This work was supported by Interdisciplinary Centre for Clinical Research IZKF Aachen (junior research group to E.A.L.) within the faculty of Medicine at RWTH Aachen University. We are grateful Dr. Rusu and Ashley Christina Vourakis for critical review of the manuscript and Mrs. Roya Soltan for the professional help with immunohistochemistry staining.

REMARQUE Les expériences présentées dans ce document sont réalisées en conséquence de la faible allemand et les lignes directrices de soins des animaux européens. Les animaux sont élevés dans l&#39;animalerie de l&#39;Institut for Laboratory Animal Science, Universiy hôpital Aachen, en Allemagne, sous la supervision du Prof. Dr. R. Tolba et le Dr A. Teubner (animal officier de bien-être). 1. Animal Care <ol><li> Garder la souris dans une unité de soins spécialisés, assurant un accès adéquat à la nourriture et le contrôle vétérinaire spécialisée et le traitement. Si les animaux sont déplacés ou achetés à l&#39;extérieur, s&#39;il vous plaît assurer d&#39;une semaine logement avant de subir la procédure. </li></ol> 2. intubation <ol><li> Anesthetize 8-10 semaines vieux mâles C57BL / 6 souris de type sauvage, de 25 à 27 g par injection intrapéritonéale de 100 mg / kg de kétamine et 10 mg / kg de xylazine. Surveiller le niveau de l&#39;anesthésie par orteil réflexes de pincement. Placez vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse au cours de la procédure. </li><li&gt; gérer le traitement de la douleur avec buprénorphine 0,1 mg / kg de poids corporel sous-cutanée avant de commencer la procédure chirurgicale, en suivant les lignes directrices de soins aux animaux de votre institution. </li><li> Assurer le maintien de conditions stériles pour éviter les infections au cours de la chirurgie en utilisant des matériaux et des instruments stériles. </li><li> Passer la souris anesthésiées dans une position en décubitus dorsal sur une table d&#39;opération chauffée. Enlever les poils à la fois de surface ventrale du cou et de la moitié gauche de la poitrine au moyen d&#39;un petit rasoir et désinfecter avec 70% d&#39;alcool avant l&#39;incision. <ol><li> Effectuer une petite incision médiane de 0,5 cm avec des ciseaux de chirurgie dans le centre de la nuque. Sous la peau, passer par les corps gras 2 avec une pince incurvés stériles et de visualiser la trachée sous stéréomicroscope travers la transparence du muscle de couverture. </li></ol></li><li> Présentez oralement le canule d&#39;intubation dans la trachée sous vue en utilisant stéréoscopique (figure 1A). Distinguer la canule métallique through le tissu transparent. Et vérifier, la position et l&#39;emplacement lors de l&#39;opération à tout moment (figure 1B). </li><li> Branchez la canule pour le petit ventilateur animale et régler les paramètres de ventilation selon fabrique des lignes directrices (de volume de marée entre 100-150 pi et un taux de respiration entre 100-150 par minute). </li></ol> 3. infarctus du myocarde Induction <ol><li> Effectuez une incision de la peau à moins de 0,5 cm dans le milieu d&#39;une ligne entre xyphoïde et axila gauche. Utiliser des pinces pour séparer la couche musculaire de nervures sous-jacentes. </li><li> Effectuer une petite incision entre les côtes en utilisant un petit ciseau jusqu&#39;à ce que la cavité thoracique est ouverte 17. Pour myocarde chronique, effectuer l&#39;incision dans l&#39;espace 5 ème intercostal (figure 1C) et / ou du modèle d&#39;ischémie / reperfusion, dans la 4 ème espace intercostal (Figure 1D): pour un indice d&#39;approche facile en dessous de la 2 ème et la 3 e </sup&gt; espace intercostal, respectivement). </li><li> Placez les écarteurs dans l&#39;incision pour ouvrir la cavité thoracique et de visualiser le coeur. </li><li> Retirez délicatement le péricarde pour empêcher les processus fibrotiques excessives. </li><li> Visualisez l&#39;artère coronaire gauche (AIA) comme un navire lumière rouge profond positionné. Si la DAL ne peut être visualisé, considérer quelques points de référence pour augmenter la reproductibilité. <ol><li> Pour un modèle d&#39;infarctus chronique, placer la ligature au milieu de la face ventrale du cœur (oreillette et entre l&#39;apex), ayant comme référence la veine comme indiqué sur la figure 1C. Lier les deux branches de l&#39;artère en utilisant une suture de soie 0/7 pour obtenir une antérieure et postérieure du myocarde transmural. La couleur grise indique la position de la ligature et peut être répétée si nécessaire (figure 1C). </li><li> Pour l&#39;ischémie / modèle de reperfusion, placer la ligature sous le pavillon de l&#39;oreille, sur le corps principal de LAD (figure 1D). Le ligature est situé sur un tube de silicium pour protéger l&#39;intégrité de la cuve. La couleur grise indique la zone d&#39;infarctus et devrait apparaître dans l&#39;ensemble du coeur (figure 1D). Passer sutures temporelles sur les nervures au cours de la période d&#39;ischémie et humidifier à l&#39;aide d&#39;une compresse pour éviter le séchage des tissus. Après l&#39;ischémie, retirer le tube de silicium et de couper le fil de suture avec de petits ciseaux pour visualiser la reperfusion. </li></ol></li><li> Outre les anesthésiques et des analgésiques utilisés au début de la procédure (étapes 2.1 et 2.2), utiliser 0,5% d&#39;isoflurane pendant la chirurgie pour assurer le confort adéquat de l&#39;animal, ou suivre les directives de protection des animaux de votre institution. </li></ol> 4. Suture et récupération <ol><li> Éliminer l&#39;air résiduel du thorax en complétant avec une solution saline isotonique chaud. </li><li> Fermer le thorax avec des sutures 0/6 3 (comme le montre la Figure 2A et 2B). Positionner les sutures médian sous un angle de 90 °, afin d&#39;assurer queealed fermeture des nervures, comme représenté sur la figure 2 (figure 2A, B). </li><li> Fermez la couche musculaire avec 2 sutures (figure 2C) et la peau avec des sutures 3-4 0/6 (figure 2D). Effectuez ces sutures séparément pour obtenir une fenêtre appropriée pour de plus amples mesure échocardiographique. </li><li> Débranchez la canule d&#39;intubation du ventilateur et de permettre souffle spontanée. Pour une identification plus tard, marquera la souris en utilisant le système local (demander à l&#39;agent de protection des animaux de votre institution). </li><li> Fixer la souris sur le côté gauche sous la lampe rouge jusqu&#39;à ce qu&#39;il se réveille. Ne pas laisser un animal sans surveillance tant qu&#39;il a repris conscience suffisante. Ne pas laisser un animal qui a subi une intervention chirurgicale pour être en compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à guérison complète. </li><li> Gérer le traitement de la douleur avec buprénorphine 0,1 mg / kg de poids corporel, voie sous-cutanée pour les 3 prochains jours, en suivant les lignes directrices de soins aux animaux de votre institution. </li&gt; </ol> 5. Analyse de l&#39;infarctus du myocarde <ol><li> Surveiller régulièrement la fonction cardiaque au moyen de l&#39;échocardiographie (figure 3A): la fraction d&#39;éjection, la fraction de raccourcissement, le débit cardiaque et les dimensions cardiaques. </li><li> Anesthésier les animaux en utilisant une injection intraperitoneale de 100 mg / kg de kétamine et 10 mg / kg de xylazine. Confirmez anesthésie appropriée avant la chirurgie par l&#39;absence de réflexes. </li><li> Ouvrez la cavité thoracique et exciser le coeur, le plaçant dans une solution de PBS stérile laver abondamment le reste du sang. </li><li> Si nécessaire, collecter le sang directement à partir du coeur en évitant la lésion des régions infracted, ou après élimination du coeur, à partir de la cavité thoracique. </li><li> Après le lavage, arrêter le coeur dans Diastola dans une solution saturée de KCl (stérile filtré 3M KCl dans du PBS). Pour l&#39;analyse histologique fixer le coeur formol à 10% et passez à l&#39;étape 5.7. </li><li> Si nécessaire, mesurer la viabilité de la voitureDiac cellules par Evans-Bleu / Triphenyl tétrazolium (TTC) coloration. Après la reconstruction de la ligature à l&#39;endroit initial, perfuser le coeur avec 200 pi 1% solution de bleu Evans en utilisant une canule aortique et de geler le cœur dans un petit sac en plastique à -20 ° C, sans lavage. <ol><li> Après 2 h, effectuer 5 toboggans transversalement l&#39;aide d&#39;un scalpel et les incuber pendant 10-15 min en solution TTC à 37 ° C, comme décrit par manufacturé. Fixer les lames pendant 10 minutes dans 10% de formol et de les mettre entre les lames microscopiques pour une analyse plus approfondie. </li><li> Incluez le tissu cardiaque dans de la paraffine, en positionnant le coeur sur la pointe, pour effectuer transversale sectionnement. Effectuer section de série de 5 um. Recueillir les 20 premiers tronçons et jeter le prochain 300 um. Continuer le protocole de section jusqu&#39;à ce que le niveau de la valve mitrale a été atteint (figure 3A, B). Des coupes en série, 400 um part le long de la totalité de coeur sont recueillis et peuvent être colorées fou l&#39;analyse qualitative et quantitative. </li></ol></li><li> Mesurer la taille de l&#39;infarctus en utilisant une seule étape de Gomori coloration 6-8. </li><li> Analyser l&#39;angiogenèse, la teneur en collagène ou inflammatoire recrutement de cellules dans la section série en utilisant une coloration immunohistochimique d&#39;habitude. </li></ol>

<ol>
	<li>Liehn, E. A., Postea, O., Curaj, A., Marx, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+after+myocardial+infarction,+between+fantasy+and+reality:+the+role+of+chemokines.">Repair after myocardial infarction, between fantasy and reality: the role of chemokines.</a> J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2357-2362 (2011).</li><li>Liehn, E. A., Radu, E., Schuh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokine+contribution+in+stem+cell+engraftment+into+the+infarcted+myocardium.">Chemokine contribution in stem cell engraftment into the infarcted myocardium.</a> Curr Stem Cell Res Ther. 8 (4), 278-283 (2013).</li><li>Alexander, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+transplantation+of+different+cell+types+sequentially+improves+heart+function+after+infarction.">Repetitive transplantation of different cell types sequentially improves heart function after infarction.</a> J Cell Mol Med. 16 (7), 1640-1647 (2012).</li><li>Liehn, E. 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A., Koenen, R. R., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anti-inflammatory+therapeutic+approaches+to+reduce+acute+atherosclerotic+complications.">Anti-inflammatory therapeutic approaches to reduce acute atherosclerotic complications.</a> Curr Pharm Biotechnol. 13 (1), 37-45 (2012).</li><li>Liehn, E. A., Zernecke, A., Postea, O., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokines:+inflammatory+mediators+of+atherosclerosis.">Chemokines: inflammatory mediators of atherosclerosis.</a> Arch Physiol Biochem. 112 (4-5), 229-238 (2006).</li><li>Kolk, M. V. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LAD-Ligation:+A+Murine+Model+of+Myocardial+Infarction.">LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction.</a> J. Vis. Exp. (32), 1438 (2009).</li><li>Ryu, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantation+of+bone+marrow+mononuclear+cells+using+injectable+fibrin+matrix+enhances+neovascularization+in+infarcted+myocardium.">Implantation of bone marrow mononuclear cells using injectable fibrin matrix enhances neovascularization in infarcted myocardium.</a> Biomaterials. 26 (3), 319-326 (2005).</li><li>Frobert, A., Valentin, J., Cook, S., Lopes-Vicente, J., Giraud, M. 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The authors have nothing to disclose.

Durant la procédure, il ya quelques points essentiels à noter: l&#39;intubation, l&#39;ouverture de la cavité thoracique et la ligature LAD. La première étape critique est l&#39;intubation de l&#39;animal avant experiements. De nombreux groupes utilisent un support vertical pour la fixation de la souris et une source de lumière pour insérer la canule directement dans la trachée. Cette méthode a l&#39;incertitude concernant l&#39;insertion correcte de la canule dans la trachée et est le plus sujettes à l&#39;échec par les novices. Faire une petite incision, la position de la canule peut être contrôlé pendant toute la manoeuvre, diminuant ainsi le taux de défaut. En outre, la trachéotomie est dépassé, diminuant ainsi les complications et de réduire le temps de fonctionnement. La prochaine étape critique est l&#39;ouverture de la cavité thoracique. La sternotomie médiane représente une manoeuvre à haut risque de retarder la récupération des animaux. L&#39;incision latérale gauche implique la coupe de 2-3 nervures 15 </sup&gt;, conduit à la récupération déficiente et une mortalité accrue. Nous avons utilisé dans le modèle petite incision entre les côtes discrète offrant une contrainte minimale. Les animaux récupèrent très rapidement après la chirurgie et ne présentent pas de défauts ou la guérison perturbé. L&#39;espace inter-costal inférieur est prise comme point de référence. Considérant cela, l&#39;accès approprié et différenciée à l&#39;endroit pour ligature chronique et l&#39;ischémie / reperfusion modèle, ne soulève pas de problèmes sérieux. La ligature lui-même représente l&#39;étape la plus critique. L&#39;artère coronaire gauche est difficile à visualiser, et souvent besoin d&#39;être lié sans vue. Par conséquent, certains points de référence anatomiques sont signalés pour aider le chirurgien pour effectuer la ligature correcte. Pour le modèle d&#39;infarctus chronique, la ligature est placé au milieu de la face ventrale du coeur, entre l&#39;oreillette et le sommet, au-dessus de la terminaison de la veine principale antérieure (figure 2B). L&#39;efficacité peut être controrempli par la visualisation de l&#39;apparition de la couleur grise dans les zones touchées. Si la zone infarcie apparaît antérieur et ne comprend pas la paroi postérieure, un nouveau fil de suture peut être placé à la gauche de la première suture. La principale racine de LAD est toujours visible dans l&#39;oreillette 18, et donc ne présente pas de graves problèmes dans la détection de cette partie. Cependant, l&#39;oreillette présente le risque majeur de saignement et doit être manipulé avec soin. La procédure est limitée par l&#39;existence d&#39;un équipement approprié. Un ventilateur et système d&#39;anesthésie appropriée pour les petits animaux sont coûteux et nécessitent des connexions à gaz et système de ventilation de la pièce. En outre, une surveillance étroite des animaux est nécessaire dans la première semaine après la procédure pour détecter la clinique possible. Pour examiner la fonction cardiaque pendant l&#39;expérience, l&#39;échographie haute résolution, perfusion-Langendorf système complexe, ou de petites mesures de cathéter intraventriculaire sont nécessaires, invÉSOLUTION coûts élevés et une expertise supplémentaire. Compte tenu de l&#39;infarctus du myocarde, il n&#39;y a pas d&#39;autres méthodes disponibles pour reproduire la complexité des événements in vitro. Selon le point d&#39;intérêt, ex vivo perfusion d&#39;un coeur isolé dans le système de Langendorff fournit des informations sur la contractilité, la fonction cardiaque et la viabilité myocardique en réponse à différents stimuli ou des médicaments. Cependant, il exclut toutes les interférences des composants sanguins et le système immunitaire, et il est pas indiqué pendant de longues études de remodelage et la guérison après un infarctus du myocarde. Après avoir effectué la procédure d&#39;infarctus du myocarde, tous les autres l&#39;analyse fonctionnelle peut être effectuée, comme mesures de la pression intraventriculaire, l&#39;échographie (systèmes d&#39;échographie petit animal) ou le cœur isolé de Langendorff perfusion. De plus, toute analyse biologique moléculaire et peut être effectuée pour identifier des cellules, des protéines, des micro-ARN, ARNm, genes ou d&#39;autres biomarqueurs, qui peuvent être utilisés en tant que cibles thérapeutiques pour développer de nouvelles stratégies de traitement pour l&#39;infarctus du myocarde.

L&#39;infarctus du myocarde est une des principales causes de décès dans les pays industrialisés. Malgré des progrès indéniables des approches diagnostiques et thérapeutiques, les maladies cardiovasculaires demeurent la principale cause de mortalité. Compte tenu de l&#39;espérance de vie améliorée et les risques liés à la vie, il est prévu une augmentation continue de l&#39;incidence des maladies cardiovasculaires à l&#39;avenir. Par conséquent, il existe un fort besoin pour établir et valider de nouvelles approches pour le traitement de maladies cardiovasculaires. Les informations des études humaines souffrent de ses limites, ces études sont généralement insuffisantes pour expliquer et comprendre les mécanismes à l&#39;échelle moléculaire, étant incapable de fournir des solutions à ces problèmes de santé majeurs. En outre, la recherche fondamentale a été limitée en raison de la complexité et de la difficulté à reproduire les mécanismes de la maladie cardiovasculaire dans le laboratoire. Par conséquent, pour accroître nos connaissances sur la physiopathologie des maladies cardioles maladies vasculaires, il est essentiel de valider des modèles animaux 1,2. Toutefois, afin d&#39;identifier tous les cascades d&#39;événements moléculaires impliqués dans la guérison après un infarctus du myocarde, l&#39;analyse à différents points dans le temps est nécessaire, provoquant un grand nombre d&#39;expérimentations animales. D&#39;infarctus du myocarde expériences sont souvent réalisées à l&#39;aide de modèles animaux. Induire un infarctus du myocarde chez les petits animaux 3-11 est le modèle le plus approprié et efficace utilisé pour enquêter sur les événements cellulaires et moléculaires que les grands modèles animaux. En outre, aucune autre espèce présente la disponibilité de souches transgéniques ou knock-out que les souris 12. Ces modèles de souris sont très utiles dans d&#39;autres maladies, y compris des pathologies cardio-vasculaires (telles que l&#39;athérosclérose, la resténose en stent) 13,14. En outre, la période de grossesse à faible et le nombre élevé de descendances qualifient modèles de souris comme système le plus attrayant pour étudier les mécanismes moléculaires de l&#39;INFA infarctusrction 12. Néanmoins, la taille du cœur chez les souris attend haute précision de manipulation lors de la microchirurgie. Enseigner ce personnel de chirurgie qualifiés et compétents est un temps et processus de travail intensif. Par conséquent, nous présentons ici une procédure de microchirurgie détaillée, y compris des conseils et astuces pour guider les collaborateurs, même avec des qualifications moyennes, comme les étudiants ou techniciens pour effectuer le modèle d&#39;infarctus du myocarde complexe chez la souris. Dans un premier temps, l&#39;intubation est effectuée au moyen d&#39;une canule courte sans utiliser la trachéotomie. L&#39;incision thoracique est situé dans la zone intercostal, en évitant un dommage de nervures et / ou des tissus environnants. Cette sous-étape est très pertinente pour assurer une récupération rapide et la guérison 15. La ligature est faite différencié pour les modèles d&#39;ischémie chronique et l&#39;ischémie / reperfusion, pour un taux de survie élevé tout en conservant une taille significative du myocarde. Notre expérience montre that en utilisant une suture de soie assure une reproductibilité élevée par rapport aux blessures cryo-16. En conclusion, le procédé décrit ici est applicable à la fois dans des modèles d&#39;ischémie chronique et l&#39;ischémie / reperfusion chez les petits animaux. Les trucs et astuces présentés dans cette procédure sont destinées à permettre au personnel avec la qualification même de faible ou moyenne de l&#39;appliquer dans des petits modèles animaux.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:71px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Stereomicroscope</td>
			<td style="width:71px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">SZ/X9</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Mouse ventilator</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">730043</td>
			<td style="width:167px;">Model Minient 845</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:216px;">Dual Anesthesia System (Tabletop Version)</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Selfcontained isofluranebased anesthesia unit for use on lab tables, with a compact 8&#34; x 11&#34; footprint.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Intubation cannula</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">732737</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Forceps</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td style="width:119px;">9119700</td>
			<td style="width:167px;">standard tip curved 0.17 mm x 0.1 mm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Scissors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td style="width:119px;">9146011</td>
			<td style="width:167px;">straight</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Vannas scissor</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap, Germany</td>
			<td style="width:119px;">OC 498 R</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Retractors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820010</td>
			<td>2.5mm wide</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Retractors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820011</td>
			<td>5mm wide</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Wire handles</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820005</td>
			<td>&#160;10cm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Wire handles</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820006</td>
			<td>&#160;14cm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ketamine 10%</td>
			<td style="width:71px;">CEVA, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Xylazine 2%</td>
			<td style="width:71px;">Medistar, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Bepanthene eye and nose cream</td>
			<td style="width:71px;">Bayer, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="105" rowspan="3" style="height:105px;width:216px;">Silicon tube</td>
			<td rowspan="3" style="width:71px;">IFK Isofluor, Germany</td>
			<td rowspan="3" style="width:119px;">custommade&#160; product</td>
			<td style="width:167px;">diameter 500&#181;m</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:167px;">section thickness 100 &#181;m</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:167px;">polytetrafluorethylene catheter</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">PROLENE Suture 6/0&#160;</td>
			<td style="width:71px;">ETHICON</td>
			<td style="width:119px;">8707H</td>
			<td style="width:167px;">polypropylene monofilament suture, unresorbable, needle CC1, 13mm, 3/8 Circle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7/0 Silk</td>
			<td style="width:71px;">Seraflex</td>
			<td style="width:119px;">IC 1005171Z</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ultrasound&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Vevo, Canada</td>
			<td style="width:119px;">770 Vevo</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice

L&#39;infarctus du myocarde reste la principale cause de décès dans les pays occidentaux, en dépit des progrès considérables dans le domaine du développement de stent dans les dernières décennies. Pour des précisions sur les mécanismes sous-jacents et le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques, la disponibilité de modèles animaux valides sont obligatoires. Depuis que nous avons besoin de nouvelles idées dans pathomécanismes de maladies cardiovasculaires sous les conditions in vivo pour lutter contre l&#39;infarctus du myocarde, la validité du modèle animal est un aspect crucial. Toutefois, la protection des animaux sont très pertinents dans ce contexte. Par conséquent, nous établissons un modèle minimalement invasive et simple d&#39;infarctus du myocarde chez les souris, qui assure une haute reproductibilité et le taux de survie des animaux. Ainsi, ces modèles répond aux exigences du principe des 3R (remplacement, raffinement et réduction) pour les expérimentations animales et d&#39;assurer l&#39;information scientifique nécessaire à la poursuite développement de stratégies thérapeutiques pour cardiovasculaire maladies.

La procédure de l&#39;infarctus du myocarde se produit dans les 25 à 30 min et présente un taux de mortalité de 10%. Après la chirurgie, les souris se remettre de l&#39;anesthésie dans les 15 prochaines minutes. Aucune déficience physique a été observée à la souris exploité. Cependant, il ya un risque plus élevé de rupture coeur d&#39;une semaine après un infarctus du myocarde post-chronique, si les processus de réparation sont perturbés au cours de la phase inflammatoire. Depuis coeur est capable de changer de façon significative ses dimensions pendant le pompage, il est important pour tous les cœurs recueillies pour être arrêtés dans la même position, par exemple dans Diastola. Ceci peut être réalisé en perfusant le coeur avec une solution saturée de KCl. L&#39;augmentation de la concentration extracellulaire blocs K + des pompes ioniques, diminue le potentiel de membrane au repos des cellules cardiaques, ce qui entraîne un arrêt de l&#39;activité cardiaque diastolique. La zone du myocarde peut être vu dans l&#39;analyse par ultrasons (figure 3A, panneau inférieur). En comparaison dele myocarde normal, les régions ischémiques apparaît mince et hypokinétique (figure 3A, panneau supérieur). Selon le modèle utilisé, la taille de l&#39;infarctus sera différent. Le modèle d&#39;infarctus chronique induit circulaire, infarctus transmural de l&#39;apex (figure 3B), tandis que l&#39;ischémie / reperfusion induit une mince, milieu-mur et à travers tout le coeur (figure 3C). Il existe de nombreuses méthodes pour déterminer la taille de l&#39;infarctus. Si l&#39;objectif est d&#39;analyser l&#39;effet direct sur ​​la viabilité cardiaque, un Evans-Bleu / TTC coloration 18 est indiqué pour être effectuée au moins 2 heures après la reperfusion, pour être en mesure de voir les changements dans le myocarde. Les articles peuvent être analysés immédiatement (figure 3B, panneau du milieu) après coloration ou peuvent être conservés entre des lames de verre dans du formol pendant 2-3 jours (figure 3C, panneau du milieu). La zone bleue représente le myocarde sain, pas affecté par l&#39;ischémie. La zone rouge représente le myocarde viable à l&#39;intérieur ee zone ischémique (myocarde de risque), et la zone blanche représente le tissu mort. Habituellement, la taille de l&#39;infarctus est exprimée en pour cent de la zone de risque. La cicatrice maturité résultant après des processus de remodelage peut être facilement mesurée par immunohistolgy utilisant une seule étape de la coloration de Gomori. Les zones colorées en bleu et rouge infarcis teinté sains ventriculaires (figure 3B et C, panneaux de droite) sont déterminés dans la première section de chaque niveau jusqu&#39;à ce que la valve mitrale. Pour éviter la variation due à la liaison de LAD à différents niveaux, de l&#39;infarctus est considérée comme tout article et exprimée en pourcentage du volume total du ventricule gauche. Un volume de l&#39;infarctus de 15 à 20% dans le modèle chronique de l&#39;infarctus et de 10 à 15% après modèle d&#39;ischémie / reperfusion peut être obtenue. En outre, le modèle d&#39;infarctus chronique va induire une dilatation accentuée, pas observé dans le modèle ischémique / de reperfusion (figure 3B et C right panneau). Des procédures classiques de coloration peuvent être utilisés, tels que: la coloration CD31 utilisé pour révéler l&#39;angiogenèse (rouge, figure 4A) ou lisse coloration de l&#39;actine de muscle afin de déterminer les myofibroblastes (vert, la figure 4B). Double coloration de fluorescence peut également être appliquée pour identifier les molécules cibles différentes dans la zone du myocarde, car l&#39;absence de cardiomyocytes ne donne aucune auto-immunofluorescence (Figure 4C). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig1.jpg" /> Figure 1: Incision médiane et l&#39;insertion de la canule de l&#39;intubation (A). La visualisation stéréomicroscopique de la canule métallique à travers la transparence du tissu (B). Les anneaux de la trachée (flèches bleues) et la canule (flèche noire) sont soulignés. L&#39;incision intercostale pour le mo myocarde chroniquedel et la ligature de LAD (C). La ligature est situé au milieu du cœur (entre l&#39;oreillette et le sommet, noir dans le panneau inférieur), en prenant comme référence la fin de la veine (schématique en bleu, panneau inférieur). Les deux branches de l&#39;artère devraient être liés (rouge dans le panneau inférieur). La couleur grise indique zone infarcie et il apparaît dans la moitié inférieure du coeur (à droite du panneau inférieur). La ligature pour le modèle d&#39;ischémie / reperfusion est faite en vertu de l&#39;oreillette, contraignant le corps principal de LAD (rouge dans le panneau inférieur) sur un tube de silicium (à droite) (D). La couleur grise indique la zone infarci, qui est présent sur ​​l&#39;ensemble du coeur (à droite du panneau inférieur). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig2.jpg" /> Figure 2: </strong&gt; Les joints de suture ribs l&#39;incision thoracique si les sutures médiales sont positionnés à un angle de 90 ° dans les deux chroniques (A) et l&#39;ischémie / modèle de reperfusion (B, panneau de gauche). En imagerie in vivo de nervures suture (C, panneau de gauche ), suture musculaire (C, panneau du milieu) et la suture de la peau (C, panneau de droite). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig3.jpg" /> Figure 3: images échocardiographiques. Les images de la normale (A, panneau supérieur) et des zones infarctus (A, panneau inférieur), sont acquises à l&#39;axe longitudinal (longitudinaux, panneaux de gauche) ou à l&#39;axe court (transversal, panneaux de droite) .. myocarde induite par ligature chronique(B) et par une ischémie suivie d&#39;une reperfusion h (C). Evans Bleu / TTC coloration permet l&#39;identification des perfusé (bleu) / zones non-perfusé ainsi que la viabilité (rouge) / morts (blanc) myocarde (B, C, panneaux du milieu). Une étape de coloration de Gomori permet l&#39;identification des zones infarctus (en bleu), et les différencie des régions normales (rouge) (B, C, panneaux de droite). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig3large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig4.jpg" /> Figure 4: Les différentes colorations peuvent être réalisées dans la zone infarci, tels que CD31 pour la néo-angiogenèse décrit (A, rouges, flèches simples), ou l&#39;actine de muscle lisse de myofibroblastes (B, green, flèches simples), ainsi que la double coloration (C, CD31-rouge / vert-actine musculaire), DAPI pour les noyaux (bleu). Myofibroblastes peuvent être différenciées facilement à partir de cellules musculaires lisses de petites ou de grandes artères, qui sont toujours accompagnés d&#39;une couche endothéliale (C, flèches). Les doubles flèches pointent du érythrocytes autofluorescence. Échelle barres 50 um.

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Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice

A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

Minimal intervention chirurgicale invasive d&#39;induire un infarctus du myocarde chez des souris

Myocardial infarction still remains the main cause of death in western countries, despite considerable progress in the stent development area in the last ...

minimal-invasive-surgical-procedure-inducing-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

27.1K vues.  RWTH Aachen University, Germany. A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

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Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

Infarctus aigu du myocarde chez le rat

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Recherche

Médecine

Induction of Myocardial Infarction in Adult Zebrafish Using Cryoinjury

The mammalian heart is incapable of significant regeneration following an acute injury such as myocardial infarction1. By contrast, urodele amphibians and teleost fish retain a remarkable capacity for cardiac regeneration with little or no scarring throughout life2,3. It is not known why only some non-mammalian vertebrates can recreate a complete organ from remnant tissues4,5. To understand the molecular and cellular differences between regenerative responses in different species, we need to use similar approaches for inducing acute injuries.
In mammals, the most frequently used model to study cardiac repair has been acute ischemia after a ligation of the coronary artery or tissue destruction after cryoinjury6,7. The cardiac regeneration in newts and zebrafish has been predominantly studied after a partial resection of the ventricular apex2,3. Recently, several groups have established the cryoinjury technique in adult zebrafish8-10. This method has a great potential because it allows a comparative discussion of the results obtained from the mammalian and non-mammalian species.
Here, we present a method to induce a reproducible disc-shaped infarct of the zebrafish ventricle by cryoinjury. This injury model is based on rapid freezing-thawing tissue, which results in massive cell death of about 20% of cardiomyocytes of the ventricular wall. First, a small incision was made through the chest with iridectomy scissors to access the heart. The ventricular wall was directly frozen by applying for 23-25 seconds a stainless steel cryoprobe precooled in liquid nitrogen. To stop the freezing of the heart, fish water at room temperature was dropped on the tip of the cryoprobe. The procedure is well tolerated by animals, with a survival rate of 95%.
To characterize the regenerative process, the hearts were collected and fixed at different days after cryoinjury. Subsequently, the specimen were embedded for cryosectioning. The slides with sections were processed for histological analysis, in situ hybridization and immunofluorescence. This undertaking enhances our understanding of the factors that are required for the regenerative plasticity in the zebrafish, and provide new insights into the machinery of cardiac regeneration. A conceptual and molecular understanding of heart regeneration in zebrafish will impact both developmental biology and regenerative medicine.

Zebrafish represents a valuable model to study the mechanisms of heart regeneration in vertebrates. Here, we present a protocol for induction of a heart infarct in adult zebrafish using cryoinjury. This method results in massive cell death within 20% of the ventricular wall, similar to that observed in mammalian infarcts.

L&#39;induction de l&#39;infarctus du myocarde chez le poisson zèbre Adulte utilisant Cryoinjury

The mammalian heart is incapable of significant regeneration following an acute injury such as myocardial infarction1. By contrast, urodele amphibians and ...

MRI and PET in Mouse Models of Myocardial Infarction

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ideal model for testing novel therapeutic strategies.
In vivo magnetic resonance imaging (MRI) gives excellent views of the heart noninvasively with clear anatomical detail, which can be used for accurate functional assessment. Contrast agents can provide basic measures of tissue viability but these are nonspecific. Positron emission tomography (PET) is a complementary technique that is highly specific for molecular imaging, but lacks the anatomical detail of MRI. Used together, these techniques offer a sensitive, specific and quantitative tool for the assessment of the heart in disease and recovery following treatment.
In this paper we explain how these methods are carried out in mouse models of acute myocardial infarction. The procedures described here were designed for the assessment of putative protective drug treatments. We used MRI to measure systolic function and infarct size with late gadolinium enhancement, and PET with fluorodeoxyglucose (FDG) to assess metabolic function in the infarcted region. The paper focuses on practical aspects such as slice planning, accurate gating, drug delivery, segmentation of images, and multimodal coregistration. The methods presented here achieve good repeatability and accuracy maintaining a high throughput.

We describe how to perform MRI and PET imaging of the mouse heart. The protocol is tailored to assess treatment efficacy in models of myocardial infarction and heart failure.

IRM et la TEP dans les modèles de souris de l&#39;infarctus du myocarde

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ...

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

Infarctus du myocarde et d&#39;évaluation fonctionnelle de résultats chez le porc

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

Évaluation des résultats primaires dans un modèle porcin de infarctus aigu du myocarde

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

Infarctus du myocarde chez les souris néonatales, Un modèle de régénération cardiaque

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

Real-time Pressure-volume Analysis of Acute Myocardial Infarction in Mice

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any potential therapeutic approach directed against acute left ventricular (LV) dysfunction. Current imaging modalities (e.g., echocardiography and magnetic resonance imaging) have several limitations since data on LV pressure cannot directly be measured. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion could serve as a novel method for a real-time evaluation of LV function.
At the beginning of the procedure, mice were anesthetized followed by endotracheal intubation. For LV catheterization, the right carotid artery was exposed via middle-neck incision. The catheter was introduced and placed into the LV cavity. Left thoracotomy was conducted and the left main coronary artery (LCA) was ligated. To induce reperfusion, the suture was released after 45 min. Pressure-volume data was recorded at all times.
Ligation of the LCA caused a decrease in LV systolic function as evidenced by a 30% reduction in stroke volume, LV ejection fraction (EF), and cardiac output. Maximum dP/dt as a parameter for LV contractility was also significantly reduced and diastolic function was severely impaired (minimum dP/dt -40%). Reperfusion over a period of 20 min did not lead to a complete recovery of LV function.
Real-time pressure-volume analysis served as a valid procedure for monitoring cardiac function during acute myocardial infarction in mice. Maintaining stable anesthesia and a standardized surgical approach was crucial to ensure valid results. As the early phase of acute myocardial infarction is critical for morbidity and mortality, the delineated method could be beneficial for preclinical evaluation of new strategies for cardioprotection.

Acute myocardial infarction in mice induces acute but incompletely characterized changes in left ventricular (LV) function. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion serves as a novel method for a real-time evaluation of LV function.

Analyse en temps réel la pression-volume de l’infarctus aigu du myocarde chez la souris

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Un modèle cryo-blessure pour étudier l'infarctus du myocarde chez la souris

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Semi-Minimal Invasive Method to Induce Myocardial Infarction in Rats and the Assessment of Cardiac Function by an Isolated Working Heart System

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily and highly reproducible MI induction procedure is required to obtain further insight and better understanding of the underlying pathological changes. This procedure can also be used to evaluate the effects or potency of new and promising treatments (as drugs or interventions) in acute MI, subsequent remodeling and heart failure (HF). After intubation and pre-operative preparation of the animal, an anesthetic protocol with isoflurane was performed, and the surgical procedure was conducted&#160;quickly. Using a minimally invasive approach, the left anterior descending artery (LAD) was located and occluded by a ligature. The occlusion can be performed acutely for subsequent reperfusion (ischemia/reperfusion injury). Alternatively, the vessel can be ligated permanently to investigate the development of chronic MI, remodeling or HF. Despite common pitfalls, the drop-out rates are minimal. Various treatments such as remote ischemic conditioning can be examined for their cardioprotective potential pre-, peri- and post-operatively. The post-operative recovery was quick as the anesthesia was precisely controlled and the duration of the operation was short. Post-operative analgesia was administered for three days. The minimally invasive procedure reduces the risk of infection and inflammation. Furthermore, it facilitates rapid recovery. The &#8220;working heart&#8221; measurements were performed ex vivo and enabled precise control of preload, afterload and flow. This procedure requires specific equipment and training for adequate performance. This manuscript provides a detailed step-by-step introduction for conducting these measurements.

This article presents an efficient method to perform myocardial ischemia and subsequent chronic reperfusion in rats using a minimally invasive approach. In addition, left ventricular hemodynamic function of rats is assessed by echocardiography and isolated working heart methods.&#160;

Méthode invasive semi-minimale pour induire l’infarctus du myocarde chez les rats et l’évaluation de la fonction cardiaque par un système cardiaque de travail isolé

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

Méthode simple modifiée pour l’induction d’un infarctus du myocarde chez la souris

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...