Les auteurs souhaitent également exprimer grâce à Kris Burner, Stephen McKinney, Laura Tobin, Jenny Gilbreath, Ashley Olley, Megan Hoffer, et Megan Hyde pour leur travail de réglage fin de ce test.

Une. Préparation de l&#39;individu vole pour Locomotion Assay <ol><li> Transfert vole en tapotant doucement dans des flacons individuels vides et coiffer les flacons avec un tampon de coton. Permettre vol de s&#39;asseoir tranquillement 20-30 min avant l&#39;observation. Il est important de ne pas anesthésier les mouches dans les heures précédant l&#39;observation du comportement que des études antérieures ont montré que l&#39;exposition de l&#39;anesthésie peut modifier le comportement par rapport aux mouches non anesthésiés 14. </li><li> Tapoter doucement la volée sur le flacon et placez-mouches individuels sous un couvercle plat de Pétri de 5 cm de diamètre (5 mm de haut) avec de petites fentes pour permettre le passage de l&#39;air. Éclairer par en dessous et observer les mouches à l&#39;aide d&#39;une webcam montée au-dessus de la boîte de Pétri. </li></ol> 2. Préparation de l&#39;individu vole de saisie Assay <ol><li> Nourrir deux jours anciens mouches sensibles de saisie soit médias gélose levure / farine de maïs / standards ou médias classiques mélangés directement avec la drogue. Pour les données présentées ici, les mouches ont été nourris soit 1 Gof médias standard ou 1 g de médias classiques mélangés avec 25 mg de metformine. </li><li> Après les mouches ont nourri pendant deux jours sur les médias ou les médias ainsi que la drogue, les transférer en tapotant doucement dans des flacons individuels vides et coiffer les flacons avec un tampon de coton. Permettre vol tranquille pendant 20 min avant l&#39;observation. Il est important de ne pas anesthésier les mouches dans les heures précédant l&#39;observation du comportement que des études antérieures ont montré que l&#39;exposition de l&#39;anesthésie peut modifier le comportement par rapport aux mouches non anesthésiés 14. </li><li> Vortex flacons individuels contenant une mouche sur un vortex de laboratoire en utilisant le réglage le plus élevé pendant 10 sec. Placez la volée immobilisé sur une feuille de papier blanche directement sous une webcam montée au-dessus du papier. </li></ol> 3. Enregistrement vidéo <ol><li> Enregistrer le mouvement ou SLA en utilisant le logiciel HandyAvi <a href="http://www.azcendant.com/download.htm">http://www.azcendant.com/download.htm</a> . Ce programme utilise la webcamcapturer des images sur la base des paramètres de l&#39;utilisateur. </li><li> Sélectionnez l&#39;option Heure en images-Lapse sous l&#39;onglet Capture, Lorsque la fenêtre s&#39;ouvre, sélectionnez la webcam comme périphérique de capture. Pour la plupart des expériences, la taille de l&#39;image vidéo de 640 x 480 est suffisante. </li><li> Sélectionnez Intel IYUV codec pour la compression et choisir 0,1 sec / cadre pour le dosage de la saisie ou de choisir 0,1-0,5 sec / cadre pour l&#39;analyse de mouvement. Sous l&#39;onglet Avancé, sélectionnez créer un fichier image bmp. Pour chaque capture et sélectionnez un dossier pour le programme pour stocker les images qu&#39;il prend (la pile de l&#39;image). </li><li> Placez une mouche morte sur la feuille de papier. Cliquez sur la boîte des paramètres vidéo et d&#39;ajuster les paramètres sous l&#39;onglet Paramètres de l&#39;appareil afin qu&#39;il y ait un fond blanc lumineux et un contraste évident avec la mouche sombre. </li><li> Cliquez sur le bouton start pour commencer l&#39;enregistrement. Une fois la période d&#39;enregistrement est terminée, cliquez sur le bouton d&#39;arrêt. La pile de l&#39;image devrait maintenant être dans le dossier sélectionné. Remarque: Avant d&#39;enregistrer, d&#39;assurer le respect des loisder sélectionné pour la pile d&#39;image est vide. </li></ol> 4. Analyse des données utilisant ImageJ <ol><li> Image libre de ImageJ logiciel de traitement d&#39;Open NIH, qui peut être téléchargé à <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html">http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html</a> . Remarque: En plus de télécharger le programme, le plug-in Multitracker doit être téléchargé et installé comme indiqué à <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/index.html">http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/index.html</a> . </li><li> Importez la pile d&#39;images dans ImageJ en cliquant sur l&#39;onglet Fichier, puis sélectionnez Importer → séquence de l&#39;image. <ol><li> Sélectionnez le dossier qui contient la pile d&#39;images, sélectionnez l&#39;une des images et sélectionnez Ouvrir. Une boîte de dialogue Options de la séquence s&#39;ouvre. Cliquez sur les noms Trier numérique, puis cliquez sur OK et la pile d&#39;image sera chargée dans ImageJ. </li></ol></li><li> Seuil toutes les images de sorte que chaque compose d&#39;un fond blanc avec la mouche étantconverti à un point noir. Pour commencer ce processus, convertir l&#39;image en un format 8 bits en sélectionnant type → 8 bits sous l&#39;onglet Image. <ol><li> Cliquez sur l&#39;onglet Image et sélectionnez Ajuster → Seuil. Cela va ouvrir la boîte de dialogue de seuil dans lequel le seuil point de coupure peut être réglée. </li><li> Parcourez les images pour voir s&#39;il ya des points noirs supplémentaires ou si une tranche manque un point noir. Si tel est le cas, ajuster le seuil pour atténuer le problème. Habituellement, le seuil n&#39;a pas besoin d&#39;être ajusté les paramètres par défaut du programme à une valeur adéquate. Remarque: Chaque diapositive dans la pile devrait avoir seulement un point noir représentant la position de la mouche. </li><li> Sélectionnez s&#39;applique dans la boîte de dialogue de seuil et un Convertir Masque boîte de dialogue s&#39;ouvre. Ne cliquez pas sur l&#39;une des options, mais il suffit de cliquer sur OK pour seuil, la pile d&#39;images. </li></ol></li><li> Après seuillage la pile d&#39;images, sélectionnez la Multitracker plug-in dans l&#39;onglet Plugins pourmesurer le mouvement de la mouche en pixels. La boîte de dialogue Objet Tracker apparaît. <ol><li> Cliquez sur toutes les quatre options proposées dans la boîte de dialogue, puis sélectionnez OK. Le plug-in Multitracker alors joindre coordonnées pour le point noir dans chaque tranche et énumérez-les dans la fenêtre des résultats, ainsi que la longueur totale du trajet en pixels. La fenêtre Chemins donne un affichage graphique de la trajectoire de la mouche a. </li><li> Copiez le x et y coordonner liste de la fenêtre Résultats et coller les données dans une feuille de calcul Excel. Si n&#39;importe quelle diapositive de la pile n&#39;a pas de point noir, le programme Multitracker s&#39;arrête à cette diapositive. Si cela se produit, il est nécessaire de revenir à l&#39;étape 4.2 et re-seuil, la pile à veiller à ce que les registres de mouches comme un point noir dans la diapositive en question. </li></ol></li><li> Afin de convertir le chemin longueurs de pixels cm, prendre une image distincte de deux points qui sont espacés d&#39;un cm d&#39;intervalle sur un morceau de papier blanc. <ol><li> Suivez ci-dessusles étapes (3.1-4.4.2), afin de déterminer les coordonnées x, y pixel pour les deux points et à utiliser cette information pour déterminer le nombre de pixels correspondant à un cm. Ce facteur de conversion est utilisé dans l&#39;étape cinq pour générer des données de mouvement en cm. Remarque: Une fois cela fait, il est important de garder la caméra fixe pour tous les futurs enregistrements. Chaque fois que la caméra est déplacée ou ajusté, on a besoin de répéter cette étape pour convertir les pixels cm. </li><li> La longueur du chemin qui est généré par le plug-in Multitracker surestime mouvement parce que de légères fluctuations de la position du corps et l&#39;intensité lumineuse / réflexion auront une incidence sur la taille et le centre du point noir qui est généré lorsque seuillage des images. Ce bruit doit être enlevé afin d&#39;obtenir une estimation précise du mouvement de la mouche. </li></ol></li></ol> 5. Analyse des données Utilisation d&#39;Excel <ol><li> Retirez le bruit à partir des données enregistrées par l&#39;importation de la série de coordonnées x, y généré par le pr MultitrackerOgram dans Fly analyse, un programme Visual Basic Excel créé par les auteurs. (Le programme est disponible en communiquant avec les auteurs.) </li><li> Cliquez sur l&#39;icône Click Me bouton et sélectionnez une valeur de seuil de coupure. Sélectionner une valeur seuil de 0,5 cm / sec pour l&#39;analyse de SLA ou sélectionnez une valeur comprise entre 0,1 à 0,3 cm / sec pour l&#39;analyse du mouvement. Cliquez sur OK et le programme va calculer la vitesse, le temps et la distance de mouvement. Remarque: Le programme utilise une analyse de fenêtre coulissante pour évaluer les données séquentielles 0,5-1,0 bacs sec et calcule la vitesse au cours de cette fenêtre. Tout ce qui dépasse le seuil défini par l&#39;utilisateur est considéré comme un mouvement à la mouche. </li></ol>

<ol>
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C., Vendruscolo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+iFly+tracking+system+for+an+automated+locomotor+and+behavioural+analysis+of+Drosophila+melanogaster.">The iFly tracking system for an automated locomotor and behavioural analysis of Drosophila melanogaster.</a> Integr. Biol. 3, 755-760 (2011).</li><li>Gomez-Marin, A., Partoune, N., Stephens, G. J., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+tracking+of+animal+posture+and+movement+during+exploration+and+sensory+orientation+behaviors.">Automated tracking of animal posture and movement during exploration and sensory orientation behaviors.</a> PLoS ONE. 7, (2002).</li><li>Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+easily+shocked+gene:+a+mutation+in+a+phospholipid+synthetic+pathway+causes+seizure,+neuronal+failure,+and+paralysis.">The Drosophila easily shocked gene: a mutation in a phospholipid synthetic pathway causes seizure, neuronal failure, and paralysis.</a> Cell. 79, 2333 (1994).</li><li>Royden, C. S., Pirrotta, V., Jan, L. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+tko+locus,+site+of+a+behavioral+mutation+in+D.+melanogaster,+codes+for+a+protein+homologous+to+prokaryotic+ribosomal+protein+S12.">The tko locus, site of a behavioral mutation in D. melanogaster, codes for a protein homologous to prokaryotic ribosomal protein S12.</a> Cell. 51, 165-173 (1987).</li><li>Parker, L., Padilla, M., Du, Y., Dong, K., Tanouye, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+as+a+model+for+epilepsy:+bss+is+a+gain-of-function+mutation+in+the+para+sodium+channel+gene+that+leads+to+seizures.">Drosophila as a model for epilepsy: bss is a gain-of-function mutation in the para sodium channel gene that leads to seizures.</a> Genetics. , 187-534 (2011).</li><li>Hardie, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+AMP-activated+protein+kinase+in+the+metabolic+syndrome+and+in+heart+disease.">Role of AMP-activated protein kinase in the metabolic syndrome and in heart disease.</a> FEBS Lett. 582, 81-89 (2008).</li><li>Fulgencio, J. P., Kohl, C., Girard, J., Pegorier, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+metformin+on+fatty+acid+and+glucose+metabolism+in+freshly+isolated+hepatocytes+and+on+specific+gene+expression+in+cultured+hepatocytes.">Effect of metformin on fatty acid and glucose metabolism in freshly isolated hepatocytes and on specific gene expression in cultured hepatocytes.</a> Biochem. Pharma. 62, 439-446 (2001).</li></ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Lors de l&#39;examen locomoteur ou les habitudes de déplacement chez la drosophile, il est utile de pouvoir extraire des informations sur la distance parcourue, la vitesse de déplacement et le modèle de mouvement. Pour extraire ces informations, du matériel coûteux a été traditionnellement employée qui est souvent prohibitif pour les petits laboratoires ou des laboratoires qui souhaitent utiliser ces tests avec parcimonie 4,8,9. L&#39;essai décrit ici peut être ...

Compte tenu de sa courte durée de vie et les outils génétiques robustes disponibles, Drosophila melanogaster est un excellent modèle pour étudier l&#39;étiologie de diverses maladies et la physiologie sous-jacente de divers processus biologiques. Dans de nombreux cas, il est avantageux de mesurer les effets des manipulations que du comportement, génétiques ou pharmacologiques ont sur ​​la locomotion chez ces organismes modèles 1,2. Il existe une variété de procédés qui sont couramment utilisés pour mesurer le déplacement de la mouche à deux dimensions 7.3. Ces systèmes peuvent soutenir le suivi des multiples vol simultanément et peuvent mesurer la vitesse, fiche chemin longueurs et enregistrer le pourcentage de temps une mouche a passé en mouvement. Ils ont été utilisés pour étudier le mouvement dans une variété de contextes, y compris les effets des médicaments sur la locomotion et la nature dimorphisme sexuel de la mouche mouvement 6-9. L&#39;inconvénient majeur de ces systèmes est le coût des systèmes de suivitempérature ou le logiciel et la caméra correspondante. Dans certains cas, cela peut fonctionner dans les milliers de dollars. Le coût est une préoccupation particulière pour un laboratoire qui suffit usage limité d&#39;un tel système, par exemple, de quantifier les modèles de locomotives d&#39;un mutant nouvellement isolée. Une méthode plus simple mais moins robuste est d&#39;utiliser des systèmes qui mouvement d&#39;enregistrement basées sur le nombre de fois une mouche traverse un chemin de faisceau de lumière infrarouge qui est placé au milieu d&#39;un tube fermé 10,11. Bien que ces systèmes peuvent donner de précieuses informations sur les cycles de mouvement et de veille-sommeil, ils peuvent plus ou moins de mouvement estimation parce qu&#39;ils ne parviennent pas à saisir la trajectoire réelle de la mouche. Par exemple, les mouches qui présentent un mouvement considérable aux extrémités du tube enregistreront aussi bas mouvement vole bien que les méthodes à haute résolution supplémentaires ont été utilisées pour essayer de contourner ces limitations 12. Plus simple et moins cher encore sont des dispositifs qui mesurent geotaxi grimpantess, le mouvement ascendant de vol, par un tube unique ou une série de tubes 2,13. Bien que ces systèmes ne coûtent pas cher et peuvent facilement identifier les défauts de géotaxie, ils ne parviennent pas à capturer de nombreux autres aspects de mouvement qui serait intéressant pour les chercheurs. Pour de nombreux laboratoires, un système d&#39;analyse robuste à faible coût qui est simple à mettre en place et faire fonctionner serait un outil intéressant pour caractériser les différences de comportement dans D. melanogaster souches. Nous décrivons ici un test qui peut être mis en place depuis moins de deux cents dollars et est en mesure de donner des informations sur le chemin, la vitesse et la durée du mouvement de la mouche. Pour démontrer l&#39;efficacité du dosage, on présente des données montrant que il peut être utilisé pour identifier: 1) un défaut locomoteur dans un mutant Bang-sensible (BS) qui est sensible à des convulsions et 2) la capacité de la metformine, qui est couramment utilisé pour traiter le diabète de type II, de réduire l&#39;intensité de l&#39;activité de saisie-comme (SLA) in deux mutants de BS.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1117px;" width="1117">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="68">
			<td height="68" style="height:68px;width:251px;">Name of the Reagent/Equipment</td>
			<td style="width:152px;">Company</td>
			<td style="width:169px;">Catalog Number/Model</td>
			<td style="width:545px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">WebCam</td>
			<td>Logitech</td>
			<td>Pro900</td>
			<td>Any quality webcam will suffice.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HandiAVI time-lapse software</td>
			<td>Azcendant software</td>
			<td></td>
			<td>Latest version can be found at http://www.azcendant.com/</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ImageJ</td>
			<td>NIH</td>
			<td></td>
			<td>Latest version can be found at http://rsbweb.nih.gov/ij/download.html</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Multiracker Plug-In</td>
			<td>NIH</td>
			<td></td>
			<td>Latest version can be found at http://rsbweb.nih.gov/ij/plugins/index.html</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vortexer</td>
			<td>VWR</td>
			<td>Vortex Genie 2</td>
			<td>Most standard size vortexers such as the Vortex Genie 2 will suffice.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5cm petri dish cover</td>
			<td>LabM Limited</td>
			<td>D011</td>
			<td>Smaller or larger petri dish covers can be used for an arena in movement assay.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Light box</td>
			<td colspan="2">Built from scrap material.</td>
			<td>Illumination is used for the locomotion assay. Depending on the room lighting, it is possible to perform the assay without the light box.&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a low-cost method for analyzing seizure-like activity and movement in drosophila

des systèmes de suivi vidéo ont été largement utilisés pour analyser Drosophila melanogaster mouvement et détecter diverses anomalies dans le comportement de la locomotive. Bien que ces systèmes peuvent fournir une foule de renseignements sur le comportement, le coût et la complexité de ces systèmes peuvent être prohibitifs pour de nombreux laboratoires. Nous avons mis au point un test à faible coût pour mesurer le comportement locomotive et le mouvement de saisie dans D. melanogaster. Le système utilise une webcam pour capturer des images qui peuvent être traitées en utilisant une combinaison de logiciel et peu coûteux libre de suivre la distance parcourue, la vitesse moyenne de circulation et de la durée du mouvement pendant un laps de temps spécifié. Pour démontrer l&#39;utilité de ce système, nous avons examiné un groupe de mutants de D. melanogaster, les (BS) paralytiques Bang-sensibles, qui sont 3-10 fois plus sensibles à l&#39;activité de saisie-comme (SLA) que sauvages mouches de type. L&#39;utilisation de ce nouveau système, nous avons pu détecter que le BS mutanet coup insensé (BSS) présente des niveaux inférieurs de locomotion exploratoire dans un nouvel environnement de mouches de type sauvage. En outre, le système a été utilisé pour indiquer que la metformine, qui est couramment utilisé pour traiter le diabète de type II, réduit l&#39;intensité de la SLA chez les mutants de BS.

La technique décrite ici a déjà été utilisé pour analyser les différences de SLA dans les mutants de Drosophila BS 1. Les résultats présentés ici concernent les souches de BS facilement choqué (SD), coup insensé (BSS), et KO technique (TKO). Le locus eas code pour une kinase impliquée dans la synthèse de l&#39;éthanolamine phosphatidyl éthanolamine 15 et le locus tko code pour une riboprotein mitochondrial 16. La mutation d...

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A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

En utilisant une webcam et une combinaison de logiciels libres et peu coûteux, les modèles de locomotives de Drosophila melanogaster peuvent être analysés pour détecter des différences dans la vitesse, la distance et le temps de diverses activités motrices.

Une méthode peu coûteuse pour l&#39;analyse de la saisie-comme activité et de mouvement dans<em&gt; Drosophila</em

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While ...

a-low-cost-method-for-analyzing-seizure-like-activity-movement

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

13.5K vues.  Franciscan University of Steubenville.  En utilisant une webcam et une combinaison de logiciels libres et peu coûteux, les modèles de locomotives de Drosophila melanogaster peuvent être analysés pour détecter des différences dans la vitesse, la distance et le temps de diverses activités motrices. 

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A Low Cost Setup for Behavioral Audiometry in Rodents

In auditory animal research it is crucial to have precise information about basic hearing parameters of the animal subjects that are involved in the experiments. Such parameters may be physiological response characteristics of the auditory pathway, e.g. via brainstem audiometry (BERA). But these methods allow only indirect and uncertain extrapolations about the auditory percept that corresponds to these physiological parameters. To assess the perceptual level of hearing, behavioral methods have to be used. A potential problem with the use of behavioral methods for the description of perception in animal models is the fact that most of these methods involve some kind of learning paradigm before the subjects can be behaviorally tested, e.g. animals may have to learn to press a lever in response to a sound. As these learning paradigms change perception itself 1,2 they consequently will influence any result about perception obtained with these methods and therefore have to be interpreted with caution. Exceptions are paradigms that make use of reflex responses, because here no learning paradigms have to be carried out prior to perceptual testing. One such reflex response is the acoustic startle response (ASR) that can highly reproducibly be elicited with unexpected loud sounds in na&iuml;ve animals. This ASR in turn can be influenced by preceding sounds depending on the perceptibility of this preceding stimulus: Sounds well above hearing threshold will completely inhibit the amplitude of the ASR; sounds close to threshold will only slightly inhibit the ASR. This phenomenon is called pre-pulse inhibition (PPI) 3,4, and the amount of PPI on the ASR gradually depends on the perceptibility of the pre-pulse. PPI of the ASR is therefore well suited to determine behavioral audiograms in na&iuml;ve, non-trained animals, to determine hearing impairments or even to detect possible subjective tinnitus percepts in these animals. In this paper we demonstrate the use of this method in a rodent model (cf. also ref. 5), the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus), which is a well know model species for startle response research within the normal human hearing range (e.g. 6).

A fast and inexpensive method for the behavioral determination of hearing parameters like hearing thresholds, hearing impairments or phantom perceptions (subjective tinnitus) is described. It uses pre-pulse inhibition of the acoustic startle response and can be easily implemented in a personal computer using a programmable AD/DA-converter and a piezo sensor.

Une configuration à faible coût pour l&#39;audiométrie comportementale chez les rongeurs

In auditory animal research it is crucial to have precise information about basic hearing parameters of the animal subjects that are involved in the ...

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Neurosciences

A Human-machine-interface Integrating Low-cost Sensors with a Neuromuscular Electrical Stimulation System for Post-stroke Balance Rehabilitation

A stroke is caused when an artery carrying blood from heart to an area in the brain bursts or a clot obstructs the blood flow to brain thereby preventing delivery of oxygen and nutrients. About half of the stroke survivors are left with some degree of disability. Innovative methodologies for restorative neurorehabilitation are urgently required to reduce long-term disability. The ability of the nervous system to reorganize its structure, function and connections as a response to intrinsic or extrinsic stimuli is called neuroplasticity. Neuroplasticity is involved in post-stroke functional disturbances, but also in rehabilitation. Beneficial neuroplastic changes may be facilitated with non-invasive electrotherapy, such as neuromuscular electrical stimulation (NMES) and sensory electrical stimulation (SES). NMES involves coordinated electrical stimulation of motor nerves and muscles to activate them with continuous short pulses of electrical current while SES involves stimulation of sensory nerves with electrical current resulting in sensations that vary from barely perceivable to highly unpleasant. Here, active cortical participation in rehabilitation procedures may be facilitated by driving the non-invasive electrotherapy with biosignals (electromyogram (EMG), electroencephalogram (EEG), electrooculogram (EOG)) that represent simultaneous active perception and volitional effort. To achieve this in a resource-poor setting, e.g., in low- and middle-income countries, we present a low-cost human-machine-interface (HMI) by leveraging recent advances in off-the-shelf video game sensor technology. In this paper, we discuss the open-source software interface that integrates low-cost off-the-shelf sensors for visual-auditory biofeedback with non-invasive electrotherapy to assist postural control during balance rehabilitation. We demonstrate the proof-of-concept on healthy volunteers.

A novel low-cost human-machine interface for interactive post-stroke balance rehabilitation system is presented in this article. The system integrates off-the-shelf low-cost sensors towards volitionally driven electrotherapy paradigm. The proof-of-concept software interface is demonstrated on healthy volunteers.

Une machine à interface humaine Intégration de capteurs à faible coût avec un système de stimulation neuromusculaire électrique pour post-AVC Solde Réhabilitation

A stroke is caused when an artery carrying blood from heart to an area in the brain bursts or a clot obstructs the blood flow to brain thereby preventing ...

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

Une méthode d&#39;infliger Fermé chef Traumatic Brain Injury dans<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

Stimulation à courant continu et multi-réseau d&#39;électrodes d&#39;enregistrement de la capture comme activité chez la souris Cerveau Slice Préparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

High-density Electroencephalographic Acquisition in a Rodent Model Using Low-cost and Open-source Resources

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network connectivity, are applicable to an expanding variety of questions in neuroscience. Performing these kinds of analyses in a rodent model requires higher electrode density than traditional screw electrodes can accomplish. While higher-density electroencephalographic montages for rodents exist, they are of limited availability to most researchers, are not robust enough for repeated experiments over an extended period of time, or are limited to use in anesthetized rodents.1-3 A proposed low-cost method for constructing a durable, high-count, transcranial electrode array, consisting of bilaterally implantable headpieces is investigated as a means to perform advanced electroencephalogram analyses in mice or rats.

Procedures for headpiece fabrication and surgical implantation necessary to produce high signal to noise, low-impedance electroencephalographic and electromyographic signals are presented. While the methodology is useful in both rats and mice, this manuscript focuses on the more challenging implementation for the smaller mouse skull. Freely moving mice are only tethered to cables via a common adapter during recording. One version of this electrode system that includes 26 electroencephalographic channels and 4 electromyographic channels is described below.

Instructions for the low-cost construction and surgical implantation of a chronic transcranial high-density electroencephalographic montage into mice are provided. Signal recording, extraction, and processing techniques are also described.

Haute densité électroencéphalographie Acquisition dans un modèle Rongeur Utilisation de faible coût et Open-source Ressources

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Aigu<em&gt; In vivo</em&gt; Enregistrements électrophysiologiques des potentiels de terrain locaux et activité multi-unités à partir de la voie hyperdirect dans les rats anesthésiés

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

In vivo Imagerie du calcium chez la souris Olive inférieure

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Stimulating and Analyzing Adult Neurogenesis in the Drosophila Central Brain

The molecular and cellular mechanisms underlying neurogenesis in response to disease or injury are not well understood. However, understanding these mechanisms is crucial for developing neural regenerative therapies. Drosophila melanogaster is a leading model for studies of neural development but historically has not been exploited to investigate adult brain regeneration. This is primarily because the adult brain exhibits very low mitotic activity. Nonetheless, penetrating traumatic brain injury (PTBI) to the adult Drosophila central brain triggers the generation of new neurons and new glia. The powerful genetic tools available in Drosophila combined with the simple but rigorous injury protocol described here now make adult Drosophila brain a robust model for neural regeneration research. Provided here are detailed instructions for (1) penetrating injuries to the adult central brain and (2) dissection, immunohistochemistry, and imaging post-injury. These protocols yield highly reproducible results and will facilitate additional studies to dissect mechanisms underlying neural regeneration.

Stimulating and Analyzing Adult Neurogenesis in the Drosophila Central Brain

This article provides detailed protocols for inflicting Penetrating Traumatic Brain Injury (PTBI) to adult Drosophila and examining the resulting neurogenesis.

Stimuler et analyser la neurogenèse adulte dans le cerveau central de la drosophile

The molecular and cellular mechanisms underlying neurogenesis in response to disease or injury are not well understood. However, understanding these ...

Stimulation du cerveau de la souris avec un EEG à faible coût et une bobine de taille millimétrique

Low-Cost Electroencephalographic Recording System Combined with a Millimeter-Sized Coil to Transcranially Stimulate the Mouse Brain In Vivo

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, utilizing a millimeter-sized coil. Using conventional screw electrodes combined with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain. In addition, we explain how a millimeter-sized coil is produced using low-cost equipment usually found in laboratories. Practical procedures for fabricating the flexible multielectrode array substrate and the surgical implantation technique for screw electrodes are also presented, which are necessary to produce low-noise EEG signals. Although the methodology is useful for recording from the brain of any small animal, the present report focuses on electrode implementation in an anesthetized mouse skull. Furthermore, this method can be easily extended to an awake small animal that is connected with tethered cables via a common adapter and fixed with a TMS device to the head during recording.The present version of the EEG-TMS system, which can include a maximum of 32 EEG channels (a device with 16 channels is presented as an example with fewer channels) and one TMS channel device, is described. Additionally, typical results obtained by the application of the EEG-TMS system to anesthetized mice are briefly reported.

Pleins feux sur l’auteur : Un système d’enregistrement électroencéphalographique à faible coût combiné à une bobine de taille millimétrique pour stimuler transcrânienne le cerveau de la souris in vivo

A low-cost electroencephalographic recording system combined with a millimeter-sized coil is proposed to drive transcranial magnetic stimulation of the mouse brain in vivo. Using conventional screw electrodes with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain in response to transcranial magnetic stimulation.

Système d’enregistrement électroencéphalographique à faible coût combiné à une bobine de taille millimétrique pour stimuler transcrânalement le cerveau de la souris in vivo

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, ...