Ringraziamo la Paul G. Allen Family Foundation per aver finanziato questa ricerca e siamo grati a Ruth Gates per l'ispirazione di utilizzare la tecnologia per aiutare a conservare le barriere coralline. Ringraziamo anche NOAA e altri collaboratori per la discussione ponderata su questi metodi. Infine, ringraziamo Catie Foley e Patrick Nichols per aver fornito il drone e il video subacqueo di questi metodi.
Riconosciamo la National Fish and Wildlife Foundation come partner finanziatore in questo lavoro.

1. Materiali
<ol><li>Macchina fotografica<ol><li>Garantire specifiche minime di durata e natura impermeabile (o un alloggiamento impermeabile) e un frame rate minimo di 2 fotogrammi/s (fps). NOTA: in questo esempio è stata utilizzata una frequenza fotogrammi minima di ~4 fps.</li>
		<li>Fotocamera digitale DSLR (Digital Single Lens Reflex)<ol><li>Impostare la fotocamera per scattare continuamente a una velocità di acquisizione foto compresa tra 2 fps e 5 fps.</li>
			<li>Per riprodurre il protocollo descritto in questo esempio, utilizzare una fotocamera in un alloggiamento subacqueo (vedere Tabella dei materiali) con le seguenti impostazioni: Modalità manuale (M); f10, 18 mm; velocità dell'otturatore = 1/320; compensazione dell'esposizione = -1/3; qualità dell'immagine = massima, senza RAW; modalità di guida = continua; autofocus = AI SERVO; ISO = Auto, max3200; numerazione dei file = Ripristino automatico; rotazione automatica dell'immagine = Off; ora/data = UTC.</li>
		</ol></li>
		<li>Telecamera d'azione<ol><li>Imposta la modalità video o la modalità di scatto continuo alla massima risoluzione e frame rate possibili. NOTA: la action cam può essere utilizzata anche in modalità continua purché la frequenza dei fotogrammi sia pari o superiore a 2 immagini al secondo.</li>
			<li>Per riprodurre il protocollo in questo esempio (vedere Tabella dei materiali), utilizzare una action cam impermeabile con le seguenti impostazioni: Risoluzione video = 4K (proporzioni 4:3); Frequenza fotogrammi = 30 fps. NOTA: per le action cam, potrebbe essere più semplice collegare la linea dalla bobina al nuotatore piuttosto che alla telecamera. In questo esempio, la linea era attaccata al polso del nuotatore tramite un piccolo cordino.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Piattaforma di bobina (Figura 1A)<ol><li>Assicurarsi che la bobina abbia le dimensioni appropriate per contenere la lunghezza della linea necessaria per il raggio del sito di rilevamento. NOTA: la circonferenza della bobina controlla la spaziatura delle linee di nuoto a spirale e la lunghezza della linea determina l'area del campione. In questo esempio, è stata utilizzata una bobina di diametro ~ 8 pollici (~ 20 cm) per la spaziatura di ~ 50 pollici (~ 1,3 m) delle linee di nuoto. Vedi 9 per i dettagli.</li>
		<li>Selezionare un rig di bobina con un bordo flangiato (per guidare agevolmente la linea dentro e fuori dalla bobina) e punti di attacco per una maniglia e un palo (per controllare l'altezza dal substrato). Assicurarsi che il carro di bobina sia intrinsecamente galleggiante negativamente o reso tale con l'aggiunta di pesi. NOTA: In questo esempio, sono stati utilizzati tubi in cloruro di polivinile (PVC) per la maniglia e il palo e la bobina è stata stampata in 3D in plastica di acido polilattico. Tuttavia, la bobina può essere semplice come un grande tubo in PVC o qualsiasi altro oggetto rotondo con il diametro desiderato.<ol><li>Per un uso frequente e/o condizioni di campo difficili, selezionare una bobina realizzata con un materiale più resistente come l'alluminio.</li>
			<li>Assicurarsi che la bobina non ruoti sul palo o giri quando è in uso.</li>
		</ol></li>
		<li>Fissare la linea alla bobina a un'estremità e a una clip rimovibile all'altra per il collegamento alla fotocamera. NOTA: la lunghezza della linea definisce il raggio del sito. Qui, 6 m di linea sono stati utilizzati per siti di 12 m di diametro.</li>
	</ol></li>
	<li>Piastrelle di calibrazione<ol><li>Sebbene non siano necessarie piastrelle di calibrazione specializzate, assicurarsi che oggetti riconoscibili e negativamente galleggianti di dimensioni note siano inclusi nel modello per la scala. Considerare le sovratensioni e le condizioni attuali per garantire che vengano utilizzati materiali adatti, in modo che le piastrelle rimangano ferme durante la raccolta delle foto. NOTA: Qui, i modelli di marcatori in scala disponibili come parte di alcuni programmi software sono stati stampati su carta impermeabile, che è stata attaccata a piastrelle in PVC spesse 1 pollice.</li>
		<li>I subacquei avranno bisogno di un mezzo per misurare la profondità della piastrella. Nel nostro esempio, utilizziamo un profondimetro elettronico (vedi Tabella dei materiali).</li>
	</ol></li>
	<li>Correzione del colore<ol><li>Impostare il bilanciamento del bianco sulla fotocamera su personalizzato. Scatta una foto di una carta grigia al 18% o di una lavagna bianca sott'acqua prima dell'inizio di ogni sondaggio SfM. Eseguire questa operazione ogni volta che viene avviato un nuovo sito. NOTA: La foto consentirà la correzione del colore e aiuterà anche a separare le immagini scaricate da siti diversi quando si conducono più sondaggi nello stesso giorno.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Metodi dettagliati
<ol><li>Selezione del sito<ol><li>Selezionare un sito che abbia spazio sufficiente per nuotare nell'intero modello a spirale (~ 113 m2 in questo esempio). Oltre all'area oggetto di indagine, incorporare una piccola area cuscinetto per garantire che l'intera area di rilevamento sia sufficientemente fotografata per produrre dati di alta qualità.</li>
		<li>Considera l'abilità e l'equipaggiamento del team di due persone. I siti poco profondi (< ~ 2 m) possono essere esaminati con il boccaglio, mentre i siti più profondi possono richiedere IMMERSIONI.</li>
	</ol></li>
	<li>Se si prevede di ispezionare ripetutamente il sito regolarmente, contrassegnare il punto centrale, dove verrà posizionato il carro di bobina, con un tag o una struttura permanente (ad esempio, tondo per cemento armato o blocco di calcestruzzo). Per lo meno, prendi una coordinata del sistema di posizionamento globale in modo che il sito possa essere spostato con l'assistenza di una stampa dell'ortomosaico. NOTA: Le strutture subacquee permanenti richiedono in genere un permesso.</li>
	<li>Preparare il sito.<ol><li>Imposta la bobina al centro del sito.</li>
		<li>Disporre le tessere di calibrazione e registrarne le profondità. Posizionare le piastrelle di calibrazione a faccia in su, a ~ 2 m di distanza dal centro. NOTA: in questo esempio, 3 tessere di calibrazione sono state posizionate in un triangolo attorno al centro del sito. Le tessere di calibrazione devono essere opportunamente pesate e posizionate per garantire un movimento minimo durante la raccolta delle foto.</li>
	</ol></li>
	<li>Istruire il nuotatore a nuotare con la fotocamera mentre l'assistente cura la bobina.<ol><li>L'assistente posiziona il palo e la bobina collegata in posizione verticale al centro del sito selezionato e mantiene il carro di bobina in posizione verticale e fissa.</li>
		<li>Assicurarsi che il nuotatore colleghi il lato della fotocamera più vicino alla bobina alla linea e tenga la fotocamera rivolta verso il basso ~ 1 m dal benthos. NOTA: se il nuotatore deve inclinare la fotocamera, assicurarsi che sia leggermente inclinata in avanti anziché all'indietro per evitare di raccogliere immagini all'ombra del nuotatore. Inclinando leggermente la fotocamera in avanti sia per la spirale verso l'esterno che per la spirale di ritorno, è possibile acquisire angoli migliori del benthos e produrre modelli migliori, specialmente quando ci sono sporgenze e fori.</li>
		<li>Una volta posizionata correttamente la fotocamera, il nuotatore inizia a scattare immagini continue del benthos mentre nuota in avanti e mantiene la tensione sulla linea.</li>
		<li>Assicurarsi che il nuotatore continui a nuotare a spirale a una velocità costante mentre scatta fotografie fino a quando la linea non è completamente srotolata dalla bobina. NOTA: Il nuotatore dovrebbe cercare di rimanere a una distanza costante di ~ 1 m sopra il benthos e nuotare la spirale ad un ritmo moderato per garantire una sufficiente sovrapposizione tra le immagini. In caso di dubbio, più lento è meglio.</li>
		<li>In ambienti altamente difficili (ad esempio, barriere coralline), includere un terzo lavoratore (secondo assistente) che può prevenire l'impigliamento della linea librandosi sopra il centro della linea e sollevandola delicatamente oltre gli ostacoli.</li>
		<li>Quando la linea è completamente sbobina, il nuotatore inverte le direzioni, riattaccando la fotocamera se necessario, e nuota nella direzione opposta per iniziare a riavvolgere la linea sulla bobina mentre scatta foto. NOTA: Nuotare la spirale inversa non è assolutamente necessario, ma in genere produrrà modelli migliori.</li>
		<li>Se un metodo a spirale singola è desiderabile per risparmiare tempo, il nuotatore staccherebbe la linea dalla telecamera e salterà al passaggio 2.4.12 mentre l'assistente avvolge la linea e rimuove il rig della bobina dal sito.</li>
		<li>Non appena il nuotatore inizia a nuotare nella direzione opposta, l'assistente ruota la bobina per avvolgere la linea in 1/2 giro (180°) contro la nuova direzione di nuoto. Questo giro di 1/2 assicura che il percorso di ritorno del nuotatore sia sfalsato dal percorso originale per ottenere una maggiore copertura fotografica del sito.</li>
		<li>Assicurati che il nuotatore continui a scattare foto e nuoti nella spirale inversa fino a quando la linea non viene quasi completamente riavvolta attorno alla bobina.</li>
		<li>Quando la spaziatura del nuotatore e dell'assistente impedisce ulteriori progressi, il nuotatore smetterà di scattare foto per staccare la fotocamera dalla linea e consentire all'assistente di rimuovere il rig di bobina dal centro del sito.</li>
		<li>Una volta rimossa la bobina dal sito, il nuotatore fotografa il centro del sito tenendo la telecamera rivolta verso il basso e spostando la telecamera in un piccolo motivo a spirale sul centro del sito.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Ripulisci il sito.
<ol><li>Raccogliere le tessere di calibrazione e qualsiasi altra attrezzatura prima di lasciare il sito. NOTA: non lasciare mai rifiuti o attrezzature in un sito. Lascia sempre un sito più pulito di come l'hai trovato.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Levy, J., Hunter, C., Lukacazyk, T., Franklin, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+the+spatial+distribution+of+coral+bleaching+using+small+unmanned+aerial+systems.">Assessing the spatial distribution of coral bleaching using small unmanned aerial systems.</a> Coral Reefs. 37 (2), 373-387 (2018).</li><li>Muller-Karger, F. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Satellite+sensor+requirements+for+monitoring+essential+biodiversity+variables+of+coastal+ecosystems.">Satellite sensor requirements for monitoring essential biodiversity variables of coastal ecosystems.</a> Ecological Applications. 28 (3), 749-760 (2018).</li><li>Dornelas, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Towards+a+macroscope:+Leveraging+technology+to+transform+the+breadth,+scale+and+resolution+of+macroecological+data.">Towards a macroscope: Leveraging technology to transform the breadth, scale and resolution of macroecological data.</a> Global Ecology and Biogeography. 28, 1937-1948 (2019).</li><li>Burns, J. H. R., Delparte, D., Gates, R. 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F., Belluscio, A., Ardizzone, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+and+classification+of+ecologically+sensitive+marine+habitats+using+unmanned+aerial+vehicle+(UAV)+imagery+and+object-based+image+analysis+(OBIA).">Mapping and classification of ecologically sensitive marine habitats using unmanned aerial vehicle (UAV) imagery and object-based image analysis (OBIA).</a> Remote Sensing. 10 (9), 1331 (2018).</li><li>George, E. 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Gli autori non hanno interessi finanziari concorrenti o altri conflitti di interesse.

Questo studio dimostra che sia la fotocamera DSLR che la action cam producono modelli con una risoluzione migliore di 0,5 mm / pixel in meno di 10 ore di tempo di elaborazione su un computer desktop standard. Il principale compromesso tra la DSLR e la action camera, a parte il costo, è rispettivamente una risoluzione più fine rispetto a tempi di elaborazione più rapidi. Tuttavia, i tempi di elaborazione riportati includono solo l'elaborazione computazionale. Pertanto, sebbene il tempo computazionale sia inferiore per la action camera, c'è una notevole quantità di tempo (10-20 minuti) investita nell'estrazione delle immagini dai video che non è richiesta con la DSLR. Un'alternativa consiste nell'utilizzare la action cam in modalità di scatto continuo per evitare l'estrazione delle immagini. La modalità di scatto continuo non è stata utilizzata in questo esempio, poiché la action cam può scattare solo a 2 fps, il che richiede una velocità di nuoto significativamente più lenta per raccogliere abbastanza immagini per costruire un modello completo. A questo proposito, esiste un compromesso tra un tempo più lungo sul campo utilizzando la modalità di scatto continuo rispetto a un tempo più lungo sul computer, estraendo immagini, quando si utilizza la modalità video.
I vantaggi della action cam includono convenienza e facilità di trasporto e funzionamento sott'acqua. Il vantaggio principale della DSLR è che produce immagini ad alta risoluzione; quindi, le fotocamere DSLR sono consigliate rispetto alle action cam quando la prima non è proibitiva dal punto di vista dei costi. I tipi di domande che uno studio cerca di affrontare saranno anche importanti nel determinare il metodo utilizzato. Ad esempio, una action cam potrebbe essere preferibile in ambienti relativamente omogenei (ad esempio, praterie di fanerogame, habitat di coralli morti / macerie) o dove solo le metriche generali della comunità (come abbondanza, diversità) vengono valutate su grandi scale spaziali. Tuttavia, una fotocamera DSLR potrebbe essere utilizzata nei casi in cui è interessante tracciare cambiamenti su scala fine in singoli organismi o substrati.
Poiché si tratta di un metodo di campo, i risultati del modello dipenderanno da vari fattori ambientali come l'illuminazione, la chiarezza dell'acqua, le condizioni superficiali, la quantità di sovratensione e il movimento di pesci o strutture bentoniche non stazionarie (ad esempio, erba marina). Sebbene non ci siano soglie assolute di quando è appropriato utilizzare questo metodo, le giornate leggermente nuvolose con elevata chiarezza dell'acqua, condizioni superficiali calme e poca sovratensione producono in genere i modelli migliori. Inoltre, esiste un limite alla profondità minima richiesta per questi metodi. Questi metodi non funzionano bene in condizioni in cui c'è meno di 0,5 m di acqua a causa della bassa sovrapposizione tra le foto e meno elementi distintivi per foto. Tuttavia, questo evidenzia un altro vantaggio della action camera, cioè sono più piccoli e quindi sono più facili da usare a profondità inferiori. Inoltre, una bobina di diametro inferiore e una frequenza fotogrammi più elevata (o un obiettivo più grandangolare) possono migliorare la sovrapposizione dell'immagine in condizioni molto superficiali9.
Molti altri tipi di dati possono essere integrati con questo approccio. Ad esempio, gli ortomosaici sono stati utilizzati per mostrare la densità spaziale dei dati molecolari (ad esempio, geni e metaboliti) sui coralli 24 e sugli esseri umani 25 utilizzando il software open source 'ili'26. La stessa piattaforma potrebbe anche essere utilizzata per mappare le densità spaziali di animali, microrganismi, virus e / o sostanze chimiche nell'ambiente. Altri esempi hanno usato SfM per annotare spazialmente specie bentoniche su ortomosaici utilizzando il software del sistema informativo geografico10. Inoltre, i modelli 3D generati da SfM possono essere utilizzati per stimare le caratteristiche dell'habitat come la rugosità e la dimensione frattale. In effetti, i metodi qui delineati sono stati recentemente utilizzati per derivare una nuova teoria geometrica per le superfici dell'habitat10. Infine, gli ortomosaici vengono utilizzati come superfici di input per modelli computazionali spazialmente espliciti, consentendo di sovrapporre simulazioni dinamiche sulla superficie 3D del modello. Essere in grado di generare facilmente immagini di grandi dimensioni e rappresentazioni 3D di habitat bentonici ha permesso agli scienziati marini di affrontare domande finora inimmaginabili3.
Nel complesso, ecco un protocollo dettagliato per condurre la fotogrammetria subacquea SfM con fotocamere DSLR o action cam più economiche. Questi metodi possono essere utilizzati dagli scienziati per una vasta gamma di scopi, dall'estrazione di dati sugli ecosistemi bentonici allo sviluppo di superfici di input 3D per simulazioni in silico . Tuttavia, questi protocolli possono essere utilizzati anche da non scienziati come parte degli sforzi di citizen science per raccogliere informazioni preziose sui modelli di biodiversità, complessità dell'habitat, struttura della comunità e altre metriche ecologiche.

I processi ecosistemici sono naturalmente dinamici e possono essere difficili da quantificare. L'ultimo decennio ha visto un'impennata di nuove tecnologie per catturare gli ecosistemi e le loro dinamiche in una gamma di scale dalla scansione laser 3D delle singole caratteristiche dell'ecosistema al telerilevamento satellitare di vaste aree 1,2,3. Negli habitat bentonici, la struttura è intimamente connessa con la funzione dell'ecosistema8, rendendo gli strumenti che consentono contemporaneamente il monitoraggio della geometria e della struttura della comunità particolarmente preziosi per comprendere le dinamiche ecologiche. Tuttavia, molti approcci moderni non possono essere utilizzati nei sistemi acquatici a causa delle proprietà fisiche dell'acqua (ad esempio, rifrazione, distorsione, torbidità). Tecniche, come LiDAR (Light Detection and Ranging) e alcuni metodi di rilevamento aereo, possono essere appropriate su grandi scale spaziali, ma non possono acquisire la risoluzione necessaria per valutare i cambiamenti su scala fine negli habitat bentonici. I metodi di fotogrammetria Structure-from-Motion (SfM) sono stati recentemente adattati per produrre ortomosaici su larga scala e ad alta risoluzione e modelli di superficie 3D di habitat sottomarini 4,5,6,7.
La fotogrammetria SfM è un metodo relativamente economico, semplice, non invasivo e ripetibile che consente la generazione di registrazioni su larga scala e ad alta risoluzione dell'ambiente bentonico negli ecosistemi acquatici9. SfM utilizza una sequenza di immagini 2D per generare ricostruzioni di modelli 3D. I modelli generati da SfM possono essere utilizzati per raccogliere dati sulla complessità strutturale (ad esempio, rugosità, dimensionalità)4,5,10,11,12 e sulla struttura della comunità (ad esempio, composizione delle specie, demografia della popolazione)13,14,15 degli ecosistemi bentonici. Inoltre, poiché questo metodo è relativamente economico, rapido e ripetibile, può essere utilizzato sia da scienziati che da non scienziati per raccogliere informazioni preziose e obiettive su questi ecosistemi. Pertanto, questo metodo è una tecnica praticabile per l'uso in progetti di citizen science in cui la standardizzazione dello sforzo di campionamento, la minimizzazione dei pregiudizi, il coinvolgimento dei partecipanti e la facilità di formazione sono vitali per la qualità dei dati e il successo complessivo16,17.
Questo articolo fornisce un protocollo dettagliato per condurre indagini subacquee SfM. Allo stesso tempo, l'uso di una fotocamera DSLR è stato confrontato con quello di una "action camera" più economica e sono delineati i relativi vantaggi e svantaggi di ciascuno. L'obiettivo generale è quello di familiarizzare scienziati e non scienziati con i metodi di indagine bentonica SfM il più rapidamente possibile fornendo un protocollo semplice e comunemente usato, a sua volta, promuovendo l'uso di questo metodo più ampiamente.  Per esempi di studi che hanno applicato variazioni di questo metodo per studiare le comunità ecologiche sottomarine, vedi Burns et al. (2015)4, Storlazzi et al. (2016)18, Ventura et al (2016 e 2018)19,20, Edwards et al. (2017)14, George et al. (2018)21, Anelli et al. (2019)22 e Torres-Pulliza et al. (2020)10.
Il metodo qui descritto richiede un team di snorkeling o SCUBA di due persone. Dopo aver selezionato il sito di rilevamento, una bobina di linea (Figura 1A) viene posizionata al centro del sito e le tessere di calibrazione (Figura 1B) sono distribuite ~ 2 m dal centro. Una persona (il nuotatore) nuota con la fotocamera e cattura le immagini del sito, mentre la seconda persona (l'assistente) cura il rocchetto al centro della trama (Figura 1C). In primo luogo, il nuotatore collega la fotocamera alla bobina attraverso la linea e poi inizia a scattare foto continue del benthos mentre nuota a faccia in giù e in avanti per srotolare la lenza dalla bobina. Il nuotatore deve mantenere una distanza verticale di ~ 1 m sopra il substrato in ogni momento, regolando la propria posizione per adattarsi a quella della topografia mentre nuota. È importante sottolineare che la linea che collega la bobina e la telecamera dovrebbe rimanere tesa in ogni momento per creare una spaziatura uniforme nella spirale mentre il nuotatore esamina la trama. L'assistente mantiene la bobina in una posizione stabile e verticale e garantisce che la bobina non ruoti e che la linea non si aggroviglia.
Una volta che la linea è stata completamente srotolata, il nuotatore si ferma, gira e nuota nella direzione opposta per rinculare la linea attorno alla bobina. Quando il nuotatore cambia direzione, l'assistente ruota la bobina per avvolgere la linea, esattamente di 180° per evitare l'esatta sovrapposizione del percorso in uscita. Una volta che il nuotatore è il più vicino possibile al centro, la telecamera viene staccata dalla linea e l'assistente prende la bobina e la linea e nuota lontano dalla parte centrale del sito. Il nuotatore termina quindi di immaginare il centro della trama spostando la fotocamera in una piccola spirale al centro. Mentre ci sono diversi modi per visualizzare un'area in modo efficace, il metodo spool-and-line qui descritto è robusto anche in condizioni ambientali non ideali in cui acque superficiali mosse, onde o scarsa visibilità potrebbero altrimenti impedire la raccolta dei dati. In questi scenari, questo metodo mantiene attaccati gli amanti dello snorkeling / subacquei e garantisce un'elevata sovrapposizione di immagini mantenendo il nuotatore su un percorso controllato.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Action camera (GoPro Hero7 Black)</td>
			<td>GoPro</td>
			<td></td>
			<td>Could be any waterproof action camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adobe Lightroom</td>
			<td>Adobe</td>
			<td></td>
			<td>Color correction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calibration tiles ( flat PVC board cut to size for Agisoft targets. Attach a dive weight underneath if expecting waves)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any negatively buoyant object of known size and color. We recommend using the scale marker templates available from Agisoft Metashape software (v.1.6.0).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DSLR camera (Canon EOS Rebel SL3 )</td>
			<td>Canon</td>
			<td>3453C002AA</td>
			<td>Could be any DSLR camera in a underwater housing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Line (plastic clothes line filament)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any negatively buoyant line that is strong enough to withstand field use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro SDXC memory card (for GoPro)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oceanic Veo 2.0</td>
			<td>Oceanic</td>
			<td></td>
			<td>Digital depth gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SDXC memory card (for DSLR)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any SDXC memory card should work, so long as there is enough space to hold all the pictures necessary to build the model&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spool (2 inch-long section of 8 inch diameter PVC pipe which was attached to a 3 feet section of 1 inch PVC pipe to form the stem</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any negatively buoyant, round object of the desired diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Underwater camera housing for DSLR (Ikelite 200DLM/C Underwater TTL Housing)</td>
			<td>Ikelite</td>
			<td>6970.09</td>
			<td>Should be the specific water housing for the DSLR make and model</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Windows 10 desktop computer with an Intel i9-9900K 8-core CPU, two Nvidia GeForceRTX 2070 SUPER GPUs, and 128 GB of RAM.&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Processing&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a field primer for monitoring benthic ecosystems using structure-from-motion photogrammetry

La fotogrammetria struttura-da-movimento (SfM) è una tecnica utilizzata per generare ricostruzioni tridimensionali (3D) da una sequenza di immagini bidimensionali (2D). I metodi SfM stanno diventando sempre più popolari come un modo non invasivo per monitorare molti sistemi, compresi i paesaggi antropogenici e naturali, le strutture geologiche e gli ecosistemi terrestri e acquatici. Qui viene fornito un protocollo dettagliato per la raccolta di immagini SfM per generare modelli 3D di habitat bentonici. Inoltre, sono stati confrontati i costi, l'efficienza in termini di tempo e la qualità di output dell'impiego di una fotocamera DSLR (Digital Single Lens Reflex) rispetto a una action cam meno costosa. È stato osservato un compromesso tra tempo computazionale e risoluzione, con la fotocamera DSLR che produce modelli con più del doppio della risoluzione, ma impiegando circa 1,4 volte più tempo per produrre rispetto alla action camera. Questo primer mira a fornire una descrizione approfondita dei passaggi necessari per raccogliere dati SfM in habitat bentonici per coloro che non hanno familiarità con la tecnica e per coloro che già utilizzano metodi simili.

In questo esempio, è stato ripreso il Reef Site 2_7 situato su Patch Reef 13 nella baia di Kāneʻohe, Oʻahu, Hawaii, e 3.125 foto JPEG dalla DSLR e 3.125 fotogrammi JPEG catturati dal video della action camera (Tabella 1) sono stati utilizzati come input per creare gli ortomosaici e i modelli 3D. Il flusso di lavoro generale consisteva in 5 fasi: 1) allineamento delle foto per generare la nuvola di punti sparsa, 2) ridimensionamento della nuvola di punti sparsa e ottimizzazione delle telecamere, 3) costruzione della nuvola di punti densa (durante questa fase sono state generate anche mappe di profondità), 4) costruzione del modello digitale di elevazione (DEM) e ortomosaico e 5) generazione del modello 3D e della trama. Si noti che le fasi 4 e 5 non devono necessariamente essere eseguite in questo ordine, ma devono essere eseguite dopo aver elaborato la nuvola di punti densa e le mappe di profondità. La georeferenziazione dei modelli dovrebbe avvenire prima di generare l'ortomosaico e la DEM. Le impostazioni utilizzate per queste fasi e i dettagli di elaborazione sono descritti rispettivamente nella Tabella 2 e nella Tabella dei materiali.
Per metodi più dettagliati su come generare modelli 3D e ortomosaici vedere il materiale supplementare e Suka et al.23. Il tempo di elaborazione è stato più breve per il modello derivato dalla action cam per ogni passaggio, inclusa la generazione di nuvole di punti sparse, la generazione di nuvole di punti dense, il rendering del modello mesh e il rendering del modello con texture. Ciò ha portato a un tempo di elaborazione complessivo significativamente più veloce per il modello di action cam (6 h 39 min) rispetto al modello DSLR (9 h 14 min). Il tempo esatto per l'elaborazione del modello varia in base alla potenza di calcolo e alle configurazioni hardware specifiche.
Il modello generato utilizzando le immagini della fotocamera DSLR conteneva 2.848.358 punti di nuvole sparse e 787.450.347 punti di nuvole dense mentre il modello generato dalle immagini della action cam conteneva solo 2.630.543 punti di nuvole sparse e 225.835.648 punti di nuvole dense. Ciò ha portato i modelli DSLR ad avere una risoluzione più di 2 volte superiore rispetto ai modelli di action cam con risoluzioni ortomosaiche di 0,442 e 0,208 mm / pixel per i modelli DSLR e action camera, rispettivamente (Tabella 1). Nonostante la migliore risoluzione del modello DSLR rispetto al modello di action camera, entrambi i metodi sono stati in grado di produrre modelli di alta qualità con poca differenza nella rappresentazione visiva quando l'area della barriera corallina ~ 113 m 2 è stata rappresentata come un modello di elevazione digitale di 20 cm 2 (pannelli superiori Figura 2) o proiezione ortomosaico 2D (pannelli centrali Figura 2).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61815/61815fig01.jpg"> Figura 1: Fotogrammetria struttura-da-movimento. (A) Esempio di una piattaforma a bobina per il controllo della distanza del nuotatore con una maniglia e un palo collegati per un posizionamento e una movimentazione precisi. (B) Piastrelle di calibrazione. (C) Uno schema del percorso di nuoto con le relative posizioni del nuotatore (verde) e dell'assistente (arancione). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61815/61815fig01large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61815/61815fig02.jpg"> Figura 2: Confronto visivo di modelli digitali di elevazione e ortomosaici. Modelli digitali di elevazione (in alto) e ortomosaici (al centro) costruiti con immagini DSLR (a sinistra) e action cam (a destra). Il pannello inferiore è uno zoom delle aree nelle caselle bianche negli ortomosaici. Le scale della mappa di calore nel pannello superiore rappresentano la distanza dalla superficie dell'acqua in metri (m). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61815/61815fig02large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Canon EOS Rebel SL3</td>
			<td>GoPro Hero 7</td>
		</tr><tr><td>Costo</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Macchina fotografica</td>
			<td>~$600.00</td>
			<td>~$220.00</td>
		</tr><tr><td>Alloggiamento subacqueo</td>
			<td>~$1.700,00</td>
			<td>NA</td>
		</tr><tr><td>Costo totale</td>
			<td>~$2.300,00</td>
			<td>~$220.00</td>
		</tr><tr><td>Foto</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Formato del file fotografico</td>
			<td>.jpeg</td>
			<td>.jpeg</td>
		</tr><tr><td>Risoluzione foto</td>
			<td>24 megapixel</td>
			<td>12 Megapixel (da video 4K)</td>
		</tr><tr><td>Foto allineate / foto totali</td>
			<td>3125 / 3125</td>
			<td>3125 / 3125</td>
		</tr><tr><td>Metriche fotogrammetriche</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Punti nuvolosi sparsi</td>
			<td>2,848,358</td>
			<td>2,630,543</td>
		</tr><tr><td>Punti di nuvole dense</td>
			<td>787,450,347</td>
			<td>225,835,648</td>
		</tr><tr><td>Volti (modello 3D)</td>
			<td>11,919,451</td>
			<td>3,834,651</td>
		</tr><tr><td>Risoluzione del modello DEM (Digital Elevation Model)</td>
			<td>0,831 mm/pixel</td>
			<td>1,77 mm/pixel</td>
		</tr><tr><td>Risoluzione ortomosaico</td>
			<td>0,208 mm/pixel</td>
			<td>0,442 mm/pixel</td>
		</tr><tr><td>Tempi di lavorazione</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Generazione di cloud sparsi</td>
			<td>1 h 23 min</td>
			<td>1 h 27 min</td>
		</tr><tr><td>Generazione di cloud densi</td>
			<td>4 ore</td>
			<td>3 h 11 min</td>
		</tr><tr><td>Rendering del modello mesh</td>
			<td>3 h 32 min</td>
			<td>1 h 49 min</td>
		</tr><tr><td>Rendering delle texture</td>
			<td>19 minuti</td>
			<td>12 minuti</td>
		</tr><tr><td>Tempo totale di elaborazione del computer</td>
			<td>9 h 14 min</td>
			<td>6 h 39 min</td>
		</tr></tbody></table>Tabella 1: informazioni dettagliate sui costi di configurazione, le foto utilizzate per costruire i modelli, le metriche della fotogrammetria e il tempo di elaborazione. L'elaborazione è stata eseguita utilizzando le stesse impostazioni per entrambi i modelli. Si noti che il tempo di elaborazione non include il tempo per vari passaggi come il fotoritocco, l'estrazione di immagini dal video, il riallineamento delle foto e la modifica e il ridimensionamento dei modelli.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Canon EOS Rebel SL3</td>
			<td>GoPro Hero 7</td>
		</tr><tr><td>Immagini</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Dimensione media del file</td>
			<td>~ 8,3 MB</td>
			<td>~ 4,7 MB</td>
		</tr><tr><td>Acquisizione foto</td>
			<td>Modalità continua</td>
			<td>Estratto da video 4K</td>
		</tr><tr><td>Correzione del colore</td>
			<td>Manuale</td>
			<td>Manuale</td>
		</tr><tr><td>Correzione dell'obiettivo</td>
			<td>No</td>
			<td>Sì</td>
		</tr><tr><td>Impostazioni del processo di fotogrammetria</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Generazione di cloud sparsi</td>
			<td>Precisione: Alta</td>
			<td>Precisione: Alta</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td>Punto chiave: 40.000</td>
			<td>Punto chiave: 40.000</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td>Punto di collegamento: 4.000</td>
			<td>Punto di collegamento: 4.000</td>
		</tr><tr><td></td>
			<td>Preselezione generica: Sì</td>
			<td>Preselezione generica: Sì</td>
		</tr><tr><td>Generazione di cloud densi</td>
			<td>Qualità media</td>
			<td>Qualità media</td>
		</tr><tr><td>Generazione di modelli mesh 3D</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>Dati di origine:</td>
			<td>Mappe di profondità</td>
			<td>Mappe di profondità</td>
		</tr><tr><td>Qualità:</td>
			<td>Medio</td>
			<td>Medio</td>
		</tr><tr><td>Numero di volti:</td>
			<td>Basso</td>
			<td>Basso</td>
		</tr><tr><td>Interpolazione:</td>
			<td>Abilitato</td>
			<td>Abilitato</td>
		</tr><tr><td>Calcola i colori dei vertici:</td>
			<td>Sì</td>
			<td>Sì</td>
		</tr><tr><td>Generazione di texture 3D</td>
			<td rowspan="1"></td>
			<td rowspan="1"></td>
		</tr><tr><td>Tipo di texture:</td>
			<td>Mappa diffusa</td>
			<td>Mappa diffusa</td>
		</tr><tr><td>Dati di origine:</td>
			<td>Immagini</td>
			<td>Immagini</td>
		</tr><tr><td>Modalità di mappatura:</td>
			<td>Generico</td>
			<td>Generico</td>
		</tr><tr><td>Fusione:</td>
			<td>Mosaico</td>
			<td>Mosaico</td>
		</tr><tr><td>Dimensione/conteggio texture:</td>
			<td>4096 / 1</td>
			<td>4096 / 1</td>
		</tr><tr><td>Modello digitale di elevazione (DEM)</td>
			<td>Da Nuvola densa</td>
			<td>Da Nuvola densa</td>
		</tr><tr><td>Ortomosaico</td>
			<td>Da DEM</td>
			<td>Da DEM</td>
		</tr></tbody></table>Tabella 2: Informazioni dettagliate sulle immagini raccolte e sull'elaborazione fotogrammetrica. L'elaborazione è stata eseguita utilizzando le stesse impostazioni per entrambi i modelli.
Materiale supplementare. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61815/JoVE_SI_Roach.docx" target="_blank">Clicca qui per scaricare questo file.</a>

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A Field Primer for Monitoring Benthic Ecosystems Using Structure-From-Motion Photogrammetry

Forniamo un protocollo dettagliato per condurre rilievi fotogrammetrici subacquei struttura-da-movimento per generare modelli 3D e ortomosaici.

Un primer sul campo per il monitoraggio degli ecosistemi bentonici utilizzando la fotogrammetria struttura-da-movimento

Structure-from-motion (SfM) photogrammetry is a technique used to generate three-dimensional (3D) reconstructions from a sequence of two-dimensional (2D) ...

a-field-primer-for-monitoring-benthic-ecosystems-using-structure-from

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Education

JoVE Core

JoVE Journal

Civil Engineering

Environment

Unit 1

Introduction to Surveying

SCIENTISTS IN ACTION

3.5K Views.  University of Hawai'i Manoa. Forniamo un protocollo dettagliato per condurre rilievi fotogrammetrici subacquei struttura-da-movimento per generare modelli 3D e ortomosaici.

Video: A Field Primer for Monitoring Benthic Ecosystems Using Structure-From-Motion Photogrammetry

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

La Borsa bentonici di O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; e nutrienti disciolti Utilizzo piccolo nucleo Incubazioni

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

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Modification and Application of a Leaf Blower-vac for Field Sampling of Arthropods

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropod populations in rice. When used in combination with an enclosure, application of this sampling device provides absolute estimates of the populations of arthropods as numbers per standardized sampling area. The sampling efficiency depends critically on the sampling duration. In a mature rice crop, a two-minute sampling in an enclosure of 0.13 m2 yields more than 90% of the arthropod population. The device also allows sampling of arthropods dwelling on the water surface or the soil in rice paddies, but it is not suitable for sampling fast flying insects, such as predatory Odonata or larger hymenopterous parasitoids. The modified blower-vac is simple to construct, and cheaper and easier to handle than traditional suction sampling devices, such as D-vac. The low cost makes the modified blower-vac also accessible to researchers in developing countries.

Assessment of arthropod abundance in crops is critical for investigating population dynamics and species interactions. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropods in rice.

Modifica e applicazione di una Leaf Blower-Vac per Campo di campionamento di Artropodi

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the ...

Reliable Method for Assessing Seed Germination, Dormancy, and Mortality under Field Conditions

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester fabric and glue can be folded and glued to construct a strip of compartments that house seeds and identifying information, while allowing contact with soil leachate, water, microorganisms, and ambient temperature. Strips may be constructed with a wide range of compartment numbers and sizes and allow the researcher to house a variety of genotypes within a single species, different species, or seeds that have experienced different treatments. As opposed to individual seed packets, strips are more easily retrieved as a unit. While replicate packets can be included within a strip, different strips can act as blocks or can be retrieved at different times for observation of seed behavior over time. We used a high temperature glue gun to delineate compartments and sealed the strips once the seed and tags identifying block and removal times were inserted. The seed strips were then buried in the field at the desired depth, with the location marked for later removal. Burrowing animal predators were effectively excluded by use of a covering of metal mesh hardware cloth on the soil surface. After the selected time interval for burial, strips were dug up and seeds were assessed for germination, dormancy and mortality. While clearly dead seeds can often be distinguished from ungerminated living ones by eye, dormant seeds were conclusively identified using a standard Tetrazolium chloride colorimetric test for seed viability.

Here we present a protocol for assessing seed survivorship, germination and dormancy under field conditions using buried, labeled seed strips and tetrazolium chloride (TZ) viability testing.

Metodo affidabile per valutare la germinazione dei semi, dormienza, e mortalità in normali condizioni operative

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester ...

Field Experiments of Pollination Ecology: The Case of Lycoris sanguinea var. sanguinea

Plant-pollinator interactions have been studied for approximately one hundred years. During that time, many field methods have been developed to clarify the pollination effectiveness of each pollinator for visited flowers. Pollinator observations have been one of the most common methods to identify pollinators, and bagging and cage experiments have been conducted to show the effectiveness of specific pollinators. In a previous study of Lycoris sanguinea var. sanguinea, its effective pollinators, the visitation frequencies of each floral visitor, and its reproductive strategies were not identified. This study reports the observation that small bees visited flowers that were partially opened (breaking buds). To the best of our knowledge, this phenomenon has not been reported previously. Further, this study investigates the hypothesis that small bees can pollinate at that flowering stage. This study demonstrates the basic methods of field experiments in pollination ecology using L. sanguinea var. sanguinea. Pollinator observations and digital video showed the visitation frequencies of each floral visitor. Bagging and cage experiments revealed that these flowers could be pollinated fully and that breaking-bud pollination could be important for the pollination of this plant species. The advantages and disadvantages of each method are discussed, and recent developments, including laboratory experiments, are described.

Field Experiments of Pollination Ecology: The Case of Lycoris sanguinea var. sanguinea

To reveal the pollinator effectiveness of a given plant species, multiple methods of field experiments have been developed. This study demonstrates the basic methods of field experiments for pollination ecology using the case study of Lycoris sanguinea var. sanguinea and the novel pollination mechanism, breaking-bud pollination.

Gli esperimenti sul campo di Ecologia: il caso di<em&gt; Sanguinea Lycoris</em&gt; Var.<em&gt; sanguinea</em

Plant-pollinator interactions have been studied for approximately one hundred years. During that time, many field methods have been developed to clarify ...

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and rates of mortality in populations, which has a variety of applications in ecology, including agricultural ecosystems. Horizontal, or cohort-based, life tables provide for the most direct and accurate method of quantifying vital population rates because they follow a group of individuals in a population from birth to death. Here, protocols are presented for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field that takes advantage of the sessile nature of the immature life stages of a global insect pest, Bemisia tabaci. Individual insects are located on the underside of cotton leaves and are marked by drawing a small circle around the insect with a non-toxic pen. This insect can then be observed repeatedly over time with the aid of hand lenses to measure development from one stage to the next and to identify stage-specific causes of death associated with natural and introduced mortality forces. Analyses explain how to correctly measure multiple mortality forces that act contemporaneously within each stage and how to use such data to provide meaningful population dynamic metrics. The method does not directly account for adult survival and reproduction, which limits inference to dynamics of immature stages. An example is presented that focused on measuring the impact of bottom-up (plant quality) and top-down (natural enemies) effects on the mortality dynamics of B. tabaci in the cotton system.

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables allow quantification of the sources and rates of mortality in insect populations and contribute to understanding, predicting and manipulating population dynamics in agroecosystems. Methods for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field for an insect with sessile immature life stages are presented.

Metodologia per lo sviluppo di tavole di sopravvivenza per insetti Sessile nel campo utilizzando la Whitefly, Bemisia tabaci, in cotone come un modello di sistema

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

Ecosystem Fabrication (EcoFAB) Protocols for The Construction of Laboratory Ecosystems Designed to Study Plant-microbe Interactions

Beneficial plant-microbe interactions offer a sustainable biological solution with the potential to boost low-input food and bioenergy production. A better mechanistic understanding of these complex plant-microbe interactions will be crucial to improving plant production as well as performing basic ecological studies investigating plant-soil-microbe interactions. Here, a detailed description for ecosystem fabrication is presented, using widely available 3D printing technologies, to create controlled laboratory habitats (EcoFABs) for mechanistic studies of plant-microbe interactions within specific environmental conditions. Two sizes of EcoFABs are described that are suited for the investigation of microbial interactions with various plant species, including Arabidopsis thaliana, Brachypodium distachyon, and Panicum virgatum. These flow-through devices allow for controlled manipulation and sampling of root microbiomes, root chemistry as well as imaging of root morphology and microbial localization. This protocol includes the details for maintaining sterile conditions inside EcoFABs and mounting independent LED light systems onto EcoFABs. Detailed methods for addition of different forms of media, including soils, sand, and liquid growth media coupled to the characterization of these systems using imaging and metabolomics are described. Together, these systems enable dynamic and detailed investigation of plant and plant-microbial consortia including the manipulation of microbiome composition (including mutants), the monitoring of plant growth, root morphology, exudate composition, and microbial localization under controlled environmental conditions. We anticipate that these detailed protocols will serve as an important starting point for other researchers, ideally helping create standardized experimental systems for investigating plant-microbe interactions.

Ecosystem Fabrication EcoFAB Protocols for The Construction of Laboratory Ecosystems Designed to Study Plant-microbe Interactions

This article describes detailed protocols for ecosystem fabrication of devices (EcoFABs) that enable the studies of plants and plant-microbe interactions in highly controlled laboratory conditions.

Protocolli di fabbricazione (EcoFAB) di ecosistema per la costruzione degli ecosistemi di laboratorio progettato per studiare le interazioni piante-microrganismi

Beneficial plant-microbe interactions offer a sustainable biological solution with the potential to boost low-input food and bioenergy production. A ...

Methods for Image-based Surveys of Benthic Macroinvertebrates and Their Habitat Exemplified by the Drop Camera Survey for the Atlantic Sea Scallop

Underwater imaging has long been used in the field of marine ecology but decreasing costs of high-resolution cameras and data storage have made the approach more practical than in the past. Image-based surveys allow for initial samples to be revisited and are non-invasive compared to traditional survey methods that typically involve nets or dredges. Protocols for image-based surveys can vary greatly but should be driven by target species behavior and survey objectives. To demonstrate this, we describe our most recent methods for an Atlantic sea scallop (Placopecten magellanicus) drop camera survey to provide a procedural example and representative results. The procedure is divided into three critical steps that include survey design, data collection, and data products. The influence of scallop behavior and the survey goal of providing an independent assessment of the U.S. sea scallop resource on the survey procedure are then discussed in the context of generalizing the method. Overall, the broad applicability and flexibility of the University of Massachusetts Dartmouth School for Marine Science and Technology (SMAST) drop camera survey demonstrates the method could be generalized and applied to a variety of sessile invertebrates or habitat focused research.

Image based surveying is an increasingly practical, non-invasive method to sample the marine environment. We present the protocol of a drop camera survey that estimates the abundance and distribution of the Atlantic sea scallop (Placopecten magellanicus). We discuss how this protocol can be generalized for application to other benthic macroinvertebrates.

Metodi per sondaggi basati su immagine di macroinvertebrati bentonici e loro Habitat esemplificato dall'indagine fotocamera goccia per la cappasanta atlantica

Underwater imaging has long been used in the field of marine ecology but decreasing costs of high-resolution cameras and data storage have made the ...

Construction of a Low-cost Mobile Incubator for Field and Laboratory Use

Incubators are essential for a range of culture-based microbial methods, such as membrane filtration followed by cultivation for assessing drinking water quality. However, commercially available incubators are often costly, difficult to transport, not flexible in terms of volume, and/or poorly adapted to local field conditions where access to electricity is unreliable. The purpose of this study was to develop an adaptable, low-cost and transportable incubator that can be constructed using readily available components. The electronic core of the incubator was first developed. These components were then tested under a range of ambient temperature conditions (3.5 &#176;C - 39 &#176;C) using three types of incubator shells (polystyrene foam box, hard cooler box, and cardboard box covered with a survival blanket). The electronic core showed comparable performance to a standard laboratory incubator in terms of the time required to reach the set temperature, inner temperature stability and spatial dispersion, power consumption, and microbial growth. The incubator set-ups were also effective at moderate and low ambient temperatures (between 3.5 &#176;C and 27 &#176;C), and at high temperatures (39 &#176;C) when the incubator set temperature was higher. This incubator prototype is low-cost (&lt; 300 USD) and adaptable to a variety of materials and volumes. Its demountable structure makes it easy to transport. It can be used in both established laboratories with grid power or in remote settings powered by solar energy or a car battery. It is particularly useful as an equipment option for field laboratories in areas with limited access to resources for water quality monitoring.

This paper describes a method for building an adaptable, low-cost and transportable incubator for microbial testing of drinking water. Our design is based on widely available materials and can operate under a range of field conditions, while still offering the advantages of higher-end laboratory-based models.

Costruzione di un incubatore Mobile a basso costo per campo e di laboratorio

Incubators are essential for a range of culture-based microbial methods, such as membrane filtration followed by cultivation for assessing drinking water ...

Cereal Crop Ear Counting in Field Conditions Using Zenithal RGB Images

Ear density, or the number of ears per square meter (ears/m2), is a central focus in many cereal crop breeding programs, such as wheat and barley, representing an important agronomic yield component for estimating grain yield. Therefore, a quick, efficient, and standardized technique for assessing ear density would aid in improving agricultural management, providing improvements in preharvest yield predictions, or could even be used as a tool for crop breeding when it has been defined as a trait of importance. Not only are the current techniques for manual ear density assessments laborious and time-consuming, but they are also without any official standardized protocol, whether by linear meter, area quadrant, or an extrapolation based on plant ear density and plant counts postharvest. An automatic ear counting algorithm is presented in detail for estimating ear density with only sunlight illumination in field conditions based on zenithal (nadir) natural color (red, green, and blue [RGB]) digital images, allowing for high-throughput standardized measurements. Different field trials of durum wheat and barley distributed geographically across Spain during the 2014/2015 and 2015/2016 crop seasons in irrigated and rainfed trials were used to provide representative results. The three-phase protocol includes crop growth stage and field condition planning, image capture guidelines, and a computer algorithm of three steps: (i) a Laplacian frequency filter to remove low- and high-frequency artifacts, (ii) a median filter to reduce high noise, and (iii) segmentation and counting using local maxima peaks for the final count. Minor adjustments to the algorithm code must be made corresponding to the camera resolution, focal length, and distance between the camera and the crop canopy. The results demonstrate a high success rate (higher than 90%) and R2 values (of 0.62-0.75) between the algorithm counts and the manual image-based ear counts for both durum wheat and barley.

We present a protocol for counting durum wheat and barley ears, using natural color (RGB) digital photographs taken in natural sunlight under field conditions. With minimal adjustments for camera parameters and some environmental condition limitations, the technique provides precise and consistent results across a range of growth stages.

Orecchio del raccolto di cereali contando nel campo condizioni utilizzando immagini RGB zenitale

Ear density, or the number of ears per square meter (ears/m2), is a central focus in many cereal crop breeding programs, such as wheat and barley, ...

Fluorescently Labeled Bacteria as a Tracer to Reveal Novel Pathways of Organic Carbon Flow in Aquatic Ecosystems

Elucidating trophic interactions, such as predation and its effects, is a frequent task for many researchers in ecology. The study of microbial communities has many limitations, and determining a predator, prey, and predatory rates is often difficult. Presented here is an optimized method based on the addition of fluorescently labelled prey as a tracer, which allows for reliable quantitation of the grazing rates in aquatic predatory eukaryotes and estimation of nutrient transfer to higher trophic levels.

Presented here is a protocol for a single-cell, epifluorescence microscopy-based technique to quantify grazing rates in aquatic predatory eukaryotes with high precision and taxonomic resolution.