Cette étude a été financée par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine U21A20368 (L. Y.), 82101000 (H. W.) et 82100982 (F. L.), et par le Sichuan Science and Technology Program 2023NSFSC1499 (H. W.). Toutes les données et images originales sont incluses dans cet article.

Les procédures expérimentales de cette étude ont été approuvées par le comité d’éthique de l’École de stomatologie de l’Ouest de la Chine de l’Université du Sichuan (WCHSIRB-D-2021-125). Les souris C57BL/6 adultes ont été obtenues auprès de la Gempharmatech Experimental Animals Company, à Chengdu, en Chine. Toute la couronne de la première molaire maxillaire fait éruption 21 jours après la naissance. Les souris pour la chirurgie doivent avoir plus de 21 jours avec une vitalité normale11. Ici, des souris âgées de 6 à 8 semaines ont été utilisées pour la modélisation. La figure 1 est un organigramme illustrant le protocole utilisé.
1. Préparation préopératoire (Figure 2)
<ol><li>Procurez-vous les instruments suivants : microscope stéréoscopique, plaque de fixation, ruban médical, bâillon buccal, fraise dentaire mini-invasive d’un diamètre de 0,6 mm, pièce à main dentaire à grande vitesse, lime 8 # C+ , coussin chauffant, seringue de 1 ml, boule de coton stérile, pince oculaire.</li>
	<li>Procurez-vous les médicaments suivants : mélange d’anesthésie, pommade vétérinaire.</li>
</ol>2. Préparation du bâillon buccal
<ol><li>Peser et anesthésier la souris par injection intrapéritonéale d’une solution de mélange d’anesthésie (chlorhydrate de kétamine à 10 % + xylazine à 5 % + solution saline isotonique stérile à 85 %) à 0,007 mL/g de poids corporel et confirmer l’anesthésie appropriée par pincement des orteils. Appliquez une pommade lubrifiante ophtalmique sur les yeux pour prévenir les blessures oculaires dues à la dessiccation pendant le fonctionnement. REMARQUE : Des chapeaux médicaux, des masques, des gants et des combinaisons et d’autres protections de base sont nécessaires. Assurez-vous que l’environnement de la chirurgie et la chambre de la souris sont propres et sûrs. Un coussin chauffant pour le soutien thermique tout au long de la procédure est nécessaire.</li>
	<li>Préparez le bâillon buccal comme décrit ci-dessous (Figure 3).<ol><li>Procurez-vous les matériaux suivants : Fil d’arc orthodontique d’un diamètre de 8 μm, pince à cintrer jeune boucle, coupe-fil lourd, marqueur, capuchon en caoutchouc d’une longueur de 3 mm et d’un diamètre de section transversale de 1 mm.</li>
		<li>Tout d’abord, redressez le fil de l’arc avec la main gauche pour la fixation et le pouce, l’index de la main droite pliez légèrement contre l’arc du fil. Répétez cette action plusieurs fois, cela facilitera la flexion à l’angle tridimensionnel correct.</li>
		<li>À l’aide de la pince à cintrer à boucle Yong, pliez le bord supérieur (figure 3G, a-i) du trapèze (figure 3C, a-l-k-b) d’environ 8 mm de long au milieu du fil de l’arc. Assurez-vous que le point a (Figure 3) se trouve sur le bord du bec de la pince.</li>
		<li>Tenez la pince de la main gauche, serrez l’extrémité libre du fil d’arc avec le pouce et l’index droits et pliez le fil d’arc à partir du point a pour faire un angle d’environ 120°. Dupliquez l’action précédente au point i (Figure 3G). Vérifiez si le fil de l’arc est sur un plan en le posant sur une table horizontale sans faire levier.</li>
		<li>Laissez environ 9 mm de longueur de chaque côté (figure 3D, a-b, l-k) et pliez l’extrémité libre à un angle de 75° en utilisant la même habileté que à l’étape 2.2.4, tout en vous assurant que chaque bord est sur un seul plan. Pliez cet angle aigu avec la pointe du bec de la pince.</li>
		<li>Trouvez le point c à environ 5 mm du point b. Suivez la même compétence pour plier un angle de 105° sur le point c. Pliez un autre angle de 105° au point d à 5 mm du point c. Laissez environ 4,5 mm du point d et trouvez le point e. Pliez l’extrémité libre au point e pour former un angle d’environ 100 à 105° (Figure 3E). REMARQUE : Les souris C57 âgées de 6 à 8 semaines que nous avons utilisées pesaient environ 20 g. L’espacement de 5 mm pourrait non seulement coincer les mâchoires supérieure et inférieure des souris sans bouger, mais aussi ne pas appuyer sur la peau des souris et causer de l’inconfort. Si d’autres espèces ou âges de souris sont utilisés, veuillez ajuster la longueur des parties c-d et i-h en fonction de la situation réelle (Figure 3E,G).</li>
		<li>Pliez un abaisse-langue supplémentaire pour la partie mandibulaire (Figure 3G, j-i-h-g).</li>
		<li>Dupliquez les étapes de pliage d’une pièce a-b-c sur une pièce l-k-j. Serrez les pièces i-k et k-j en même temps et pliez l’extrémité libre au point j pour la rendre verticale par rapport au plan i-k-j. Le point de serrage i, qui se trouve à 5 mm du point j, pliez l’extrémité libre pour la rendre parallèle au plan i-k-j et à la pièce c-d (figure 3H).</li>
		<li>Laissez une longueur de 5 mm à partir du point i, au point h, pliez l’arc verticalement à la partie i-h et parallèle au plan j-i-h. Trouvez le point g à 5 mm du point h. Serrez le plan j-i-h-g et pliez l’extrémité libre symétriquement à la pièce k-j. Ensuite, l’extrémité libre après le point f doit être symétrique à l’extrémité libre du point e (Figure 3H).</li>
		<li>Placez des capuchons en caoutchouc sur l’extrémité libre (Figure 3F).</li>
	</ol></li>
</ol>3. L’immobilisation
<ol><li>Fixez la souris en décubitus dorsal sur la plaque de fixation avec les membres fixés par du ruban adhésif. Compressez les extrémités libres du bâillon buccal avec le pouce et l’index.</li>
	<li>Fixez les incisives avant de la souris dans la rainure trapézoïdale de deux bras. Assurez-vous que le bras avec l’abaisse-langue est pour la mandibule. Ajustez le bâillon buccal pour vous assurer que la langue de la souris est immobilisée mais pas ischémique.</li>
</ol>4. Évaluation des dents
<ol><li>Assurez-vous que la première molaire maxillaire de la chirurgie doit être exempte de caries dentaires, de traumatismes et d’odontogenèse. Assurez-vous qu’il n’y a pas de rougeur, d’enflure ou de fistule sur la gencive environnante. Assurez-vous que les dents opposées sont saines et disponibles pour agir comme groupe témoin sain.</li>
</ol>5. Exposition à la pulpe
<ol><li>Utilisez la fraise dentaire pour percer du côté occlusal de la première molaire maxillaire à une vitesse de 20 000 tr/min. Assurez-vous que l’émail est enlevé. Conservez l’opération avec la pièce à main dentaire uniquement dans une couche peu profonde de dentine afin d’éviter une stimulation thermique excessive sur le tissu de la pulpe dentaire12.</li>
	<li>Dans le même temps, évitez la surchauffe en utilisant une seringue pour déposer une solution saline normale sur la dent toutes les 3 minutes pendant l’opération.</li>
	<li>Mettez une lime 8 # ou 10 # C+ sur la position la plus basse de la fosse percée et percez la dernière dentine pour exposer la chambre pulpaire. Ce sera une sensation évidente de chute lorsque la dentine locale sera complètement éliminée. Ne sondez pas trop profondément, sinon le tissu de la pulpe dentaire pourrait être sorti de la chambre pulpaire.</li>
	<li>Nettoyez les fragments autour de la dent. Enlevez le bâillon ; L’opération est terminée. Utilisez la première molaire maxillaire opposée comme commande sans opération.</li>
</ol>6. Soins postopératoires
<ol><li>Après la chirurgie, administrez du carprofène (5 mg/kg) par voie sous-cutanée et placez la souris sur le coussin chauffant chimiothermique en position couchée jusqu’à ce qu’elle se remette de l’anesthésie. Nourrissez les souris et donnez-leur de l’eau potable. Le processus de récupération doit être supervisé. Aucun autre animal ne doit se trouver dans la même chambre jusqu’à ce que la souris soit complètement rétablie.</li>
</ol>7. Collecte et stockage des échantillons
<ol><li>Euthanasier la souris atteinte d’une luxation cervicale sous anesthésie profonde 24 h après l’opération ou à tout autre moment selon l’expérience9. Coupez les muscles du squelette attachés au maxillaire et au zygoma avec des ciseaux ophtalmiques. Retirez le squelette, l’os frontal et les tissus mous et retirez la gnathostégite lamina avec les molaires maxillaires. REMARQUE : Selon He et al., il est recommandé que l’échantillon de pulpite soit prélevé moins de 72 heures après la chirurgie pour éviter une nécrose étendue dans le tissu de la pulpe dentaire13.</li>
	<li>Divisez sagittairement la gnathostégite en deux et stockez le tissu dans du paraformaldéhyde à 4% dans du PBS, pH 7,4, à 4 °C pour une fixation de 24h.</li>
</ol>8. Analyse histologique
<ol><li>Lavez les tissus avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) et détartrez-les dans une solution de détartrage à 5 % d’EDTA et de saccharose à 4 % de PBS, pH 7,4, à 4 °C pendant 2 à 4 semaines10.</li>
	<li>Incorporez la 1/2 gnathostégite dans la paraffine et assurez-vous que la face sagittale sans dents se trouve au fond des cassettes de tissus.</li>
	<li>Coupez le bloc de paraffine en tranches de 5 μm d’épaisseur à l’aide d’un microtome de paraffine. Ajustez l’angle du bloc de paraffine en fonction de la relation proximale, distale, supérieure et inférieure observée au microscope pour vous assurer que la pulpe de la couronne complète et la perforation de la première molaire peuvent être coupées.</li>
</ol>

Création d’un modèle murin d’inflammation de la pulpe à l’aide d’un nouveau bâillon buccal 

<ol>
	<li>Kleinert, A., Kleinert, L., Ozimirska, M., Cha&#322;as, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endodontium+-+together+or+separately.">Endodontium - together or separately.</a> Folia Morphol. 77 (3), 409-415 (2018).</li><li>Dhillon, H., Kaushik, M., Sharma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+endodontics-Creating+new+horizons.">Regenerative endodontics-Creating new horizons.</a> J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 104 (4), 676-685 (2016).</li><li>Prati, C., Pirani, C., Zamparini, F., Gatto, M. R., Gandolfi, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+20-year+historical+prospective+cohort+study+of+root+canal+treatments.+A+Multilevel+analysis.">A 20-year historical prospective cohort study of root canal treatments. A Multilevel analysis.</a> Int Endod J. 51 (9), 955-968 (2018).</li><li>Su, Y., Wang, C., Ye, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+rate+and+post-obturation+pain+of+single-+versus+multiple-visit+endodontic+treatment+for+infected+root+canals:+a+systematic+review.">Healing rate and post-obturation pain of single- versus multiple-visit endodontic treatment for infected root canals: a systematic review.</a> J Endod. 37 (2), 125-132 (2011).</li><li>Murray, P. E., Garcia-Godoy, F., Hargreaves, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+endodontics:+a+review+of+current+status+and+a+call+for+action.">Regenerative endodontics: a review of current status and a call for action.</a> J Endod. 33 (4), 377-390 (2007).</li><li>Arora, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+application+of+immunotherapy+for+modulation+of+pulp+inflammation:+opportunities+for+vital+pulp+treatment.">Potential application of immunotherapy for modulation of pulp inflammation: opportunities for vital pulp treatment.</a> Int Endod J. 54 (8), 1263-1274 (2021).</li><li>Eramo, S., Natali, A., Pinna, R., Milia, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dental+pulp+regeneration+via+cell+homing.">Dental pulp regeneration via cell homing.</a> Int Endod J. 51 (4), 405-419 (2018).</li><li>Hasan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+Toll-like+receptor+2,+Dectin-1,+and+Osteopontin+in+murine+model+of+pulpitis.">Expression of Toll-like receptor 2, Dectin-1, and Osteopontin in murine model of pulpitis.</a> Clin Oral Investig. 27 (3), 1177-1192 (2023).</li><li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DDIT3+aggravates+pulpitis+by+modulating+M1+polarization+through+EGR1+in+macrophages.">DDIT3 aggravates pulpitis by modulating M1 polarization through EGR1 in macrophages.</a> Int Immunopharmacol. 120, 110328 (2023).</li><li>Richert, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+critical+analysis+of+research+methods+and+experimental+models+to+study+pulpitis.">A critical analysis of research methods and experimental models to study pulpitis.</a> Int Endod J. 55 (Suppl 1), 14-36 (2022).</li><li>Huang, X. F., Zhao, Y. B., Zhang, F. M., Han, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+study+of+gene+expression+during+tooth+eruption+and+orthodontic+tooth+movement+in+mice.">Comparative study of gene expression during tooth eruption and orthodontic tooth movement in mice.</a> Oral Dis. 15 (8), 573-579 (2009).</li><li>Kwon, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermal+irritation+of+teeth+during+dental+treatment+procedures.">Thermal irritation of teeth during dental treatment procedures.</a> Restor Dent Endod. 38 (3), 105-112 (2013).</li><li>He, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulpal+tissue+inflammatory+reactions+after+experimental+pulpal+exposure+in+mice.">Pulpal tissue inflammatory reactions after experimental pulpal exposure in mice.</a> J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).</li><li>Karrar, R. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+biomarkers+for+objective+assessment+of+symptomatic+pulpitis:+A+systematic+review+and+meta-analysis.">Molecular biomarkers for objective assessment of symptomatic pulpitis: A systematic review and meta-analysis.</a> Int Endod J. 56 (10), 1160-1177 (2023).</li><li>Goldman, E., Reich, E., Abramovitz, I., Klutstein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inducing+apical+periodontitis+in+mice.">Inducing apical periodontitis in mice.</a> J Vis Exp. (150), e59521 (2019).</li><li>Duncan, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Present+status+and+future+directions-Vital+pulp+treatment+and+pulp+preservation+strategies.">Present status and future directions-Vital pulp treatment and pulp preservation strategies.</a> Int Endod J. 55 (Suppl 3), 497-511 (2022).</li><li>Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+different+dental+burs+for+experimental+induction+of+pulpitis+in+mice.">Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice.</a> Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).</li><li>Du, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indigenous+microbiota+protects+development+of+medication-related+osteonecrosis+induced+by+periapical+disease+in+mice.">Indigenous microbiota protects development of medication-related osteonecrosis induced by periapical disease in mice.</a> Int J Oral Sci. 14 (1), 16 (2022).</li></ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

En tant que tissu mou solitaire à l’intérieur des dents, la pulpe dentaire joue un rôle crucial dans le maintien de la bioactivité de la dent, mais reste très sensible. La préservation de cette pulpe vitale est devenue l’approche initiale privilégiée dans les traitements endodontiques récents, nécessitant une compréhension complète des mécanismes inflammatoires de la pulpe dentaire16. La fluctuation spatio-temporelle du microenvironnement inflammatoire et les interactions entre le...

La pulpe dentaire, partie intégrante de la dent, est responsable de plusieurs fonctions essentielles telles que l’apport en nutriments, la formation de dentine, la fonction sensorielle et les réactions de défense1. Néanmoins, la pulpe dentaire, entourée de tissus durs, est sensible aux blessures et aux dommages causés par les caries profondes, la pulpite, les traumatismes ou les thérapies ultérieures 2,3. L’absence de pulpe dentaire fonctionnelle augmente le risque de fragilité dentaire4. De plus, la perte de vitalité de la pulpe chez les jeunes dents permanentes peut nuire à la maturation des dents, et les techniques actuelles de prothèse dentaire ne parviennent pas à restaurer la rétroaction neuronale offerte par une pulpe saine4. Cette situation a conduit les chercheurs à explorer des solutions alternatives pour gérer la pulpe enflammée au-delà de la simple élimination.
En 2007, Murray et al. ont initié l’application de l’ingénierie tissulaire dans l’endodontie régénérative, suscitant ainsi un intérêt accru pour la préservation et la régénération de la pulpe5. Cependant, l’inflammation du tissu pulpaire pose un défi car les cellules libèrent des facteurs inflammatoires tels que l’IL-6, qui recrutent les cellules inflammatoires et entraînent une nécrose cellulaire, une perte de vitalité de la pulpe et des complications dans la récupération fonctionnelle 6,7. La compréhension de l’inflammation et de la mort cellulaire associée est donc cruciale pour les progrès dans la préservation de la pulpe vitale. Un certain nombre d’expériences ont été menées pour explorer la biologie moléculaire de la pulpe enflammée in vivo ou in vitro 8,9. Bien que des expériences in vitro telles que les cultures cellulaires 2D ou 3D aient été développées pendant des années et deviennent matures et largement utilisées pour tester les réactions des cellules pulpaires aux facteurs inflammatoires, ces expériences ne peuvent pas refléter l’interaction entre le tissu pulpaire et le système immunitaire systémique10. Si le phénomène étudié est dérivé de cellules d’autres origines tissulaires comme le système immunitaire, vasculaire et nerveux, alors la culture de cellules pulpaires pures conduira à une impasse. Par conséquent, les expériences in vivo sont très nécessaires et référentielles.
Les souris sont de plus en plus devenues un choix courant dans la recherche sur l’inflammation in vivo en raison de leur rentabilité, de leur fertilité élevée et de leur vitalité. Cependant, il n’existe actuellement aucun protocole complet pour le modèle de pulpite chez la souris, qui puisse servir de référence. La petite taille des souris et leur sensibilité à la stimulation posent des défis importants lors des procédures expérimentales. L’observation des minuscules dents dissimulées profondément dans la bouche de la souris nécessite souvent l’utilisation d’un microscope en porte-à-faux, malgré la présence plus courante de microscopes de bureau dans les laboratoires. L’absence d’ouvre-bouche nécessite l’aide d’autres personnes. Pour résoudre ce problème, le groupe a conçu un bâillon en utilisant des matériaux facilement disponibles qui vise à fournir un protocole standardisé et reproductible pour la construction du modèle de pulpite chez la souris. Cet article détaille la procédure, couvrant la préparation préopératoire, l’immobilisation, la chirurgie d’exposition à la pulpe et le prélèvement d’échantillons sur des souris C57. Ce protocole recommande l’utilisation du bâillon buccal, fournissant des informations sur sa structure, sa production et son application pour faciliter la reproduction de la procédure par d’autres chercheurs.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Animal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57/B6J mice</td>
			<td>Gempharmatech Experimental Animals Company</td>
			<td>C57/B6J</td>
			<td>For the establishment of pulp exposure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe</td>
			<td>Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus &#38; Instruments Co. LTD.</td>
			<td>SB1-074(IV)</td>
			<td>Apply in drug injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8# C+ file</td>
			<td>Readysteel</td>
			<td>0010047</td>
			<td>Apply in exposing the roof of pulp chamber.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Mix solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>10% ketamine hydrochloride+ 5% xylazine + 85% sterile isotonic saline.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI Staining Solution</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>C1005</td>
			<td>Apply in immunofluorescence staining for counter-staining of nucleus.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental high-speed dental handpiece</td>
			<td>Jing yuan electronic commerce technology</td>
			<td>WJ-422</td>
			<td>Apply in pulp exposure.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heavy wire cutter</td>
			<td>Jirui Medical Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>none</td>
			<td>Apply inarc cutting.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin and Eosin Stain kit</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BL700B</td>
			<td>For the histological analysis of the slides.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IL-6 antibody</td>
			<td>Novus</td>
			<td>NBP2-89149</td>
			<td>Apply in immunofluorescence staining to detect the inflammation of the dental pulp.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine(Ketamine hydrochloride)</td>
			<td>Vet One, Boise, Idaho, USA</td>
			<td>C3N VT1</td>
			<td>100mg/kg, IP. Apply in nesthetization.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical tap</td>
			<td>3M</td>
			<td>1530</td>
			<td>Apply in mice immobilization.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Orthodontic arch wire&#160;</td>
			<td>Shanghai Wei Rong Medical Apparatus Co. LTD.</td>
			<td>K417</td>
			<td>Diameter of 8&#181;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round dental burr (0.6 mm)</td>
			<td>Shofu global</td>
			<td>072208</td>
			<td>Apply in removing enamel and shallow layer of dentin.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Young loop bending plier</td>
			<td>Jirui Medical Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>none</td>
			<td>Apply in arc bending.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

establishment of a murine pulp exposure model with a novel mouth-gag for pulpitis research

La pulpite, une cause fréquente de perte naturelle de dents, entraîne une nécrose et une perte de bioactivité dans la pulpe dentaire enflammée. L’élucidation des mécanismes sous-jacents à la pulpite et son traitement efficace est un objectif permanent de la recherche endodontique. Par conséquent, il est essentiel de comprendre le processus inflammatoire dans la pulpe dentaire pour améliorer la préservation de la pulpe. Par rapport à d’autres expériences in vitro , un modèle de pulpite murine offre un contexte plus authentique et génétiquement diversifié pour observer la progression pathologique de la pulpite. Cependant, l’utilisation de souris, malgré leur rentabilité et leur accessibilité, pose des difficultés en raison de leur petite taille, de leur mauvaise coordination et de leur faible tolérance, ce qui complique les procédures intrabuccales et dentaires. Ce protocole introduit une nouvelle conception et l’application d’un bâillon buccal pour exposer la pulpe de souris, facilitant ainsi des procédures intra-orales plus efficaces. Le bâillon buccal, composé d’une arcade dentaire, est facilement accessible à la plupart des dentistes et peut accélérer considérablement la préparation chirurgicale, même pour les premières procédures. La micro-tomodensitométrie, la coloration à l’hématoxyline-éosine (HE) et la coloration par immunofluorescence ont été utilisées pour identifier les changements dans la morphologie et l’expression cellulaire. L’objectif de cet article est d’aider les chercheurs à établir une procédure plus reproductible et moins exigeante pour créer un modèle d’inflammation de la pulpe à l’aide de ce nouveau bâillon buccal.

The dental pulp, an integral part of the tooth, is responsible for multiple essential functions such as nutrient supply, dentin formation, sensory function, and defense reactions1. Nevertheless, the dental pulp, surrounded by hard tissue, is susceptible to injuries and damages from deep caries, pulpitis, trauma, or subsequent therapies2,3. The absence of functional dental pulp increases the risk of tooth fragility4. Moreover, the loss of pulp vitality in young permanent teeth can adversely affect tooth maturation, and current denture techniques fail to restore the neural feedback offered by healthy pulp4. This situation has led researchers to explore alternative solutions for managing inflamed pulp beyond mere removal.
In 2007, Murray et al. initiated the application of tissue engineering in regenerative endodontics, thereby sparking increased interest in pulp preservation and regeneration5. However, inflamed pulp tissue poses a challenge as cells release inflammatory factors such as IL-6, which recruit inflammatory cells and results in cell necrosis, loss of pulp vitality, and complications in functional recovery6,7. Understanding inflammation and the associated cell death is, therefore, crucial for advancements in the preservation of vital pulp. There are a number of experiments that have been conducted to explore the molecular biology of the inflame pulp in vivo or in vitro8,9. Though in vitro&#160;experiments like 2D or 3D cell cultures have been developed for years and are becoming mature and widely used to test reactions of pulp cells to inflammatory factors, these experiments cannot reflect the interaction between pulp tissue and the systemic immune system10. If the phenomenon being studied is derived from cells of other tissue origin like immune, vascular and nervous system, then pure pulp cell culture will lead to a dead end. Therefore, in vivo experiments are very necessary and referential.
Mice have increasingly become a common choice in inflammation research in vivo&#160;due to their cost-effectiveness, high fertility, and vitality. However, a comprehensive protocol for mice pulpitis model is currently absent, which can serve as a reference. The small size of mice and their sensitivity to stimulation pose significant challenges during experimental procedures. Observing the minuscule teeth concealed deep within the mouse mouth often necessitates the use of a cantilever microscope, notwithstanding the more common presence of desktop microscopes in laboratories. The absence of a mouth opener requires assistance from others. To address this, the group has devised a mouth-gag using readily available materials which aims to provide a standardized and reproducible protocol for constructing the mice pulpitis model. This article details the procedure, covering preoperative preparation, immobilization, pulp exposure surgery, and sample collection on C57 mice. This protocol recommends the use of the mouth-gag, providing information on its structure, production, and application to facilitate other researchers in replicating the procedure.

Pleins feux sur l’auteur : Améliorer la recherche sur la pulpe dentaire grâce à des modèles murins améliorés

Etablissement d’un modèle d’exposition à la pulpe murine avec un nouveau bâillon pour la recherche sur la pulpite

Individual experiments like 2D or 3D cell cultures have been widely used to test the reactions of dental pulp cells. These experiments cannot reflect the interaction between pulp tissue and the systemic immune system. Therefore, in vivo experiments are becoming increasingly popular in endodontic research.C57 mice have increasingly become a common choice in inflammation research on dental pulp due to their cost effectiveness, high fertility and vitality. However, the small size of mice and lack of coordination posed significant challenges during experimental procedures. The fixation process is an important factor that higher the technical threshold.We devised a novel mouth gag using readily available materials and simple assemblies to assist researchers in pulp exposure surgery. According to our research, this mouth gag can significantly shorten the time required for beginners to immobilize the mouth and expose the maxillary first molar of mice.

La procédure décrite ci-dessus a été réalisée sur la première molaire maxillaire droite de 3 souris C57BL/6 âgées de 6 à 8 semaines, tandis que les premières molaires maxillaires gauches ont été préservées comme témoin. Les résultats d’histologie et d’immunofluorescence à partir d’échantillons de contrôle à blanc, de pulpite à 12 h et de pulpite à 24 h ont été utilisés pour la démonstration.
Conformément au protocole d’analyse par tomodensitométrie de Goldm...

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Cet article présente un protocole simplifié pour établir un modèle de pulpite chez la souris à l’aide d’un bâillon buccal innovant, suivi d’une analyse histologique ultérieure.

Pulpitis, a common cause of natural tooth loss, leads to necrosis and loss of bioactivity in the inflamed dental pulp. Unraveling the mechanisms ...

Des expériences individuelles telles que les cultures cellulaires 2D ou 3D ont été largement utilisées pour tester les réactions des cellules de la pulpe dentaire. Ces expériences ne peuvent pas refléter l’interaction entre le tissu pulpaire et le système immunitaire systémique. Par conséquent, les expériences in vivo deviennent de plus en plus populaires dans la recherche endodontique.Les souris C57 sont de plus en plus devenues un choix courant dans la recherche sur l’inflammation de la pulpe dentaire en raison de leur rentabilité, de leur fertilité élevée et de leur vitalité. Cependant, la petite taille des souris et le manque de coordination ont posé des défis importants lors des procédures expérimentales. Le processus de fixation est un facteur important qui augmente le seuil technique.Nous avons conçu un nouveau bâillon buccal en utilisant des matériaux facilement disponibles et des assemblages simples pour aider les chercheurs dans la chirurgie d’exposition à la pulpe. Selon nos recherches, ce bâillon buccal peut raccourcir considérablement le temps nécessaire aux débutants pour immobiliser la bouche et exposer la première molaire maxillaire des souris.

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Research

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Medicine

Establishment of a Murine Pulp Exposure Model with a Novel Mouth-Gag for Pulpitis Research

657 vues.  Sichuan University. Des expériences individuelles telles que les cultures cellulaires 2D ou 3D ont été largement utilisées pour tester les réactions des cellules de la pulpe dentaire. Ces expériences ne peuvent pas refléter l’interaction entre le tissu pulpaire et le système immunitaire systémique. Par conséquent, les expériences in vivo deviennent de plus en plus populaires dans la recherche endodontique.Les souris C57 sont de plus en plus devenues un choix courant dans la recherche sur l’...

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Pulpitis, a common cause of natural tooth loss, leads to necrosis and loss of bioactivity in the inflamed dental pulp. Unraveling the mechanisms underlying pulpitis and its efficient treatment is an ongoing focus of endodontic research. Therefore, understanding the inflammatory process within the dental pulp is vital for improving pulp preservation. Compared to other in vitro experiments, a murine pulpitis model offers a more authentic and genetically diverse context to observe the pathological progression of pulpitis. However, using mice, despite their cost-effectiveness and accessibility, poses difficulties due to their small size, poor coordination, and low tolerance, complicating intraoral and dental procedures. This protocol introduces a novel design and application of a mouth-gag to expose mouse pulp, facilitating more efficient intraoral procedures. The mouth-gag, comprised of a dental arch readily available to most dentists and can significantly expedite surgical preparation, even for first-time procedures. Micro-CT, hematoxylin-eosin (HE) staining, and immunofluorescence staining were used to identify changes in morphology and cell expression. The aim of this article is to help researchers establish a more reproducible and less demanding procedure for creating a pulp inflammation model using this novel mouth-gag.

This article presents a streamlined protocol for establishing a pulpitis model in mice using an innovative mouth-gag, followed by subsequent histological analysis.

Recherche

Médecine

Preparation of the Mouth Gag for a Mouse Pulpitis Model

To begin, straighten an 8 micron thick orthodontic arch wire with your left hand while keeping the right hand slightly bent against the wire arc. Use a Young loop bending plier to bend the top edge of the trapezoid about eight millimeters at the midpoint of the bow wire. Ensure that point A is on the edge of the plier beak.Now hold the plier with the left hand. Clamp the free end of the bow wire with the right thumb and forefinger, then bend the bow wire from point A to make a 120-degree angle. Place the arch wire on a horizontal table to check if it is on a single plane.Leave about nine millimeters on each side of the wire and use pliers to bend the free end to a 75-degree angle. Now locate point C which is about five millimeters from point B.Bend the wire at point C to make a 105-degree angle. Similarly, bend the wire at points D and E.Clamp the IK and KJ parts simultaneously.Duplicate the A, B, C bending at points L, J, and K, then bend the free end at point J to make it vertical to the IKJ plane. Bend an extra tongue depressor for the mandibular part. Clamp point I five millimeters from point J and bend the free end to make it parallel to both the IKJ plane and the CD part.Next, leave a five millimeter gap from point I and at point H, bend the arch vertically to the IH and JIH planes. Locate point G five millimeters from H and clamp the JIHG lane. Then bend the arch at point G.Now bend the free end symmetrical to the KJ plane.The free end after point F should be symmetrical to the free end at point E.Finally, place rubber caps on the free ends.

Préparation du bâillon buccal pour un modèle de pulpite de souris

Using A Mouth Gag for Pulpitis Assessment in Mice

To begin, fix an anesthetized mouse in a supine position on a fixation plate. Secure the limbs with skin tape. Compress the free ends of a prepared mouth gag with the thumb and the index finger.Fix the mouse's front incisors in the trapezoidal groove between the two arms of the mouth gag. Ensure the arm with the tongue depressor is placed on the mandibula. Check the maxillary first molar to ensure it is free of dental caries, trauma, and odontogenesis.Assess the surrounding gingiva to ensure absence of redness, swelling, or fistula. Then, check the health of the opposite teeth. Next, with a dental burr, drill the occlusal side of the maxillary first molar at 20, 000 RPM.Remove the enamel. With a syringe, drop normal saline every three minutes over the tooth to prevent overheating. Put a number 8 C+file on the lowest position of the drilled pit and pierce the last dentine to expose the pulp chamber.Clean the fragments around the tooth, then remove the mouth gag. The time taken to fix the mouth with the mouth gag and to find the maxillary first molar was significantly shortened relative to the traditional method. The pulp exposure was confirmed through micro CT and reconstruction modeling.At 24 hours post-surgery, most of the pulp tissue retained its morphology.