Ce travail a été soutenu par une bourse de recherche Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) et une bourse Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) (PID36444) de l’Université d’Anvers; par une bourse de chercheur clinique principal (à VFS) et des subventions de recherche du Fonds pour la recherche scientifique de Flandre (numéros de demande 1842219N, G021019N, G0D0520N et G021420N); par une subvention de recherche de ERA.Net RUS Plus (2018, Consortium de projet 278); par une subvention du Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). Nous remercions les cabinets Abbott et Boston Scientific d’avoir parrainé une grande partie des responsables de stimulateurs cardiaques et les sociétés, Medtronic et Biotronik, pour le prêt d’un programmeur de stimulateurs cardiaques. Nous remercions le personnel animalier de l’animalerie de l’Université d’Anvers pour leurs excellents soins aux animaux.

<ol>
	<li>Hindricks, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2020+ESC+Guidelines+for+the+diagnosis+and+management+of+atrial+fibrillation+developed+in+collaboration+with+the+European+Association+for+Cardio-Thoracic+Surgery+(EACTS):+The+Task+Force+for+the+diagnosis+and+management+of+atrial+fibrillation+of+the+European+Society+of+Cardiology+(ESC)+Developed+with+the+special+contribution+of+the+European+Heart+Rhythm+Association+(EHRA)+of+the+ESC.">2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC.</a> European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).</li><li>Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+atrium+and+embolic+stroke:+myopathy+not+atrial+fibrillation+as+the+requisite+determinant.">The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant.</a> JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).</li><li>Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atrial+myopathy.">Atrial myopathy.</a> JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).</li><li>Jalife, J., Kaur, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atrial+remodeling,+fibrosis,+and+atrial+fibrillation.">Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation.</a> Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).</li><li>Fu, X. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-17A+contributes+to+the+development+of+post-operative+atrial+fibrillation+by+regulating+inflammation+and+fibrosis+in+rats+with+sterile+pericarditis.">Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis.</a> International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).</li><li>Liao, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPV4+blockade+suppresses+atrial+fibrillation+in+sterile+pericarditis+rats.">TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats.</a> JCI Insight. 5 (23), 137528 (2020).</li><li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+inflammation+in+the+initiation+and+maintenance+of+atrial+fibrillation+and+the+protective+effect+of+atorvastatin+in+a+goat+model+of+aseptic+pericarditis.">Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis.</a> Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).</li><li>Vizzardi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Risk+factors+for+atrial+fibrillation+recurrence:+a+literature+review.">Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review.</a> Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), 235-253 (2014).</li><li>Dosdall, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+atrial+fibrillation+causes+left+ventricular+dysfunction+in+dogs+but+not+goats:+experience+with+dogs,+goats,+and+pigs.">Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs.</a> American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).</li><li>Schuttler, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+atrial+fibrillation.">Animal models of atrial fibrillation.</a> Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).</li><li>Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atrial+fibrillation+begets+atrial+fibrillation.+A+study+in+awake+chronically+instrumented+goats.">Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats.</a> Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).</li><li>Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+different+pacing+protocols+on+the+induction+of+atrial+fibrillation+in+a+transvenously+paced+sheep+model.">Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model.</a> Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).</li><li>Pag&#233;, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+animal+model+of+atrial+flutter.">A new animal model of atrial flutter.</a> Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).</li><li>Schwartzman, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+plasma-based,+amiodarone-impregnated+material+decreases+susceptibility+to+atrial+fibrillation+in+a+post-cardiac+surgery+model.">A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model.</a> Innovations. 11 (1), 59-63 (2016).</li><li>BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet Available from: <a target="_blank" href="https://www.vetcompendium.be/nl">https://www.vetcompendium.be/nl</a> (2021)</li><li>Swindle, M. M., Smith, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. , (2016).</li><li>Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine Available from: <a target="_blank" href="https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine">https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine</a> (2021)</li><li>Ettrup, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+surgical+techniques+in+the+Gottingen+minipig:+intubation,+bladder+catheterization,+femoral+vessel+catheterization,+and+transcardial+perfusion.">Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652 (2011).</li></ol>

Aucun des auteurs n’a de conflit d’intérêts à divulguer.

Un modèle animal de grande taille fiable est un atout majeur pour l’étude de la myopathie auriculaire et de la FA et le développement de nouvelles thérapies pour la FA. L’implantation de sondes de stimulateur cardiaque sur l’épicarde auriculaire a permis un suivi longitudinal et des tests électrophysiologiques répétitifs, ce qui est difficile chez les petits animaux. Les mini-cochons sont faciles à manipuler et leur cœur est structurellement et physiologiquement similaire au cœur humain...

La fibrillation auriculaire (FA) est l’arythmie cardiaque la plus répandue, entraînant une morbidité, une mortalité et des frais de santé importants1. Dans de nombreux cas, la FA n’est que le symptôme électrique de la myopathie auriculaire sous-jacente, qui est définie par le remodelage structurel, électrique, autonome et contractile des oreillettes. Cette myopathie auriculaire peut entraîner une FA et un accident vasculaire cérébral 2,3. La plupart des thérapies ne ciblent que le remodelage électrique, mais ne ciblent pas les changements structurels sous-jacents dans les oreillettes (inflammation et fibrose)4,5,6,7. C’est probablement l’une des raisons pour lesquelles les thérapies actuelles ne sont que marginalement efficaces, en particulier dans la myopathie auriculaire plus avancée8.
Un modèle animal reproductible est crucial pour cibler l’inflammation et la fibrose présentes dans la myopathie auriculaire. Des modèles de tachypacing auriculaire ont été développés chez plusieurs grandes espèces animales 9,10,11,12. Dans ces modèles, le tissu auriculaire est rythmé en continu pendant de longues périodes pour induire des changements électriques et éventuellement structurels. Les principaux inconvénients des modèles de tachypacing sont la longue durée avant l’apparition des signes structurels de myopathie auriculaire et leur pertinence uniquement pour les syndromes cliniques dans lesquels des anomalies électriques se développent avant la myopathie auriculaire. Un risque théorique est l’échec de la stimulation du plomb dû à la fibrose au cours d’un long suivi9.
Dans les modèles de péricardite stérile, du talc stérile est pulvérisé sur la surface épicardique des oreillettes pour induire une réaction inflammatoire et fibrotique aiguë, entraînant une myopathie auriculaire 13,14. Les porcs ont une anatomie et une physiologie cardiaques similaires à celles des humains et, par conséquent, les modèles porcins ont une grande pertinence translationnelle. Les avantages de l’utilisation de minipigs sont qu’ils sont plus faciles à manipuler en raison de leur plus petite taille que les souches de porc conventionnelles et peuvent être maintenus pendant une longue période sans augmentation significative du poids corporel10. Toutes ces raisons font de la péricardite stérile chez les minipigs un excellent modèle pour l’investigation de la myopathie auriculaire et de la fibrillation. Ce protocole et cette vidéo visent à faciliter la mise en place de ce modèle dans différents centres de recherche et à normaliser les protocoles pour étudier l’inductibilité de la FA.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg</td>
			<td>Carfil</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia and preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ECG electrodes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endotracheal tube 6.5 mm ID</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>115-65OR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>External cardioverter-defibrillator</td>
			<td>Innomed</td>
			<td>Cardio-aid 200B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>OK.</td>
			<td>OUB 60321</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch</td>
			<td>BD</td>
			<td>381323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope blade size 4</td>
			<td>Miller</td>
			<td>SUS426601</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monitor</td>
			<td>GE Medical systems</td>
			<td>2600040-003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Respirator</td>
			<td>Datex-Ohmeda</td>
			<td>1009-9000-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shaver</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>GT 104 / REF 985203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe driver pump</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>082470</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arterial and central venous line placement</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide</td>
			<td>Arrow medical</td>
			<td>EU-22703-EN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arteral catheter 3 French, 8 cm</td>
			<td>Vygon</td>
			<td>1,15,090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Caresite Luer access device</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>415122-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heparinized saline</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure monitoring set, 195 cm</td>
			<td>Edwards Lifesciences</td>
			<td>T005021M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure tubing 180 cm</td>
			<td>Edwards Lifesciences</td>
			<td>50P172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>suture with needle</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound gel</td>
			<td>Zealand coating</td>
			<td>446-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound with vascular probe</td>
			<td>Philips healthcare</td>
			<td>EPIQ 7C / REF BZE1723</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical set</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt-tip surgical scissors</td>
			<td>Martin</td>
			<td>11-934-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60 degrees curved Debakey forceps</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>FB403</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anatomical forceps</td>
			<td>AS</td>
			<td>13-102-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Debakey forceps</td>
			<td>Geister</td>
			<td>10-0634</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocautery module</td>
			<td>Alsa</td>
			<td>Alsatom SU 140/D MPC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Holders for stainless steel wire</td>
			<td>COBE</td>
			<td>013-123</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mosquito</td>
			<td>Leibinger</td>
			<td>32-01008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needledriver, fine</td>
			<td>Delacroix-Chevalier</td>
			<td>50302-21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needledriver, normal</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BM 77</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rib spreader</td>
			<td>Martin</td>
			<td>24-178-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>0511</td>
			<td>no. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors for stainless steel wire</td>
			<td>Jakobi</td>
			<td>411830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spreaders</td>
			<td>AS</td>
			<td>16-058-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sternum saw</td>
			<td>Eure-Power</td>
			<td>5000020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sternum saw blade</td>
			<td>MicroAire</td>
			<td>ZR-032M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical consumables</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disinfectant: iodine, chlorhexidine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocautery pencil with push button, cable 5 m</td>
			<td>Dongguan QueenMed Equipment</td>
			<td>ESPB4001LQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gastric tube</td>
			<td>Vygon</td>
			<td>390.12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilene-0, 75 cm</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F2505H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monocryl 3-0, 70 cm</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>Y423H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouth masks, hair nets</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining</td>
			<td>Oriplast Krayer</td>
			<td>VK00352</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolene 6-0, 75 cm</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8711H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel monofilament non-absorbable suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W995</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile drapes</td>
			<td>3M</td>
			<td>9010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gauze 20 x 10 cm</td>
			<td>Stella</td>
			<td>35921</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gloves</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile surgical gown</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steritalc PF3</td>
			<td>Novatech</td>
			<td>16863</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl-0, 75 cm</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>V324H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardiac pacing</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm</td>
			<td>Boston Scientific</td>
			<td>4474</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>2088TC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ellegaard G&#246;ttingen Minipig Frame 3</td>
			<td>Lomir</td>
			<td>DF H1PU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ellegaard G&#246;ttingen Minipig Sling Cover</td>
			<td>Lomir</td>
			<td>SS CEG1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropace cardiac stimulator</td>
			<td>Boston Scientific</td>
			<td>EPS 320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pacemaker for pacing</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>Azure XT DR MRI SureScan</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pacemaker for sensing</td>
			<td>Biotronik</td>
			<td>Eluna 8 DR-T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pacemaker programmer for pacing</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>CareLink Encore 29901A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pacemaker programmer for sensing</td>
			<td>Biotronik</td>
			<td>ICS 3000 DS CD-W US</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medication</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL</td>
			<td>Sterop</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL</td>
			<td>Sterop</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Catapressan 150 &#181;g/mL, 1 ml clonidine</td>
			<td>Boehringer Ingelheim</td>
			<td>BE021402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazoline 2 g powder</td>
			<td>Mylan</td>
			<td>BE319794</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone</td>
			<td>Sanofi</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Durogesic 50 &#181;g/h fentanyl patches</td>
			<td>Janssen-Cilag</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose 5%, 500 mL</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>AE0063</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketalar 50 mg/mL, 10 mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>804101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine</td>
			<td>Aspen</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000</td>
			<td>Aspen</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam 5 mg/ml, 3 mL</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>3521740</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Morfine 10 mg/mL, 1 mL</td>
			<td>Sterop</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9%, 500 mL</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>AKE1323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine</td>
			<td>Pohl Boskamp</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL</td>
			<td>Aguettant</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasmalyte 1000 mL</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>AKE0324</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol 10 mg/mL, 20 mL</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>3521810</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protamine 1400 IU/mL, 5 mL</td>
			<td>Leo pharma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL</td>
			<td>Janssen-Cilag</td>
			<td>95103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol</td>
			<td>AstraZeneca</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL</td>
			<td>Abbvie</td>
			<td>1283-415</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium</td>
			<td>Aspen</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sterile pericarditis in aachener minipigs as a model for atrial myopathy and atrial fibrillation

La fibrillation auriculaire (FA) est l’arythmie la plus courante causée par le remodelage structurel des oreillettes, également appelée myopathie auriculaire. Les thérapies actuelles ne ciblent que les anomalies électriques et non la myopathie auriculaire sous-jacente. Pour le développement de nouvelles thérapies, un grand modèle animal reproductible de myopathie auriculaire est nécessaire. Cet article présente un modèle de myopathie auriculaire induite par la péricardite stérile chez les minipigs d’Aachener. La péricardite stérile a été induite par la pulvérisation de talc stérile et laissant une couche de gaze stérile sur la surface épicardique auriculaire. Cela a conduit à l’inflammation et à la fibrose, deux composants cruciaux de la physiopathologie de la myopathie auriculaire, rendant les oreillettes sensibles à l’induction de la FA. Deux électrodes de stimulateurs cardiaques ont été positionnées de manière épicardique sur chaque atrium et connectées à deux stimulateurs cardiaques de fabricants différents. Cette stratégie a permis une stimulation auriculaire programmée non invasive répétée pour déterminer l’inductibilité de la FA à des moments précis après la chirurgie. Différents protocoles pour tester l’inductibilité af ont été utilisés. Les avantages de ce modèle sont sa pertinence clinique, avec l’inductibilité de la FA et l’induction rapide de l’inflammation et de la fibrose - toutes deux présentes dans la myopathie auriculaire - et sa reproductibilité. Le modèle sera utile dans le développement de nouvelles thérapies ciblant la myopathie auriculaire et la FA.

Morbidité et mortalité : Lorsque nous avons commencé à développer ce modèle de péricardite stérile chez les minipigs d’Aachener, nous avons remarqué une mortalité périopératoire de 4 porcs sur 17 (23,5%): 3 décès sur 4 sont survenus lors des 6 premières chirurgies en raison d’un « effet de courbe d’apprentissage ». Les étiologies étaient les suivantes: 2 porcs sont morts à cause d’un arrêt respiratoire postopératoire; ce problème a été résolu en réduisant la dose d...

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Sterile Pericarditis in Aachener Minipigs As a Model for Atrial Myopathy and Atrial Fibrillation

Nous décrivons un modèle de péricardite stérile chez les minipigs pour étudier la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire (FA). Nous présentons des techniques chirurgicales et anesthésiques, des stratégies d’accès vasculaire et un protocole pour étudier l’inductibilité de la FA.

Péricardite stérile chez les minipigs d’Aachener comme modèle pour la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire

Atrial fibrillation (AF) is the most common arrhythmia caused by structural remodeling of the atria, also called atrial myopathy. Current therapies only ...

La myopathie auriculaire peut entraîner une fibrillation auriculaire, qui est l’arythmie la plus courante chez l’homme. Le modèle de péricardite stérile est un modèle animal fiable et de grande taille qui ressemble à la pathogenèse de la myopathie auriculaire. Ce modèle fournit une induction rapide de la myopathie auriculaire en quelques semaines.En outre, des études d’électrophysiologie répétées peuvent facilement être effectuées dans une période de suivi sans avoir besoin de cathétérismes répétés. En raison de la similitude de l’anatomie et de la physiologie par rapport aux humains, le modèle minipig présenté ici peut être utilisé pour étudier la physiopathologie de la myopathie auriculaire et de la fibrillation auriculaire, mais peut également être utilisé dans la découverte préclinique de médicaments. Commencez par préparer le système conducteur de pression.Ajouter 5 000 unités internationales d’héparine à un sac IV contenant 500 millilitres de solution saline à 0,9 %. Placez l’animal en position couchée, puis étendez la jambe et localisez l’artère fémorale à l’aide d’ultrasons avec la sonde vasculaire dans le cadre carotidien. Désinfecter la zone inguinale avec de la chlorhexidine.Perforez l’artère fémorale à l’aide d’un guidage échographique et insérez une gaine de 3 Français à l’aide de la technique Seldinger. Fixez la gaine avec la suture et connectez-la au transducteur pour rincer. Surveillez la pression artérielle en temps réel.Faites une incision de cinq centimètres dans le sillon à la bordure médiale du muscle sternocléidomastoïdien. Ensuite, disséquez carrément jusqu’à ce que la veine jugulaire interne soit atteinte. Retirez le tissu fibreux autour de la veine et placez une suture carrée Prolene 6 par 0 autour du site de cathétérisme souhaité pour obtenir le contrôle des vaisseaux.Canulez la veine jugulaire interne avec un CVC à triple lumière de 3 Français en utilisant la technique de Seldinger. Ensuite, serrez la suture Prolene 6-0 autour du cathéter. Fixez la poignée du cathéter sur le muscle sternocléidomastoïdien.Tunneliser les trois luminaires du cathéter séparément et fixer fermement les extrémités à la peau. Mettez sur l’orifice d’injection sans aiguille, puis fermez le site d’incision en deux couches. Faites une incision médiane manubrium du sternum à trois centimètres en dessous du processus xiphoïde jusqu’à ce que le sternum devienne apparent.Disséquez carrément caudalement du processus xiphoïde. Placez un doigt ou des ciseaux à dissection émoussés sur le côté viscéral du sternum et retirez le tissu conjonctif en suivant la surface sternale viscérale autant que possible. Utilisez la scie à sternum pour fendre le sternum.Utilisez ensuite l’épandeur de sternum pour élargir l’accès à la cavité thoracique, en évitant d’endommager la plèvre. Ouvrez soigneusement le péricarde et utilisez des sutures de suspension pour le garder hors du champ chirurgical. Après avoir testé le mécanisme d’extension et de rétraction de la vis de fixation du plomb, placez la pointe du plomb sur une pince incurvée et courbez le stylet de 60 degrés, si nécessaire.Mettez une compresse sur le ventricule gauche et tirez-la doucement de côté pour avoir une vue sur l’oreillette gauche. Lors de la visualisation de l’oreillette gauche, placez fermement la pointe de plomb sur sa paroi aussi près que possible des veines pulmonaires et aussi loin que possible du ventricule. Vissez-le en étendant l’hélice dans le tissu auriculaire, de préférence avec une légère inclinaison.Travaillez rapidement et relâchez immédiatement la pression sur le ventricule gauche. Mesurez le seuil de détection et de stimulation et l’impédance du plomb à l’aide d’un stimulateur électrique programmable ou d’un stimulateur cardiaque. S’assurer qu’il n’y a pas de surpersure ventriculaire lors de la stimulation à haute tension.Placez une sonde de stimulateur cardiaque sur l’oreillette droite complètement analogue à la mise en place de la sonde auriculaire gauche. S’assurer que les deux fils quittent le thorax à la ligne médiane. Le plomb auriculaire gauche doit être creusé dans la graisse sous-cutanée abdominale du processus xiphoïde vers le flanc gauche et le plomb auriculaire droit vers le flanc droit.Faites une poche de stimulateur cardiaque dans la graisse sous-cutanée sur les flancs gauche et droit du cochon. Connectez un stimulateur cardiaque capable d’effectuer une stimulation en rafale de 50 Hertz avec le plomb auriculaire gauche et un stimulateur cardiaque d’un autre fabricant avec le fil d’oreillette droit, puis placez-les dans les poches. Exposez à nouveau les oreillettes en écartant doucement les ventricules, puis couvrez les ventricules avec de la gaze.Vaporisez du talc stérile sur la surface épicardique des deux oreillettes à l’aide du distributeur. Laissez une couche de gaze stérile sur la surface épicardique des oreillettes. Vérifiez une dernière fois la position des sondes du stimulateur cardiaque avant de commencer la fermeture.Fermez le péricarde à l’aide du monocryl 3-0 et le sternum à l’aide du fil d’acier inoxydable, puis fermez le sous-cutané et la peau à l’aide de Vicryl zero et de monocryl 3-0, respectivement. Une fois la plaie sternale guérie, pesez à nouveau le cochon pour le suivi, puis placez l’animal dans une écharpe de retenue et amenez-le au bloc opératoire. Fixez l’ECG et la surveillance de la saturation et placez les têtes du programmeur sur leurs stimulateurs cardiaques correspondants.Interrogez le stimulateur cardiaque. Vérifiez les paramètres du stimulateur cardiaque pour l’apparition d’une FA spontanée. Un avertissement ventriculaire est normal lors de l’utilisation d’un stimulateur cardiaque à double chambre. Déterminez l’impédance, les seuils de détection et de stimulation.Déterminer la période réfractaire effective auriculaire approximative de la durée de cycle la plus courte à laquelle une capture de rapport de un pour un est maintenue pendant la stimulation de l’éclatement. Déterminer le temps de conduction entre les sondes auriculaires gauche et droite en mesurant le temps entre l’initiation du pic de stimulation et la dépolarisation auriculaire sur le plomb auriculaire droit. Exécutez trois protocoles comme décrit dans le manuscrit textuel.En notant la durée de la FA et l’inductibilité de la FA pour chaque protocole, permettez ensuite à l’animal de se réveiller ou de poursuivre d’autres procédures. Une augmentation progressive du seuil de tension et de l’impédance du plomb auriculaire gauche a été observée au fil du temps, indiquant une fibrose accrue. Les protocoles de stimulation préjudiciable et de stimulation en rafale de 50 Hertz ont eu plus de succès que le protocole AERP plus 30 millisecondes.L’inductibilité de la FA a commencé à augmenter deux semaines après la chirurgie jusqu’à environ 25% Le protocole AERP plus 30 millisecondes était le moins efficace, montrant une inductibilité AF d’environ 10%. La stimulation préjudiciable et la stimulation en rafale de 50 Hertz ont augmenté l’inductibilité AF à environ 40% Cet électrogramme auriculaire du stimulateur cardiaque auriculaire gauche montre l’induction d’un épisode de FA après cinq secondes de stimulation en rafale de 50 Hertz. Alors que dans celui-ci, il n’y a pas d’induction AF.La coloration trichrome du tissu auriculaire gauche par Masson a montré des niveaux plus élevés de fibrose interstitielle ou paravasculaire chez les animaux de péricardite stérile par rapport aux simulacres. La quantification en aveugle du pourcentage de la surface du tissu fibrotique bleu par rapport à la zone myocardique totale a montré que la péricardite stérile induit plus de fibrose paravasculaire et interstitielle dans le tissu auriculaire que la chirurgie simulée. Le plus important est d’obtenir un bon positionnement des fils du stimulateur cardiaque avec un seuil de tension adéquat et sans capture ventriculaire.Il est très difficile de corriger les problèmes avec les sondes de stimulateur cardiaque après la chirurgie initiale car la fibrose étendue observée dans ce modèle interdit le remplacement des sondes. Ce protocole se concentre sur les études chirurgicales et électrophysiologiques, mais le modèle peut également être utilisé pour l’histologie et l’imagerie cardiaque, y compris la tomodensitométrie et l’IRM. En outre, par rapport aux rongeurs, la plus grande quantité de tissu auriculaire permet des études transcriptomiques et protéomiques détaillées.

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