Recherche présentée dans cette publication a été soutenue par l&#39;Institut national de l&#39;arthrite et de l&#39;appareil locomoteur et de Skin Diseases, une partie des Instituts nationaux de la santé, en vertu Prix Nombre R01-AR063084. Le contenu est exclusivement la responsabilité de leurs auteurs et ne représentent pas nécessairement les vues officielles des National Institutes of Health.

Ce protocole a été approuvé par l&#39;animal et est en conformité avec les directives et les règlements énoncés par le soin et l&#39;utilisation des animaux Commission institutionnelle (IACUC) à l&#39;Ohio State University. Toutes les politiques élaborées par le IACUC locale sont en conformité avec le Guide de l&#39;expérimentation animale développé par le Bureau de la protection des animaux de laboratoire à l&#39;Institut National de la Santé. 1. Anesthésie et l&#39;intubation endotrachéale <ol><li> Autoclave tous les instruments et les fournitures chirurgicales avant utilisation. Porter des gants chirurgicaux stériles, à usage unique tout au long de la procédure. Maintenir un champ stérile tout au long de la procédure. L&#39;utilisation d&#39;un champ stérile est suggéré mais non montré dans la vidéo pour permettre une meilleure visualisation des repères anatomiques sur la souris. </li><li> Placer chaque souris individuellement dans une chambre d&#39;induction et de fournir une anesthésie à l&#39;aide de 5% d&#39;isoflurane et d&#39;oxygène avec un débit de 0,4 L / min jusqu&#39;à ce que l&#39;écoulement perte du réflexe de redressement, puis de maintenir èmee animal avec 2% d&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène à 100% avec un débit de 0,4 L / min à l&#39;aide d&#39;un tube de cône de pointe reliée à l&#39;appareil d&#39;anesthésie jusqu&#39;à ce que le tube trachéal est en place. La machine d&#39;anesthésie à l&#39;isoflurane utilisé ne doit être évacué de manière appropriée et muni de filtres à charbon pour réduire au minimum l&#39;exposition du chirurgien de fumées isoflurane pendant la procédure. La coiffe est noté, mais ne figure pas dans la vidéo pour permettre la visualisation des manipulations d&#39;intuber la souris. </li><li> Raser la poitrine de l&#39;animal avec une tondeuse à cheveux de l&#39;animal dans un emplacement différent de celui de la plate-forme d&#39;intervention chirurgicale pour éviter la contamination de l&#39;emplacement de chirurgie. </li><li> Placez la souris dans une position couchée sur la plateforme de la chirurgie pour l&#39;intubation ultérieur. Une simple petite plate-forme de la mousse de polystyrène peut servir de plate-forme d&#39;exploitation. Couvrir la plate-forme avec un champ pré-stérilisé pour fournir une surface stérile. Placer un coussin chauffant entre la plate-forme et le drapé afin de maintenir la température du corps des souris en Surgical procédures. </li><li> Fixez une longueur de 2-0 suture en soie d&#39;au moins 10 cm de la plate-forme avec du ruban adhésif, puis boucle de la suture autour des incisives supérieures avant. Positionner le cône à proximité (3.2 cm) du bord de la plate-forme sur le nez de la souris. Tirez le tendu de la souris et le fixer à la plate-forme par la queue avec un morceau de ruban adhésif. </li><li> Fixez les pieds sur les côtés du corps avec des brins de ruban. Il est important que les membres antérieurs sont pas trop tendus, car cela peut compromettre la respiration. </li><li> Préparer les sites chirurgicaux rasé avec de la bétadine et alcool avant du cou et de la poitrine incisions sont faites. </li><li> Placer la plate-forme avec la tête de la souris pointant dans la direction de l&#39;opérateur. Couper une médiane incision de la peau du col 0,5 cm. Séparer les lobes de la glande thyroïde à leur isthme pour exposer le muscle sternohyoideus où la trachée peut être vu sous le muscle. </li><li> Retirer l&#39;aiguille intérieure d&#39;un trocart de calibre 18 de sorte qu&#39;il peut être utilisé comme un intubtube d&#39;ation. La pointe de l&#39;aiguille peut servir de support et à 1 cm du tube externe peut servir de tube trachéal. </li><li> Maintenez la langue de la souris avec des pinces courbes dans une main et le déplacer légèrement vers le haut. Voir la trachée à travers l&#39;incision cervicale de la peau. Utiliser l&#39;autre main pour insérer doucement le tube d&#39;intubation jusqu&#39;à ce que le tube est vu à l&#39;intérieur de la trachée. </li><li> Dès que le tube est dans la trachée, déplacer les pinces courbes en revanche vers le tube et rapidement retirer l&#39;aiguille intérieure. Si le tube ne peut pas être insérée dans la trachée, le tube doit être retiré pour éviter de produire des problèmes respiratoires. Il est important de pointer le bout du tube quand il est à proximité de la gorge afin d&#39;éviter l&#39;insertion du tube dans l&#39;oesophage à la place de la trachée. </li></ol> 2. Ventilation et fixation <ol><li> Fournir une ventilation artificielle avec un appareil respiratoire des animaux de ventilation 2% d&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène avec un taux de 0,4 L / min. Utilisez un Y-sha modifiéconnecteur pe se connecter le tube d&#39;intubation avec le ventilateur. Le positionnement correct de la sonde trachéale peut être confirmé en jugeant l&#39;ampliation thoracique symétrique. </li><li> Réglez le volume de marée à 260 pi / course et taux de ventilation est de 130 coups par minute, qui peuvent être ajustées au poids du corps d&#39;une souris particulière si nécessaire. </li><li> Retirez le ruban adhésif sur la queue et mettre la souris doucement pour le placer dans une position latérale droite de décubitus pour la chirurgie ultérieure. Utilisez du ruban adhésif pour fixer la queue et les pattes de la plate-forme à nouveau. </li><li> Introduire la sonde rectale pour surveiller la température du corps et ajuster le coussin chauffant pour maintenir la température aux alentours de 37 ° C. </li><li> Fixer la sonde à la plate-forme en utilisant du ruban. Injecter bupivacaïne voie sous-cutanée au site d&#39;incision pour engourdir la région avant l&#39;incision est faite. </li></ol> 3. Thoracotomie <ol><li> Faire une incision oblique qui est d&#39;environ 1 cm de long à un site de 2 mm de la gauchefrontière sternale dans la direction de l&#39;endroit où la patte avant gauche rencontre le corps (environ 1-2 mm au-dessous de laquelle la jambe et le corps se joignent). La veine thoracique superficielle est près de ce site et de l&#39;incision doit être faite de telle sorte que l&#39;extrémité latérale de l&#39;incision va jusqu&#39;à, mais ne coupe pas dans la veine. </li><li> Couper si le muscle thoracique pour exposer les nervures en dessous. Au cours de cette étape d&#39;éviter toute blessure accidentelle de la cuve. Si le saignement ne se produit, utiliser des applicateurs de coton pour arrêter le saignement avant de passer à l&#39;étape suivante 7. </li><li> Visualisez les nervures et gonfler les poumons à travers la paroi de la poitrine mince et semi-transparent. Ouvrez la cage thoracique à l&#39;aide des ciseaux chirurgicaux à faire une incision de 6-8 mm dans le troisième espace intercostal. Cette incision doit être au minimum de 2 mm du bord sternal où l&#39;artère thoracique interne est situé. Dommages à l&#39;artère va produire des saignements abondants qui est difficile à contrôler. </li><li> Insérez les rétracteurs de poitrine maison pré-stérilisés into l&#39;incision et tirez doucement l&#39;arrière pour ouvrir l&#39;incision de sorte qu&#39;il est d&#39;environ 8-10 mm de large, en prenant soin d&#39;éviter les poumons. Les écarteurs doivent être fixés à la plate-forme chirurgicale avec des épingles. </li><li> A ce stade, le coeur doit être visible, cependant, le poumon sera toujours couvrir une partie du cœur. Décrochez le péricarde délicatement avec une pince courbes, le démonter, et faites glisser le tissu derrière les écarteurs. Au cours de cette manipulation du poumon se soulève et du coeur. </li></ol> 4. Positionnement CONT <ol><li> Localisez le DAL sur la surface du cœur à travers un microscope de dissection. Le DAL descend au milieu de la paroi cardiaque de près de la pointe du cœur à travers le ventricule gauche. Le DAL apparaît rouge vif et émet des impulsions fortement. La veine ici est parfois confondu avec le DAL, mais un bon éclairage peut aider à distinguer les deux navires. Si l&#39;éclairage est trop lumineux, il peut être difficile d&#39;apprécier la couleurles différences entre les navires. </li><li> Utilisation d&#39;un fragment de boule de coton stérile avec un diamètre d&#39;environ 1-2 mm pour préparer la LAD pour la ligature. Placez le coton entre l&#39;oreillette gauche et ventricule gauche, qui lèvera l&#39;oreillette gauche et aider à exposer la LAD et de clarifier sa position. Si la DAL ne peut pas être localisé, le fragment peut être glissé plus loin dans l&#39;oreillette gauche afin levée encore plus élevé pour révéler l&#39;aorte où la DAL est originaire. </li></ol> 5. CONT ligature <ol><li> Le positionnement idéal pour la ligature est d&#39;environ 2 mm inférieure à la pointe de l&#39;oreillette gauche. Le tronc pulmonaire peut être utilisé comme marqueur pour identifier l&#39;oreillette gauche. En variante, la position de la ligature peut être visualisée comme un point 1-2 mm de la ramification de la circonflexe gauche. Utilisez une pince courbes d&#39;appliquer doucement la pression sur un site juste en dessous du point de ligature destinée. Ainsi, il sera plus facile de voir l&#39;artère et aidera à maintenir le coeur en placeet de simplifier lier la ligature. Ne pas appliquer de pression avec la pince pour plus de 5 secondes à la fois et éviter la compression du cœur qui pourrait modifier pompage. </li><li> Utiliser une aiguille effilée pour passer une suture de soie 6-0 sous la LAD tout en observant avec un microscope à dissection. Insérez l&#39;aiguille dans l&#39;artère avec une précision que l&#39;aiguille pénétrer dans la chambre du ventricule gauche s&#39;il est placé trop profondément ou endommager le DAL si l&#39;aiguille est trop peu profonde. Si la banque DAL est blessé retirer l&#39;aiguille et la suture de la DAL pour contrôler le saignement, mais si le saignement ne peut pas être contrôlée, il est préférable d&#39;euthanasier l&#39;animal. </li><li> Faites un double noeud lâche avec la suture, laissant une boucle de 2-3 mm de diamètre par lequel un long morceau de tube PE-10 de 2-3 mm est placé 8. </li><li> Serrer la boucle autour de l&#39;artère et tubes puis fixez la boucle en liant un nœud coulant supplémentaires, en prenant soin de ne pas endommager la paroi du ventricule. Pour la ligature permanente, lier directement la LAD avec unnouer 9. Confirmer l&#39;occlusion de LAD en vérifiant apparition d&#39;une couleur plus pâle dans la paroi antérieure du LV qui doit apparaître en quelques secondes après la ligature. </li><li> Retirez l&#39;enrouleur et fermer la plaie temporairement en pinçant la peau avec une pince bulldog. La durée pendant laquelle est maintenue l&#39;ischémie dépend de la conception de l&#39;expérience, mais il est souvent 20, 30, 45 ou 60 min. La souris reste sur le ventilateur pendant la durée de l&#39;occlusion de l&#39;artère LAD. </li></ol> 6. Reperfusion <ol><li> Après la période d&#39;ischémie retirer le clip de bouledogue et insérer les rétracteurs de la poitrine pour exposer la ligature. Dénouer le nœud et retirer le tube PE-10. Confirmez reperfusion en observant un retour de la couleur rose-rouge de la paroi antérieure de la LV après 15-20 sec. </li><li> Laissez la suture en place si 2% de chlorure de triphényltétrazolium (TTC) et coloration au bleu seront effectuées après la reperfusion. Si la coloration n&#39;est pas nécessaire, la suture peut be éliminée. </li><li> Le temps de reperfusion dépend de la conception de l&#39;expérience, qui s&#39;étend généralement de 1 h à 24 h. </li></ol> 7. Poitrine fermeture et Soins postopératoires <ol><li> Fermez la cavité thoracique par couture fermé l&#39;incision dans l&#39;espace intercostal 3 ème 4-0 suture de soie. Il est important que les poumons sont clairs de la suture et ne deviennent pas piégés comme la 3 ème et 4 ème nervures sont suturées. Tout en liant les nœuds de suture, il est utile d&#39;appliquer une légère pression sur la poitrine avec le porte-aiguille afin de minimiser tout l&#39;air de la pièce qui pourrait être piégé dans la cavité thoracique. </li><li> Fermez toutes les couches de muscles avec des sutures continues à l&#39;aide de soie 4-0. Utilisez fils de nylon pour fermer la peau avec une suture continue. En variante, la peau peut être fermée avec une suture interrompue. </li><li> Lorsque la suture est cessez complète le flux de l&#39;isoflurane en oxygène continue à couler. Une fois que la souris se déplace ses moustaches ou la queue il, should commencer à faire des tentatives pour respirer spontanément. Retirez la souris du ventilateur avec le tube d&#39;intubation toujours conservés dans la trachée. </li><li> Observez attentivement l&#39;animal jusqu&#39;à ce que la souris reprend une respiration normale, puis extubation la souris. Le tube doit être retiré lentement pour éviter l&#39;aspiration de sécrétions de la cavité orale. </li><li> Confirmez la souris n&#39;est pas du tout une détresse respiratoire en l&#39;observant pour un autre 3-5 min avant de le retourner dans une cage. Si des signes de déshydratation sont observés après la chirurgie, de fournir jusqu&#39;à 0,5 ml de solution saline stérile par injection intrapéritonéale. </li><li> Pour l&#39;analgésie post-opératoire, administrer un analgésique opioïde (buprénorphine, 0,1 mg / kg) sous-cutanée (SC) avant que l&#39;animal est ambulatoire et ensuite fournir une dose supplémentaire chaque 4-6 h pour le 24 heures suivant. Vérifiez les signes de détresse des animaux à 12 h après la chirurgie. Simulation de l&#39;infarctus du myocarde en utilisant la chirurgie de survie nécessite une évaluation de la douleur et de la détresse après la récupération de la surgery. La meilleure pratique acceptée actuelle est de fournir une analgésie pour les 24 premières heures suivant une procédure invasive avec des doses supplémentaires donnés comme justifié en raison de la perte de poids ou des signes de douleur. Pour la ligature permanente, le poids corporel doit être suivi chaque jour pour aider à évaluer le rétablissement de l&#39;animal. </li><li> L&#39;ibuprofène (Motrin), un médicament anti-inflammatoire non stéroïdien (AINS) avec des anti-inflammatoires, analgésiques et antipyrétiques, ou d&#39;autres AINS, peut être prévue dans l&#39;eau potable de l&#39;animal comme une solution à 0,2 mg / ml pour deux jours avant la chirurgie et jusqu&#39;à un 7 jours après la chirurgie dans le long avec le buprénorphine pour gérer tout supplémentaire douleur / détresse. </li></ol> 8. Mesures de myocarde taille de l&#39;infarctus <ol><li> Anesthésier et intuber la souris à la fin du temps de reperfusion souhaitée. Coupez la peau de la poitrine sur la ligne médiane de la xiphoïde. Ouvrir l&#39;abdomen et le diaphragme au-dessous de la cage thoracique et des deux côtés de la ligne claviculaire. </li> &lt;li&gt; Exposer le coeur et puis re-ligaturer la DAL au même endroit. Cathétériser l&#39;aorte ainsi 10% bleu de phtalocyanine peut être lentement injecté directement dans l&#39;aorte pour colorer le coeur pour la délimitation de la zone ischémique de la zone non ischémique 10. </li><li> Rapidement exciser le coeur et le laver à 30 mM de KCl (solution de chlorure de potassium) de cesser les battements du cœur et permettre le sectionnement plus cohérente. Geler le cœur pendant au moins 4 heures à -20 ° C et couper le coeur en tranches de 1 mm en utilisant une matrice de coeur dispositif 11 de sectionnement. </li><li> Incuber tranches de coeur avec 2% TTC à 37 ° C pendant 40 min. La zone de l&#39;infarctus est délimité comme une zone blanche en tissu viable tache rouge. </li><li> Fixer les coupes colorées à 10% de formaldéhyde durant la nuit, ce qui permettra d&#39;augmenter le contraste entre la zone de l&#39;infarctus et le tissu normal. Photographier les tranches et calculer la zone à risque (AAR), la zone non ischémique et la zone de l&#39;infarctus en utilisant le logiciel ImageJ. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 9. Mesure des niveaux d&#39;enzymes cardiaques Mesurer la troponine cardiaque I (cTnI) les niveaux dans le sérum des souris par l&#39;obtention à partir de sang de la veine porte, puis en isolant le sérum par centrifugation. Les taux sériques de troponine Ic sont alors déterminées par un test rapide cTnI quantitative 12.

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Dr Noah Weisleder est un fondateur et directeur scientifique de TRIM-édecine, Inc.

Modèles d&#39;ischémie-reperfusion du myocarde de souris sont une méthode efficace pour la recherche cardiovasculaire de simuler une maladie cardiaque aiguë ou chronique clinique 13,14. Des efforts importants ont été utilisée pour développer et affiner les approches chirurgicales qui produisent les événements ischémiques et des lésions de reperfusion dans les coeurs de plusieurs types d&#39;animaux différents. Bien qu&#39;il existe des avantages particuliers à l&#39;utilisation de différents sy...

Des modèles animaux de l&#39;infarctus du myocarde (MI) sont importants dans la recherche de la physiopathologie complexe de maladie cardiaque ischémique 1. Ischémie-reperfusion (I / R) des blessures est un contributeur majeur de la lésion myocardique généré pendant MI. La blessure de l&#39;ischémie initiale produite par occlusion de la circulation coronaire peut être réduite chez les patients MI par l&#39;utilisation de l&#39;angioplastie pour restaurer la perfusion en temps opportun. Bien que cette intervention a considérablement réduit le nombre de décès dus aux infarctus aigu du myocarde, la restauration du flux sanguin dans les résultats de la zone ischémique dans I / R blessures qui conduit à la mort des cardiomyocytes. Cette perte de masse myocardique contribue à la diminution du débit cardiaque et de la progression vers l&#39;insuffisance cardiaque. Ainsi, l&#39;étude des mécanismes qui conduisent à la mort des cardiomyocytes de I / R blessures est une ligne importante de l&#39;enquête dans la recherche cardiovasculaire. Ligature coronaire chirurgicale est une technique expérimentale utile pour induire des modèles de MI dans différents types d&#39;animaux, y cong le rat, le chien et le cochon. Publications dans des laboratoires différents ont mis en place différentes méthodes sur la mise en place du modèle de coeur de souris de I / R blessures 2,3. Afin de mieux comprendre ces mécanismes, nous devons avoir accès à des modèles animaux fiables qui peuvent se reproduire plusieurs aspects de MI pathologie. Le développement de ces modèles est également essentielle pour tester des approches thérapeutiques pour le traitement de l&#39;IM et de blessures I / R associé. La plupart des techniques chirurgicales actuellement disponibles pour simuler MI chez des animaux expérimentaux impliquent dissection chirurgicale dans la cavité de la poitrine afin d&#39;exposer la artère descendante antérieure gauche (LAD) qui est ensuite fermé par une ligature pour la période de temps définie afin de produire l&#39;événement ischémique. Alors que la ligature peut être retiré pour permettre la reperfusion ischémique de la zone de génération et d&#39;E / R de blessure. Une limitation majeure de ces approches en ce que la position de la littérature sur la LAD n&#39;est pas toujours fidèlement reproduit, ce quipeut conduire à une variation de la sévérité de la MI induite par cette approche. La plupart des techniques disponibles décrites que de façon générale l&#39;emplacement approximatif de la DAL dans la paroi antérieure du cœur. Comme la ramification et la direction de la LAD peuvent varier dans chaque animal l&#39;emplacement n&#39;est pas toujours fixe et peut être facilement confondue 4,5, conduisant à des complications potentielles pendant la chirurgie 6. Les conséquences de la mise en place incorrecte de la ligature peut courir à partir de la variabilité de la taille de l&#39;infarctus induit dans le ventricule gauche à compromettre complètement la spécificité du modèle. Nous présentons ici une méthode modifiée pour I / R myocardique et la ligature permanente chez les souris qui permet d&#39;améliorer la précision de placement de la ligature sur la DAL. En appliquant des approches spécifiques pour l&#39;incision initiale et dissection interne, ainsi que l&#39;utilisation des manipulations de lever les oreillettes pour permettre une meilleure appréciation de la DAL et le site où il se dégage de l&#39;aorte. Instituant laposition sur la LAD et son origine est l&#39;occasion pour ligaturer la DAL dans un mode reproductible. Ce modèle d&#39;infarctus I / R et la ligature permanente non seulement diminue la variation de la taille de l&#39;infarctus après une intervention chirurgicale, il peut également diminuer l&#39;incidence des saignements excessifs pendant le fonctionnement.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="845">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:347px;">PhysioSuite with RightTemp Homeothermic Warming</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">PS-RT</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Light source</td>
			<td style="width:192px;">Zeiss</td>
			<td style="width:139px;">KL 1500 LCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Mouse Heart Slicer Matrix</td>
			<td style="width:192px;">Zivic Miller</td>
			<td style="width:139px;">HSMS001-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Micro Tray - Base, Lid, &#38; Mat (6.0 x 10 x 0.75)</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">6100A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride</td>
			<td style="width:192px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">T8877</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (Buprenex Injectable)</td>
			<td>Reckitt Benkiser Healthcare</td>
			<td>NDC 12496-0757-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">bupivacaine</td>
			<td style="width:192px;">Hospira</td>
			<td>NDC 0409-1163-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>NDC 5260-04-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Betadine Soultion&#160;</td>
			<td>Purdue Pharma</td>
			<td>25655-41-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mouse Cardiac Troponin T(cTnT) ELISA</td>
			<td>Kamiya Biomedical Company</td>
			<td>KT-58997</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Fine Scissors</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">14040-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11251-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dumont #3 Forceps</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">11231-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Castroviejo Micro Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12060-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Slim Elongated Needle Holder</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12005-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Round Handled Needle Holders</td>
			<td style="width:192px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:139px;">12075-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Omano Trinocular Stereoscope</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">OM99-V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">SB2 Boom Stand with Universal Arm</td>
			<td style="width:192px;">Microscope.com</td>
			<td style="width:139px;">V6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Tracheal Tube, 0.5mm, 1/16in Y</td>
			<td style="width:192px;">Kent Scientific Corp</td>
			<td style="width:139px;">RSP05T16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Anesthesia Systems for Rodents and Small Animals</td>
			<td style="width:192px;">VetEquip, Inc</td>
			<td style="width:139px;">901807</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:192px;"></td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">4-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2515N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">6-0 silk taper suture</td>
			<td style="width:192px;">Sharpoint&#8482; Products</td>
			<td style="width:139px;">DC-2150N</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery

Infarctus du myocarde aigu ou chronique (MI) sont des événements cardiovasculaires résultant de taux élevés de morbidité et de mortalité. Établir les mécanismes pathologiques à l&#39;œuvre lors MI et le développement d&#39;approches thérapeutiques efficaces exige une méthodologie reproductible pour simuler l&#39;incidence clinique et refléter les modifications physiopathologiques associés à MI. Ici, nous décrivons un procédé chirurgical pour induire MI dans des modèles de souris qui peut être utilisée pour court terme d&#39;ischémie-reperfusion (I / R) des blessures ainsi que la ligature permanente. L&#39;avantage majeur de cette méthode est de faciliter la localisation de l&#39;artère descendante antérieure gauche (LAD) pour permettre la ligation précise de cette artère pour induire une ischémie dans le ventricule gauche du cœur de souris. Le positionnement précis de la ligature sur la DAL augmente la reproductibilité de la taille de l&#39;infarctus et produit des résultats plus fiables ainsi. Une plus grande précision dans le placement de la ligature d&#39;améliorer les approches chirurgicales standard pour simuler MI chez la souris, tmari de réduire le nombre d&#39;animaux de laboratoire nécessaires pour les études statistiquement pertinentes et d&#39;améliorer notre compréhension des mécanismes produisant une dysfonction cardiaque après un infarctus. Ce modèle murin d&#39;infarctus du myocarde est également utile pour le test préclinique de traitements ciblant la lésion myocardique après un IM.

Après 24 heures de reperfusion, l&#39;analyse de la taille de l&#39;infarctus et la zone à risque (AAR), par phthalo colorant bleu et chlorure de triphényl tétrazolium (TTC), la ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure peut être confirmée par l&#39;observation de blanchiment d&#39;distale de tissu myocardique à la suture ainsi que le dysfonctionnement de la paroi antérieure. Reperfusion peut être vérifiée par le retour de la couleur rouge pour le tissu myocardique et la démonstration d&#39;un...

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A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Nous introduisons une méthode chirurgicale pour induire expérimental d&#39;ischémie / reperfusion (I / R) des blessures pour simuler un infarctus du myocarde (IM) dans les modèles de souris qui permet une plus grande clarté dans le positionnement de la ligature sur l&#39;artère interventriculaire antérieure gauche (LAD) d&#39;augmenter la reproductibilité d&#39;expériences MI chez la souris.

Un modèle murin d&#39;ischémie myocardique-reperfusion par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

38.9K vues.  The Ohio State University.  Nous introduisons une méthode chirurgicale pour induire expérimental d'ischémie / reperfusion (I / R) des blessures pour simuler un infarctus du myocarde (IM) dans les modèles de souris qui permet une plus grande clarté dans le positionnement de la ligature sur l'artère interventriculaire antérieure gauche (LAD) d'augmenter la reproductibilité d'expériences MI chez la souris. 

Vidéo: A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Permanent Ligation of the Left Anterior Descending Coronary Artery in Mice: A Model of Post-myocardial Infarction Remodelling and Heart Failure

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It is characterized by fluid retention, shortness of breath, and fatigue, in particular on exertion. Heart failure is a growing public health problem, the leading cause of hospitalization, and a major cause of mortality. Ischemic heart disease is the main cause of heart failure.
Ventricular remodelling refers to changes in structure, size, and shape of the left ventricle. This architectural remodelling of the left ventricle is induced by injury (e.g., myocardial infarction), by pressure overload (e.g., systemic arterial hypertension or aortic stenosis), or by volume overload. Since ventricular remodelling affects wall stress, it has a profound impact on cardiac function and on the development of heart failure. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is used to investigate ventricular remodelling and cardiac function post-myocardial infarction. This model is fundamentally different in terms of objectives and pathophysiological relevance compared to the model of transient ligation of the left anterior descending coronary artery. In this latter model of ischemia/reperfusion injury, the initial extent of the infarct may be modulated by factors that affect myocardial salvage following reperfusion. In contrast, the infarct area at 24 hr after permanent ligation of the left anterior descending coronary artery is fixed. Cardiac function in this model will be affected by 1) the process of infarct expansion, infarct healing, and scar formation; and 2) the concomitant development of left ventricular dilatation, cardiac hypertrophy, and ventricular remodelling.
Besides the model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery, the technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented in detail.

Heart failure is the leading cause of hospitalization and a major cause of mortality. A model of permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice is applied to investigate ventricular remodelling and cardiac dysfunction post-myocardial infarction. The technique of invasive hemodynamic measurements in mice is presented.

Ligature permanente de l&#39;artère interventriculaire antérieure coronaire chez la souris: Un modèle de post-infarctus du myocarde et de remodelage de l&#39;insuffisance cardiaque

Heart failure is a syndrome in which the heart fails to pump blood at a rate commensurate with cellular oxygen requirements at rest or during stress. It ...

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Médecine

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modèle murin de Intestinal Ischémie-reperfusion

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Un modèle de souris de Retinal Ischémie-reperfusion Grâce à une élévation de la pression intraoculaire

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by reduced blood supply to the heart, resulting in the loss of oxygen to and the ensuing necrosis of the heart muscle. The MI model has gained popularity for its use as a short-term ischemia-reperfusion model and a long-term permanent ligation model. Below, we describe a reliable method for the permanent ligation of the LAD. With mouse genetic engineering technology becoming more advanced, and with an increasing availability of quality murine surgical instruments, the mouse has become a popular model for MI surgeries. Our surgical model incorporates the use of an easily reversible anesthetic for the rapid recovery of the mouse; a minimally invasive endotracheal intubation without involving a tracheotomy; and a thoracentesis through the original thoracotomy site without creating an additional incision in the chest, as is done in some other methods, to effectively remove excess blood and air from the chest cavity. This method is comparatively less invasive than other methods, which dramatically reduces surgical and post-surgical complications and mortality and improves reproducibility.

Murine Left Anterior Descending LAD Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction

We provide a reliable method for left anterior descending artery (LAD) ligation in a mouse model. This method is comparatively less invasive than other methods, involving endotracheal intubation, a left-sided thoracotomy approach, and thoracentesis. This method can be used as a model for both acute and chronic myocardial infarction (MI).

Murine gauche interventriculaire antérieure (LAD) Coronary Artery Ligature: un modèle amélioré et simplifié pour Myocardial Infarction

Ischemic heart disease (IHD), or acute coronary syndrome (ACS), is one of the leading causes of death in the United States. IHD is characterized by ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Évaluation de la réserve de flux coronaire après la réperfusion d'ischémie myocardique chez les rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Modèle d'infarctus myocarde de Murine utilisant la ligation permanente de l'artère coronaire descendante antérieure gauche

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Retard de l’accouchement intramyocardique des cellules souches après une blessure à l’Ischémie Reperfusion dans un modèle murine

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Un modèle de transplantation pulmonaire chez le rat de lésions d’ischémie chaude / reperfusion : optimisations pour améliorer les résultats

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Induction d’un infarctus du myocarde et d’une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In order to explore the pathophysiological changes after myocardial infarction and design future treatments, research models of MI are required. Permanent ligation of the left coronary artery (LCA) in mice is a popular model to investigate cardiac function and ventricular remodeling post MI. Here we describe a less invasive, reliable, and reproducible surgical murine MI model by permanent ligation of the LCA. Our surgical model comprises of an easily reversible general anesthesia, endotracheal intubation that does not require a tracheotomy, and a thoracotomy. Electrocardiography and troponin measurement should be performed to ensure MI. Echocardiography at day 28 after MI will discern heart function and heart failure parameters. The degree of cardiac fibrosis can be evaluated by Masson's trichrome staining and cardiac MRI. This MI model is useful for studying the pathophysiological and immunological alterations after MI.

Presented here is a surgical procedure for permanent ligation of the left coronary artery in mice. This model can be used to investigate the pathophysiology and associated inflammatory response after myocardial infarction.

Ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...