Nous remercions la Fondation de la famille Paul G. Allen d’avoir financé cette recherche et sommes reconnaissants à Ruth Gates pour l’inspiration d’utiliser la technologie pour aider à conserver les récifs. Nous remercions également la NOAA et d’autres collaborateurs pour leur discussion réfléchie concernant ces méthodes. Enfin, nous remercions Catie Foley et Patrick Nichols d’avoir fourni le drone et la vidéo sous-marine de ces méthodes.
Nous reconnaissons la National Fish and Wildlife Foundation comme partenaire financier dans ce travail.

1. Matériaux
<ol><li>Caméra<ol><li>Assurer des spécifications minimales de durabilité et de nature étanche (ou un boîtier étanche) et une fréquence d’images minimale de 2 images / s (fps). Remarque : Une fréquence d’images minimale de ~4 ips a été utilisée dans cet exemple.</li>
		<li>Appareil photo reflex numérique à objectif unique (DSLR)<ol><li>Réglez l’appareil photo pour qu’il prenne des photos en continu à une fréquence de capture photo comprise entre 2 ips et 5 ips.</li>
			<li>Pour reproduire le protocole décrit dans cet exemple, utilisez un appareil photo dans un boîtier sous-marin (voir Tableau des matériaux) avec les réglages suivants : Mode manuel (M); f10, 18 mm; vitesse d’obturation = 1/320; compensation d’exposition = -1/3; qualité d’image = la plus élevée, pas de RAW; mode de conduite = continu; autofocus = AI SERVO; ISO = Auto, max3200; numérotation des fichiers = Réinitialisation automatique; rotation automatique de l’image = Désactivé; heure/date = UTC.</li>
		</ol></li>
		<li>Caméra d’action<ol><li>Réglez sur le mode vidéo ou le mode de prise de vue en continu à la résolution et à la fréquence d’images les plus élevées possibles. REMARQUE: La caméra d’action peut également être utilisée en mode continu tant que la fréquence d’images est de 2 images par seconde ou plus.</li>
			<li>Pour reproduire le protocole dans cet exemple (voir Tableau des matériaux), utilisez une caméra d’action étanche avec les paramètres suivants : Résolution vidéo = 4K (format 4:3) ; fréquence d’images = 30 ips. REMARQUE: Pour les caméras d’action, il peut être plus facile de fixer la ligne de la bobine au nageur plutôt qu’à la caméra. Dans cet exemple, la ligne était attachée au poignet du nageur par un petit cordon.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Plate-forme de bobine (Figure 1A)<ol><li>Assurez-vous que la bobine est de la taille appropriée pour contenir la longueur de ligne nécessaire pour le rayon du site d’étude. REMARQUE: La circonférence de la bobine contrôle l’espacement des lignes de nage en spirale et la longueur de la ligne détermine la zone d’échantillonnage. Dans cet exemple, une bobine de ~8 pouces (~20 cm) de diamètre a été utilisée pour un espacement des lignes de nage de ~50 pouces (~1,3 m). Voir 9 pour plus de détails.</li>
		<li>Sélectionnez un engin de montage de bobine avec un bord à bride (pour guider en douceur la ligne sur et hors de la bobine) et des points de fixation pour une poignée et un poteau (pour contrôler la hauteur à partir du substrat). Assurez-vous que l’engin de forage de bobine est intrinsèquement flottant négativement ou qu’il est fait de telle sorte avec l’ajout de poids. REMARQUE: Dans cet exemple, des tuyaux en polychlorure de vinyle (PVC) pour la poignée et le poteau ont été utilisés, et la bobine a été imprimée en 3D dans du plastique d’acide polylactique. Cependant, la bobine peut être aussi simple qu’un gros tuyau en PVC ou tout autre objet rond avec le diamètre souhaité.<ol><li>Pour une utilisation fréquente et/ou des conditions de terrain difficiles, choisissez une bobine faite d’un matériau plus durable tel que l’aluminium.</li>
			<li>Assurez-vous que la bobine ne tourne pas sur le poteau ou ne tourne pas lorsqu’elle est utilisée.</li>
		</ol></li>
		<li>Fixez la ligne à la bobine à une extrémité et à un clip détachable à l’autre pour la connexion à la caméra. Remarque : La longueur de la ligne définit le rayon du site. Ici, 6 m de ligne ont été utilisés pour des sites de 12 m de diamètre.</li>
	</ol></li>
	<li>Tuiles d’étalonnage<ol><li>Bien que des tuiles d’étalonnage spécialisées ne soient pas nécessaires, assurez-vous que des objets à flottabilité négative et reconnaissables de taille connue sont inclus dans le modèle à l’échelle. Tenez compte des conditions de surtension et de courant pour vous assurer que des matériaux appropriés sont utilisés, de sorte que les carreaux restent immobiles pendant la collecte de photos. REMARQUE: Ici, les modèles de marqueurs d’échelle disponibles dans le cadre de certains logiciels ont été imprimés sur du papier imperméable à l’eau, qui a été fixé à des carreaux de PVC de 1 pouce d’épaisseur.</li>
		<li>Les plongeurs auront besoin d’un moyen de mesurer la profondeur de la tuile. Dans notre exemple, nous utilisons une jauge de profondeur électronique (voir Tableau des matériaux).</li>
	</ol></li>
	<li>Correction des couleurs<ol><li>Réglez la balance des blancs sur l’appareil photo sur personnalisée. Prenez une photo d’une carte grise à 18% ou d’une ardoise de plongée blanche sous l’eau avant le début de chaque enquête SfM. Faites-le chaque fois qu’un nouveau site est démarré. REMARQUE: La photo permettra la correction des couleurs et aidera également à séparer les images téléchargées de différents sites lors de la réalisation de plusieurs enquêtes le même jour.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Méthodes détaillées
<ol><li>Sélection du site<ol><li>Sélectionnez un site qui a suffisamment d’espace pour nager la totalité du motif en spirale (~113 m2 dans cet exemple). En plus de la zone étudiée, incorporer une petite zone tampon pour s’assurer que toute la zone d’enquête est suffisamment photographiée pour produire des données de haute qualité.</li>
		<li>Tenez compte de la capacité et de l’équipement de l’équipe de deux personnes. Les sites peu profonds (< ~ 2 m) peuvent être étudiés en tuba, tandis que les sites plus profonds peuvent nécessiter une plongée sous-marine.</li>
	</ol></li>
	<li>Si vous prévoyez d’inspecter régulièrement le site à plusieurs reprises, marquez le point central, où la plate-forme de bobine sera placée, avec une étiquette ou une structure permanente (p. ex., barres d’armature ou parpaings). À tout le moins, prenez une coordonnée du système de positionnement global afin que le site puisse être déplacé à l’aide d’une impression de l’orthomosaïque. REMARQUE : Les structures sous-marines permanentes nécessitent généralement un permis.</li>
	<li>Préparez le site.<ol><li>Placez la bobine au milieu du site.</li>
		<li>Placez les tuiles d’étalonnage et notez leurs profondeurs. Placez les carreaux d’étalonnage face vers le haut, à ~2 m du centre. REMARQUE: Dans cet exemple, 3 tuiles d’étalonnage ont été placées dans un triangle autour du centre du site. Les carreaux d’étalonnage doivent être pondérés et positionnés de manière à assurer un mouvement minimal pendant la collecte des photos.</li>
	</ol></li>
	<li>Demandez au nageur de nager avec la caméra pendant que l’assistant s’occupe de la bobine.<ol><li>L’assistant place le poteau et la bobine attachée à la verticale au centre du site sélectionné et maintient la bobine verticale et stationnaire.</li>
		<li>Assurez-vous que le nageur attache le côté de la caméra le plus proche de la bobine à la ligne et tient la caméra vers le bas ~1 m du benthos. REMARQUE: Si le nageur doit incliner la caméra, essayez de vous assurer qu’elle est légèrement inclinée vers l’avant plutôt que vers l’arrière pour éviter de collecter des images dans l’ombre du nageur. Incliner légèrement la caméra vers l’avant pour la spirale vers l’extérieur et la spirale de retour peut également capturer de meilleurs angles du benthos et produire de meilleurs modèles, en particulier lorsqu’il y a des surplombs et des trous.</li>
		<li>Une fois que la caméra est correctement positionnée, le nageur commence à prendre des images continues du benthos tout en nageant vers l’avant et en maintenant la tension sur la ligne.</li>
		<li>Assurez-vous que le nageur continue de nager en spirale à une vitesse constante tout en prenant des photos jusqu’à ce que la ligne soit complètement déroulée de la bobine. REMARQUE: Le nageur doit essayer de rester à une distance constante de ~ 1 m au-dessus du benthos et nager la spirale à un rythme modéré pour assurer un chevauchement suffisant entre les images. En cas de doute, plus c’est lent, mieux c’est.</li>
		<li>Dans les environnements très accidentés (par exemple, les récifs coralliens), incluez un troisième travailleur (deuxième assistant) qui peut empêcher l’enchevêtrement de ligne en planant au-dessus du centre de la ligne et en la soulevant doucement au-dessus des obstacles.</li>
		<li>Lorsque la ligne est complètement débobinée, le nageur inverse les directions, refixe l’appareil photo si nécessaire, et nage l’appareil photo dans la direction opposée pour commencer à rembobiner la ligne sur la bobine tout en prenant des photos. REMARQUE: Nager la spirale inverse n’est pas absolument nécessaire, mais produira généralement de meilleurs modèles.</li>
		<li>Si une seule méthode en spirale est souhaitable pour gagner du temps, le nageur détachera la ligne de la caméra et passera à l’étape 2.4.12 pendant que l’assistant enroule la ligne et retire la plate-forme de bobine du site.</li>
		<li>Dès que le nageur commence à nager dans la direction opposée, l’assistant fait pivoter la bobine pour enrouler la ligne en 1/2 tour (180°) contre la nouvelle direction de nage. Ce 1/2 tour garantit que la trajectoire de retour du nageur est décalée par rapport à la trajectoire d’origine pour obtenir une plus grande couverture photographique du site.</li>
		<li>Assurez-vous que le nageur continue de prendre des photos et nagez la spirale inverse jusqu’à ce que la ligne soit presque complètement rembobinée autour de la bobine.</li>
		<li>Lorsque l’espacement entre le nageur et l’assistant empêche toute progression, le nageur cessera alors de prendre des photos pour détacher la caméra de la ligne et permettre à l’assistant de retirer la plate-forme de bobine du centre du site.</li>
		<li>Une fois la bobine retirée du site, le nageur image le centre du site en tenant la caméra tournée vers le bas et en déplaçant la caméra en un petit motif en spirale sur le centre du site.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Nettoyez le site.
<ol><li>Ramassez les carreaux d’étalonnage et tout autre équipement avant de quitter le site. REMARQUE: Ne laissez jamais de déchets ou d’équipement sur un site. Laissez toujours un site plus propre que vous ne l’avez trouvé.</li>
</ol>

<ol>
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Les auteurs n’ont pas d’intérêts financiers concurrents ou d’autres conflits d’intérêts.

Cette étude démontre que l’appareil photo reflex numérique et la caméra d’action produisent des modèles avec une résolution supérieure à 0,5 mm / pixel en moins de 10 heures de temps de traitement sur un ordinateur de bureau standard. Le principal compromis entre le reflex numérique et la caméra d’action, outre le coût, est une résolution plus fine par rapport à un temps de traitement plus rapide, respectivement. Cependant, les temps de traitement rapportés n’incluent que le traitement informatique. Ainsi, bien que le temps de calcul soit inférieur pour la caméra d’action, il y a une quantité importante de temps (10-20 min) investie dans l’extraction d’images à partir des vidéos qui n’est pas nécessaire avec le reflex numérique. Une alternative consiste à utiliser la caméra d’action en mode de prise de vue continue pour éviter l’extraction d’images. Le mode de prise de vue en continu n’a pas été utilisé dans cet exemple, car la caméra d’action ne peut filmer qu’à 2 ips, ce qui nécessite une vitesse de nage nettement plus lente pour collecter suffisamment d’images pour construire un modèle complet. À cet égard, il existe un compromis entre un temps plus long sur le terrain en utilisant le mode de prise de vue en continu et un temps plus long sur l’ordinateur, l’extraction d’images, lors de l’utilisation du mode vidéo.
Les avantages de la caméra d’action comprennent l’abordabilité et la facilité de transport et d’utilisation sous l’eau. Le principal avantage du reflex numérique est qu’il produit des images de plus haute résolution; Par conséquent, les appareils photo reflex numériques sont recommandés par rapport aux appareils photo d’action lorsque le premier n’est pas prohibitif. Les types de questions qu’une étude cherche à aborder seront également importants pour déterminer la méthode utilisée. Par exemple, une caméra d’action pourrait être préférable dans des environnements relativement homogènes (p. ex. herbiers marins, habitats de coraux et de gravats morts) ou où seules des mesures communautaires générales (telles que l’abondance, la diversité) sont évaluées sur de grandes échelles spatiales. Cependant, un appareil photo reflex numérique peut être déployé dans les cas où le suivi des changements à petite échelle dans des organismes ou des substrats individuels est intéressant.
Comme il s’agit d’une méthode de terrain, les résultats du modèle dépendront de divers facteurs environnementaux tels que l’éclairage, la clarté de l’eau, les conditions de surface, la quantité de surtension et le mouvement des poissons ou des structures benthiques non stationnaires (p. ex. herbiers marins). Bien qu’il n’y ait pas de seuil absolu indiquant quand il est approprié d’utiliser cette méthode, les jours légèrement nuageux avec une clarté d’eau élevée, des conditions de surface calmes et peu de surtension produisent généralement les meilleurs modèles. De plus, il y a une limite à la profondeur minimale requise pour ces méthodes. Ces méthodes ne fonctionnent pas bien dans des conditions où il y a moins de 0,5 m d’eau en raison du faible chevauchement entre les photos et du moins grand nombre d’éléments distinctifs par photo. Cependant, cela met en évidence un autre avantage de la caméra d’action, à savoir qu’elles sont plus petites et donc plus faciles à utiliser à des profondeurs moins profondes. De plus, une bobine de plus petit diamètre et une fréquence d’images plus élevée (ou un objectif grand angle) peuvent améliorer le chevauchement de l’image dans des conditions très peu profondes9.
De nombreux autres types de données peuvent être intégrés à cette approche. Par exemple, les orthomosaïques ont été utilisées pour montrer la densité spatiale des données moléculaires (par exemple, les gènes et les métabolites) sur les coraux 24 et les humains 25 en utilisant le logiciel open source 'ili'26. La même plate-forme pourrait également être utilisée pour cartographier les densités spatiales des animaux, des micro-organismes, des virus et / ou des produits chimiques dans l’environnement. D’autres exemples ont utilisé SfM pour annoter spatialement les espèces benthiques sur des orthomosaïques à l’aide d’un logiciel de système d’information géographique10. De plus, les modèles 3D générés par SfM peuvent être utilisés pour estimer les caractéristiques de l’habitat telles que la rugosité et la dimension fractale. En effet, les méthodes décrites ici ont été récemment utilisées pour dériver une nouvelle théorie géométrique des surfaces d’habitat10. Enfin, les orthomosaïques sont utilisées comme surfaces d’entrée pour des modèles de calcul spatialement explicites, ce qui permet de superposer des simulations dynamiques sur la surface 3D du modèle. Pouvoir générer facilement de grandes images et des représentations 3D d’habitats benthiques a permis aux scientifiques marins de répondre à des questions jusqu’alors inimaginables3.
Dans l’ensemble, voici un protocole détaillé pour effectuer une photogrammétrie SfM sous-marine avec des appareils photo reflex numériques ou des caméras d’action plus rentables. Ces méthodes peuvent être utilisées par les scientifiques à des fins très diverses, allant de l’extraction de données sur les écosystèmes benthiques au développement de surfaces d’entrée 3D pour des simulations in silico . Cependant, ces protocoles peuvent également être utilisés par des non-scientifiques dans le cadre des efforts de science citoyenne pour recueillir des informations précieuses sur les modèles de biodiversité, la complexité de l’habitat, la structure des communautés et d’autres paramètres écologiques.

Les processus écosystémiques sont naturellement dynamiques et peuvent être difficiles à quantifier. La dernière décennie a vu une poussée des nouvelles technologies pour capturer les écosystèmes et leur dynamique à diverses échelles allant du balayage laser 3D des caractéristiques individuelles des écosystèmes à la télédétection par satellite de grandes zones 1,2,3. Dans les habitats benthiques, la structure est intimement liée à la fonctionécosystémique 8, ce qui rend les outils qui permettent simultanément de surveiller la géométrie et la structure des communautés particulièrement précieux pour comprendre la dynamique écologique. Cependant, de nombreuses approches modernes ne peuvent pas être utilisées dans les systèmes aquatiques en raison des propriétés physiques de l’eau (p. ex. réfraction, distorsion, turbidité). Des techniques, telles que le LiDAR (Light Detection and Ranging) et certaines méthodes de relevés aériens, peuvent être appropriées à grande échelle spatiale, mais ne peuvent acquérir la résolution nécessaire pour évaluer les changements à petite échelle dans les habitats benthiques. Les méthodes de photogrammétrie SfM (Structure from Motion) ont récemment été adaptées pour produire des orthomosaïques à grande échelle et à haute résolution et des modèles de surface 3D d’habitats sous-marins 4,5,6,7.
La photogrammétrie SfM est une méthode relativement peu coûteuse, simple, non invasive et reproductible qui permet de produire des enregistrements à grande échelle et à haute résolution de l’environnement benthique dans les écosystèmes aquatiques9. SfM utilise une séquence d’images 2D pour générer des reconstructions de modèles 3D. Les modèles générés par SfM peuvent être utilisés pour recueillir des données sur la complexité structurelle (p. ex., rugosité, dimensionnalité)4,5,10,11,12 et la structure des communautés (p. ex., composition des espèces, démographie des populations)13,14,15 des écosystèmes benthiques. De plus, comme cette méthode est relativement peu coûteuse, rapide et reproductible, elle peut être utilisée par les scientifiques et les non-scientifiques pour recueillir des informations précieuses et objectives sur ces écosystèmes. Par conséquent, cette méthode est une technique viable à utiliser dans les projets de science citoyenne où la normalisation de l’effort d’échantillonnage, la minimisation des biais, l’engagement des participants et la facilité de formation sont essentiels à la qualité des données et au succès global16,17.
Cet article fournit un protocole détaillé pour la réalisation de relevés SfM sous-marins. Simultanément, l’utilisation d’un appareil photo reflex numérique a été comparée à celle d’une « caméra d’action » plus rentable, et les avantages et les inconvénients relatifs de chacun sont décrits. L’objectif global est de familiariser les scientifiques et les non-scientifiques avec les méthodes d’enquête SfM benthique aussi rapidement que possible en fournissant un protocole simple et couramment utilisé, ce qui favorise à son tour l’utilisation de cette méthode plus largement.  Pour des exemples d’études qui ont appliqué des variations de cette méthode pour étudier les communautés écologiques sous-marines, voir Burns et al. (2015)4, Storlazzi et al. (2016)18, Ventura et al. (2016 et 2018)19,20, Edwards et al. (2017)14, George et al. (2018)21, Anelli et al. (2019)22, et Torres-Pulliza et al. (2020)10.
La méthode décrite ici nécessite une équipe de plongée avec tuba ou de plongée sous-marine pour deux personnes. Une fois le site d’étude sélectionné, une bobine de ligne (Figure 1A) est placée au centre du site, et les tuiles d’étalonnage (Figure 1B) sont distribuées à ~2 m du centre. Une personne (le nageur) nage avec la caméra et capture des images du site, tandis que la deuxième personne (l’assistant) s’occupe de la bobine au centre de la parcelle (Figure 1C). Tout d’abord, le nageur connecte la caméra à la bobine via la ligne, puis commence à prendre des photos continues du benthos tout en nageant face contre terre et en avant pour dérouler la ligne de la bobine. Le nageur doit maintenir une distance verticale de ~1 m au-dessus du substrat en tout temps, en ajustant sa position pour correspondre à celle de la topographie pendant qu’il nage. Il est important de noter que la ligne reliant la bobine et la caméra doit rester tendue en tout temps pour créer un espacement uniforme dans la spirale pendant que le nageur surveille la parcelle. L’assistant maintient la bobine dans une position stable et verticale et veille à ce que la bobine ne tourne pas et que la ligne ne s’emmêle pas.
Une fois la ligne complètement déroulée, le nageur s’arrête, tourne et nage dans la direction opposée pour reculer la ligne autour de la bobine. Lorsque le nageur change de direction, l’assistant tourne la bobine pour enrouler la ligne, exactement 180° pour éviter le chevauchement exact de la trajectoire sortante. Une fois que le nageur est aussi près du centre que possible, la caméra est détachée de la ligne, et l’assistant prend la bobine et la ligne et nage loin de la partie centrale du site. Le nageur termine ensuite d’imager le centre de l’intrigue en déplaçant la caméra dans une petite spirale au-dessus du centre. Bien qu’il existe plusieurs façons d’imager efficacement une zone, la méthode de bobine et de ligne décrite ici est robuste, même dans des conditions environnementales non idéales où des eaux de surface agitées, une houle ou une faible visibilité pourraient autrement entraver la collecte de données. Dans ces scénarios, cette méthode maintient les plongeurs / plongeurs attachés et assure un chevauchement élevé des images en gardant le nageur sur une trajectoire contrôlée.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Action camera (GoPro Hero7 Black)</td>
			<td>GoPro</td>
			<td></td>
			<td>Could be any waterproof action camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adobe Lightroom</td>
			<td>Adobe</td>
			<td></td>
			<td>Color correction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calibration tiles ( flat PVC board cut to size for Agisoft targets. Attach a dive weight underneath if expecting waves)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any negatively buoyant object of known size and color. We recommend using the scale marker templates available from Agisoft Metashape software (v.1.6.0).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DSLR camera (Canon EOS Rebel SL3 )</td>
			<td>Canon</td>
			<td>3453C002AA</td>
			<td>Could be any DSLR camera in a underwater housing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Line (plastic clothes line filament)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any negatively buoyant line that is strong enough to withstand field use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro SDXC memory card (for GoPro)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oceanic Veo 2.0</td>
			<td>Oceanic</td>
			<td></td>
			<td>Digital depth gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SDXC memory card (for DSLR)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any SDXC memory card should work, so long as there is enough space to hold all the pictures necessary to build the model&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spool (2 inch-long section of 8 inch diameter PVC pipe which was attached to a 3 feet section of 1 inch PVC pipe to form the stem</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any negatively buoyant, round object of the desired diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Underwater camera housing for DSLR (Ikelite 200DLM/C Underwater TTL Housing)</td>
			<td>Ikelite</td>
			<td>6970.09</td>
			<td>Should be the specific water housing for the DSLR make and model</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Windows 10 desktop computer with an Intel i9-9900K 8-core CPU, two Nvidia GeForceRTX 2070 SUPER GPUs, and 128 GB of RAM.&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Processing&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a field primer for monitoring benthic ecosystems using structure-from-motion photogrammetry

La photogrammétrie Structure à partir du mouvement (SfM) est une technique utilisée pour générer des reconstructions tridimensionnelles (3D) à partir d’une séquence d’images bidimensionnelles (2D). Les méthodes SfM sont de plus en plus populaires comme moyen non invasif de surveiller de nombreux systèmes, y compris les paysages anthropiques et naturels, les structures géologiques et les écosystèmes terrestres et aquatiques. Ici, un protocole détaillé est fourni pour la collecte d’images SfM afin de générer des modèles 3D d’habitats benthiques. De plus, le coût, le gain de temps et la qualité de sortie de l’utilisation d’un appareil photo reflex numérique à objectif unique (DSLR) par rapport à un appareil photo d’action moins coûteux ont été comparés. Un compromis entre le temps de calcul et la résolution a été observé, l’appareil photo reflex numérique produisant des modèles avec plus de deux fois la résolution, mais prenant environ 1,4 fois plus de temps à produire que la caméra d’action. Cette introduction vise à fournir une description détaillée des étapes nécessaires à la collecte de données SfM dans les habitats benthiques pour ceux qui ne sont pas familiers avec la technique ainsi que pour ceux qui utilisent déjà des méthodes similaires.

Dans cet exemple, le site de récif 2_7 situé sur le récif Patch Reef 13 dans la baie de Kāneʻohe, Oʻahu, Hawaii, a été photographié, et 3 125 photos JPEG du reflex numérique et 3 125 captures d’images JPEG de la vidéo de la caméra d’action (tableau 1) ont été utilisées comme entrée pour créer les orthomosaïques et les modèles 3D. Le flux de travail général comprenait 5 étapes: 1) alignement des photos pour générer le nuage de points clairsemé, 2) mise à l’échelle du nuage de points clairsemé et optimisation des caméras, 3) construction du nuage de points dense (des cartes de profondeur ont également été générées au cours de cette étape), 4) construction du modèle numérique d’élévation (MNE) et de l’orthomosaïque, et 5) génération du modèle 3D et de la texture. Notez que les étapes 4 et 5 ne doivent pas nécessairement être effectuées dans cet ordre, mais elles doivent être effectuées après le traitement des nuages de points denses et des cartes de profondeur. Le géoréférencement des modèles doit avoir lieu avant la génération de l’orthomosaïque et du DEM. Les paramètres utilisés pour ces étapes et les détails du traitement sont décrits dans le tableau 2 et le tableau des matériaux, respectivement.
Pour des méthodes plus détaillées sur la façon de générer des modèles 3D et des orthomosaïques, voir le Matériel supplémentaire et Suka et al.23. Le temps de traitement était plus court pour le modèle dérivé de la caméra d’action pour chaque étape, y compris la génération de nuages de points clairsemés, la génération de nuages de points denses, le rendu du modèle maillé et le rendu du modèle texturé. Cela a conduit à un temps de traitement global nettement plus rapide pour le modèle de caméra d’action (6 h 39 min) que pour le modèle DSLR (9 h 14 min). Le temps exact de traitement du modèle varie en fonction de la puissance de calcul et des configurations matérielles spécifiques.
Le modèle généré à l’aide d’images de l’appareil photo reflex numérique contenait 2 848 358 points de nuage clairsemés et 787 450 347 points de nuages denses, tandis que le modèle généré à partir des images de la caméra d’action ne contenait que 2 630 543 points de nuage clairsemés et 225 835 648 points de nuage denses. Cela a conduit à ce que les modèles DSLR aient plus de 2 fois la résolution des caméras d’action que les modèles de caméras d’action avec des résolutions orthomosaïques de 0,442 et 0,208 mm / pixel pour les modèles dérivés des reflex numériques et des caméras d’action, respectivement (Tableau 1). Malgré la meilleure résolution du modèle reflex numérique par rapport au modèle de caméra d’action, les deux méthodes ont permis de produire des modèles de haute qualité avec peu de différence dans la représentation visuelle lorsque la zone de récif de ~113 m 2 était représentée sous la forme d’un modèle numérique d’élévation de 20 cm 2 (panneaux supérieurs de la figure 2) ou d’une projection orthomosaïque 2D (panneaux intermédiaires de la figure 2).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61815/61815fig01.jpg"> Figure 1 : Photogrammétrie de la structure à partir du mouvement. (A) Exemple d’un gréement de bobine pour contrôler la distance du nageur avec une poignée et une perche attachées pour un positionnement et une manipulation précis. (B) Carreaux d’étalonnage. (C) Un schéma du sentier de nage avec les positions relatives du nageur (vert) et de l’assistant (orange). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61815/61815fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61815/61815fig02.jpg"> Figure 2 : Comparaison visuelle des modèles numériques d’élévation et des orthomosaïques. Modèles numériques d’élévation (en haut) et orthomosaïques (au milieu) construits à partir d’images de reflex numériques (à gauche) et de caméras d’action (à droite). Le panneau inférieur est un zoom des zones dans les boîtes blanches dans les orthomosaïques. Les échelles de carte thermique dans le panneau supérieur représentent la distance de la surface de l’eau en mètres (m). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61815/61815fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Canon EOS Rebel SL3</td>
			<td>GoPro Hero 7</td>
		</tr><tr><td>Coût</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Caméra</td>
			<td>~$600.00</td>
			<td>~220,00 $US</td>
		</tr><tr><td>Boîtier sous-marin</td>
			<td>~1 700,00 $US</td>
			<td>NA</td>
		</tr><tr><td>Coût total</td>
			<td>~2 300,00 $</td>
			<td>~220,00 $US</td>
		</tr><tr><td>Photos</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Format de fichier photo</td>
			<td>.jpeg</td>
			<td>.jpeg</td>
		</tr><tr><td>Résolution photo</td>
			<td>24 mégapixels</td>
			<td>12 mégapixels (à partir d’une vidéo 4K)</td>
		</tr><tr><td>Photos alignées / nombre total de photos</td>
			<td>3125 / 3125</td>
			<td>3125 / 3125</td>
		</tr><tr><td>Mesures de photogrammétrie</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Points de nuage clairsemés</td>
			<td>2,848,358</td>
			<td>2,630,543</td>
		</tr><tr><td>Points nuageux denses</td>
			<td>787,450,347</td>
			<td>225,835,648</td>
		</tr><tr><td>Visages (modèle 3D)</td>
			<td>11,919,451</td>
			<td>3,834,651</td>
		</tr><tr><td>Résolution du modèle numérique d’élévation (MNE)</td>
			<td>0,831 mm/pixel</td>
			<td>1,77 mm/pixel</td>
		</tr><tr><td>Résolution orthomosaïque</td>
			<td>0,208 mm/pixel</td>
			<td>0,442 mm/pixel</td>
		</tr><tr><td>Délais de traitement</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Génération de cloud clairsemée</td>
			<td>1 h 23 min</td>
			<td>1 h 27 min</td>
		</tr><tr><td>Génération de nuages denses</td>
			<td>4 h</td>
			<td>3 h 11 min</td>
		</tr><tr><td>Rendu du modèle de maillage</td>
			<td>3 h 32 min</td>
			<td>1 h 49 min</td>
		</tr><tr><td>Rendu de texture</td>
			<td>19 min</td>
			<td>12 min</td>
		</tr><tr><td>Temps total de traitement informatique</td>
			<td>9 h 14 min</td>
			<td>6 h 39 min</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 1 : Informations détaillées sur le coût d’installation, les photos utilisées pour construire les modèles, les mesures de photogrammétrie et le temps de traitement. Le traitement a été effectué en utilisant les mêmes paramètres pour les deux modèles. Notez que le temps de traitement n’inclut pas le temps pour les différentes étapes telles que la retouche photo, l’extraction d’images à partir d’une vidéo, le réalignement des photos, ainsi que la modification et la mise à l’échelle des modèles.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Canon EOS Rebel SL3</td>
			<td>GoPro Hero 7</td>
		</tr><tr><td>Images</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Taille moyenne du fichier</td>
			<td>~ 8,3 Mo</td>
			<td>~ 4,7 Mo</td>
		</tr><tr><td>Acquisition de photos</td>
			<td>Mode continu</td>
			<td>Extrait de la vidéo 4K</td>
		</tr><tr><td>Correction des couleurs</td>
			<td>Manuelle</td>
			<td>Manuelle</td>
		</tr><tr><td>Correction de l’objectif</td>
			<td>Non</td>
			<td>Oui</td>
		</tr><tr><td>Paramètres du processus de photogrammétrie</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Génération de cloud clairsemée</td>
			<td>Précision: Haute</td>
			<td>Précision: Haute</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td>Point clé : 40 000</td>
			<td>Point clé : 40 000</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td>Point d’égalité : 4 000</td>
			<td>Point d’égalité : 4 000</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td>Présélection générique: Oui</td>
			<td>Présélection générique: Oui</td>
		</tr><tr><td>Génération de nuages denses</td>
			<td>Qualité moyenne</td>
			<td>Qualité moyenne</td>
		</tr><tr><td>Génération de modèles maillés 3D</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Données sources :</td>
			<td>Cartes de profondeur</td>
			<td>Cartes de profondeur</td>
		</tr><tr><td>Qualité:</td>
			<td>Douleur moyenne</td>
			<td>Douleur moyenne</td>
		</tr><tr><td>Nombre de visages :</td>
			<td>Bas</td>
			<td>Bas</td>
		</tr><tr><td>Interpolation:</td>
			<td>Activé</td>
			<td>Activé</td>
		</tr><tr><td>Calculer les couleurs de sommets :</td>
			<td>Oui</td>
			<td>Oui</td>
		</tr><tr><td>Génération de textures 3D</td>
			<td rowspan="1"></td>
			<td rowspan="1"></td>
		</tr><tr><td>Type de texture :</td>
			<td>Carte diffuse</td>
			<td>Carte diffuse</td>
		</tr><tr><td>Données sources :</td>
			<td>Images</td>
			<td>Images</td>
		</tr><tr><td>Mode de mappage :</td>
			<td>Générique</td>
			<td>Générique</td>
		</tr><tr><td>Mode de mélange :</td>
			<td>Mosaïque</td>
			<td>Mosaïque</td>
		</tr><tr><td>Taille/nombre de textures :</td>
			<td>4096 / 1</td>
			<td>4096 / 1</td>
		</tr><tr><td>Modèle numérique d’élévation (MNE)</td>
			<td>À partir d’un nuage dense</td>
			<td>À partir d’un nuage dense</td>
		</tr><tr><td>Orthomosaïque</td>
			<td>De DEM</td>
			<td>De DEM</td>
		</tr></tbody></table>Tableau 2 : Informations détaillées sur les images collectées et le traitement photogrammétrique. Le traitement a été effectué en utilisant les mêmes paramètres pour les deux modèles.
Matériel supplémentaire. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61815/JoVE_SI_Roach.docx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

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A Field Primer for Monitoring Benthic Ecosystems Using Structure-From-Motion Photogrammetry

Nous fournissons un protocole détaillé pour la réalisation d’études de photogrammétrie sous-marine de structure à partir du mouvement afin de générer des modèles 3D et des orthomosaïques.

Introduction au terrain pour la surveillance des écosystèmes benthiques à l’aide de la photogrammétrie de la structure à partir du mouvement

Structure-from-motion (SfM) photogrammetry is a technique used to generate three-dimensional (3D) reconstructions from a sequence of two-dimensional (2D) ...

a-field-primer-for-monitoring-benthic-ecosystems-using-structure-from

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Civil Engineering

Environment

Unit 1

Introduction to Surveying

SCIENTISTS IN ACTION

3.5K vues.  University of Hawai'i Manoa. Nous fournissons un protocole détaillé pour la réalisation d’études de photogrammétrie sous-marine de structure à partir du mouvement afin de générer des modèles 3D et des orthomosaïques.

Vidéo: A Field Primer for Monitoring Benthic Ecosystems Using Structure-From-Motion Photogrammetry

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

Le benthique Échange de O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; et nutriments dissous par petit noyau incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

Recherche

Environnement

Modification and Application of a Leaf Blower-vac for Field Sampling of Arthropods

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropod populations in rice. When used in combination with an enclosure, application of this sampling device provides absolute estimates of the populations of arthropods as numbers per standardized sampling area. The sampling efficiency depends critically on the sampling duration. In a mature rice crop, a two-minute sampling in an enclosure of 0.13 m2 yields more than 90% of the arthropod population. The device also allows sampling of arthropods dwelling on the water surface or the soil in rice paddies, but it is not suitable for sampling fast flying insects, such as predatory Odonata or larger hymenopterous parasitoids. The modified blower-vac is simple to construct, and cheaper and easier to handle than traditional suction sampling devices, such as D-vac. The low cost makes the modified blower-vac also accessible to researchers in developing countries.

Assessment of arthropod abundance in crops is critical for investigating population dynamics and species interactions. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropods in rice.

Modification et application d&#39;une feuille Souffleur-vac pour échantillonnage sur le terrain des arthropodes

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the ...

Reliable Method for Assessing Seed Germination, Dormancy, and Mortality under Field Conditions

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester fabric and glue can be folded and glued to construct a strip of compartments that house seeds and identifying information, while allowing contact with soil leachate, water, microorganisms, and ambient temperature. Strips may be constructed with a wide range of compartment numbers and sizes and allow the researcher to house a variety of genotypes within a single species, different species, or seeds that have experienced different treatments. As opposed to individual seed packets, strips are more easily retrieved as a unit. While replicate packets can be included within a strip, different strips can act as blocks or can be retrieved at different times for observation of seed behavior over time. We used a high temperature glue gun to delineate compartments and sealed the strips once the seed and tags identifying block and removal times were inserted. The seed strips were then buried in the field at the desired depth, with the location marked for later removal. Burrowing animal predators were effectively excluded by use of a covering of metal mesh hardware cloth on the soil surface. After the selected time interval for burial, strips were dug up and seeds were assessed for germination, dormancy and mortality. While clearly dead seeds can often be distinguished from ungerminated living ones by eye, dormant seeds were conclusively identified using a standard Tetrazolium chloride colorimetric test for seed viability.

Here we present a protocol for assessing seed survivorship, germination and dormancy under field conditions using buried, labeled seed strips and tetrazolium chloride (TZ) viability testing.

Reliable Méthode d&#39;évaluation de la germination des graines, dormance, et la mortalité sous conditions de terrain

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester ...

Field Experiments of Pollination Ecology: The Case of Lycoris sanguinea var. sanguinea

Plant-pollinator interactions have been studied for approximately one hundred years. During that time, many field methods have been developed to clarify the pollination effectiveness of each pollinator for visited flowers. Pollinator observations have been one of the most common methods to identify pollinators, and bagging and cage experiments have been conducted to show the effectiveness of specific pollinators. In a previous study of Lycoris sanguinea var. sanguinea, its effective pollinators, the visitation frequencies of each floral visitor, and its reproductive strategies were not identified. This study reports the observation that small bees visited flowers that were partially opened (breaking buds). To the best of our knowledge, this phenomenon has not been reported previously. Further, this study investigates the hypothesis that small bees can pollinate at that flowering stage. This study demonstrates the basic methods of field experiments in pollination ecology using L. sanguinea var. sanguinea. Pollinator observations and digital video showed the visitation frequencies of each floral visitor. Bagging and cage experiments revealed that these flowers could be pollinated fully and that breaking-bud pollination could be important for the pollination of this plant species. The advantages and disadvantages of each method are discussed, and recent developments, including laboratory experiments, are described.

Field Experiments of Pollination Ecology: The Case of Lycoris sanguinea var. sanguinea

To reveal the pollinator effectiveness of a given plant species, multiple methods of field experiments have been developed. This study demonstrates the basic methods of field experiments for pollination ecology using the case study of Lycoris sanguinea var. sanguinea and the novel pollination mechanism, breaking-bud pollination.

Les expériences sur le terrain de l&#39;écologie Pollinisation: le cas de<em&gt; Lycoris sanguinea</em&gt; Var.<em&gt; sanguinea</em

Plant-pollinator interactions have been studied for approximately one hundred years. During that time, many field methods have been developed to clarify ...

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and rates of mortality in populations, which has a variety of applications in ecology, including agricultural ecosystems. Horizontal, or cohort-based, life tables provide for the most direct and accurate method of quantifying vital population rates because they follow a group of individuals in a population from birth to death. Here, protocols are presented for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field that takes advantage of the sessile nature of the immature life stages of a global insect pest, Bemisia tabaci. Individual insects are located on the underside of cotton leaves and are marked by drawing a small circle around the insect with a non-toxic pen. This insect can then be observed repeatedly over time with the aid of hand lenses to measure development from one stage to the next and to identify stage-specific causes of death associated with natural and introduced mortality forces. Analyses explain how to correctly measure multiple mortality forces that act contemporaneously within each stage and how to use such data to provide meaningful population dynamic metrics. The method does not directly account for adult survival and reproduction, which limits inference to dynamics of immature stages. An example is presented that focused on measuring the impact of bottom-up (plant quality) and top-down (natural enemies) effects on the mortality dynamics of B. tabaci in the cotton system.

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables allow quantification of the sources and rates of mortality in insect populations and contribute to understanding, predicting and manipulating population dynamics in agroecosystems. Methods for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field for an insect with sessile immature life stages are presented.

Méthodologie pour l’élaboration des Tables de survie pour les insectes sessiles dans le champ à l’aide de l’aleurode, Bemisia tabaci, en coton comme modèle d’un système

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

Ecosystem Fabrication (EcoFAB) Protocols for The Construction of Laboratory Ecosystems Designed to Study Plant-microbe Interactions

Beneficial plant-microbe interactions offer a sustainable biological solution with the potential to boost low-input food and bioenergy production. A better mechanistic understanding of these complex plant-microbe interactions will be crucial to improving plant production as well as performing basic ecological studies investigating plant-soil-microbe interactions. Here, a detailed description for ecosystem fabrication is presented, using widely available 3D printing technologies, to create controlled laboratory habitats (EcoFABs) for mechanistic studies of plant-microbe interactions within specific environmental conditions. Two sizes of EcoFABs are described that are suited for the investigation of microbial interactions with various plant species, including Arabidopsis thaliana, Brachypodium distachyon, and Panicum virgatum. These flow-through devices allow for controlled manipulation and sampling of root microbiomes, root chemistry as well as imaging of root morphology and microbial localization. This protocol includes the details for maintaining sterile conditions inside EcoFABs and mounting independent LED light systems onto EcoFABs. Detailed methods for addition of different forms of media, including soils, sand, and liquid growth media coupled to the characterization of these systems using imaging and metabolomics are described. Together, these systems enable dynamic and detailed investigation of plant and plant-microbial consortia including the manipulation of microbiome composition (including mutants), the monitoring of plant growth, root morphology, exudate composition, and microbial localization under controlled environmental conditions. We anticipate that these detailed protocols will serve as an important starting point for other researchers, ideally helping create standardized experimental systems for investigating plant-microbe interactions.

Ecosystem Fabrication EcoFAB Protocols for The Construction of Laboratory Ecosystems Designed to Study Plant-microbe Interactions

This article describes detailed protocols for ecosystem fabrication of devices (EcoFABs) that enable the studies of plants and plant-microbe interactions in highly controlled laboratory conditions.

Écosystème des protocoles de Fabrication (EcoFAB) pour la Construction des écosystèmes de laboratoire destiné à étudier les Interactions plantes-microorganismes

Beneficial plant-microbe interactions offer a sustainable biological solution with the potential to boost low-input food and bioenergy production. A ...

Methods for Image-based Surveys of Benthic Macroinvertebrates and Their Habitat Exemplified by the Drop Camera Survey for the Atlantic Sea Scallop

Underwater imaging has long been used in the field of marine ecology but decreasing costs of high-resolution cameras and data storage have made the approach more practical than in the past. Image-based surveys allow for initial samples to be revisited and are non-invasive compared to traditional survey methods that typically involve nets or dredges. Protocols for image-based surveys can vary greatly but should be driven by target species behavior and survey objectives. To demonstrate this, we describe our most recent methods for an Atlantic sea scallop (Placopecten magellanicus) drop camera survey to provide a procedural example and representative results. The procedure is divided into three critical steps that include survey design, data collection, and data products. The influence of scallop behavior and the survey goal of providing an independent assessment of the U.S. sea scallop resource on the survey procedure are then discussed in the context of generalizing the method. Overall, the broad applicability and flexibility of the University of Massachusetts Dartmouth School for Marine Science and Technology (SMAST) drop camera survey demonstrates the method could be generalized and applied to a variety of sessile invertebrates or habitat focused research.

Image based surveying is an increasingly practical, non-invasive method to sample the marine environment. We present the protocol of a drop camera survey that estimates the abundance and distribution of the Atlantic sea scallop (Placopecten magellanicus). We discuss how this protocol can be generalized for application to other benthic macroinvertebrates.

Méthodes d’enquêtes axées sur l’Image de macroinvertébrés benthiques et de leur Habitat témoigne de l’enquête sur la caméra Drop pour le pétoncle Atlantique

Underwater imaging has long been used in the field of marine ecology but decreasing costs of high-resolution cameras and data storage have made the ...

Construction of a Low-cost Mobile Incubator for Field and Laboratory Use

Incubators are essential for a range of culture-based microbial methods, such as membrane filtration followed by cultivation for assessing drinking water quality. However, commercially available incubators are often costly, difficult to transport, not flexible in terms of volume, and/or poorly adapted to local field conditions where access to electricity is unreliable. The purpose of this study was to develop an adaptable, low-cost and transportable incubator that can be constructed using readily available components. The electronic core of the incubator was first developed. These components were then tested under a range of ambient temperature conditions (3.5 &#176;C - 39 &#176;C) using three types of incubator shells (polystyrene foam box, hard cooler box, and cardboard box covered with a survival blanket). The electronic core showed comparable performance to a standard laboratory incubator in terms of the time required to reach the set temperature, inner temperature stability and spatial dispersion, power consumption, and microbial growth. The incubator set-ups were also effective at moderate and low ambient temperatures (between 3.5 &#176;C and 27 &#176;C), and at high temperatures (39 &#176;C) when the incubator set temperature was higher. This incubator prototype is low-cost (&lt; 300 USD) and adaptable to a variety of materials and volumes. Its demountable structure makes it easy to transport. It can be used in both established laboratories with grid power or in remote settings powered by solar energy or a car battery. It is particularly useful as an equipment option for field laboratories in areas with limited access to resources for water quality monitoring.

This paper describes a method for building an adaptable, low-cost and transportable incubator for microbial testing of drinking water. Our design is based on widely available materials and can operate under a range of field conditions, while still offering the advantages of higher-end laboratory-based models.

Construction d’un incubateur de Mobile Low-cost pour le terrain et de laboratoire

Incubators are essential for a range of culture-based microbial methods, such as membrane filtration followed by cultivation for assessing drinking water ...

Cereal Crop Ear Counting in Field Conditions Using Zenithal RGB Images

Ear density, or the number of ears per square meter (ears/m2), is a central focus in many cereal crop breeding programs, such as wheat and barley, representing an important agronomic yield component for estimating grain yield. Therefore, a quick, efficient, and standardized technique for assessing ear density would aid in improving agricultural management, providing improvements in preharvest yield predictions, or could even be used as a tool for crop breeding when it has been defined as a trait of importance. Not only are the current techniques for manual ear density assessments laborious and time-consuming, but they are also without any official standardized protocol, whether by linear meter, area quadrant, or an extrapolation based on plant ear density and plant counts postharvest. An automatic ear counting algorithm is presented in detail for estimating ear density with only sunlight illumination in field conditions based on zenithal (nadir) natural color (red, green, and blue [RGB]) digital images, allowing for high-throughput standardized measurements. Different field trials of durum wheat and barley distributed geographically across Spain during the 2014/2015 and 2015/2016 crop seasons in irrigated and rainfed trials were used to provide representative results. The three-phase protocol includes crop growth stage and field condition planning, image capture guidelines, and a computer algorithm of three steps: (i) a Laplacian frequency filter to remove low- and high-frequency artifacts, (ii) a median filter to reduce high noise, and (iii) segmentation and counting using local maxima peaks for the final count. Minor adjustments to the algorithm code must be made corresponding to the camera resolution, focal length, and distance between the camera and the crop canopy. The results demonstrate a high success rate (higher than 90%) and R2 values (of 0.62-0.75) between the algorithm counts and the manual image-based ear counts for both durum wheat and barley.

We present a protocol for counting durum wheat and barley ears, using natural color (RGB) digital photographs taken in natural sunlight under field conditions. With minimal adjustments for camera parameters and some environmental condition limitations, the technique provides precise and consistent results across a range of growth stages.

Oreille de cultures céréales comptage dans le champ des Conditions en utilisant des Images de RVB Zenithal

Ear density, or the number of ears per square meter (ears/m2), is a central focus in many cereal crop breeding programs, such as wheat and barley, ...

Fluorescently Labeled Bacteria as a Tracer to Reveal Novel Pathways of Organic Carbon Flow in Aquatic Ecosystems

Elucidating trophic interactions, such as predation and its effects, is a frequent task for many researchers in ecology. The study of microbial communities has many limitations, and determining a predator, prey, and predatory rates is often difficult. Presented here is an optimized method based on the addition of fluorescently labelled prey as a tracer, which allows for reliable quantitation of the grazing rates in aquatic predatory eukaryotes and estimation of nutrient transfer to higher trophic levels.

Presented here is a protocol for a single-cell, epifluorescence microscopy-based technique to quantify grazing rates in aquatic predatory eukaryotes with high precision and taxonomic resolution.