En utilisant le nerf médian du rat, il est possible de reproduire adéquatement les lésions nerveuses périphériques chez l’homme. Cliniquement, la plupart de ces lésions se produisent, dans l’extrémité supérieure qui prête le soutien à l’utilisation de ce modèle expérimental. Dans cet article, nous allons montrer, comment produire différents types de lésions nerveuses médianes chez le rat.
En outre, nous allons illustrer, comment évaluer la récupération fonctionnelle de ce nerf à l’aide de plusieurs tests. Le nerf médian provient des segments de la moelle épinière C6 à T1. Le nerf médian est mis en évidence en vert. Dans cette vidéo, les rideaux chirurgicaux ne sont pas utilisés à des fins de démonstration.
S’il vous plaît inclure un drapé lors de l’exécution de la chirurgie. La peau dans l’aspect médial du bras droit et de la région pectorale est incisée jusqu’au plan profond des fascias. Les vaisseaux qui saignent sont soigneusement ligatés.
Ensuite, le fascia brachial est soigneusement coupé, en prenant soin de ne pas endommager les structures vasculaires et nerveuses, dans l’aspect médial du bras. Une paire de ciseaux est ouverte sans ambages en dessous, l’insertion terminale du muscle pectoralis majeur, afin de taquiner ce muscle, loin de l’artère et de la veine axillaires sous-jacentes, ainsi que des branches terminales du plexus brachial. L’insertion de pectoralis muscle majeur, est ensuite divisé avec une cautérisation électrique.
Le muscle mineur pectoralis est ensuite exposé et coupé. Le nerf médial est alors disséqué sans ambages des vaisseaux brachiaux et du nerf ulnaire jusqu’à la région du coude. Il est maintenant possible d’observer les différentes branches terminales du plexus brachial, à savoir le Terre-Plein central, l’Ulnar, le Radial, l’Axillaire et les nerfs musculocutanés.
Avec le nerf médian exposé et isolé différentes blessures mécaniques peuvent être induites. Un groupe Sham peut être créé, en disséquant seulement le nerf médian. Dans le groupe d’écrasement, le nerf médian est comprimé, utilisant des forceps de microchirurgie pendant 15 secondes.
Le groupe d’excision résulte de l’enlèvement d’un segment de 10 millimètres de long du nerf médian. La souche proximale du nerf médian est ligated avec le 8-0 suture en nylon pour prévenir la croissance axonale. Alternativement, il est possible de faire pivoter le segment excisé à 180 degrés et de l’utiliser comme greffe nerveuse autologue.
Dans ce cas, les souches proximales et distales de la section dans le nerf média sont suturées à la greffe nerveuse à l’aide de points de nylon 10-0. La physiothérapie fait partie de la norme de soins des patients qui se rétablissent de lésions nerveuses périphériques. Il existe de multiples stratégies pour fournir la physiothérapie postopératoire aux rats, qui ont été soumis à des lésions nerveuses médianes.
Il est important de choisir de jeunes rats et de leur permettre d’avoir des contacts avec les instruments de physiothérapie avant la chirurgie. Ceux-ci assurent une adaptation plus facile et plus rapide aux paramètres d’exercice. En outre, les instruments de physiothérapie devraient permettre aux rats d’avoir un certain degré de liberté et idéalement leur permettre d’effectuer de beaux mouvements avec les scies avant.
Il existe plusieurs façons d’effectuer la physiothérapie. Par exemple, des sphères individuelles peuvent être utilisées. Mettez le rat à l’intérieur de la sphère, puis placez-le dans une pièce avec peu d’obstacles.
Laissez-le explorer la pièce pendant une demi-heure. Fais ça une fois par jour. Les rats peuvent également être logés dans des cages individuelles.
Avec roues de course incorporées. De cette façon, les rats peuvent faire de l’exercice, autant qu’ils le veulent et quand ils le veulent. Une autre possibilité est accommodante, les rats en groupes dans de plus grandes cages.
Personnalisez les cages à l’aide de cuirs, de cordes, de roues de course et d’autres éléments d’enrichissement environnemental. Cela leur permet une grande liberté de mouvement, en accord avec leur comportement exploratoire naturel et permet aux rats de se familiariser, avec certains des éléments présents, dans les tests fonctionnels. Avant d’effectuer les tests fonctionnels, familiarisez les rats avec les gâteries alimentaires que vous avez choisi d’utiliser comme renforcement positif.
Effectuer les tests dans la soirée, lorsque les rats sont naturellement plus actifs. Commencez par un test grasping. Placez le rat sur la grille et soulevez-le par sa queue en le laissant saisir la grille.
Lorsque le rat est capable d’attraper la grille, avec une force similaire avec les deux scies avant. Cela signifie que le nerf médian fonctionne et que le test de saisie est considéré comme positif. S’il ne peut pas saisir la grille avec la patte blessée, le test grasping est considéré comme négatif.
Pour le test pin prick, placez le rat sur la plate-forme et attendez quelques minutes jusqu’à ce que les activités exploratoires et majeures de toilettage disparaissent. Commencez lorsque le rat est immobile et debout sur les scies avant. À l’aide du miroir, insérez les cheveux von Frey à travers le maillage pour percer l’aspect palmaire de la scie avant.
Répétez cette répétition cinq fois sur chaque scie avant, alternativement, en attendant quelques secondes après chaque évaluation. Marquer la réponse retirer comme suit, zéro pour aucune réponse de retrait, si le rat enlève lentement la patte du filament et deux si le rat répond rapidement au stimulus et enlève la patte ou lèche la patte. Placez le rat au bas de l’échelle et touchez doucement la queue du rat.
Démarrez la écrocheuse une fois que le rat commence à marcher et arrêtez-le une fois que ses museaux traversent l’entrée des boîtes. Enregistrez l’heure et répétez le test trois fois. Placez le rat au bas de la corde et persuadez-le de l’escalader en touchant doucement sa queue.
Considérez le test valide si l’animal ne le fait pas, hésitez pendant la tâche ou cesse d’grimper. Démarrez la écrocheuse une fois que l’animal amorce l’escalade et arrêtez-la dès que le museau du rat franchit l’entrée de la plate-forme. Donnez au rat une collation après l’exécution, les tâches correctement et laissez-le, quelques minutes de repos avant de le répéter.
Placez un morceau de papier graphique sur le plancher des couloirs. Ensuite, prenez le rat par sa queue et laissez-le tenir le pinceau de peinture, imprégné de bleu méthylène. Placez-le à l’entrée du couloir pour le faire marcher à l’intérieur de la boîte.
Retirez le papier graphique du plancher des couloirs et répétez les tests jusqu’à ce que vous obteniez une bonne impression représentative des deux scies avant. À partir des tirages obtenus, sélectionnez-en un avec une bonne impression des pattes avant successives et mesurez les paramètres suivants. Longueur d’impression, écart de doigt, écart intermédiaire de doigt et facteur de position.
Enfin mesurer la distance entre le deuxième doigt de deux tirages successifs, la longueur stride. Pour effectuer l’évaluation thermographique, placez un morceau de colle latérale double sur l’éponge. Placez le rat dessus et collez les scies avant comme indiqué.
Attendez une minute pour dissiper l’échange de chaleur de la manipulation des pattes du rat. Prenez la caméra à un angle de 90 degrés et à environ 30 centimètres des rats. Faites deux acquisitions.
Tout d’abord, un thermogramme complet du corps, puis, se rapportant à la caméra au haut du corps du rat, faire le second. À partir du thermogramme obtenu, nous trouvons une région d’intérêt correspondant à la zone palmaire des scies avant. Mesurez les valeurs moyennes, minimales et maximales de température de cette zone sur les deux pattes et calculez les différences de température.
Pour effectuer l’évaluation suivante, exposer le nerf médian des deux côtés comme expliqué auparavant. Commencez par placer le rat sur son dos et mettez l’électrode juste montrée dans la peau. Les électrodes au sol sur la cuisse du rat et les électrodes stimulation et enregistrement, sur le membre supérieur gauche.
Mettez une électrode d’enregistrement, sur le ventre de muscle de digitorum de Flexorum, et les électrodes de stimulation, approximativement dans le nerf médian. Commencez l’acquisition avec une amplitude stimulus de 10 millivolts et augmentez-la progressivement, en étapes de 10 millivolt jusqu’à atteindre deux volts. Lors de l’acquisition, enregistrez l’amplitude Stimulus pour la première flexion visible des doigts.
C’est le seuil de stimulation motrice. L’amplitude minimale de stimulus, exigée pour obtenir un potentiel composé d’action de muscle, C.M.A.P.is un seuil neurologique de stimulation. Enfin, sélectionnez un représentant C.M.A.P, en réponse à un stimulus supramaximal et mesurez les paramètres suivants, Latence, Amplitude et Durée.
Pour effectuer l’évaluation de la résistance flexion, passez d’abord une boucle de suture de soie de cinq ou six à travers la zone palmaire de chaque scie avant et laissez-la avec cinq centimètres de longueur. Placez le rat sur son dos. Commencez par la scie avant gauche, accrochez la ligne de suture dans le crochet dynamomètre et alignez la scie avant avec le dynamomètre, sans mettre trop de pression sur le crochet.
Tenez les électrodes stimulantes, approximativement dans le nerf médian. Réglez l’amplitude stimulus à 1,5 volts et enregistrez la force instantanée pendant 30 secondes. À partir de la parcelle obtenue, analyser les valeurs de force maximales, minimales et moyennes et la zone sous la courbe.
Le flexor carpi radialis, qui est innervated par le nerf médian, est enlevé bilatéralement et pesé dans une échelle de précision. En ce qui concerne certains résultats représentatifs, dans le test de saisie, le pourcentage de rats avec une réponse positive, est le plus élevé dans le groupe Sham et il augmente progressivement au fil du temps, chez les rats du groupe nerve graft. Les résultats des tests pin prick sont plus élevés, dans le groupe Sham par rapport à ceux des groupes Graft ou Excision.
La vitesse du rat dans le test ladder running.est la plus élevée du groupe Sham que celle du rat soumise à la lésion médiale du labo. Parmi les plus légers, le temps de faire fonctionner l’échelle, tend à diminuer au fil du temps parant la récupération du nerf médian. Analogue à ce qui est observé dans le test ladder running, le temps que les rats prennent pour grimper à la corde, est inférieur dans le groupe Sham, par rapport aux groupes dans lesquels le nerf médian est blessé.
La vitesse du rat, dans ce test, augmente chez les rats, dans lequel un nerf médian est autorisé à récupérer. Comme le montrent ces graphiques à barres, l’analyse des rats qui marchent, tend à montrer des changements dans la morphologie des empreintes de pattes. Ces changements sont souvent plus prononcés, dans les blessures écrasantes que dans les lésions nerveuses segmentales.
Ce graphique montre que la thermographie semble être, un outil utile pour rechercher les différences de température, entre les scies avant dans les 30 premiers jours après la chirurgie. Ces différences de température sont plus visibles, chez les rats avec le nerf médian plus gravement blessé, comme dans ceux du groupe Excision. La force de flexion du rat est directement corrélée, avec le degré de récupération nerveuse.
Être le plus proche de la normale lorsque la récupération est maximale, comme on peut le voir dans ces graphiques à barres comparant la force, dans les deux pattes dans Excision et les groupes de greffe nerveuse. En ce qui concerne l’électroeuromyographie, différents modèles peuvent être observés. Un potentiel normal de C.M.A.P., est typique d’un rat du groupe Sham.
Tandis que le C.M.A.P.is associé, avec un degré variable de lésion du nerf médian, comme se produit dans l’écrasement et dans les groupes de greffe de nerf. Dans le groupe Excision, il n’y a pas de C.M.A.P.L’onde et la morphologie des radialis flexor carpi dépendent de la récupération médiane du nerf. Ces deux images montrent ces muscles, dans les groupes Sham et Excision.
Comme montré dans cet article, le nerf médian de rat est un modèle commode de lésion et de réparation périphériques de nerf. Plusieurs stratégies normalisées sont disponibles pour évaluer la récupération motrice et sensorielle. Bon nombre d’entre elles ne sont pas invasives, ce qui permet une évaluation quotidienne.
Enfin, les milieux expérimentaux de physiothérapie peuvent simuler le rétablissement dans le contexte clinique, facilitant la stipulation des résultats pour l’espèce humaine.
