Name: instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research
Uploaded: 2015-08-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
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Le protocole suivant décrit un système qui fonctionne bien en 20-35 souris g. Le procédé peut facilement être adapté à des souris plus ou moins simplement en changeant la taille du cathéter. Tous les protocoles d&#39;animaux ont été approuvés par le Comité de protection des animaux et l&#39;utilisation Université Johns Hopkins. 1. Lung instillation <ol><li> Sélectionnez une longue canule 20 g par voie intraveineuse d&#39;un pouce commerciale à utiliser pour l&#39;intubation. </li><li> Modifier la pointe du cathéter flexion manuellement pour générer une légère courbure à l&#39;extrémité comme illustré sur la figure 1. </li><li> Anesthésier la souris avec un mélange de kétamine (100 mg / kg) et de xylazine (15 mg / kg) injecté IP, et confirmer l&#39;anesthésie par l&#39;absence de mouvement réflexe. Appliquer une pommade vétérinaire sur les yeux immédiatement après l&#39;anesthésie. Immédiatement après l&#39;anesthésie Appliquer une pommade vétérinaire sur les yeux et donnent carprofène (5-10 mg / kg SQ) pour l&#39;analgésie post-opératoire et l&#39;instillation. </li><li> Placez le mouSE couchée sur une plate-forme inclinée. Comme le montre la figure 2, un gros classeur de bureau avec des boucles de suture enregistrée sur fonctionne parfaitement bien. </li><li> Rasez la partie ventrale du cou et nettoyer et désinfecter la zone du cou avec 70% d&#39;alcool. Avec de nouveaux gants sans latex et de à poudre, utiliser des instruments chirurgicaux désinfectés alcool à 70%. </li><li> Utilisation de ciseaux tranchants font une petite incision chirurgicale dans le cou d&#39;environ 12 mm au-dessous de l&#39;incisive inférieure. </li><li> Avec une pince tirez doucement la peau dans le cou caudale jusqu&#39;à la paroi ventrale de la trachée peut être vu. </li><li> Rétracter doucement la langue et insérer la canule avec le bout courbé incliné vers la surface ventrale de la souris. Comme dans 1.4, tirez doucement sur la peau dans le cou, et insérer la canule dans la trachée. NOTE: Avec un peu de pratique, le cathéter sera visible déplacer dans la trachée. Si elle va dans l&#39;œsophage, alors il n&#39;y aura pas observation visuelle du mouvement du cathéter. Aucun incisionssont réalisés dans la trachée. </li><li> Une fois que le cathéter est vu dans la trachée dans le cou, l&#39;a avancé d&#39;environ 5 mm pour être fiable passé les cordes vocales, mais toujours bien au-dessus de la carène. </li><li> Préparez-vous à inculquer jusqu&#39;à 50 pi de liquide par injection par le cathéter avec une pointe de pipette de chargement de gel. Placez la pointe dans le moyeu luer, mais avant l&#39;injection de regarder attentivement pour observer le mouvement du fluide dans la pointe synchrone avec la respiration de la souris. Puis injecter l&#39;instillation. </li><li> Avec une seringue de 1 ml, faire immédiatement une inflation relativement rapide de 0,6 ml d&#39;air dans les poumons à travers le cathéter pour aider à distribuer le liquide profondément dans les poumons. Retirer la canule. </li><li> Retirer la canule. </li><li> Utilisez une petite quantité de colle cyanoacrylate pour fermer la petite plaie chirurgicale par colis insérer les instructions pour Vetbond. Placez la souris dans des cages individuelles et surveiller visuellement eux jusqu&#39;à ce qu&#39;ils se réveillent et se comporter normalement sans aucune indication de discomfort. </li></ol> 2. Fixation du poumon Remarque: Une fois que toutes les procédures expérimentales sont réalisées en une souris, les poumons peuvent être préparés pour le traitement histologique par fixation avec du formaldéhyde (ou un autre fixateur désiré). <ol><li> Sacrifiez la souris avec une procédure acceptable IACUC. Pour la souris représentant le montre la vidéo, la dislocation cervicale d&#39;une souris anesthésiée est utilisé. </li><li> Effectuez une trachéotomie (si pas déjà fait) en exposant chirurgicalement la face ventrale de la trachée, faisant une petite coupure, et l&#39;insertion d&#39;un talon pointe de l&#39;aiguille 18 G dans la trachée et l&#39;attachant avec un fil. </li><li> Soigneusement ouvrir le thorax avec une incision médiane, couper la membrane, et retirer les parois thoraciques latérales pour exposer les poumons. </li><li> Connectez l&#39;extrémité luer de l&#39;aiguille à un réservoir sur un support d&#39;anneau contenant du formaldéhyde. Voir Figure 3. </li><li> Réglez la surface supérieure de la formaldéhyde 25 cm au-dessus du niveau de la mouse. Voir Figure 3. Suivant assurez-vous qu&#39;il n&#39;y a pas d&#39;air dans le tube de fixation en exécutant fluide hors la fin d&#39;un robinet. Connectez l&#39;extrémité luer de la canule trachéale à la tubulure de réservoir. Ouvrir le robinet pour gonfler les poumons avec le formaldéhyde. Laissez les poumons sous pression pendant au moins 20 min. </li><li> Ouvrir le robinet pour gonfler les poumons avec le formaldéhyde. Laissez les poumons sous pression pendant au moins 20 min. </li><li> Ensuite, attacher la trachée au-delà de l&#39;extrémité de l&#39;aiguille de stub. Il peut être utile de se replier lentement sur l&#39;aiguille pour exposer plus de la trachée uncannulated. Lorsque solidement attaché, retirez le robinet. </li><li> Disséquer soigneusement les poumons. </li><li> Placez les poumons dans la nuit du formaldéhyde. Des durées plus longues sont fines, et quelques taches ou des procédures peuvent spécifier des heures spécifiques. Aussi d&#39;autres fixateurs liquides, telles que z-fix peuvent être utilisées pour l&#39;instillation et l&#39;immersion. </li><li> Avant de poursuivre le traitement histologique, mesurerle volume pulmonaire fixe tel que décrit suivant. </li></ol> 3. Mesure du volume pulmonaire fixe <ol><li> Mesurer le volume du poumon en utilisant le principe d&#39;Archimède, comme illustré sur la figure 4. Retirer le poumon fixe à partir du formaldéhyde et disséquer le cœur et tout autre tissu non-pulmonaire. </li><li> Utilisez un dispositif simple maison construite précédemment de support de fil qui est utilisé pour garder les poumons complètement sous l&#39;eau. NOTE: Cet appareil doit être rendu compatible avec l&#39;équilibre selon est utilisé. Un dispositif typique de la figure 5 est fabriqué à partir de pipettes en plastique et mince (20 G) fil. Ce système fonctionne bien avec la balance utilisée dans la vidéo, mais peut facilement être adapté à la plupart des balances de laboratoire. </li><li> Placez un bécher avec ≈200 ml d&#39;eau sur l&#39;équilibre et la tare de la cage de support en place dans l&#39;eau. Voir la figure 6 Supprimer la cage métallique. placer le poumon sur la surface de l&#39;eau et appuyez sur sous l&#39;eauavec la cage. </li><li> Noter le poids sur la balance. Ce chiffre reflète le volume d&#39;eau déplacé et est donc une mesure directe du volume pulmonaire. Soyez prudent pour vous assurer que le poumon ou une suture ou une partie de la cage de fil ne pas toucher les côtés ou le fond du bécher. </li><li> Pour plus de précision, répéter cette mesure. Retirer le poumon de l&#39;eau, et sécher sur un tissu. Tarer le bécher avec cage en place et répéter la mesure du volume pulmonaire. Les deux mesures de volume devraient ensuite calculer la moyenne. REMARQUE: si les poumons sont laissés dans le formol pendant plus d&#39;une semaine environ, l&#39;air dans les poumons est dissous dans le liquide. Lorsque cela se produit, le poumon coulera, il est donc plus nécessaire d&#39;utiliser un appareil comme dans la Figure 5 pour maintenir le poumon submergée. Dans un tel cas, le volume peut être mesurée par simplement en tenant le poumon par l&#39;une des chaînes de suture jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit complètement immergé, comme illustré sur la figure 4. </li></ol>

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Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Lum, H., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+10%+formalin+fixation+on+fixed+lung+volume+and+lung+tissue+shrinkage.">Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage.</a> American Reveiw of Respiratory Diseases. 132, 1078-1083 (1985).</li><li>Bishai, J., Fields, M. 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Les procédures décrites ici présentent plusieurs avantages. Première le matériel nécessaire est simple et peu coûteuse. Deuxièmement, l&#39;intubation peut être fait rapidement avec peu d&#39;erreurs. Troisièmement, la capacité de fixer les poumons à une pression constante, puis mesurer le volume du poumon fixe permet une bonne quantification des structures ou des cellules dans le poumon 10. Un inconvénient possible de l&#39;intubation est la chirurgie mineure. Cela p...

Pour un certain nombre de raisons, le cancer du poumon n&#39;a pas été largement étudiée chez la souris. Une raison à cela est que l&#39;accès au poumon est très difficile in vivo, et l&#39;analyse quantitative des poumons fixes n&#39;a pas fait couramment. Les méthodes décrites dans le présent document sont conçus pour remédier à cette situation. Les buts ici sont à décrire des méthodes simples qui va grandement aider à la mise en place et l&#39;analyse des poumons de souris avec un cancer du poumon ou d&#39;autres pathologies. Bien qu&#39;aucune de ces approches sont entièrement nouvelle, ils ont pas été présentés ainsi que les méthodes autonomes dans la manière simplifiée telle que décrite ici. Il ya eu un certain nombre de manuscrits qui ont décrit des méthodes pour l&#39;intubation du poumon de la souris principalement dans le but de faire de la fonction pulmonaire répétée ou lavage broncho-alvéolaire chez des souris individuelles dans des études longitudinales. Depuis que le papier d&#39;origine, il ya eu plusieurs autres documents qui ont décrit les différentes approches de protocoles d&#39;ententee intubation 1 -9. Bien que toutes ces méthodes peuvent être utilisées avec succès, ils nécessitent généralement une formation considérable, et ne sont souvent pas sans un taux d&#39;échec non négligeable. En outre, afin d&#39;effectuer des mesures de la fonction pulmonaire, la canule doit adapter la trachée assez serré pour qu&#39;il n&#39;y ait pas de fuites d&#39;air. Cependant, une autre utilisation pratique pour l&#39;intubation est de fournir des agents spécifiques (cellules cancéreuses ou d&#39;autres agressions) ou des médicaments thérapeutiques directement au poumon. Une telle procédure ne nécessite pas une canule hermétique ni aucun équipement de la fonction pulmonaire sophistiqué. La nouvelle caractéristique de cette méthode montré ici implique une procédure chirurgicale mineure qui permet à l&#39;intubation sans aucune possibilité de la canule pénétrer dans l&#39;œsophage. Cette approche simple permet une intubation réussie avec relativement peu de formation ou d&#39;expérience. Autant que 30 souris / h peuvent être traités en utilisant cette approche avec un taux d&#39;échec proche de zéro. Une fois que tIl souris sont prêts à être sacrifiés, les poumons blessés ou cancéreuses peuvent alors être retirés pour analyse histologique et pathologique. Toutefois, afin de quantifier correctement les variables histologiques pour la comparaison avec d&#39;autres poumons, il est essentiel de normaliser les procédures de fixation et bien quantifier le volume du poumon fixe 10. Ce document décrit en détail les procédures simples qui permettent les procédures de fixation standardisés ainsi comme un moyen de mesurer le volume du poumon fixe. Le volume est un indicateur essentiel de la quantification de l&#39;histologie, car sans une telle détermination du volume, seuls les densités relatives peuvent être mesurés 10. Une fois le volume du poumon est connu, cependant, des mesures absolues de cellules et d&#39;autres mesures structurelles dans les poumons peuvent être quantifiés.

<table><tbody><tr><td>Laboratory Balance</td><td>Ohaus</td><td>Adventurer Pro Model AV 313&amp;nbsp;</td><td>Other balances can be used if they have a range of 1-300 g</td></tr><tr><td>20 g Luer intravenous catheter</td><td>Insylte</td><td></td><td>Several other possible vendors, &lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Jelco Optiva</td></tr><tr><td>500 ml laboratory bottle</td><td>Various</td><td></td><td>Several other possible vendors</td></tr></tbody></table>

instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research

La capacité d&#39;inculquer agents vivants, cellules ou de produits chimiques directement dans les poumons sans blesser ou de tuer les souris est un outil important dans la recherche sur le cancer du poumon. Bien qu&#39;il existe un certain nombre de méthodes qui ont été publiées montrant comment intuber souris pour les mesures de la fonction pulmonaire, aucun ne sans problèmes potentiels pour l&#39;instillation trachéale rapide dans les grandes cohortes de souris. Dans le présent document, une méthode simple et rapide est décrit qui permet un enquêteur pour mener à bien ces instillations d&#39;une manière efficace. La méthode ne nécessite pas d&#39;outils spéciaux ou de l&#39;éclairage et peut être appris avec très peu de pratique. Elle implique une anesthésie de la souris, une petite incision dans le cou pour visualiser la trachée, puis l&#39;insertion d&#39;un cathéter intraveineux directement. La petite incision est rapidement fermé avec un adhésif tissulaire, et les souris sont autorisés à récupérer. Un étudiant qualifié ou technicien peuvent faire instillations à un taux moyen de 2 min / souris. Une fois que til le cancer est établi, il est souvent une nécessité pour l&#39;analyse quantitative des histologique des poumons. Pathologistes Traditionnellement généralement pas la peine de normaliser l&#39;inflation du poumon lors de la fixation, et les analyses sont souvent basées sur un système de notation qui peut être très subjective. Bien que cela puisse parfois être suffisamment adéquate pour les estimations brutes de la taille d&#39;une tumeur du poumon, tout stéréologique quantification correcte de la structure du poumon ou des cellules nécessite une procédure de fixation reproductible et la mesure du volume pulmonaire ultérieure. Ici, nous décrivons des procédures simples et fiables pour les deux fixant les poumons sous pression, puis en mesurant avec précision le volume du poumon fixe. La seule exigence est une balance de laboratoire qui est précis sur une plage de 1 mg-300 g. Les procédures présentées ici pourraient donc grandement améliorer la capacité de créer, traiter et analyser les cancers du poumon chez les souris.

La procédure décrire dans le premier protocole n&#39;a pas par lui-même conduire à aucun résultat généralisées. Il décrit seulement un moyen très fiable pour inculquer substances directement dans la trachée. La figure 7 montre un exemple d&#39;un poumon, dans lequel le bleu trypan a été instillé avec le procédé décrit ici. Il ya une large diffusion du colorant, similaire à ce qui a été vu avec d&#39;autres colorants ou traceurs données directement dans la trachée o...

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Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

Le but de cet article est de décrire les méthodes simples qui va grandement aider dans la configuration et l&#39;analyse des poumons de souris avec le cancer du poumon ou d&#39;autres pathologies. Nous présentons 3 protocoles d&#39;effectuer simplement et de manière fiable sur instillations pulmonaires, la fixation, et les mesures de volume pulmonaire.

Instillation et la fixation méthodes utiles en recherche sur le cancer du poumon de souris

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

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28.2K vues.  Johns Hopkins University.  Le but de cet article est de décrire les méthodes simples qui va grandement aider dans la configuration et l'analyse des poumons de souris avec le cancer du poumon ou d'autres pathologies. Nous présentons 3 protocoles d'effectuer simplement et de manière fiable sur instillations pulmonaires, la fixation, et les mesures de volume pulmonaire. 

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Improved Visualization of Lung Metastases at Single Cell Resolution in Mice by Combined In-situ Perfusion of Lung Tissue and X-Gal Staining of lacZ-Tagged Tumor Cells

Metastasis is the main cause of death in the majority of cancer types and consequently a main focus in cancer research. However, the detection of micrometastases by radiologic imaging and the success in their therapeutic eradication remain limited.
While animal models have proven to be invaluable tools for cancer research1, the monitoring/visualization of micrometastases remains a challenge and inaccurate evaluation of metastatic spread in preclinical studies potentially leads to disappointing results in clinical trials2. Consequently, there is great interest in refining the methods to finally allow reproducible and reliable detection of metastases down to the single cell level in normal tissue. The main focus therefore is on techniques, which allow the detection of tumor cells in vivo, like micro-computer tomography (micro-CT), positron emission tomography (PET), bioluminescence or fluorescence imaging3,4. We are currently optimizing these techniques for in vivo monitoring of primary tumor growth and metastasis in different osteosarcoma models. Some of these techniques can also be used for ex vivo analysis of metastasis beside classical methods like qPCR5, FACS6 or different types of histological staining. As a benchmark, we have established in the present study the stable transfection or transduction of tumor cells with the lacZ gene encoding the bacterial enzyme &beta;-galactosidase that metabolizes the chromogenic substrate 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-beta-D-galactopyranoside (X-Gal) to an insoluble indigo blue dye7 and allows highly sensitive and selective histochemical blue staining of tumor cells in mouse tissue ex vivo down to the single cell level as shown here. This is a low-cost and not equipment-intensive tool, which allows precise validation of metastasis8 in studies assessing new anticancer therapies9-11. A limiting factor of X-gal staining is the low contrast to e.g. blood-related red staining of well vascularized tissues. In lung tissue this problem can be solved by in-situ lung perfusion, a technique that was recently established by Borsig et al.12 who perfused the lungs of mice under anesthesia to clear them from blood and to fix and embed them in-situ under inflation through the trachea. This method prevents also the collapse of the lung and thereby maintains the morphology of functional lung alveoli, which improves the quality of the tissue for histological analysis. In the present study, we describe a new protocol, which takes advantage of a combination of X-gal staining of lacZ-expressing tumor cells and in-situ perfusion and fixation of lung tissue. This refined protocol allows high-sensitivity detection of single metastatic cells in the lung and enabled us in a recent study to detect "dormant" lung micrometastases in a mouse model13, which was originally described to be non-metastatic14.

Improved Visualization of Lung Metastases at Single Cell Resolution in Mice by Combined In-situ Perfusion of Lung Tissue and X-Gal Staining of lacZ-Tagged Tumor Cells

The novel protocol reported in the present study allows selective detection of lung metastases at single cell resolution in mice by combined in-situ lung perfusion and fixation and X-Gal staining of lacZ-tagged tumor cells.

Amélioration de la visualisation des métastases pulmonaires à la Résolution Single Cell chez les souris en combiné<em&gt; In situ</emPerfusion&gt; du tissu pulmonaire et coloration X-gal de<em&gt; LacZ</em&gt;-Tag cellules tumorales

Metastasis is the main cause of death in the majority of cancer types and consequently a main focus in cancer research. However, the detection of ...

Recherche

Médecine

Perfusion and Inflation of the Mouse Lung for Tumor Histology

The ability to evaluate lung histology is critical for the fields of lung cancer research and cancer metastasis. It is equally important to perform necropsies rapidly and efficiently from studies without sacrificing the quality of the tissues procured. The goal of this protocol is to present a method to rapidly perfuse, inflate, and fix mouse lungs for downstream histological analysis. This method does not standardize lung inflation; thus, it does not require any special procedures or equipment and instead simply instills fixative directly through the trachea following perfusion through the heart. This allows for sufficient estimation of tumor size, histology, and scoring. This also allows for the collection of frozen tissue prior to lung tissue fixation. This method is limited in that it does not allow for later morphometric quantification of the lung; however, it is more than sufficient for lung tumor analysis from genetically engineered mouse models (GEMMs), syngeneic models, as well as xenograft tumor and metastasis studies.

The purpose of this method is to present a simple and efficient method for the perfusion, inflation, and fixation of mouse lungs for the examination of lung tumor pathology and evaluation of metastases to the lung.

Perfusion et inflation du poumon de souris pour l’histologie de tumeur

The ability to evaluate lung histology is critical for the fields of lung cancer research and cancer metastasis. It is equally important to perform ...

Recherche en cancérologie

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice. Using this approach, one can target delivery of test solutes or solids (such as lung therapeutics, surfactants, viruses, and small oligonucleotides) into the distal lung. Tracheal instillations may be the preferred methodology, over inhalation protocols that may primarily target the upper respiratory tract and possibly expose the investigator to potentially hazardous substances. Additionally, in using the tracheal instillation protocol, animals can fully recover from the non-invasive procedure. This allows for making subsequent physiological measurements on test animals, or reinstallation using the same animal. The amount of instillate introduced into the lung must be carefully determined and osmotically balanced to ensure animal recovery. Typically, 30-75 &mu;L instillate volume can be introduced into mouse lung.

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice.

L&#39;instillation trachéale directe des solutés dans les poumons de souris

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs.  This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the ...

Biologie

Injection of Syngeneic Murine Melanoma Cells to Determine Their Metastatic Potential in the Lungs

Approximately 90% of human cancer deaths are linked to metastasis. Despite the prevalence and relative harm of metastasis, therapeutics for treatment or prevention are lacking. We report a method for the establishment of pulmonary metastases in mice, useful for the study of this phenomenon. Tail vein injection of B57BL/6J mice with B16-BL6 is among the most used models for melanoma metastases. Some of the circulating tumor cells establish themselves in the lungs of the mouse, creating "experimental" metastatic foci. With this model it is possible to measure the relative effects of therapeutic agents on the development of cancer metastasis. The difference in enumerated lung foci between treated and untreated mice indicates the efficacy of metastases neutralization. However, prior to the investigation of a therapeutic agent, it is necessary to determine an optimal number of injected B16-BL6 cells for the quantitative analysis of metastatic foci. Injection of too many cells may result in an overabundance of metastatic foci, impairing proper quantification and overwhelming the effects of anti-cancer therapies, while injection of too few cells will hinder the comparison between treated and controls.

Metastasis plays a profound role in the virulence of cancer, accounting for an estimated 90% of deaths. We report a protocol for a metastatic melanoma model in mice that is useful for determining the efficacy of therapeutic agents against this clinical phenomenon.

L&#39;injection de cellules syngéniques murin de mélanome pour déterminer leur potentiel métastatique dans les Poumons

Approximately 90% of human cancer deaths are linked to metastasis.  Despite the prevalence and relative harm of metastasis, therapeutics for treatment or ...

Pre-Conditioning the Airways of Mice with Bleomycin Increases the Efficiency of Orthotopic Lung Cancer Cell Engraftment

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of thoracic malignancies, additional animal models that can recapitulate diverse human lung cancer subtypes and stages are needed. Allograft or xenograft models are versatile and enable the quantification of tumorigenic capacity in vivo, using malignant cells of either murine or human origin. However, previously described methods of lung cancer cell engraftment have been performed in non-physiological sites, such as the flank of mice, due to the inefficiency of orthotopic transplantation of cells into the lungs. In this study, we describe a method to enhance orthotopic lung cancer cell engraftment by pre-conditioning the airways of mice with the fibrosis inducing agent bleomycin. As a proof-of-concept experiment, we applied this approach to engraft tumor cells of the lung adenocarcinoma subtype, obtained from either mouse or human sources, into various strains of mice. We demonstrate that injuring the airways with bleomycin prior to tumor cell injection increases the engraftment of tumor cells from 0-17% to 71-100%. Significantly, this method enhanced lung tumor incidence and subsequent outgrowth using different models and mouse strains. In addition, engrafted lung cancer cells disseminate from the lungs into relevant distant organs. Thus, we provide a protocol that can be used to establish and maintain new orthotopic models of lung cancer with limiting amounts of cells or biospecimen and to quantitatively assess the tumorigenic capacity of lung cancer cells in physiologically relevant settings.

We describe a method to significantly enhance orthotopic engraftment of lung cancer cells into the murine lungs by pre-conditioning the airways with injury. This approach may also be applied to study stromal interactions within the lung microenvironment, metastatic dissemination, lung cancer co-morbidities, and to more efficiently generate patient derived xenografts.

Pré conditionnement les voies respiratoires des souris à la bléomycine augmente l’efficacité de la prise de greffe orthotopique Lung Cancer Cell

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of ...

Lung Fixation under Constant Pressure for Evaluation of Emphysema in Mice

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung fixation to produce reliable histological specimens of the lung. Due to the nature of the lung&rsquo;s structural composition, which consists largely of air and tissue, there is a risk that it collapses or deflates during the fixation process. Various lung fixation methods exist, each of which has its own advantages and disadvantages. The lung fixation method presented here utilizes constant pressure to enable optimal tissue evaluation for studies using an emphysematous mouse lung model. The main advantage is that it can fix many lungs with the same condition at one time. Lung specimens are obtained from chronic cigarette smoke-exposed mice. Lung fixation is performed using specialized equipment that enables the production of constant pressure. This constant pressure maintains the lung in a reasonably inflated state. Thus, this method generates a histological specimen of the lung that is suitable to evaluate cigarette smoke-induced mild emphysema.

Presented here is a useful protocol for lung fixation that creates a stable condition for histological evaluate of lung specimens from a mouse model of emphysema. The main advantage of this model is that it can fix many lungs with the same constant pressure without lung collapse or deflation.

Fixation pulmonaire sous pression constante pour l'évaluation de l'emphysème chez les souris

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung ...

<meta charset="utf8"></head><body>Préservation de la localisation des spores fongiques dans les poumons pour l’analyse par microscopie fluorescente

Efficient Method for Imaging Murine Lungs that Preserves Spatial Dynamics of Fungal Spores in the Airways

Fungi infect humans when environmental spores are inhaled into the lungs. The lung is a heterogeneous organ. Conducting airways, including bronchi and bronchioles, branch until terminating in the alveolar airspace where gas exchange occurs. Infections originating in the bronchioles or alveoli elicit distinct host responses and disease manifestations. Therefore, understanding precisely where spores naturally localize in the lungs, particularly soon after infection, expands opportunities for investigation of host-pathogen interactions. Herein, we detail an in-situ analysis of lungs from mice infected with Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3&#916; arthroconidia. Conventional methods for histological preservation involve liquid inflation of the airways with a fixative solution, which displaces the natural location of aspirated fungal particles, pushing spores from proximal bronchioles to terminal airspaces.
Conversely, this method of air-inflation with blood vasculature perfusion-fixation preserves the physiologic position of fungal spores within the bronchioles. Moreover, we describe a simple approach to cryopreserving, embedding, and imaging lung specimens. We also share high-throughput computational techniques via the open-source QuPath program to analyze the spatial distribution of fungal spores within the lung. The method presented here is simple and quick, requires minimal equipment to perform, and can be easily adapted for use with many respiratory fungal infection models.

<meta charset="utf8"></head><body>Méthode efficace d’imagerie des poumons murins qui préserve la dynamique spatiale des spores fongiques dans les voies respiratoires

We present a method for a fungal pathogenesis model that preserves the natural positioning of fungal spores in the lung airways for analysis via fluorescent microscopy.

Méthode efficace d’imagerie des poumons murins qui préserve la dynamique spatiale des spores fongiques dans les voies respiratoires

Fungi infect humans when environmental spores are inhaled into the lungs. The lung is a heterogeneous organ. Conducting airways, including bronchi and ...

Immunologie et infection

Using Nicotine in a Silica-Exposed Mouse Model to Promote Lung Epithelial-Mesenchymal Transition

Smoking and exposure to silica are common among occupational workers, and silica is more likely to injure the lungs of smokers than non-smokers. The role of nicotine, the primary addictive ingredient in cigarettes, in silicosis development is unclear. The mouse model employed in this study was simple and easily controlled, and it effectively simulated the effects of chronic nicotine ingestion and repeated exposure to silica on lung fibrosis through epithelial-mesenchymal transition in human beings. In addition, this model can help in the direct study of the effects of nicotine on silicosis while avoiding the effects of other components in cigarette smoke.
After environmental adaptation, mice were injected subcutaneously with 0.25 mg/kg nicotine solution into the loose skin over the neck every morning and evening at 12 h intervals over 40 days. Additionally, crystalline silica powder (1-5 &#181;m) was suspended in normal saline, diluted to a suspension of 20 mg/mL, and dispersed evenly using an ultrasonic water bath. The isoflurane-anesthetized mice inhaled 50 &#181;L of this silica dust suspension through the nose and were awoken via chest massage. Silica exposure was administrated daily on days 5-19.
The double-exposed mouse model was exposed to nicotine and then silica, which matches the exposure history of workers who are exposed to both harmful factors. In addition, nicotine promoted pulmonary fibrosis through epithelial-mesenchymal transformation (EMT) in mice. This animal model can be used to study the effects of multiple factors on the development of silicosis.

This study describes a mouse model to study the synergistic effect of nicotine on the progression of pulmonary fibrosis in experimental silicosis mice. The dual-exposure mouse model simulates the pathological progression in the lung after simultaneous exposure to nicotine and silica. The methods described are simple and highly reproducible.

Utilisation de la nicotine dans un modèle de souris exposé à la silice pour favoriser la transition épithélio-mésenchymateuse pulmonaire

Smoking and exposure to silica are common among occupational workers, and silica is more likely to injure the lungs of smokers than non-smokers. The role ...

Instillation et la fixation méthodes utiles en recherche sur le cancer du poumon de souris

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