Nous souhaitons remercier Brian Shepherd, Tat Udomritthiruj, Aaron Willey, Ruby Froom, Elise Pitmon et Rose Hedreen pour les premiers travaux de test et d&#39;établissement de cette méthodologie et des conceptions de chambre. Nous remercions Kelly Tellez et Graham Buchan pour la lecture et l&#39;édition du manuscrit. Nous remercions Andrew Seeds et Julie Simpson pour leur travail pionnier et leurs conseils et leur soutien en suggérant l&#39;utilisation de Brilliant Yellow Dye (Sigma). Ce travail est soutenu en partie par le Fonds de bienfaisance en recherche et en éducation médicale et chirurgicale Mary E. Groff, le Bronfman Science Centre et le Hellman Fellows Program.

1. Préparation <ol><li> Préparez un aspirateur pour déplacer la Drosophile en direct d&#39;un flacon de culture vers la chambre de toilettage. Les aspirateurs permettent le transfert d&#39;animaux conscients aux chambres de comportement afin de s&#39;assurer que l&#39;anesthésie n&#39;affecte pas l&#39;observation comportementale ultérieure. <ol><li> À l&#39;aide de ciseaux, coupez 1,5 pieds de l&#39;ID du tube tygon ⅛ &quot;, OD ¼&quot;. Coupez au moins 1 pouce de la pointe d&#39;une pointe de micropipette jetable de 1 mL. Tenir un morceau de maille carré de 1 cm (ouverture 0,196 pouce) sur le bout coupé. REMARQUE: la plupart des conseils 1mL ont une ligne de gradation où la pointe se trouve dans la boîte de colis, généralement coupée sur cette ligne. </li><li> Placer délicatement une pointe de micropipette de 1 ml sur la pointe de la maille / coupe. Observez le maillage comme une barrière étroite entre les deux pointes. L&#39;intérieur de la nouvelle pointe crée une chambre de maintien pour les mouches. </li><li> Couper le bout extrême de la nouvelle pointe de micropipette pour élargir l&#39;ouverture suffisamment pour permettre le passage d&#39;une seule mouche. The holE correspondra à peu près à l&#39;ouverture de la chambre de toilettage (environ 1,5-2 mm de diamètre). </li><li> Ajustez parfaitement les pointes imbriquées sur la fin du tube tygon. Poussez les pointes dans le tube pour assurer un ajustement serré pour permettre une pression de vide. </li><li> À l&#39;autre extrémité du tube, couper l&#39;extrémité d&#39;une pointe de micropipette de 200 μL et ajuster l&#39;extrémité de coupe étroite dans le tube. C&#39;est le côté &quot;bouche&quot; de l&#39;aspirateur. </li></ol></li><li> Préparer des tubes aliquotes à poussière. Peser environ 5 mg de colorant Jaune Brillant sur du papier de pesée taré. Versez la poussière dans un tube de microcentrifugeuse de 0,6 mL et fermez fermement le capuchon. REMARQUE: Nous conseillons l&#39;utilisation de gants nitrile lors de la préparation d&#39;une aliquote, car certains gants en latex sont perméables au colorant. </li><li> Répétez l&#39;étape 1.2) pour tous les échantillons de l&#39;expérience (un pour chaque mouche dans chaque chambre). </li><li> Préparer des tubes d&#39;éthanol (EtOH): Pipeter 1 mL d&#39;EtOH 100% dans des tubes de microcentrifugeuse de 1,5 mL. Tubes d&#39;étiquettes pour génotypes ou conditions. &lt;/ Li&gt; <li> Répétez l&#39;étape 1.4) pour tous les échantillons de l&#39;expérience (un pour chaque mouche dans chaque chambre). Capter et sauvegarder les tubes EtOH pour l&#39;achèvement du dosage de toilettage. Incluez également au moins un échantillon &quot;vierge&quot; qui ne sera que de 1 mL d&#39;EtOH sans mouche pour les témoins négatifs. </li><li> Assemblez chaque chambre de toilettage en vissant la plaque supérieure coulissante (avec les plus petits trous), mais en laissant la plaque inférieure (avec les plus gros trous) enlever de la poussière. </li><li> Placez chaque chambre de toilettage nécessaire à plat sur une table avec le haut face vers le bas. L&#39;entrée de la mouche est orientée vers le bas. </li><li> Chargez 5 mg d&#39;une aliquote de colorant jaune brillant dans chaque chambre en tapotant le tube contre la surface de la chambre au-dessus du puits désiré. Appuyez sur la chambre contre la table pour vous assurer que toute la poussière tombe à travers le maillage sur la plaque supérieure. </li><li> Vissez la plaque inférieure sur chaque chambre de sorte que les extrémités plus larges des ouvertures coniques soient vers l&#39;extérieur et que les trous ne reposent pas sur les puits. Sécuriser le botTom plaque fermement afin qu&#39;il ne glisse pas et ne libère pas de colorant. </li><li> Retournez la chambre et la frappez à plat contre une table à plusieurs reprises afin que la poussière tombe dans le filet pour reposer sur la plaque inférieure. </li><li> Faites glisser la plaque supérieure de la chambre dans la &quot;position ouverte&quot; afin que les petits trous s&#39;alignent avec les quinze puits, ce qui permet l&#39;introduction de mouches dans des puits individuels. </li></ol> 2. Mouillage et toilettage <ol><li> Chargez une volée dans l&#39;aspirateur de la bouche en aspirant doucement à travers une extrémité de l&#39;aspirateur comme s&#39;il s&#39;agissait d&#39;une paille. Déposez les mouches en soufflant légèrement et en dirigeant l&#39;ouverture vers la cible. </li><li> Aspirez une volée dans chaque puits utilisé pour l&#39;expérience. Après avoir chargé un puits, faites glisser la plaque supérieure afin que la mouche soit piégée dans la chambre et placez le ruban adhésif sur l&#39;ouverture de ce puits pendant le chargement de la chambre entière afin d&#39;éviter que la mouche n&#39;échappe pendant le chargement d&#39;autres puits. Si de multiples mouches sont aspirées en un seulEh bien, laissez cette ouverture découverte jusqu&#39;à ce qu&#39;une seule mouche reste. </li><li> Après que tous les puits nécessaires sont remplis de mouches, basculer la chambre de façon à ce que la plaque inférieure soit vers le haut afin que la poussière puisse revêtir les mouches en tombant à travers le maillage. </li><li> Fixez fermement les plaques supérieure et inférieure en serrant les vis et tourbillissez la chambre pour pousser les mouches pendant 4 s. </li><li> Frappez la chambre (plaque supérieure vers le bas) contre une table deux fois pour que le colorant tombe sur l&#39;autre côté. Ensuite, retournez la chambre (plaque supérieure face recto) et frappez la chambre deux fois pour s&#39;assurer que le colorant se dépose sur le sol de la chambre inférieure à l&#39;écart de la mouche dans la chambre supérieure. </li><li> Pour contrôler les mouches qui ne sont pas autorisées à se marcher, passez immédiatement à l&#39;étape 3 du protocole. Pour les mouches qui complètent l&#39;analyse, passez à l&#39;étape 2.7. </li><li> Reposez la chambre à plat sur une table ou un comptoir avec la plaque supérieure vers le haut pendant trente minutes pour permettre aux mouches de se marier. Placez le chambDans un espace sans bruit et sans vibrations pour maintenir votre environnement constant pour toutes les expériences de toilettage (niveaux d&#39;éclairage, humidité et température). Un incubateur de table à la RT ou à 25 ° C avec des contrôles d&#39;humidité est idéal. </li></ol> 3. Préparation des échantillons et analyse de l&#39;absorbance <ol><li> Garder le niveau de la chambre avec la plaque supérieure vers le haut, dévisser doucement la plaque inférieure et l&#39;enlever de la chambre en prenant soin de ne pas perdre de colorant. </li><li> Placez la chambre sur un tampon Fly CO 2 avec un faible débit d&#39;air jusqu&#39;à ce que les mouches soient anesthésiées. </li><li> Dévissez la plaque supérieure de la chambre. Utilisez soigneusement une pince pour attraper une jambe et déplacer une mouche saupoudrée de chaque chambre et déposez-la dans un tube de microcentrifugeuse de 1,5 mL contenant de l&#39;EtOH. Le temps de transfert pour 15 chambres contenant chacune une mouche est d&#39;environ 3-5 minutes. Les expérimentateurs devraient tenir compte des temps de transfert si / lors d&#39;expériences échelonnées avec de multiples chambres pour assurer une mise en scène efficace des expériences. </Li&gt; <li> Une fois que chaque tube de microcentrifugeuse contient 1 mouche, fermez le capuchon et inversez le tube trois fois pour agiter et mélanger la solution de colorant et d&#39;éthanol. </li><li> Incuber les tubes contenant de l&#39;éthanol et les mouches pendant 5 h à la température ambiante pour assurer une élimination complète du colorant de la mouche en solution. Après les 5 h, tournez brièvement chaque tube (2 s) pour assurer le dégagement du colorant des mouches. </li><li> Aliquote 50 μL du tube expérimental de 1,5 mL dans un puit d&#39;une plaque à 96 puits si disponible, en prenant note de l&#39;emplacement de chaque échantillon sur la plaque. Ajouter 200 μL d&#39;EtOH pour diluer l&#39;échantillon 5x. La dilution évite les effets de plafond des mouches fortement épissées ou de grands défauts de toilettage. </li><li> Utilisez un lecteur de plaques pour analyser chaque échantillon à 397 nm. Alternativement, mesurer l&#39;absorbance pour les échantillons individuels et les ébauches sur un spectrophotomètre standard dans le spectre visible si un lecteur de plaque n&#39;est pas disponible. </li><li> Lisez et enregistrez l&#39;échantillon à travers le lecteur de plaques et enregistrez la feuille de calcul avec le recordeD échantillons sur la plaque. </li></ol> 4. Quantification des résultats <ol><li> Compilez les résultats pour tous les échantillons et mesurez la variance pour chaque génotype ou état. NOTE: L&#39;accumulation de teinture au moment 0 min et au moment de 30 min sont considérées comme des conditions distinctes en utilisant une analyse statistique par une correction ANOVA et Bonferroni unidirectionnelle ou d&#39;autres corrections pour de multiples comparaisons parallèles. </li><li> Calculer la différence de pourcentage de toilettage pour chaque génotype / état en utilisant l&#39;équation suivante: [(valeur moyenne d&#39;accumulation de colorant au temps 0 &#39;- valeur moyenne d&#39;accumulation de colorant au temps 30&#39;) / valeur moyenne d&#39;accumulation de colorant au temps 0] x 100. </li><li> Exprimez le pourcentage pour chaque génotype et condition dans les diagrammes à barres et comparez les génotypes et les conditions. </li></ol>

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Les auteurs ne déclarent aucun conflit d&#39;intérêts.

Le test de toilettage est relativement simple, mais nous recommandons aux expérimentateurs d&#39;accorder une attention particulière aux problèmes suivants. Le maintien d&#39;un joint étanche en serrant les vis sur les plaques supérieure et inférieure après l&#39;introduction des mouches et du colorant est essentiel pour des résultats reproductibles. Le colorant Jaune Brilliant est très fin et les joints lâches permettront des pertes de teinture des bords de la chambre. L&#39;irrégularité de la teneur en tei...

Toilettage dans Drosophila melanogaster ( D. melanogaster ) est un comportement inné robuste qui implique la coordination de multiples programmes moteurs indépendants 1 . Les mouches des fruits nettoient leurs corps de poussière, microbes et autres agents pathogènes qui pourraient entraver une fonction physiologique normale telle que la vision et le vol, ou conduisent à des défis immunitaires importants. En détectant et en réponse à la fois mécanique 2 et l&#39;activation immunitaire 3 , les mouches se frottent de façon répétitive les jambes ensemble ou sur une région ciblée du corps jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit suffisamment propre et que le soin de toilette progresse dans une autre partie du corps. Les mouches effectuent des mouvements de toilettage dans des épisodes distincts qui se produisent principalement dans des motifs stéréotypés 1 , 4 . Une hiérarchie comportementale devient évidente lorsque les signaux de toilettage sont priorisés. Les circuits et les modèles d&#39;activité ont été identifiés en appui oFa modèle que les programmes de toilettage en haut de la hiérarchie se produisent d&#39;abord et supprime les signaux parallèles provenant des zones du corps qui sont préparées par la suite 5 . La plus haute priorité est donnée à la tête, puis à l&#39;abdomen, aux ailes et enfin au thorax 5 . Le programme de toilettage de D. melanogaster est un système idéal pour l&#39;étude des circuits neuronaux, des signaux moléculaires modulateurs et des neurotransmetteurs. Par exemple, le compromis de la fonction 6 de la neurofibromine, la perte de la protéine de retardement 10 fragile X de Drosophila ( dfmr1 ) 7 et l&#39;exposition au bisphénol A (BPA) 8 provoquent tous des traitements généraux excessifs et d&#39;autres comportements analogues aux symptômes humains discrets de neurofibromatose, fragiles X Le syndrome et les aspects des troubles du spectre autistique et du trouble déficitaire de l&#39;attention avec hyperactivité (TDAH), respectivement. Le comportement de toilettage peut aussi être habituéDérivé de façon différentielle à travers les souches mutantes 2 , prêtant ce programme moteur à des études de plasticité comportementale. L&#39;ampleur des phénomènes neurologiques qui peuvent être modélisés par Drosophila exige une nouvelle approche comparative pour mesurer la capacité des mouches de se toiletter. L&#39;action combinée des transporteurs de monoamine vésiculaire et l&#39;abondance relative de la dopamine et d&#39;autres amines biogènes dans le corps ont montré que la médiation du comportement de toilettage des mouches des fruits 9 , 10 . L&#39;octopamine et la dopamine stimulent l&#39;activité comparable de toilettage des jambes postérieures dans les mouches décapitées, tandis que la tyramine, le précurseur de l&#39;octopamine, déclenche également un soin moindre 7 . Quatre récepteurs de dopamine ont été identifiés dans D. melanogaster 11 , 12 , 13 , 14 </sup&gt;. En utilisant la méthode de dosage de toilettage décrite dans ce protocole, nous avons déterminé un rôle pour le récepteur de Dopamine de type I DopR ( DopR, dDA1, stupide ) dans le comportement de toilettage des lèvres 15 . Le soin de toilette peut être quantifié indirectement en examinant l&#39;étendue de la propreté par laquelle un animal peut se toiletter complètement après avoir dépoussiéré le corps entier avec un colorant marqueur ou une poussière fluorescente 5 , 16 . Le reste de la poussière laissée sur le corps peut être utilisé comme marqueur relatif pour le comportement global. Les mouches en poudre après avoir eu suffisamment de temps pour se marier peuvent manifester un déficit spécifique dans le comportement de toilettage. Au fur et à mesure que les enquêtes de toilettage sont devenues plus étendues, les protocoles ont incorporé des pratiques telles que la décapitation pour ajouter des traitements pharmacologiques sur les nerfs conjonctifs du cou 10 , la stimulation tactile des poils pour susciter la réponse au groom 2 ,Et enregistrement vidéo de comportement 15 . L&#39;observation directe du toilettage peut être facilement étudiée en utilisant l&#39;observation visuelle et l&#39;enregistrement manuel de la fréquence et de la durée des événements de toilettage spécifiques 4 . Nous avons conçu une chambre de toilettage de quinze puits qui peut être construite avec une imprimante 3D ou un coupe-laser, et les modèles de modèles sont disponibles pour la reproduction 15 . La conception utilise deux plaques centrales jointes avec des ouvertures assorties et séparées par un maillage et deux plaques supérieures et inférieures, à partir desquelles les mouches et / ou le colorant sont chargés, respectivement. Après avoir autorisé le temps de mouches à épiler, nous les déposons dans de l&#39;éthanol pour solubiliser le colorant et mesurer l&#39;absorbance de cette solution à la longueur d&#39;onde du colorant. Un lecteur de plaques peut être utilisé pour de multiples échantillons parallèles ou un spectrophotomètre à lecture unique peut être utilisé pour des échantillons individuels. Cette méthode minimise l&#39;erreur induite par la manipulation et alDes tests de toilettage permettant d&#39;exécuter une échelle plus petite et moins coûteuse. Cette méthode est dérivée et modifiée à partir des méthodes mises au point par Julie Simpson et Andrew Seeds, qui utilisent des chambres de toilettage plus grandes avec des éléments chauffants pour des manipulations de circuits sensibles à la température 5 . Le protocole suivant montre la quantification du soin du corps entier ainsi que des méthodes alternatives pour quantifier l&#39;accumulation de colorant sur les parties du corps individuelles. Nous présentons également des exemples de données de comparaison entre les mutants WT et DopR , ainsi que des méthodes pour calculer un indice de performance simple pour le comportement de toilettage.

<table><tbody><tr><td>High-Flex Tygon PVC Clear Tubing</td><td>McMaster-Carr</td><td>5229K54</td><td>ID 1/8&quot;, OD 1/4&quot;, used with micropipettor tips and mesh to construct mouth aspirators</td></tr><tr><td>Micropipette tips (1 mL and 200 &amp;#956;L)</td><td>Genesee Scientific</td><td>24-165, 24-150R</td><td></td></tr><tr><td>Nylon Mesh Screen, 2 x 2.6&quot;</td><td>McMaster-Carr</td><td>9318T44</td><td>Used to construct grooming chamber and mouth aspirators</td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps</td><td>Roboz Surgical Instrument</td><td>RS-5050</td><td></td></tr><tr><td>Brilliant Yellow Dye</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>201375-25G</td><td>we recommend use of nitrile gloves while handling this product</td></tr><tr><td>Vortexer</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-812</td><td>set to &quot;touch&quot;</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Carolina Biological Supply</td><td>86-1282</td><td></td></tr><tr><td>1.5 mL microcentrifuge tubes</td><td>VWR International</td><td>10025-726</td><td></td></tr><tr><td>0.65 mL microcentrifuge tubes</td><td>VWR International</td><td>20170-293</td><td>tubes can be reused with successive assays</td></tr><tr><td>UV 96-well plate</td><td>Corning</td><td>26014017</td><td></td></tr><tr><td>BioTek Synergy HTX Platereader</td><td>BioTek</td><td>need to download catalog to access product number</td><td>http://www.biotek.com/products/microplate_detection/synergy_htx_multimode_microplate_reader.html?tab=overview</td></tr><tr><td>Gen5 Microplate Reader and Imager Software</td><td>BioTek</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microsoft Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td>https://www.microsoftstore.com/store/msusa/en_US/pdp/Excel-2016/productID.323021400?tduid=(65d098c0e83b86c952bdff5b0719c83f)(256380)(2459594)(SRi0yYDlqd0-LI..ql4M2LoZBEhcBljvIA)()</td></tr><tr><td>Drosophila Incubator</td><td>Tritech</td><td>DT2-CIRC-TK</td><td></td></tr><tr><td>1/4&quot; acrylic plastic</td><td>McMaster-Carr</td><td>8473K341</td><td></td></tr><tr><td>8 - 32 nuts</td><td>McMaster-Carr</td><td>90257A009</td><td></td></tr><tr><td>8 - 32 x 1&quot; hex cap screws</td><td>McMaster-Carr</td><td>92185A199</td><td>the bottom plate needs to be tapped for this size screw</td></tr><tr><td>8 - 32 x 1/2&quot; hex cap screws</td><td>McMaster-Carr</td><td>92185A194</td><td>the second plate from the top needs to be tapped</td></tr><tr><td>2 - 56 3/8&quot; flat head phillips machine screws</td><td>McMaster-Carr</td><td>91500A088</td><td>these hold the two middle plates together</td></tr><tr><td>0.175&quot; ID, 1/4&quot; OD, 0.34&quot; aluminum pipe</td><td>McMaster-Carr</td><td>92510A044</td><td>Manufactured in-house; product listed is approximately the same dimensions and should work for size 8 screws.&amp;nbsp; These act as sheaths for the 1&quot; screws and set the hex cap up slightly from the surface of the top plate</td></tr></tbody></table>

quantification of drosophila grooming behavior

Le comportement de toilettage de Drosophila est un programme complexe de locomoteurs à plusieurs étapes qui nécessite un mouvement coordonné des membres antérieurs et des pattes arrière. Nous présentons ici un protocole d&#39;analyse de toilettage et un nouveau design de chambre qui est rentable et évolutif pour les études à petite ou grande échelle de toilettage de Drosophila . Les mouches sont répandues dans leur corps avec un colorant Jaune Brillant et ont le temps de retirer le colorant de leur corps dans la chambre. Les mouches sont ensuite déposées dans un volume déterminé d&#39;éthanol pour solubiliser le colorant. L&#39;absorbance spectrale relative des échantillons de colorant-éthanol pour les animaux soignés contre les non-tissés est mesurée et enregistrée. Le protocole fournit des données quantitatives sur l&#39;accumulation de colorant pour les mouches individuelles, qui peuvent être facilement calculées en moyenne et comparées entre les échantillons. Cela permet aux conceptions expérimentales d&#39;évaluer facilement la capacité de toilettage pour les études sur les animaux mutants ou les manipulations de circuits. Cette procédure efficace est à la fois polyvalente et évolutive. Nous montrons wFlux ork du protocole et données comparatives entre des animaux WT et des animaux mutants pour le récepteur Dopamine Drosophila de type I ( DopR ).

Le test de toilettage produit des données quantitatives pour évaluer la performance comportementale en fonction du reste relatif de colorant accumulé laissé sur les corps des mouches après un temps de mesure pour le toilettage (30 min). Des exemples d&#39;images de la conception de la chambre de toilettage coulissante et des étapes principales de l&#39;analyse sont mis en évidence à la figure 1 . Les mouches agrégent une quantité significative de colorant prove...

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Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Ce protocole décrit une technique de dosage personnalisable évolutive dans Drosophila qui produit des données robustes et quantitatives pour mesurer le comportement de toilettage. La méthode est basée sur la comparaison de la différence dans l&#39;accumulation de colorant sur les corps des animaux non-soignés par rapport aux animaux soignés sur une période de temps déterminée.

Quantification du comportement de toilettage de la drosophile

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

quantification-of-drosophila-grooming-behavior

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.0K vues.  Williams College.  Ce protocole décrit une technique de dosage personnalisable évolutive dans Drosophila qui produit des données robustes et quantitatives pour mesurer le comportement de toilettage. La méthode est basée sur la comparaison de la différence dans l'accumulation de colorant sur les corps des animaux non-soignés par rapport aux animaux soignés sur une période de temps déterminée. 

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Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Méthodes de dosage à Drosophila Comportement

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Recherche

Neurosciences

Drosophila Passive Avoidance Behavior as a New Paradigm to Study Associative Aversive Learning

This protocol describes a new paradigm for analyzing aversive associative learning in adult flies (Drosophila melanogaster). The paradigm is analogous to passive avoidance behavior in laboratory rodents in which animals learn to avoid a compartment where they have previously received an electric shock. The assay takes advantage of negative geotaxis in flies, which manifests as an urge to climb up when they are placed on a vertical surface. The setup consists of vertically oriented upper and lower compartments. On the first trial, a fly is placed into a lower compartment from where it usually exits&#160;within 3-15 s, and steps into the upper compartment where it receives an electric shock. During the second trial, 24 h later, the latency is significantly increased. At the same time, the number of shocks is decreased compared to the first trial, indicating that flies formed long-term memory about the upper compartment. The recordings of latencies and number of shocks could be performed with a tally counter and a stopwatch or with an Arduino-based simple device. To illustrate how the assay can be used, the passive avoidance behavior of D. melanogaster and D. simulans male and female were characterized here. Comparison of latencies and number of shocks revealed that both D. melanogaster and D. simulans flies efficiently learned the passive avoidance behavior. No statistical differences were observed between male and female flies. However, males were a little faster while entering the upper compartment on the first trial, while females received a slightly higher number of shocks in every retention trial. The Western diet (WD) significantly impaired learning and memory in male flies while flight exercise counterbalanced this effect. Taken together, the passive avoidance behavior in flies offers a simple and reproducible assay that could be used for studying basic mechanisms of learning and memory.

Drosophila Passive Avoidance Behavior as a New Paradigm to Study Associative Aversive Learning

This work describes a simple behavioral paradigm that allows the analysis of aversive associative learning in adult fruit flies. The method is based on suppressing the innate negative geotaxis behavior due to the association formed between a specific environmental context and an electric shock.

Drosophile Le comportement d’évitement passif comme nouveau paradigme pour étudier l’apprentissage aversif associatif

This protocol describes a new paradigm for analyzing aversive associative learning in adult flies (Drosophila melanogaster). The paradigm is analogous to ...

Sciences du comportement

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

Drosophila melanogaster is a powerful experimental model system for studying the function of the nervous system. Gene mutations that cause dysfunction of the nervous system often produce viable larvae and adults that have locomotion defective phenotypes that are difficult to adequately describe with text or completely represent with a single photographic image. Current modes of scientific publishing, however, support the submission of digital video media as supplemental material to accompany a manuscript. Here we describe a simple and widely accessible microscopy technique for acquiring high-quality digital video of both Drosophila larval and adult phenotypes from a lateral perspective. Video of larval and adult locomotion from a side-view is advantageous because it allows the observation and analysis of subtle distinctions and variations in aberrant locomotive behaviors. We have successfully used the technique to visualize and quantify aberrant crawling behaviors in third instar larvae, in addition to adult mutant phenotypes and behaviors including grooming.

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

Here we describe a simple and widely accessible microscopy technique to acquire high-quality digital video of Drosophila adult and larval mutant phenotypes from a lateral perspective.

Acquisition de haute qualité vidéo numérique de<em&gt; Drosophila</em&gt; Comportements larvaire et adulte à partir d&#39;un point de vue latéral

Drosophila melanogaster is a powerful experimental model system for studying the function of the nervous system. Gene mutations that cause dysfunction of ...

<meta charset="utf8"></head><body>Tests comportementaux pour les troubles du spectre autistique dans des modèles murins

Strategies for Assessing Autistic-Like Behaviors in Mice

Autism spectrum disorder (ASD) is a neurobiologically complex condition with a heterogeneous genetic etiology. Clinically, ASD is diagnosed by social communication impairments and restrictive or repetitive behaviors, such as hand flapping or lining up objects. These behavioral patterns can be reliably observed in mouse models with ASD-linked genetic mutations, making them highly useful tools for studying the underlying cellular and molecular mechanisms in ASD. Understanding how genetic changes affect the neurobiology and behaviors observed in ASD will facilitate the development of novel targeted therapeutic compounds to ameliorate core behavioral impairments. Our lab has employed several protocols encompassing well-described training and testing procedures that reflect a wide range of behavioral deficits related to ASD. Here, we detail two assays to study the core features of ASD in mouse models: self-grooming (a measure of repetitive behavior) and the three-chamber social interaction test (a measure of social interaction approach and preference for social novelty).

<meta charset="utf8"></head><body>Stratégies d’évaluation des comportements de type autistique chez la souris

Rodent models are valuable tools for studying core behaviors related to autism spectrum disorder (ASD). In this article, we expound on two behavioral tests for modeling the core features of ASD in mice: self-grooming, which assesses repetitive behavior, and the three-chamber social interaction test, which documents social impairments.

Stratégies d’évaluation des comportements de type autistique chez la souris

Autism spectrum disorder (ASD) is a neurobiologically complex condition with a heterogeneous genetic etiology. Clinically, ASD is diagnosed by social ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Haute résolution La quantification du comportement Odor-guidée dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Utilisation de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

A Behavioral Essai pour mécanosensibilité de marcm-fondé clones dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Drosophila Courtship Conditioning As a Measure of Learning and Memory

Many insights into the molecular mechanisms underlying learning and memory have been elucidated through the use of simple behavioral assays in model organisms such as the fruit fly, Drosophila melanogaster. Drosophila is useful for understanding the basic neurobiology underlying cognitive deficits resulting from mutations in genes associated with human cognitive disorders, such as intellectual disability (ID) and autism. This work describes a methodology for testing learning and memory using a classic paradigm in Drosophila known as courtship conditioning. Male flies court females using a distinct pattern of easily recognizable behaviors. Premated females are not receptive to mating and will reject the male&#39;s copulation attempts. In response to this rejection, male flies reduce their courtship behavior. This learned reduction in courtship behavior is measured over time, serving as an indicator of learning and memory. The basic numerical output of this assay is the courtship index (CI), which is defined as the percentage of time that a male spends courting during a 10 min interval. The learning index (LI) is the relative reduction of CI in flies that have been exposed to a premated female compared to na&#239;ve flies with no previous social encounters. For the statistical comparison of LIs between genotypes, a randomization test with bootstrapping is used. To illustrate how the assay can be used to address the role of a gene relating to learning and memory, the pan-neuronal knockdown of Dihydroxyacetone phosphate acyltransferase (Dhap-at) was characterized here. The human ortholog of Dhap-at, glyceronephosphate O-acyltransferase (GNPT), is involved in rhizomelic chondrodysplasia punctata type 2, an autosomal-recessive syndrome characterized by severe ID. Using the courtship conditioning assay, it was determined that Dhap-at is required for long-term memory, but not for short-term memory. This result serves as a basis for further investigation of the underlying molecular mechanisms.

Drosophila Courtship Conditioning As a Measure of Learning and Memory

This protocol describes a Drosophila learning and memory assay called courtship conditioning. This classic assay is based on a reduction of male courtship behavior after sexual rejection by a non-receptive premated female. This natural form of behavioral plasticity can be used to test learning, short-term memory, and long-term memory.

Drosophila Courtship Conditionnement en tant que mesure de l&#39;apprentissage et de la mémoire

Many insights into the molecular mechanisms underlying learning and memory have been elucidated through the use of simple behavioral assays in model ...

Drosophile Modèles de traits génétiques et comportementaux des troubles du spectre autistique

Paradigms for Behavioral Assessment in Drosophila Model of Autism Spectrum Disorder

Autism Spectrum Disorder (ASD) encompasses a heterogeneous group of neurodevelopmental disorders with common behavioral symptoms including deficits in social interaction and ability for communication, enhanced restricted or repetitive behaviors, and also, in some cases, learning disability and motor deficit. Drosophila has served as an unparalleled model organism for modeling a great number of human diseases. As many genes have been implicated in ASD, fruit flies have emerged as a powerful and efficient way to test the genes putatively involved with the disorder. As hundreds of genes, with varied functional roles, are implicated in ASD, a single genetic fly model of ASD is unfeasible; instead, individual genetic mutants, gene knockdowns, or overexpression-based studies of the fly homologs of ASD-associated genes are the common means for gaining insight regarding molecular pathways underlying these gene products. A host of behavioral techniques are available in Drosophila which provide easy readout of deficits in specific behavioral components. Social space assay and aggression and courtship assays in flies have been shown to be useful in assessing defects in social interaction or communication. Grooming behavior in flies is an excellent readout of repetitive behavior. Habituation assay is used in flies to estimate the ability for habituation learning, which is found to be affected in some ASD patients. A combination of these behavioral paradigms can be utilized to make a thorough assessment of the human ASD-like disease state in flies. Using Fmr1 mutant flies, recapitulating Fragile-X syndrome in humans, and POGZ-homolog row knockdown in fly neurons, we have shown quantifiable deficits in social spacing, aggression, courtship behavior, grooming behavior, and habituation. These behavioral paradigms are demonstrated here in their simplest and straightforward forms with an assumption that it would facilitate their widespread use for research on ASD and other neurodevelopmental disorders in fly models.

Pleins feux sur l’auteur : Explorer les symptômes du trouble du spectre autistique chez les mouches des fruits - Modèles génétiques et tests comportementaux

Autism Spectrum Disorder (ASD) is associated with impaired social and communicative behavior and the emergence of repetitive behavior. For studying the interrelation between ASD genes and behavioral deficits in the Drosophila model, five behavioral paradigms are described in this paper for assaying social spacing, aggression, courtship, grooming, and habituation behavior.

Paradigmes pour l’évaluation comportementale dans le modèle de trouble du spectre autistique de la drosophile

Autism Spectrum Disorder (ASD) encompasses a heterogeneous group of neurodevelopmental disorders with common behavioral symptoms including deficits in ...

Quantification du comportement de toilettage de la drosophile

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Méthodes de dosage à Drosophila Comportement

Drosophile Le comportement d’évitement passif comme nouveau paradigme pour étudier l’apprentissage aversif associatif

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Haute résolution La quantification du comportement Odor-guidée dans

A Behavioral Essai pour mécanosensibilité de marcm-fondé clones dans

Drosophila Courtship Conditionnement en tant que mesure de l'apprentissage et de la mémoire

Paradigmes pour l’évaluation comportementale dans le modèle de trouble du spectre autistique de la drosophile