va de secondes, minutes ou une heure. </li> &lt;li&gt; Sélectionnez les moniteurs: Chaque moniteur a son numéro unique qui est donnée par le fabricant. Sélectionnez la chaîne moniteur qui correspond aux chiffres donnés pour les moniteurs par le fabricant. </li><li> La boîte de lumières: Assurez-vous que tous les moniteurs sont correctement connectés, qui est marqué par une lumière verte à côté du numéro de contrôle sur le logiciel. Une lumière rouge indique que la connexion est perdue, et une boîte noire indique que le système est éteint ou mal mis en place. </li></ol> 6. Configuration de l&#39;Expérience <ol><li> Retirer les flacons de verre contenant de la nourriture de 4 ° C et laisser réchauffer à la température ambiante. </li><li> Mouches mâles et femelles séparés du même âge sur le CO 2 pad. Pour les études de vieillissement, il est possible de commencer des études de mobilité dès 3 jours d&#39;âge. </li><li> Mettez 10 hommes ou 10 mouches femelles dans chaque flacon de verre contenant de la nourriture. Utilisez au moins trois flacons pour chaque ligne expérimentale et de contrôle de vol et pour chaque sexe. </li><li> Gardez la vials de leur côté jusqu&#39;à ce que les mouches se remettre de CO 2 pour s&#39;assurer que les mouches ne reste pas coincé dans la nourriture. Vol séparés à environ 08h00 et les laisser pendant environ 2 heures à température ambiante pour se remettre de CO 2. </li><li> Placer les flacons à l&#39;intérieur des moniteurs de la population logés dans les incubateurs. </li><li> Jeter les données recueillies dans les 24 premières heures après les mouches sont mis dans l&#39;incubateur pour les laisser s&#39;adapter à l&#39;environnement nouveau. </li><li> Faire passer les mouches après 3 ou 4 jours de nouveaux flacons pour éviter le séchage de l&#39;aliment. Si les mouches sont sujettes à la mort ou sont âgés de 40 jours ou plus âgés, passer les mouches après 2 jours et les données d&#39;utilisation recueillies pour le jour 2. Aussi, utiliser plus de trois flacons par groupe pour assurer répétitions adéquates. Les données de flacons avec des mouches mortes doivent être ignorées et non inclus dans l&#39;analyse. </li></ol> 7. Exécution des moniteurs d&#39;activité et de calculer l&#39;activité spontanée totale <ol><li> Sélectionnez les préférences - l&#39;intervalle de collecte des données &lt;.br /&gt; Note: Le programme informatique permet de recueillir des données à des intervalles allant de 1 seconde à 60 minutes. Périodes de 10 et 30 minutes ont été trouvés à fournir des informations adéquates sur la mobilité sans avoir un très grand nombre de points dans le temps. À la période de temps sélectionnée, le programme enverra le nombre total actuel pour chaque moniteur à l&#39;ordinateur et commencer à compter à partir de zéro. Programme d&#39;ordinateur stocke les données dans un nouveau dossier créé par le système de données de l&#39;ordinateur. Les données recueillies dans chaque moniteur sont stockés séparément, et les documents de texte individuels sont créés pour chaque flacon. Les données sont recueillies en continu aussi longtemps que le programme fonctionne. </li><li> A la fin de l&#39;expérience, analyser les données en utilisant le FileScan110X pour Macintosh OSX (Intel) ou SystemMB108 PC Windows programme (XP/Vista/7) pour. Remarque: Le programme de numérisation élimine lectures en double et permet de s&#39;assurer que les enregistrements sont complets. </li><li> Sauvegardez les données recueillies dans un délai et p spécifiqueériode de jours. Choisissez un nom expérimentale et copier les fichiers dans le dossier de données de l&#39;ordinateur pour l&#39;analyse. Remarque: A cette époque, les intervalles d&#39;activité peuvent être modifiés et convertis à des mesures différentes. Les données d&#39;origine restent stockés dans le dossier de données de l&#39;ordinateur et peuvent être récupérées tant qu&#39;ils ne sont pas supprimés. </li></ol> 8. Analyse des données <ol><li> Copiez les données recueillies dans les fichiers texte en colonnes de feuilles de calcul Excel pour l&#39;analyse des données. Les données recueillies par ce logiciel sont en colonnes, qui contiennent des nombres représentant l&#39;activité totale dans un seul moniteur pendant une période de temps choisie par le chercheur. Note: Les données recueillies pour chaque moniteur sont dans des fichiers texte séparés. Il ya 32 colonnes pour chaque moniteur. Les six premières colonnes sont vides et ne contiennent que 0; trois prochaines contiennent les données recueillies à l&#39;anneau de fond, au milieu, et à l&#39;anneau supérieur. Le reste des canaux peut être supprimé, car ils ne contiennent pas de données. Chaque anneau émet unseule valeur par le temps. Voir capture d&#39;écran des données brutes dans la figure 2. </li><li> Calcul de l&#39;activité totale dans une période de temps désirée pour chaque moniteur qui représente la somme de l&#39;activité recueillie à trois hauteurs différentes de faisceaux infrarouges. Remarque: La période de temps peut aller de plusieurs heures, 24 heures ou plusieurs jours. </li><li> Déterminer l&#39;activité locomotrice moyenne et l&#39;écart type entre les trois écrans qui représentent 3 répétitions biologiques. Remarque: Les données peuvent être analysées pour la signification statistique en utilisant un certain nombre de tests. T-test de deux élèves de Virginie, une analyse unidirectionnelle de variance (ANOVA) et un test post-hoc de Tukey HSD pourraient être utilisés pour déterminer les effets de plusieurs manipulations environnementaux ou génétiques sur les 24 heures de l&#39;activité locomotrice spontanée 16. Il ya un certain nombre d&#39;autres programmes qui peuvent être utilisés et ont été publiées antérieurement 17. </li></ol>

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Nous n&#39;avons rien à communiquer.

L&#39;activité locomotrice spontanée des mouches est influencée par de nombreux facteurs tels que l&#39;âge, le patrimoine génétique et le sexe 2,13,18,19. En outre, les facteurs environnementaux tels que la teneur en calories des aliments, la température de l&#39;environnement, plus de médicaments différents, et le cycle de lumière jour / nuit peuvent affecter l&#39;activité de la mouche. Par exemple, les mouches mâles du même âge ont une activité physique plus spontané que chez les femmes <s...

Les mouches à fruits, Drosophila melanogaster, ont été utilisés comme un organisme modèle important pour étudier les mécanismes sous-jacents des comportements complexes, tels que l&#39;apprentissage et la mémoire, l&#39;interaction sociale, l&#39;agressivité, l&#39;abus de drogues, le sommeil, la fonction sensorielle, la cour, et l&#39;accouplement 1,2. Un comportement qui a été étudié par de multiples protocoles est l&#39;activité locomotrice spontanée. Géotaxie négatif était l&#39;une des premières méthodes mises au point pour mesurer l&#39;activité de Drosophila, et ce protocole consiste à mesurer le pourcentage de mouches qui atteignent une certaine hauteur de la fiole après les mouches ont été secouées à la partie inférieure du récipient de 1,3. Cette méthode présente les avantages d&#39;être simple, peu coûteux, et car il ne nécessite pas d&#39;équipement spécial, il peut être réalisé dans n&#39;importe quel laboratoire. Il a été utilisé comme un outil de dépistage utile pour étudier les effets de différentes manipulations génétiques sur la mouche mobilité 3. Cependant, il est temps de main-d&#39;oeuvre et unee a la possibilité de partialité en raison de secousses variable des flacons et des enregistrements humaines. La méthode de géotaxie négative a été améliorée par le développement de la méthode rapide itératif négatif géotaxie (RING) 4,5, qui prend des photos des flacons de mouche suivants secouant de vol vers le bas. L&#39;avantage de ce protocole est sa sensibilité et de la possibilité de tester un grand nombre de flacons de braguette en même temps. Cependant, ce protocole a encore le potentiel d&#39;erreur humaine, et ne mesure que géotaxie négative. D&#39;autres laboratoires ont utilisé la simple observation dans des flacons de culture pour déterminer l&#39;activité locomotrice 6. Récemment, plusieurs systèmes d&#39;enregistrement vidéo pour la mesure de l&#39;activité locomotrice des mouches ont été développés. Un protocole de surveillance vidéo offre un temps d&#39;adaptation avant l&#39;enregistrement 7. La méthode décrite par Slawson et al. Utilise également une impulsion d&#39;air pour arrêter movement jusqu&#39;à ce que le début de l&#39;enregistrement, ce qui pourrait être un facteur de stress pour les animaux 7. Cette méthode fournit des informations sur la vitesse moyenne, vitesse max, temps passé en mouvement, etc Un autre système de suivi en trois dimensions mesure la vitesse maximale de vol individuels pendant ~ 0,2 secondes de vol libre décollage 8. Un protocole de surveillance vidéo en trois dimensions utilise les mouches exprimant la GFP et plusieurs caméras équipées de filtres qui permettent la détection de la fluorescence pour déterminer la mobilité de la mouche 9. Vol de ce protocole ont tendance à présenter des modèles de vol cylindriques, ce qui est potentiellement en raison de la forme de la culture Drosophila flacons 10. Cette méthode a été améliorée par l&#39;utilisation d&#39;un dôme qui permet de mesurer le mouvement spontané des deux vol 11. Une méthode à haut débit qui utilise une caméra pour surveiller automatiquement et de quantifier le comportement individuel et social de la drosophile a été également décrit 12. Zou etal. développé un système de surveillance comportementale (BMS) qui utilise deux caméras assistées par ordinateur pour enregistrer le comportement de vie et les mouvements tels que le repos, en mouvement, voler, manger, boire, ou de décès individuel fruits de téphritide vole 13. Plusieurs autres systèmes vidéo ont été développés pour surveiller l&#39;activité comportementale 14,15 mouche. Ici, nous décrivons une méthode pour la quantification de l&#39;activité chez la drosophile qui utilise des écrans de population. Ces moniteurs sont logés dans la température et les incubateurs à humidité contrôlée à 25 ° C sur un cycle de 12 heures par jour-nuit de la lumière. Chaque moniteur de la population a des faisceaux infrarouges placés dans des anneaux placés à trois hauteurs différentes. Chaque fois qu&#39;une mouche se déplace à travers les anneaux, il interrompt le faisceau infrarouge, qui est enregistrée par un microprocesseur de façon indépendante que les enregistrements et compte l&#39;activité de vol à l&#39;intérieur de la fiole. Un microprocesseur télécharge de l&#39;activité totale dans le flacon à l&#39;ordinateur à InterVA défini par l&#39;utilisateurls qui pourrait varier de 1 seconde à 60 minutes. La méthode décrite ici fournit amplement de temps pour les mouches de s&#39;adapter au nouvel environnement et permet de mesure simultanée de l&#39;activité locomotrice spontanée de moins de 120 populations de mouches. En outre, nous décrivons la préparation de la nourriture, de l&#39;entretien volons, mise en place des moniteurs mobilité de la population dans des incubateurs à température contrôlée, et les facteurs potentiels pouvant affecter les résultats. Cette méthode peut être utilisée pour étudier la façon dont les différentes modifications de l&#39;environnement ou génétiques affectent l&#39;activité locomotrice spontanée de vol.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sucrose FCC Food Grade 100 LB,</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90471380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewer&#8217;s Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar Fine</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-820-25F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90141125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl4-hydroxybenzoate, tegosept</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Active Dry Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ICN10140001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly CO2 pad</td>
			<td>LabScientific</td>
			<td>BGSU-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila carbon dioxide (CO2) tank</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>UN1013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brush for pushing the flies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shell vial wide</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buzzplugs for wide plastic vials</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS275</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials (25x95mm)</td>
			<td>Fischer Scientific Kimble 60931-8</td>
			<td>AS-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sponge plugs for glass vials</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Food Dispenser</td>
			<td>Applied Scientific (Fischer Scientific)</td>
			<td>AS780Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPM Drosophila Population Monitor</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply with line cord</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PSIU9 The Power Supply Interface Unit</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telephone cables and 5 way splitters</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Serial Bus (USB) hardware</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macintosh or Windows PC with UCB port</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308X Data Acquisition Software for Macintoch OSX (Intel)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308 Data Acquisition Software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Macintosh</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB software (PSIUdrivers.zip)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem Notes 308</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf">(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf</a></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of the spontaneous locomotor activity in drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster a été utilisé comme un excellent organisme modèle pour étudier les manipulations génétiques et environnementaux qui affectent le comportement. Un tel comportement est l&#39;activité locomotrice spontanée. Ici, nous décrivons notre protocole qui utilise la drosophile moniteurs de la population et un système de suivi qui permet une surveillance continue de l&#39;activité locomotrice spontanée des mouches pendant plusieurs jours à la fois. Cette méthode est simple, fiable, et l&#39;objectif et peut être utilisé pour étudier les effets du vieillissement, le sexe, les variations de la teneur en calories d&#39;aliments, l&#39;addition de médicaments, ou des manipulations génétiques qui imitent les maladies humaines.

<html> L&#39;activité locomotrice spontanée chez la drosophile dépend mouche sexe (figure 3A), la teneur en calories des aliments (figure 3B) et le cycle lumière / obscurité. Une fois que la lumière est éteinte activité des mouches diminue considérablement. Figure 3A illustre les 24 heures de l&#39;activité locomotrice des enregistrements de mouches mâles et femelles. Un astérisque sur l&#39;axe des x marque le moment où la lumière a été éteinte...

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Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster sont utiles dans l&#39;étude de manipulations génétiques ou environnementales qui affectent les comportements tels que l&#39;activité locomotrice spontanée. Nous décrivons ici un protocole qui utilise des moniteurs à rayons infrarouges et des logiciels d&#39;analyse de données pour quantifier l&#39;activité locomotrice spontanée.

Détermination de l&#39;activité locomotrice spontanée,<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

determination-spontaneous-locomotor-activity-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

12.6K vues.  University of Connecticut Health Center.  Drosophila melanogaster sont utiles dans l'étude de manipulations génétiques ou environnementales qui affectent les comportements tels que l'activité locomotrice spontanée. Nous décrivons ici un protocole qui utilise des moniteurs à rayons infrarouges et des logiciels d'analyse de données pour quantifier l'activité locomotrice spontanée. 

Vidéo: Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Recherche

Neurosciences

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Dosage activité locomotrice d&#39;étudier les rythmes circadiens et le sommeil dans les paramètres Drosophile</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

Déficits locomoteur Dosage, apprentissage et mémoire dans Drosophile Modèles de la neurodégénérescence

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Étiquetage des cellules isolées dans le système nerveux central des<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Stimulation optogenetic de comportement de fuite en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetic Perturbation de l&#39;activité neuronale avec illumination laser à semi-intactes<em&gt; Drosophila</em&gt; Les larves in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Essai simple pour la quantification de l&#39;évitement social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Conditions affectant espace social<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Haute résolution La quantification du comportement Odor-guidée dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Utilisation de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

A Behavioral Essai pour mécanosensibilité de marcm-fondé clones dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...