Ce travail a été financé par l&#39;Institut national des troubles neurologiques et des maladies R43 / R44 NS064661.

Suivez les directives institutionnelles pour les soins des animaux pour la stérilisation de l&#39;outil chirurgical, et de modifier le protocole que nécessaire pour se conformer aux directives et obtenir l&#39;approbation par des institutionnels soin et l&#39;utilisation des animaux Comité de votre institution (IACUC). 1. Préparation chirurgicale <ol><li> Nettoyer et préparer l&#39;émetteur de veiller à la chirurgie sécuritaire et stérile. Retirez le transmetteur de son emballage anti-statique et soit pulvérisation ou faire tremper dans 70% d&#39;éthanol. Émetteur rinçage avec une solution saline stérile et lieu entre des éponges de coton stériles trempées dans une solution saline stérile ou de conserver immergés dans une solution saline stérile. </li><li> Recueillir et stériliser les outils nécessaires pour la chirurgie; autoclave à vapeur pour la stérilisation. Voir le tableau des matériaux et des réactifs pour la liste des instruments chirurgicaux. </li></ol> 2. Implantation chirurgicale <ol><li> Anesthésier animale et maintenir une anesthésie selon le protocole IACUC approuvé. Au début et pendant surGery vérifier le réflexe toe-pincement toutes les 15 min. L&#39;absence de réponse indique le niveau suffisant de l&#39;anesthésie. <ol><li> Pour les chiots, utiliser une anesthésie par l&#39;isoflurane (4%) avec O 2 (100%). Pour les adultes, de la kétamine (100 mg / kg) avec xylazine (10 mg / kg). </li></ol></li><li> Position dans cadre stéréotaxique Fix. Placez les pointes de la barre de l&#39;oreille dans le conduit auditif. Ne serrez pas trop les bars de l&#39;oreille que le crâne est très doux dans les jeunes chiots de rat. Fixez le cône de nez anesthésie. <ol><li> Gardez l&#39;animal au chaud pendant la chirurgie en le plaçant sur le coussin chauffant réglé à 37 ° C. Chez les animaux adultes, appliquer une pommade lubrifiante pour les yeux de l&#39;animal. </li></ol></li><li> Stériliser site d&#39;incision et maintenir champ opératoire stérile. <ol><li> Badigeonner le cuir chevelu avec des applications en alternance de 70% d&#39;éthanol et de la bétadine. Commencez au centre du cuir chevelu et faire des cercles concentriques de plus en plus larges. </li><li> Couvrir l&#39;animal avec drapé et effectuer l&#39;opération sur des animaux drapé. Maintenir les sterile champ opératoire en alignant le set-up chirurgicale avec des champs stériles, de l&#39;équipement de pulvérisation avec 70% d&#39;éthanol. </li><li> Porter des gants chirurgicaux stériles et robe (ou tel que requis par l&#39;institution). Pour aider à maintenir champ stérile, utiliser un assistant en chirurgie. </li></ol></li><li> Faire une incision sur le cuir chevelu de l&#39;animal légèrement derrière les yeux le long de la ligne médiane, d&#39;environ 2 cm. Faites preuve de prudence lors de l&#39;insertion du scalpel que le crâne est toujours très doux dans les jeunes chiots de rat. Faire une seule coupe de sorte que le incision saigne moins, et guérit plus vite. </li><li> Exposer le crâne. Préparer un endroit propre et sec afin de maximiser la liaison entre l&#39;émetteur et les os du crâne. Utilisez des pinces de l&#39;anévrisme de saisir le cuir chevelu. <ol><li> Tirez doucement le cuir chevelu loin de la ligne médiane à quatre coins. Rechercher des repères anatomiques telles que bregma et lambda dans le crâne. Remember os du crâne ne sont pas fusionnés chez les animaux à cet âge. Utilisez l&#39;atlas de Paxinos de coordonnées stéréotaxiques pour trouver l&#39;emplacement correct pour le trou de trépan. </li></ol&gt; </li><li> Utilisez un outil Dremel type avec un peu de forage de type bavure. Créez deux trous de bavures dans des positions d&#39;enregistrement souhaitées avec les trous étant plus grande que 300 um de diamètre. Placez le trou de trépan pour l&#39;électrode de référence sur le cervelet derrière le lambda du crâne. </li><li> Veiller à ce que les fils de l&#39;émetteur sont alignés avec les trous de bavures. Si les fils d&#39;électrodes ne sont pas alignés, la contamination de la colle des électrodes est probable, et se traduira par un signal faible. Pour aligner les fils, vérifier l&#39;ajustement de l&#39;émetteur et doucement plier électrodes d&#39;aligner sur les sites destinés pour les trous de bavures. </li><li> Coupez conducteurs d&#39;électrodes. Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour couper les électrodes à la longueur désirée. La profondeur de l&#39;électrode est important que le type d&#39;enregistrement requis pour l&#39;expérience (par exemple, placer les électrodes au-dessus de la dure-mère enregistrements EEG, ou utiliser les coordonnées stéréotaxiques pour structures cérébrales définies). </li><li> Appliquez généreusement cyanoacrylate sur la base de l&#39;émetteur to couvrir la zone en veillant à éviter de revêtir les électrodes. Colle cyanoacrylate est un isolant électrique, les électrodes contaminer avec de la colle se traduira par l&#39;absence de signal. <ol><li> Si l&#39;enregistrement des structures profondes du cerveau, monter le transmetteur sur le support de canule et le placer dans le bras stéréotaxique pour le contrôle de l&#39;axe z. Abaisser l&#39;émetteur utilisant le bras stéréotaxique approprier profondeur et placer gel de cyanoacrylate autour de l&#39;émetteur. </li></ol></li><li> Crâne complètement sec avant de placer l&#39;émetteur pour assurer liaison adhésive forte. Appliquer émetteur revêtu de cyanoacrylate sur le crâne. Prenez soin d&#39;aligner les électrodes avec des trous de bavure correspondant. <ol><li> Essayez d&#39;éviter les grandes structures vasculaires dommageables. Tenez l&#39;émetteur en place avec une légère pression pendant une minute. Utilisez une légère pression pour former un lien fort entre l&#39;émetteur et le crâne. </li></ol></li><li> Appliquer cyanoacrylate supplémentaire, suffisant pour sceller complètement l&#39;interface émetteur / crâne. Pour assurer agood forme et lien fort, maximiser la surface de la colle en contact avec le crâne. Appliquez la colle cyanoacrylate dans un cercle autour de l&#39;émetteur, en veillant à la fois crâne et le mur de l&#39;émetteur sont couverts. </li><li> Appliquer accélérateur chimique (0,1 ml) par une seringue à travers le cyanoacrylate à la base de l&#39;émetteur implanté. Utilisez l&#39;accélérateur avec parcimonie, en prenant soin de ne pas appliquer aux tissus adjacents. Note: l&#39;accélération du durcissement de produits chimiques à base de cyanoacrylate qui assure la forte liaison entre l&#39;émetteur et le crâne est formée rapidement. Cyanoacrylate accélérateur est utile pour le durcissement de l&#39;adhésif de la vitesse, mais ne sont pas nécessaires. </li><li> Retirer l&#39;accélérateur en lavant soigneusement la zone avec une solution saline stérile. Cyanoacrylate accélérateur peut provoquer une irritation des tissus si pas lavé de la zone de l&#39;incision. Pour laver la zone, remplir une seringue de 1,0 ml avec une solution saline stérile et irriguer la zone à travers une aiguille de seringue. Généralement 0,5 ml de solution saline est assez pour laverl&#39;accélérateur. </li><li> Suturer la peau autour de la base de l&#39;émetteur, mais ne couvre pas l&#39;émetteur. Haut de l&#39;émetteur doit être supérieure à la peau pour transmettre efficacement les signaux neuronaux. La peau doit être raisonnablement serrée autour de l&#39;émetteur et de la colle autour de l&#39;unité. Utilisez Vicryl ou suture de soie (fil souple); peau chez les animaux immatures est doux et est facilement endommagé si sutures douces ne sont pas utilisés. Pour les animaux adultes, utiliser tout matériel de suture. </li><li> Retirer l&#39;animal du cadre stéréotaxique et le placer sur la couverture chauffante pour la récupération. </li><li> Assurer que les animaux sont chaudes (37 ° C) et ambulatoires (c., complètement récupéré) avant de retourner au barrage. Assurez-vous que l&#39;animal est hydratée en pinçant la peau sur le dos de l&#39;animal (si l&#39;animal est déshydraté, la peau restera déformée). Si l&#39;animal est déshydraté, administrer une injection sous-cutanée de la mémoire tampon de Ringer lactate. Ne pas laisser l&#39;animal sans surveillance tant qu&#39;il a repris conscience suffisante pour maintenirdécubitus sternal. <ol><li> Administrer la buprénorphine (0,05 mg / kg) pour les animaux destinés à la gestion de la douleur post-chirurgicale et une injection sous-cutanée de 0,1 ml de bupivacaïne à travers le site d&#39;injection. Remarque: de bout en bout toute la procédure devrait être achevée en 5-10 minutes pour les animaux de cet âge (de jour postnatal 6). Temps chirurgical peut prendre plus de temps pour les animaux plus âgés. </li></ol></li></ol> 3. Soins et de logement Remarque: Certains barrages peuvent ne pas tolérer chiots implantés avec l&#39;appareil. Peuvent avoir besoin d&#39;être sélectionné qui sont tolérants barrages. Il est acceptable pour le barrage de se déplacer autour de la cage chiots en les ramassant par l&#39;émetteur. <ol><li> Lorsque les animaux sont sevrés, maison seuls eux pour éviter la suppression des dispositifs de leur compagnon de cage. </li><li> Euthanasier les animaux par dose létale de pentobarbital (25 mg / kg) ou l&#39;isoflurane (dans une cloche) lorsque les signes de détresse sont présents. </li><li> Remarque, certaines cages de logement des animaux avec des inserts de fil peut, entrefere avec les émetteurs implantés. Soyez sûr de vérifier la hauteur de l&#39;insert de fil pour vérifier que les animaux ne peuvent pas obtenir l&#39;émetteur pris entre les «barres» de l&#39;insert métallique. Consultez votre vétérinaire de vous aider. </li></ol> 4. L&#39;enregistrement EEG <ol><li> Passer l&#39;animal dans une cage elle-même ou par co-même portée et logée avec le barrage. Toutefois, un seul lieu implanté animal dans une seule cage. Ne pas laisser les chiots seul dans la chambre d&#39;enregistrement pendant plus de 2 heures. Surveiller les animaux pour des signes de détresse et de déshydratation. </li><li> Branchez la puissance fournie approvisionnement à la base du récepteur et vérifiez le voyant d&#39;alimentation est allumé. Connecter la base de récepteur à un système d&#39;acquisition de données à l&#39;aide de câbles (baïonnette Neil-Concelman) BNC. </li><li> Placer la cage de l&#39;animal sur le dessus de la couche réceptrice de base (figure 2). La lumière de «signal» devrait éclairer indiquant un émetteur a été détectée. Les données peuvent maintenant être enregistré. </li><li> To les données d&#39;enregistrement, connecter la base de récepteur à un convertisseur analogique-numérique et connecter le convertisseur à un ordinateur (Figure 1). </li><li> Fixer le taux de l&#39;enregistrement d&#39;échantillonnage. Assurer que les données sont échantillonnées correctement. Sélectionnez au moins 250 le taux d&#39;échantillonnage Hz (500 Hz recommandé) pour l&#39;enregistrement (bande passante de l&#39;émetteur est 0,1-100 Hz). </li><li> Enregistrer les données numérisées et d&#39;analyser l&#39;aide de progiciels de traitement du signal telles que Matlab. </li></ol> 5. EEG Analyse - général <ol><li> Effectuer FFT (les transformées de Fourier rapides) pour transformer les données temporelles de l&#39;EEG au domaine de fréquence 0-100 Hz. </li><li> Effectuer une estimation de la densité spectrale de puissance (de STDCP) de la FFT à l&#39;aide de 256 segments Hann-fenêtres basé sur la méthode Welch et normalisée de 10 x 10 log (PSD). spectres de puissance montrent les fréquences spécifiques qui dominent le signal EEG au cours de la période de temps désirée. </li><li> données du groupe à travers les animaux en prenant la moyenne de la PSD de chaque animalpar rapport aux traitements de temps assortis. Créer des intervalles de confiance à 95% par 1,96 x moyenne (PSD) / racine carrée (n) où n est le nombre d&#39;animaux (des traces PSD). Tracer les intervalles de confiance les données moyennes et 95% pour générer un rapport quantitatif de l&#39;ensemble du contenu de fréquence de l&#39;EEG entre les cohortes d&#39;animaux telles que la comparaison des groupes traités par rapport à des groupes témoins. </li></ol> 6. périnatale hypoxie-ischémie (HI) Modèle de protocole <ol><li> Anesthésier le P6 - 7 chiot de rat en utilisant l&#39;isoflurane (de 4% à 100% de O 2) en plaçant l&#39;animal dans une boîte d&#39;anesthésie (boîte avec entrée de l&#39;anesthésie vaporisateur). Au début et au cours de la chirurgie vérifier l&#39;orteil-pincement reflex toutes les 15 min. L&#39;absence de réponse indique le niveau suffisant de l&#39;anesthésie. </li><li> Placez le chiot sur son dos, le cou et exposer gommage avec des applications en alternance de 70% d&#39;éthanol et 10% de la bétadine. Répétez le gommage éthanol / bétadine 3 fois. </li><li> Faire une incision de 1 cm dans la peau du cou avec sciseaux à la ligne médiane du cou. Soulevez la peau avec une pince et faire la coupe avec des ciseaux. Prenez soin de ne pas couper le tissu musculaire lors de l&#39;incision. </li><li> Utiliser une technique de dissection pour exposer l&#39;artère carotide. Pour effectuer dissection, utiliser deux paires de pinces émoussées-nez. Insérez les conseils dans le tissu et laisser l&#39;action du ressort de l&#39;instrument chirurgical répandre le tissu. Répétez jusqu&#39;à ce que l&#39;artère carotide est exposée. Identifier l&#39;artère carotide par une couleur rouge vif et la présence de l&#39;impulsion visible. </li><li> Carotide séparée artère du nerf vague en utilisant le forceps émoussé. Insérer la pince à bout mousse entre l&#39;artère et le nerf. Relâchez la pince et laisser l&#39;action du ressort de l&#39;outil séparer la carotide du nerf vague. </li><li> Lieu anévrisme pinces 4-5 mm d&#39;intervalle sur l&#39;artère carotide. Prenez soin de ne pas endommager l&#39;artère avec les pinces en évitant les mouvements rapides. </li><li> Cautériser l&#39;artère carotide entre les pinces de anévrisme. Pour cautériser l&#39;artère, Touchez l&#39;artère entre les pinces avec une pointe de cauterizer chaud. Après l&#39;artère est coupée, assurer les deux extrémités sont correctement cautérisées pour éviter l&#39;hémorragie. </li><li> Retirer les pinces, fermer l&#39;incision du cou avec 3 points de suture. Seulement suturer la peau, prenez soin de ne pas suturer le tissu musculaire. </li><li> Permettre à l&#39;animal de récupérer pendant 1 heure. Surveiller la respiration de l&#39;animal et des saignements à partir du cou. Si le saignement est présent, ne pas soumettre l&#39;animal à HI (étape 6.10). </li><li> Placer l&#39;animal dans une chambre à température contrôlée à 37 ° C et introduire en continu 8% O 2 / N 2 à 92% du mélange dans la chambre pendant 2 h. </li></ol>

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	<li>Boylan, G. B., Stevenson, N. J., Vanhatalo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+neonatal+seizures.">Monitoring neonatal seizures.</a> Semin. Fetal Neonatal Med. 18 (4), 208-208 (2013).</li><li>Panzica, F., Varotto, G., Rotondi, F., Spreafico, R., Franceschetti, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+the+Epileptogenic+Zone+from+Stereo-EEG+Signals:+A+Connectivity-Graph+Theory+Approach.">Identification of the Epileptogenic Zone from Stereo-EEG Signals: A Connectivity-Graph Theory Approach.</a> Front Neurol. 6 (4), 175 (2013).</li><li>Arciniegas, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+electrophysiologic+assessments+and+mild+traumatic+brain+injury:+state-of-the-science+and+implications+for+clinical+practice.">Clinical electrophysiologic assessments and mild traumatic brain injury: state-of-the-science and implications for clinical practice.</a> Int J Psychophysiol. 82 (1), 41-52 (2011).</li><li>Mizrahi, E. M., Kellaway, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+concussion+in+children:+assessment+of+injury+by+electroencephalography.">Cerebral concussion in children: assessment of injury by electroencephalography.</a> Pediatrics. 73 (4), 419-425 (1984).</li><li>Pisarenco, I., Caporro, M., Prosperetti, C., Manconi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-density+electroencephalography+as+an+innovative+tool+to+explore+sleep+physiology+and+sleep+related+disorders.">High-density electroencephalography as an innovative tool to explore sleep physiology and sleep related disorders.</a> Int J Psychophysiol. S0167-8760 (14), 3-8 (2014).</li><li>Konadhode, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulation+of+MCH+neurons+increases+sleep.">Stimulation of MCH neurons increases sleep.</a> J. Neurosci. 33 (25), 10257-10263 (2013).</li><li>Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+and+construction+of+a+long-term+continuous+video-EEG+monitoring+unit+for+simultaneous+recording+of+multiple+small+animals.">Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals.</a> Brain Res. Protoc. 1-2 (1), 85-97 (1997).</li><li>Stables, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapy+discovery+for+pharmacoresistant+epilepsy+and+for+disease-modifying+therapeutics:+Summary+of+the+NIH/NINDS/AES+Models+II+Workshop.">Therapy discovery for pharmacoresistant epilepsy and for disease-modifying therapeutics: Summary of the NIH/NINDS/AES Models II Workshop.</a> Epilepsia. 44 (12), 1472-1478 (2003).</li><li>White, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+unsupervised+algorithms+for+the+detection+of+seizures+in+continuous+EEG+recordings+from+rats+after+brain+injury.">Efficient unsupervised algorithms for the detection of seizures in continuous EEG recordings from rats after brain injury.</a> J. Neurosci. Methods. 152 (1-2), 255-266 (2006).</li><li>Bertram, E. H., Cornett, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ontogeny+of+seizures+in+a+rat+model+of+limbic+epilepsy:+evidence+for+a+kindling+process+in+the+development+of+chronic+spontaneous+seizures.">The ontogeny of seizures in a rat model of limbic epilepsy: evidence for a kindling process in the development of chronic spontaneous seizures.</a> Brain Res. 625 (2), 295-300 (1993).</li><li>Bertram, E. H., Cornett, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+a+rat+model+of+chronic+spontaneous+limbic+seizures.">The evolution of a rat model of chronic spontaneous limbic seizures.</a> Brain Res. 661 (1-2), 157-162 (1994).</li><li>Williams, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+spontaneous+recurrent+seizures+after+kainate-induced+status+epilepticus.">Development of spontaneous recurrent seizures after kainate-induced status epilepticus.</a> J. Neurosci. 29 (7), 2103-2112 (2009).</li><li>Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+electroencephalographic+monitoring+with+radio-telemetry+in+a+rat+model+of+perinatal+hypoxia-ischemia+reveals+progressive+post-stroke+epilepsy.">Continuous electroencephalographic monitoring with radio-telemetry in a rat model of perinatal hypoxia-ischemia reveals progressive post-stroke epilepsy.</a> J. Neurosci. 30 (1), 404-415 (2010).</li><li>Galanopoulou, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+mechanisms+of+catastrophic+epilepsy+--+overview+from+animal+models.">Basic mechanisms of catastrophic epilepsy -- overview from animal models.</a> Brain Dev. 35 (8), 748-756 (2013).</li><li>Lerche, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ion+channels+in+genetic+and+acquired+forms+of+epilepsy.">Ion channels in genetic and acquired forms of epilepsy.</a> J Physiol. 591 (Pt 4), 753-764 (2013).</li><li>Rossignol, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=WONOEP+appraisal:+new+genetic+approaches+to+study+epilepsy).">WONOEP appraisal: new genetic approaches to study epilepsy).</a> Epilepsia. 55 (8), 1170-1186 (2014).</li><li>Westmark, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversal+of+fragile+X+phenotypes+by+manipulation+of+A&#946;PP/A&#946;+levels+in+Fmr1KO+mice.">Reversal of fragile X phenotypes by manipulation of A&#946;PP/A&#946; levels in Fmr1KO mice.</a> PLoS One. 6 (10), e26549 (2011).</li><li>Sukhotinsky, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+delay+of+status+epilepticus+onset+in+an+in+vivo+rodent+epilepsy+model.">Optogenetic delay of status epilepticus onset in an in vivo rodent epilepsy model.</a> PLoS One. 8 (4), e62013 (2013).</li><li>Krook-Magnuson, E., Armstrong, C., Oijala, M., Soltesz, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On-demand+optogenetic+control+of+spontaneous+seizures+in+temporal+lobe+epilepsy.">On-demand optogenetic control of spontaneous seizures in temporal lobe epilepsy.</a> Nat Commun. 4, 1376 (2013).</li><li>Paz, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Closed-loop+optogenetic+control+of+thalamus+as+a+tool+for+interrupting+seizures+after+cortical+injury.">Closed-loop optogenetic control of thalamus as a tool for interrupting seizures after cortical injury.</a> Nat Neurosci. 16 (1), 64-70 (2013).</li><li>Monod, N., Pajot, N., Guidasci, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neonatal+EEG:+statistical+studies+and+prognostic+value+in+full-term+and+pre-term+babies.">The neonatal EEG: statistical studies and prognostic value in full-term and pre-term babies.</a> Electroecephalogr Clin Neurophysiol. 32 (5), 529-544 (1972).</li><li>Deshpande, L. S., Carter, D. S., Blair, R. E., DeLorenzo, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+Prolonged+Calcium+Plateau+in+Hippocampal+Neurons+in+Rats+surviving+Status+Epilepticus+Induced+by+the+Organophosphate+Diisopropylfluorophosphate.">Development of a Prolonged Calcium Plateau in Hippocampal Neurons in Rats surviving Status Epilepticus Induced by the Organophosphate Diisopropylfluorophosphate.</a> Toxicol Sci. 116 (2), 623-631 (2010).</li><li>Todorovic, M. S., Cowan, M. L., Balint, C. A., Sun, C., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+status+epilepticus+induced+by+two+organophosphates+in+rats.">Characterization of status epilepticus induced by two organophosphates in rats.</a> Epilpsy Res. 101 (3), 268-276 (2012).</li><li>Lehmkuhle, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+quantitative+method+for+analyzing+electrographic+status+epilepticus+in+rats.">A simple quantitative method for analyzing electrographic status epilepticus in rats.</a> J. Neurophysiol. 101 (3), 1660-1670 (2009).</li><li>Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Fisher, J. H., Ekstrand, J. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+EEG+in+immature+rats+with+a+novel+miniature+telemetry+system.">Recording EEG in immature rats with a novel miniature telemetry system.</a> J. Neurophysiol. 109 (3), 900-911 (2013).</li><li>Pouliot, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+electrographic+analysis+of+the+effect+of+sec-butyl-propylacetamide+on+pharmacoresistant+status+epilepticus.">A comparative electrographic analysis of the effect of sec-butyl-propylacetamide on pharmacoresistant status epilepticus.</a> Neuroscience. 12 (231), 145-156 (2012).</li><li>Levine, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anoxic-ischemic+encephalopathy+in+rats.">Anoxic-ischemic encephalopathy in rats.</a> Am J Pathol. 36, 1-17 (1960).</li><li>Vannucci, R. C., Vaccucci, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+perinatal+hypoxic-ischemic+brain+damage.">A model of perinatal hypoxic-ischemic brain damage.</a> Ann N Y Acad Sci. 835, 234-249 (1997).</li><li>Paxinos, G., Franklin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2012).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2013).</li><li>Bolkvadze, T., Pitkanen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+post-traumatic+epilepsy+after+controlled+cortical+impact+and+lateral+fluid-percussion-induced+brain+injury+in+the+mouse.">Development of post-traumatic epilepsy after controlled cortical impact and lateral fluid-percussion-induced brain injury in the mouse.</a> J. Neurotrauma. 29 (5), 789-812 (2012).</li></ol>

Drs. Lehmkuhle et Dudek ont ​​un intérêt financier dans epitel, Inc., concepteurs du système d&#39;enregistrement sans fil biopotentiel Epoch.

Il peut être très coûteux de faire des enregistrements électroencéphalographiques à long terme dans des modèles de petits animaux de la maladie. En se fondant sur ​​des circuits électriques simples et mettant l&#39;accent sur ​​la consommation de faible puissance, nous avons été en mesure de créer un système d&#39;émetteur (figures 1 et 2) qui réduit le coût des expériences de suivi à long terme. Le coût total d&#39;une expérience de suivi de 6 mois pourrait être aussi bas que $ 470, plus le coût de l&#39;animal (~ $ 1,5 animal par diem, 200 $ émetteur). La petite taille de l&#39;émetteur permet des enregistrements électroencéphalographiques ininterrompue dans de petits animaux, des modèles pré-cliniques de la maladie humaine, qui sont très difficiles à obtenir avec les systèmes d&#39;enregistrement sans fil basés sur la radio-fréquence ou captif (Figure 4). Enfin, la nature du crâne monté de l&#39;émetteur permet de réduire le temps de chirurgie et le stress de l&#39;animal qui peut compromettre autrement une expérience. Ici, nous montrons des expériences de validation de principe de trois différents modèles expérimentaux de crises: périnatale hypoxie-ischémie 13, 27, 28 dans un chiot de rat (Figure 4), de mal épileptique DFP induite par le statut (Figure 5) et des convulsions dans un modèle génétiquement induite par des malformations vasculaires caverneux (figure 6). Peut-être l&#39;aspect le plus critique pour obtenir des enregistrements électroencéphalographiques sans artefact, à long terme est de vérifier l&#39;accès sans restriction à l&#39;électrode de la région corticale d&#39;intérêt (figure 4-6). Cela comprend l&#39;électrode de référence / terrain d&#39;entente. Particulièrement critique est de fixer l&#39;émetteur au crâne pour les applications EEG péridurale. Au cours de ce processus, il est possible de revêtir par inadvertance la pointe des électrodes avec cyanoacrylate compte tenu de la très courte longueur des électrodes. Le revêtement des électrodes dans cyanoacrylate peut atténuer les signaux EEG ou complètement les isoler dans le pire des cas. De même, le manque de bonne connexion électrique bntre la référence / terrain d&#39;entente et le cerveau de l&#39;animal va empêcher le fonctionnement correct de l&#39;amplificateur différentiel dans l&#39;émetteur, résultant en une sortie de signal électriquement &quot;bruyant&quot;. Souvent, après la chirurgie, les signaux de bonne qualité peuvent être compromis pour un maximum de 48 heures en raison de l&#39;oedème entourant les trous de bavures dans le crâne. Comme l&#39;œdème disparaît, signaux améliorent généralement. Ceci peut être évité en plaçant les électrodes à la surface du crâne sans faire de trous de bavures. Les conséquences de ce processus sont un potentiel accru pour recouvrir les électrodes avec cyanoacrylate, une réduction des activités à haute fréquence en raison des passe-bas caractéristiques électriques de l&#39;os du crâne, et le potentiel pour isoler électriquement la référence / sol bruit commun rendu dans les signaux. Pratiquer placement correct des électrodes peut être fait avec un mince morceau de bois ou de placage qui imite l&#39;épaisseur du crâne de la souris ou le rat. Les résultats présentés dans ce manuscrit illustrent la qualité d&#39;enregistrements qui peuvent être obtenus en utilisant la technologie de télémétrie sans fil. Implantation chirurgicale en utilisant le procédé décrit ici peut prendre aussi peu que 10 minutes, en fonction de la complexité de l&#39;opération. Pour accès chirurgical aux structures profondes du cerveau, telles que la région CA1 de l&#39;hippocampe, il est préférable de fixer l&#39;émetteur à un micromanipulateur monté sur un cadre stéréotaxique. Le micromanipulateur fournira le chirurgien avec la précision d&#39;implanter l&#39;émetteur selon coordonnées stéréotaxiques publiées dans l&#39;Atlas des souris et le rat 29 30 cerveaux. Ceci peut être fait simplement en virant un morceau de tube d&#39;aiguille hypodermique à l&#39;émetteur de cyanoacrylate, puis le montage de l&#39;aiguille hypodermique dans le micromanipulateur. Micromanipulateur de commande de x, y et z des coordonnées fournira une stabilité supplémentaire lors du montage de l&#39;émetteur vers le crâne avant suture de la peau fermée. L&#39;addition de vis à os autour de la perimeter de l&#39;émetteur peut aider à ancrer l&#39;émetteur sur le crâne, bien qu&#39;ils ne sont pas nécessaires. Les vis à os peuvent être efficace, cependant, dans certains modèles animaux de convulsions et l&#39;épilepsie, tels que le rat adulte lithium-pilocarpine traité. Ces animaux ont tendance à avoir des crises convulsives spontanées avec l&#39;activité motrice intense pouvant endommager l&#39;émetteur lors de la saisie. Complexité supplémentaire peut être ajouté à ces expériences. Par exemple, l&#39;émetteur est compatible avec de nombreux modèles différents de lésions cérébrales traumatiques, tels que l&#39;impact cortical contrôlée 31. La durabilité du dispositif de transmission est testée par implantation d&#39;animaux avec des émetteurs à P7, puis les loger dans l&#39;animalerie. Après 12 mois, la plupart des implants sont restés intacts sur le crâne. Lorsque les animaux ont été euthanasiés, les crânes semblent être normal et l&#39;émetteur a été incorporé dans l&#39;os du crâne, nécessitant une force importante pour l&#39;extraire. Prenez soin lorsque les structures profondes du cerveausont étudiés; comme le cerveau se développe, et les électrodes reste stationnaire, serait la position finale attendue des électrodes à changer. Pour les techniques décrites ici, les électrodes étaient généralement placés au-dessus de la dure-mère, qui a permis à la fois le cerveau et le crâne de croître et pour les électrodes de rester dans leurs positions initiales. Le facteur limitant dans combien de temps le transmetteur peut être utilisé est la taille de la batterie (soit jusqu&#39;à la batterie est épuisée). Une conception monolithique autonome (c.-à l&#39;émetteur est intégré dans époxy dur) du boîtier de l&#39;émetteur se prête à utiliser avec chiots immatures hébergés avec le barrage et leurs frères et sœurs. Souvent, les animaux co-logement pour siège avec filaires résultats implanté dans la destruction du matériel implanté ou cannibalization des chiots par le barrage. La forme à paroi lisse de l&#39;émetteur permet à l&#39;implantation avec pratiquement pas de panne de matériel ou de perte de chiots en raison de la cannibalisation. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Le système de transmission capacitif couplé de faible puissance à ce système se prête bien pour une utilisation dans de nombreux différents scénarios expérimentaux tels que le placement dans un incubateur à température contrôlée ou même pour une utilisation avec des appareils expérimentaux, tels que les chambres de Plethysmographie. De même, la forme de l&#39;antenne du récepteur peut être manipulé pour tenir dans de nombreux environnements différents de comportement, tels que la gamme élevée T-maze.The de l&#39;émetteur est à seulement quelques pouces que l&#39;émetteur doit être en mesure de &quot;drive&quot; (couplage capacitif à) l&#39;antenne de réception et repose sur l&#39;animal pour être logés dans des cages standard pour rongeurs ou cage convenable couverte par la surface d&#39;antenne réceptrice. L&#39;émetteur agit en tant que l&#39;un des pôles d&#39;un champ électrique alors que le corps de l&#39;animal agit comme un autre pôle. Le champ est telle que certaines orientations, par exemple 90 ° hors de phase avec l&#39;antenne du récepteur, ne parviendront pas à conduire l&#39;antenne du récepteur résultant en un &quot;drop out&quot;. Ce phénomène est assez rare. Les travaux futurs de cette technologie permettra l&#39;enregistrement à partir de plusieurs animaux dans la même cage qui permettra de réduire les frais d&#39;internat et de permettre une interaction sociale. D&#39;autres développements impliquera l&#39;augmentation du nombre de canaux, notamment la température, et électromyogramme. La conception actuelle de l&#39;appareil fournit une bande passante qui est optimisé pour recodage de bandes EEG classiques, qui ne convient pas pour l&#39;enregistrement des ondulations rapides ou oscillations à haute fréquence. Dans l&#39;avenir, le dispositif peut être modifié pour enregistrer les composantes à haute fréquence du signal, mais au prix d&#39;une durée de vie de la batterie. Différents types de transducteurs comprennent la pression artérielle et pression-volume, et même la construction d&#39;un agencement d&#39;électrodes d&#39;émetteur de dimensions spécifiées par l&#39;utilisateur selon les coordonnées stéréotaxiques des structures cérébrales souhaités.

Le plus vieux - et toujours le plus largement utilisé - technique pour l&#39;enregistrement biopotentiels dans le cerveau est l&#39;électroencéphalogramme (EEG). Il est utilisé en clinique pour des anomalies neurologiques, y compris la détection de saisie 1, la localisation de la saisie foyers 2, et le diagnostic de commotion 3,4. Cette technique est aussi largement utilisé pour fournir des informations fondamentales sur les mécanismes du sommeil et de diagnostiquer les troubles du sommeil 5,6. Comme dans le diagnostic clinique des épilepsies, de l&#39;EEG est devenu indispensable pour la recherche translationnelle dans des modèles animaux de l&#39;épilepsie à la fois génétique et acquise. Dans les applications de recherche en cours, &quot;câblé&quot; ou des enregistrements &quot;captifs&quot; sont standard, et sont régulièrement effectués chez les rongeurs adultes pendant des semaines à un moment 7. Cependant, le bruit électrique, des artefacts de mouvement, et le risque que les animaux attachés vont se blesser en tirant sur le câble ont de longues compromised ces expériences. Ainsi, pour améliorer les conditions et les taux de réussite expérimentale, nous avons besoin de développer de nouvelles technologies qui permettraient à l&#39;élimination de l&#39;interface filaire entre l&#39;animal et l&#39;instrumentation. La zone la plus évidente de développement est la conception et la mise en œuvre de systèmes de télémétrie qui permet des enregistrements de haute qualité, tout en maintenant une longue durée de vie utile et de minimiser l&#39;inconfort pour les sujets animaux. Réduction de la taille physique de ces appareils permettra à la recherche translationnelle dans des modèles rongeurs néonatales et juvéniles de troubles neurologiques. Enregistrements EEG nombre de voies faibles chez les rats sont employés intensivement pour développer de nouvelles thérapies pour supprimer les crises épileptiques capables de traduction pour les humains. Les enregistrements à partir d&#39;un ou plusieurs sites pour une période prolongée ouvrent de nombreuses possibilités d&#39;utilisation des modèles de rongeurs de l&#39;épilepsie dans la recherche translationnelle. Une grande partie de la recherche contemporaine dans ce domaine vise à bloquer l&#39;apparition de seiz chroniqueUres ou le développement de l&#39;épilepsie (c.-à-épileptogénèse), et ces efforts de recherche exigent une vaste si la surveillance en continu de l&#39;EEG pas de doser l&#39;efficacité de la thérapie proposée 8; un petit système télémétrique, simple, avec un, deux ou quatre canaux opérant entre 0,1-100 Hz par canal sera fortement promouvoir ce type de recherche translationnelle. Crises électrographiques se produisent souvent à des comportements minimales (certainement sans convulsions), ce qui limite l&#39;utilité des tests basés sur les saisies de comportement. La stratégie de combiner l&#39;enregistrement EEG et la surveillance vidéo simultanée permet la possibilité de capturer toute saisie; et, en outre, ces approches analytiques peuvent permettre une évaluation quantitative des pointes intercritiques qui se produisent dans le cerveau épileptique entre les événements 9 &quot;ictal&quot; (ou la saisie). En outre, la capacité d&#39;obtenir de haute qualité à faible artefacts continue les enregistrements EEG, pour lequel la technologie sans fil est généralementsupérieure, permettra le développement de l&#39;utilisation d&#39;algorithmes informatiques pour étudier des formes d&#39;onde spécifiques de l&#39;EEG (par exemple, thêta, gamma), ainsi que la détection automatique des saisies, réduisant de manière significative la charge de travail de l&#39;expérimentateur. Le modèle pré-clinique primaire pour l&#39;étude de l&#39;épilepsie chronique après une lésion cérébrale est le rat ou la souris adulte, soit par une chimio-convulsivant (par exemple, l&#39;acide kaïnique ou la pilocarpine) ou induite électriquement état ​​de mal épileptique (SE), qui est suivie par une épilepsie chronique. Dans ces conditions, les convulsions sévères associés à SE ou les crises subséquentes chez les animaux épileptiques peuvent conduire à des blessures de la déchirure des animaux ou en tirant sur la sangle et desserrer les vis qui maintiennent la fixation de la coiffe. En fin de compte, il est ce problème qui se termine habituellement ces expériences, et pourtant la nécessité d&#39;obtenir de haute résolution enregistrements à long terme EEG pour des expériences visant à développer de nouvelles thérapies pour chroniqueépilepsie est primordiale. En outre, le logement, la surveillance et l&#39;analyse des données provenant d&#39;animaux à long terme implantés est un investissement considérable dans les coûts directs et le temps de recherche; par conséquent, la fin prématurée de l&#39;expérience peut entraîner des coûts importants pour les chercheurs. Comme ces modèles de progrès épilepsie, les crises deviennent généralement plus fréquentes et plus sévères 10-12, augmentant la probabilité que les animaux sont blessés, de même que leur utilité pour le développement de nouvelles thérapies devient plus grand. Ces animaux peuvent développer régulièrement des dizaines de crises convulsives par jour, survenant souvent dans les grappes 13. Probablement l&#39;un des développements les plus importants en sciences biomédicales a été l&#39;utilisation du ciblage génique dans des modèles murins. Cette approche a permis et continuera de permettre, le développement de modèles animaux d&#39;épilepsie génétique qui reproduisent syndromes humains réels 14-16. Les manipulations génétiques peuvent être entreprises commethérapies de preuve de principe pour supprimer les crises d&#39;épilepsie ou même bloquer le développement de l&#39;épilepsie après lésion cérébrale 17-20. Ce type de recherche pourrait bénéficier considérablement de la capacité à effectuer à haut débit enregistrement continu de l&#39;EEG. À l&#39;heure actuelle, il est possible d&#39;enregistrer à partir de souris avec soit des systèmes de télémétrie ou attachés; Cependant, les défis de l&#39;obtention de haute qualité, les enregistrements sans artefact sont sensiblement plus difficile que les rats, et souvent cela nécessite diverses formes de sacs à dos que les souris tentent en permanence à enlever. Le stress pourrait accroître la gravité des crises, la fréquence et / ou la durée, et donc en fin de compte modifier le épilepsie des animaux de laboratoire, confondant ainsi l&#39;étude. Un petit, léger, discret système de télémétrie miniature seront faciliter l&#39;enregistrement de long terme EEG à partir de modèles de souris génétiques de maladies humaines. En plus des problèmes décrits ci-dessus, l&#39;enregistrement EEG dans le modèle de rongeur immatures de la maladie a son propre ensemble unique de défis. Les animaux immatures peuvent peser aussi peu que 6 g (P8 souris) à 17 g (P6 rat). Il est pratiquement impossible de faire en série de plusieurs jours enregistrements EEG captifs en raison de l&#39;augmentation du stress et de l&#39;incapacité de sangle pour permettre l&#39;élevage naturel de le chiot par le barrage. Jusqu&#39;à animaux sont sevrés, ils doivent rester à la charge du barrage. Le barrage est sujette à détruire tout ensemble connecteur externalisé sur le chiot, résilier le chiot, et dans certains cas, mettre fin à l&#39;ensemble de la litière. En outre, le crâne de rongeur immature, il est difficile de monter sur les pieds de l&#39;électrode sur le crâne avec intégrité mécanique. Ces défis, uniques aux rongeurs immatures, exigent une nouvelle solution pour réaliser des enregistrements électroencéphalographiques robuste, à long terme. Ici, nous nous concentrons sur la démonstration de l&#39;implantation et de l&#39;enregistrement de l&#39;EEG utilisant un émetteur sans fil miniature roman et présents trois expériences de preuve de principe que des exemples d&#39;utilisation du système de télémétrie sans fil miniature: 1) l&#39;immaturité modèle de chiot de rat de l&#39;hypoxie-ischémie, 2) des souris adultes traitée avec DFP pour induire état de mal épileptique et des crises spontanées ultérieures, et 3) modèle génétique des malformations vasculaires caverneux qui se traduisent par des convulsions et la mort chez les souris adultes. Le système de télémétrie sans fil miniature a été conçu pour répondre à quatre exigences principales: (1) l&#39;implantation chirurgicale minimalement invasive; (2) la compatibilité pour le logement de petits rongeurs avec le barrage et la même portée; (3) à faible consommation d&#39;énergie de l&#39;unité, ce qui permet une surveillance continue des mois sans ré-implantation chirurgicale; et (4) la capacité à enregistrer les formes d&#39;ondes de l&#39;EEG de haute qualité avec des artefacts de mouvement minimes. L&#39;émetteur sans fil pèse &lt;0,6, 2,3, et 4 g et est &lt;0,3, 0,8, et 1,4 cm 3 en fonction de la batterie d&#39;une superficie de 5 x 7, 7 x 9, ou 7 x 12 mm qui se monte facilement sur ​​le crâne de l&#39;animal avec du gel de cyanoacrylate. Aucun ancrage de vis à os sont nécessaires pour fixer solidement le dispositif àle crâne, ce qui réduit le nombre de trous qui doivent être percés dans le crâne et le temps de l&#39;intervention chirurgicale. Le dispositif est capable d&#39;amplifier deux canaux d&#39;EEG ou potentiels de champ locaux des structures profondes du cerveau, telles que l&#39;hippocampe, pendant plus de 2 semaines, 2 mois, ou 6 mois dans cette configuration. La petite taille de l&#39;émetteur sans fil réduit le risque d&#39;infection, accroît la mobilité des animaux, et finalement réduit la morbidité et la mortalité qui augmente sinon le temps, d&#39;argent, et le nombre d&#39;animaux nécessaires pour une expérience. Toute l&#39;électronique et la batterie sont en pot dans époxy de qualité médicale qui rend l&#39;appareil étanche et robuste, empêchant le barrage de mâcher sur l&#39;émetteur qui, autrement, pourraient rendre le dispositif inutilisable. Contrairement aux émetteurs radiofréquences, le système de télémétrie utilise un couplage capacitif entre l&#39;émetteur et une antenne de réception qui se trouve en dessous de la cage pour animaux, permettant à l&#39;utilisateur de garder les animaux dans un logement standard pour rongeurs. Plusieurs canaux de recording permettre l&#39;enregistrement de biopotentiels multi-modales, comme l&#39;électrocardiogramme et l&#39;électroencéphalogramme. Les modèles animaux de co-morbidités bénéficieront de la possibilité d&#39;enregistrer biopotentiels pendant un comportement 21-23. Combinant le comportement de la surveillance EEG permettra aux chercheurs un meilleur outil pour la recherche et les études pré-cliniques.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sterile Surgical Gloves</td>
			<td>Protective Industrial Products</td>
			<td>100-3201 PF</td>
			<td>Power Free Sterile Latex Surgical Glove</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle</td>
			<td>FST</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Blade #15</td>
			<td>FST</td>
			<td>10015-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>14090-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Burr tool</td>
			<td>Ram Products, Inc.</td>
			<td>Microtorque II</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine burr</td>
			<td>FST</td>
			<td>19007-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aneurism clip</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5422</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11022-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-Tipped applicators</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>24-103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Driver</td>
			<td>WPI</td>
			<td align="right">521725</td>
			<td>Olsen-Hegar Needle Holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrylate gel</td>
			<td>Henkel</td>
			<td>Loctite 4541</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrylate accelerant</td>
			<td>Henkel</td>
			<td>Loctite 7452</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td colspan="2">Vicryl RB-1 J304</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elecrocautery disposable</td>
			<td>Bovie</td>
			<td>AA01</td>
			<td>Fine Tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Tray</td>
			<td>FST</td>
			<td>20311-21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epitel Receiver Base</td>
			<td>Epitel Inc</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epitel wireless transmitter</td>
			<td>Epitel Inc</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biopac digitizer</td>
			<td>Biopac</td>
			<td>MP-150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PC-compatible computer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

long-term continuous eeg monitoring in small rodent models of human disease using the epoch wireless transmitter system

Beaucoup de maladies neurologiques progressifs chez l&#39;homme, tels que l&#39;épilepsie, nécessitent des modèles animaux précliniques qui se développent lentement la maladie afin de tester des interventions à différents stades du processus de la maladie. Ces modèles animaux sont particulièrement difficiles à mettre en oeuvre chez les rongeurs immatures, un organisme modèle classique pour l&#39;étude en laboratoire de ces troubles. Enregistrement EEG continue chez les jeunes des modèles animaux de convulsions et d&#39;autres troubles neurologiques présente un défi technique en raison de la petite taille physique des jeunes rongeurs et leur dépendance sur le barrage avant le sevrage. Par conséquent, il est non seulement un besoin évident d&#39;améliorer la recherche pré-clinique qui permettra de mieux identifier les thérapies appropriées pour la traduction à la clinique, mais aussi un besoin pour de nouveaux appareils capables d&#39;enregistrer en continu EEG chez les rongeurs immatures. Ici, nous décrivons la technologie derrière et de démontrer l&#39;utilisation d&#39;un nouveau système de télémétrie miniature, spécialement conçu pour une utilisation chez les rats immatures or souris, ce qui est également efficace pour une utilisation chez les animaux adultes.

Nous avons développé et mis en œuvre le concept de l&#39;enregistrement EEG d&#39;un rongeur adulte seul, schématisé à la Figure 1 Pour le processus d&#39;approbation du IACUC, la conception doit intégrer bien dans les animaleries institutionnels existants. par conséquent, le système a été conçu pour être facilement installé dans une animalerie standard sans utilisation de l&#39;espace supplémentaire: l&#39;animal est logé dans une cage de logement &quot;animalerie-émission&quot; régulière qui est placé à l&#39;intérieur d&#39;un récepteur avec une cage de Faraday intégrée pour réduire bruit électrique. Le signal provenant de chaque base de réception est réalisée par des fils à un numériseur qui est connecté à un ordinateur (Figure 1). Un seul ordinateur est nécessaire pour collecter les données de 32 animaux qui sont enregistrés en même temps, en fonction de la capacité du système d&#39;acquisition de données de l&#39;utilisateur. Ce type de configuration consomme peu d&#39;énergie et produit peu de chaleur, un dispositif compatible avec les animaleries climat contrôlé. Les données peuvent êtreà long terme affiché en temps réel sur l&#39;écran, permettant un suivi expérimental, et stockées sur des disques durs externes (unité de stockage de 10 TB). Afin de minimiser les dommages causés par la litière-équipiers et chiot cannibalisation par le barrage, nous avons testé différents facteurs de forme de l&#39;émetteur. La conception finale était un cylindre en forme de dôme; une forme difficile pour les rats mordent et des dommages. Un émetteur individuel sur le crâne d&#39;un rat adulte est représenté en figure 2A et une première version de haute densité (32 animaux) bases de récepteur et plates-formes d&#39;enregistrement dans lequel le logement standard pour rongeurs est placé est représenté en figure 2B. L&#39;efficacité énergétique est un facteur extrêmement important; nous avons choisi un couplage capacitif en tant que protocole de transmission de données. La conception suivante permet d&#39;enregistrer en continu EEG pendant plus de 6 mois en fonction de la capacité de la batterie (figure 2A). Souris aussi jeunes que 12 jours après la naissance (P12, figure 3A) et les rats aussi jeunes que P6 (Figure 3B) tolèrent l&#39;émetteur assez bien. L&#39;adhésion à l&#39;émetteur avec le crâne cyanoacrylate animaux permet de croître avec l&#39;émetteur à l&#39;âge adulte (figure 3C), tout en maintenant une acquisition continue de données EEG. Le uniques miniaturisé facteur de forme de l&#39;interface de l&#39;émetteur et sans fil se prête pour le travail avec des modèles animaux de conditions néo et périnatales. Les données de la figure 4 montre les deux canaux d&#39;enregistrement EEG de sous-aiguë activité épileptique qui suit (HI) (ligature de l&#39;artère carotide suivie par 2 heures d&#39;hypoxie avec 8% d&#39;O 2 en mélange) de l&#39;infarctus hypoxique-ischémique chez une P7 Sprague-Dawley rat chiot 13. Le traitement HI provoque une grande lésion dans l&#39;hémisphère ipsilatéral de la carotide ligaturé. Ici, les enregistrements montrent un cluster de deux crises généralisées sur les deux hémisphères du cerveau lésé. La trace noire représente l&#39;activité EEG dans l&#39;hémisphère controlatéral à la lésion, latrace bleue montre EEG dans les hémisphères ipsilatérales (IE dans la zone de la lésion). Alors que l&#39;activité de saisie est présent dans les deux hémisphères du cerveau, l&#39;hémisphère ispilateral montre EEG suppression du fond, qui est indicatif de cours lésions cérébrales 21. État de mal épileptique peut être induite chez des rats adultes en injectant les animaux avec le composé organophosphoré, DFP 22,23. Les données de la figure 5 montrent répétitives décharges EEG, qui sont indicatifs de l&#39;état de mal épileptique (voir expansions temporelles Figure 5A, B). Ci-dessous, les traces de l&#39;échantillon, l&#39;évolution dans le temps de l&#39;état de mal de plus de 12 heures a été analysée avec un modèle à effets mixtes non-linéaire qui quantifie l&#39;intensité des crises au fil du temps. La gravité de l&#39;état de mal épileptique est définie par la puissance EEG dans la bande de gamma (20 à 60 Hz). Ici, la puissance décrite ci-dessus a été en moyenne sur 12 animaux et tracée sur 12 h avec des intervalles de confiance à 95%. Th<html> e données montrent une nette augmentation de la puissance de gamma à l&#39;intérieur de la première heure de traitement DFP, qui persiste plus de 12 heures au cours de laquelle les animaux ont été surveillés en permanence. La méthode d&#39;analyse suivante permet une mesure quantitative de la gravité de l&#39;état de mal épileptique aiguë, un phénomène déjà analysé principalement avec des mesures comportementales. Nous incluons cette technique d&#39;analyse comme un exemple, car il utilise la puissance de calcul dans les bandes EEG classiques et a été largement utilisé dans les études précliniques pour tester l&#39;efficacité de médicaments anticonvulsivants dans notre laboratoire 24-26. Peut-être l&#39;aspect le plus important de faire des enregistrements sans fil en continu, sans interruption avec la télémétrie sans fil est la possibilité d&#39;enregistrer des événements spontanés anormaux qui surviennent à faible incidence. Ces types de données démontrent la large utilité du système de transmission sans fil. 554fig1.jpg &quot;/&gt; Figure 1:. Schématique du système d&#39;enregistrement Epoch Le système d&#39;enregistrement sans fil se compose de deux éléments: 1) un émetteur de crâne monté sans fil qui amplifie le biosignal, et 2) une plaque réceptrice placée sous boîtier standard pour rongeurs. La sortie de la base de réception est un signal analogique constitué par le biosignal démodulé amplifié jusqu&#39;à un maximum de 4 V crête à crête. Ce signal peut alors être introduit dans un système d&#39;acquisition de données pour l&#39;enregistrement. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig2.jpg" /> Figure 2:. L&#39;émetteur et le récepteur Cet émetteur sans fil particulier (A) pèse 4 g et déplace &lt;1,4 cm 3 de volume et d&#39;une superficie de 7 x 12 mm se monte facilement sur ​​le crâne de rats et de souris. L&#39;émetteur peut amplifier 2 canaux de biopotentiels jusqu&#39;à 6 mois, après quoi la batterie est vidangeéd. Grandes batteries peuvent être utilisés pour plus de temps d&#39;enregistrement. Les animaux sont placés dans des cages standard pour rongeurs sur le dessus du récepteur Epoch (B). Montré à droite est un exemple précoce de deux appareils d&#39;enregistrement distincts, chacun capable d&#39;enregistrer à partir de 16 animaux en démontrant simultanément l&#39;empreinte relativement faible (2 &#39;x 4&#39;, environ 60 cm x 120 cm) de chacune des plates-formes d&#39;enregistrement. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig3.jpg" /> Figure 3:. L&#39;implantation de l&#39;émetteur sans fil dans les rats et les souris L&#39;émetteur permet enregistrements EEG continu pour jusqu&#39;à 6 mois chez la souris aussi jeunes que 12 jours après la naissance (P12, en haut). La photo du milieu est d&#39;un chiot P7 de rat implanté avec l&#39;émetteur miniature. L&#39;émetteur reste fermement attaché au crâne que l&#39;animal arrive à maturité. L&#39;animal est au fond P280 et a été implanté avec un émetteur fictif au P7 d&#39;âge. Le système permet simulenregistrements EEG tanés et continus de plusieurs animaux âgés P7 jusqu&#39;au sevrage, réduisant le nombre de portées nécessaires pour, à long terme pré-clinique, des études de surveillance EEG. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig4.jpg" /> Figure 4: l&#39;enregistrement de l&#39;hypoxie-ischémie des convulsions induites par le système de télémétrie bi-canal enregistrements à canal double d&#39;EEG anormal avec la télémesure sans fil à un chiot P7 de rat après carotide ligature (ischémie) pendant 8% de O2 traitement (hypoxie).. (A) et (B), élargi vue sur les formes d&#39;onde. Une activité épileptique est présent dans les deux hémisphères (noir, bleu) avec suppression EEG importante présente dans l&#39;hémisphère avec infarctus ischémique (bleu). <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig5.jpg" /> Figure 5: Statut d&#39;enregistrement epilepticus chez les rats adultes. enregistrements EEG de surface (c.-à-dural) avec le système de télémétrie sans fil miniature en réponse à fluorophosphate de diisopropyle (DFP) traitement dans un rat adulte. Les périodes ombragées dans la trace supérieure (A et B) sont développés des vues sur les formes d&#39;onde en traces ci-dessous. Les données enregistrées avec l&#39;émetteur sans fil peuvent ensuite être analysées dans le domaine de fréquence permettant des comparaisons statistiques dans une cohorte d&#39;animaux. (C) Les données sont les intervalles de confiance moyenne et 95% de la puissance de la bande gamma (20-60 Hz) suivants mal épileptique DFP induite par le statut (N = 12) de plus de 12 heures après l&#39;administration de la DFP. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/52554/52554fig6.jpg" /> Figure 6:. Enregistrement des saisies et des changements dans l&#39;EEG dans un modèle de souris transgénique de malformations vasculaires caverneux Ici, nous enregistrons d&#39;une souris transgénique (A) eà est en pleine activité de saisie. Dans un premier temps, modèle EEG normal est présent (1); immédiatement avant la saisie il ya une période de dépression pré-critique (2), qui est suivi par un groupe de cinq saisies (3). Après les crises, décharges critiques anormaux sont présents dans le signal (4). Contrôle des animaux n&#39;a pas saisies et pas de caractéristiques EEG anormaux (B).

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Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System

Here we demonstrate the use of a wireless enabling technology for electroencephalogram (EEG) in neonatal rodent models of human disease. With telemetry, there are no encumbering connections, thus allowing natural behaviors.

Suivi à long terme de l&#39;EEG continu dans les modèles petit rongeur de la maladie humaine à l&#39;aide du système de communication sans fil Epoch

Many progressive neurologic diseases in humans, such as epilepsy, require pre-clinical animal models that slowly develop the disease in order to test ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

25.4K vues.  Yale University School of Medicine. Here we demonstrate the use of a wireless enabling technology for electroencephalogram (EEG) in neonatal rodent models of human disease. With telemetry, there are no encumbering connections, thus allowing natural behaviors.

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Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution in assessing therapeutic efficacy. Between the two major classifications of administration, local vs. systemic, systemic delivery approaches are often preferred due to ease of administration. However, systemic delivery may result in suboptimal drug concentration being achieved in the CNS, and lead to erroneous conclusions regarding agent efficacy. Local drug delivery methods are more invasive, but may be necessary to achieve therapeutic CNS drug levels. Here, we demonstrate proper technique for three routes of systemic drug delivery: intravenous injection, intraperitoneal injection, and oral gavage. In addition, we show a method for local delivery to the brain: convection-enhanced delivery (CED). The use of fluorescently-labeled compounds is included for in vivo imaging and verification of proper drug administration. The methods are presented using murine models, but can easily be adapted for use in rats.

Thorough preclinical testing of drugs that act in the central nervous system often involves assessing and comparing drug biodistribution in association with specific routes of administration. Here, three commonly used methods of systemic delivery (intravenous, intraperitoneal, and oral) as well as a method for local delivery (convection-enhanced delivery) are demonstrated in mice.

Drug Delivery systémique et locale pour traiter les maladies du système nerveux central dans les modèles rongeurs

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

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Neurosciences

Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system (CNS) structure and circuitry in today's healthcare industry. Cell-based therapies hold great promise to restore the lost nerve tissue and function for CNS disorders. However, cell therapies based on CNS-derived neural stem cells have encountered supply restriction and difficulty to use in the clinical setting due to their limited expansion ability in culture and failing plasticity after extensive passaging1-3. Despite some beneficial outcomes, the CNS-derived human neural stem cells (hNSCs) appear to exert their therapeutic effects primarily by their non-neuronal progenies through producing trophic and neuroprotective molecules to rescue the endogenous cells1-3. Alternatively, pluripotent human embryonic stem cells (hESCs) proffer cures for a wide range of neurological disorders by supplying the diversity of human neuronal cell types in the developing CNS for regeneration1,4-7. However, how to channel the wide differentiation potential of pluripotent hESCs efficiently and predictably to a desired phenotype has been a major challenge for both developmental study and clinical translation. Conventional approaches rely on multi-lineage inclination of pluripotent cells through spontaneous germ layer differentiation, resulting in inefficient and uncontrollable lineage-commitment that is often followed by phenotypic heterogeneity and instability, hence, a high risk of tumorigenicity7-10. In addition, undefined foreign/animal biological supplements and/or feeders that have typically been used for the isolation, expansion, and differentiation of hESCs may make direct use of such cell-specialized grafts in patients problematic11-13. To overcome these obstacles, we have resolved the elements of a defined culture system necessary and sufficient for sustaining the epiblast pluripotence of hESCs, serving as a platform for de novo derivation of clinically-suitable hESCs and effectively directing such hESCs uniformly towards clinically-relevant lineages by small molecules14 (please see a schematic in Fig. 1). Retinoic acid (RA) does not induce neuronal differentiation of undifferentiated hESCs maintained on feeders1, 14. And unlike mouse ESCs, treating hESC-differentiated embryoid bodies (EBs) only slightly increases the low yield of neurons1, 14, 15. However, after screening a variety of small molecules and growth factors, we found that such defined conditions rendered retinoic acid (RA) sufficient to induce the specification of neuroectoderm direct from pluripotent hESCs that further progressed to neuroblasts that generated human neuronal progenitors and neurons in the developing CNS with high efficiency (Fig. 2). We defined conditions for induction of neuroblasts direct from pluripotent hESCs without an intervening multi-lineage embryoid body stage, enabling well-controlled efficient derivation of a large supply of human neuronal cells across the spectrum of developmental stages for cell-based therapeutics.

We have established a protocol for induction of neuroblasts direct from pluripotent human embryonic stem cells maintained under defined conditions with small molecules, which enables derivation of a large supply of human neuronal progenitors and neuronal cell types in the developing CNS for neural repair.

Dérivation efficace des ressources humaines progéniteurs neuronaux et des neurones à partir pluripotentes cellules souches embryonnaires humaines à l&#39;induction de petites molécules

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps shape attention and also protects cells from over-stimulation. Adaptation within the olfactory circuit of C. elegans was first described by Colbert and Bargmann1,2. Here, the authors defined parameters of the olfactory adaptation paradigm, which they used to design a genetic screen to isolate mutants defective in their ability to adapt to volatile odors sensed by the Amphid Wing cells type C (AWC) sensory neurons. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor3 for 30 min they will adapt their responsiveness to the odor and will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~1 hr. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor for ~1 hr they will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~3 hr. These two phases of olfactory adaptation in C. elegans were described as short-term olfactory adaptation (induced after 30 min odor exposure), and long-term olfactory adaptation (induced after 60 min odor exposure). Later work from L'Etoile et al.,4 uncovered a Protein Kinase G (PKG) called EGL-4 that is required for both the short-term and long-term olfactory adaptation in AWC neurons. The EGL-4 protein contains a nuclear localization sequence that is necessary for long-term olfactory adaptation responses but dispensable for short-term olfactory adaptation responses in the AWC4. By tagging EGL-4 with a green fluorescent protein, it was possible to visualize the localization of EGL-4 in the AWC during prolonged odor exposure. Using this fully functional GFP-tagged EGL-4 (GFP::EGL-4) molecule we have been able to develop a molecular readout of long-term olfactory adaptation in the AWC5. Using this molecular readout of olfactory adaptation we have been able to perform both forward and reverse genetic screens to identify mutant animals that exhibit defective subcellular localization patterns of GFP::EGL-4 in the AWC6,7. Here we describe: 1) the construction of GFP::EGL-4 expressing animals; 2) the protocol for cultivation of animals for long-term odor-induced nuclear translocation assays; and 3) the scoring of the long-term odor-induced nuclear translocation event and recovery (re-sensitization) from the nuclear GFP::EGL-4 state.

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

Here we describe a molecular readout of long-term olfactory adaptation in Caenorhabditis elegans. The Protein Kinase G, EGL-4, is necessary for stable adaptation responses in the primary sensory neuron pair called AWC. During prolonged odor exposure EGL-4 translocates from the cytosol to nucleus of the AWC.

Un indicateur moléculaire de l&#39;adaptation à long terme olfactive dans<em&gt; C. elegans</em

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Livraison intraventriculaire directe des médicaments pour le système nerveux central rongeurs

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogénétiques stimulation du système nerveux central pour rongeurs

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Isolation, Culture and Long-Term Maintenance of Primary Mesencephalic Dopaminergic Neurons From Embryonic Rodent Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes involved in physiological functions and vulnerability and death of these neurons is imparative to understanding the underlying causes and unraveling the cure for this common neurodegenerative disorder. Primary cultures of mesDA neurons provide a tool for investigation of the molecular, biochemical and electrophysiological properties, in order to understand the development, long-term survival and degeneration of these neurons during the course of disease. Here we present a detailed method for the isolation, culturing and maintenance of midbrain dopaminergic neurons from E12.5 mouse (or E14.5 rat) embryos. Optimized cell culture conditions in this protocol result in presence of axonal and dendritic projections, synaptic connections and other neuronal morphological properties, which make the cultures suitable for study of the physiological, cell biological and molecular characteristics of this neuronal population.

The causes of degeneration of midbrain dopaminergic neurons during Parkinson&#8217;s disease are not fully understood. Cellular culture systems provide an essential tool for study of the neurophysiological properties of these neurons. Here we present an optimized protocol, which can be utilized for in vitro modeling of neurodegeneration.

Isolement, Culture et maintenance à long terme des mésencéphalique primaire dopaminergiques neurones à partir de cerveaux embryonnaires de rongeurs

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes ...

A Simplified Method for Ultra-Low Density, Long-Term Primary Hippocampal Neuron Culture

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic hippocampal neurons can often grow successfully on glass coverslips at high density under serum-free conditions, but low density cultures typically require a supply of trophic factors by co-culturing them with a glia feeder layer, preparation of which can be time-consuming and laborious. In addition, the presence of glia may confound interpretation of results and preclude studies on neuron-specific mechanisms. Here, a simplified method is presented for ultra-low density (~2,000 neurons/cm2), long-term (&#62;3 months) primary hippocampal neuron culture that is under serum free conditions and without glia cell support. Low density neurons are grown on poly-D-lysine coated coverslips, and flipped on high density neurons grown in a 24-well plate. Instead of using paraffin dots to create a space between the two neuronal layers, the experimenters can simply etch the plastic bottom of the well, on which the high density neurons reside, to create a microspace conducive to low density neuron growth. The co-culture can be easily maintained for &#62;3 months without significant loss of low density neurons, thus facilitating the morphological and physiological study of these neurons. To illustrate this successful culture condition, data are provided to show profuse synapse formation in low density cells after prolonged culture. This co-culture system also facilitates the survival of sparse individual neurons grown in islands of poly-D-lysine substrates and thus the formation of autaptic connections.

Low density cultures of primary hippocampal neurons usually require glia feeder layer to supply neurotrophic factors and sustain longevity. We describe here a simplified method to culture ultra-low density neurons on glass coverslips in the presence of a high density neuronal feeder layer, which facilitates investigation of specific neuronal-autonomous mechanisms.

Une méthode simplifiée pour les ultra-basse densité, à long terme primaire hippocampique Neuron Culture

Culturing primary hippocampal neurons in vitro facilitates mechanistic interrogation of many aspects of neuronal development. Dissociated embryonic ...

Analyzing Neural Activity and Connectivity Using Intracranial EEG Data with SPM Software

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive neuroscience. Intracranial electroencephalography (EEG) can directly record electrical neural activity and has the unique potential to accomplish this goal. Traditionally, averaging analysis has been applied to analyze intracranial EEG data; however, several new techniques are available for depicting neural activity and intra- and inter-regional connectivity. Here, we introduce two analytical protocols we recently applied to analyze intracranial EEG data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency SPM analysis for neural activity and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity. We report our analysis of intracranial EEG data during the observation of faces as representative results. The results revealed that the inferior occipital gyrus (IOG) showed gamma-band activity at very early stages (110 ms) in response to faces, and both the IOG and amygdala showed rapid intra- and inter-regional connectivity using various types of oscillations. These analytical protocols have the potential to identify the neural mechanisms underlying cognitive functions with high spatial and temporal profiles.

We present two analytical protocols that can be used to analyze intracranial electroencephalography data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency statistical parametric mapping analysis for neural activity, and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity.

Analyser l’activité neurale et la connectivité à l’aide des données EEG intracrânienne avec logiciel SPM

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

À long terme conflit sensoriel en comportement librement souris

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...

Assessment of Long-term Depression Induction in Adult Cerebellar Slices

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from parallel fibers (PF) to Purkinje cells (PC) is considered the basis for motor learning, and deficiencies of both LTD and motor learning are observed in various gene-manipulated animals. Common motor learning sets, such as adaptation of the optokinetic reflex (OKR), the vestibular-ocular reflex (VOR), and rotarod test were used for evaluation of motor learning ability. However, results obtained from the GluA2-carboxy terminus modified knock-in mice demonstrated normal adaptation of the VOR and the OKR, despite lacking PF-LTD. In that report, induction of LTD was only attempted using one type of stimulation protocol at room temperature. Thus, conditions to induce cerebellar LTD were explored in the same knock-in mutants using various protocols at near physiological temperature. Finally, we found stimulation protocols, by which LTD could be induced in these gene-manipulated mice. In this study, a set of protocols are proposed to evaluate LTD-induction, which will more accurately allow examination of the causal relationship between LTD and motor learning. In conclusion, experimental conditions are crucial when evaluating LTD in gene-manipulated mice.

In some gene-manipulated animals, using a single protocol may fail to induce LTD in cerebellar Purkinje cells, and there may be a discrepancy between LTD and motor learning. Multiple protocols are necessary to assess LTD-induction in gene-manipulated animals. Standard protocols are shown.

Évaluation de l'induction à long terme de dépression dans les tranches de cérévelateur adultes

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from ...