JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

שיתוף פעולה בין אונקוגן הופעל כמו RAS V12 ומוטציות בגנים קוטביות תא כמו שרבטה, לגרום לצמיחת גידול בדרוזופילה שבו תאים סרטניים גם להציג התנהגויות פולשנית. הנה פרוטוקול פשוט לאינדוקציה והתבוננות בגידולים שפירים ופולשנית מוצג.

Abstract

דרוזופילה האירה את ההבנה של הבסיס הגנטי של התפתחות מחלה ורגילה שלנו בעשורים האחרונים, וכיום היא ממשיכה לתרום הרבה מאוד להבנה של מחלות מורכבות 1-7 שלנו. התפתחות של גידולים משפירים למצב גרורתי היא אירוע מורכב 8 וכבר הדגם בדרוזופילה כדי לעזור לנו להבין טוב יותר את הבסיס הגנטי של מחלה זו 9. כאן אני מציג פרוטוקול פשוט כדי לגרום גנטי, להתבונן ולאחר מכן לנתח את ההתפתחות של גידולים בזחלי דרוזופילה. טכניקת האינדוקציה הגידול מבוססת על מערכת MARCM 10 ומנצלת את שיתוף הפעולה בין אונקוגן הופעל, ראס V12 ואובדן של גנים קוטביות תא (שרבט, דיסקי זחלים ענק גדולים וקטלניים) כדי ליצור גידולים פולשניים 9. אני אדגים כיצד ניתן דמיינו גידולים אלה בזחלים ללא פגע ואז איך אלה יכולים להיות גזורים החוצה לניתוח נוסף. הפרוטוקול פשוטים שהוצג כאן צריך לעשות את זה אפשרי עבור טכניקה זו כדי להיות מנוצל על ידי חוקרים מעוניינים בהבנת תפקידו של גן בפלישת גידול.

Introduction

התפתחות של גידולים משפירים למצב גרורתי היא תהליך חכם צעד שמאופיין בהתחמקות ממנגנוני הגנה בגוף נוכחי 8. לדוגמא תאים סרטניים בגוף חייבים להיות מסוגלים להתחמק ממערכת החיסון ואפופטוזיס, פריצת דרך המטריצה ​​תאית מיוחדת (ECM) הנקראת קרום במרתף, ולהתגבר על כל פקדים חברתיים שהוטלו על ידי התאים המקיפים את 8. זוהי דרך התקדמות חכמה צעד שהתאים הסרטניים לרכוש את היכולת להעביר וליישב אתרים מרוחקים בתהליך הנקרא גרורות. ההבנה של אופן שבו התאים הסרטניים מתגבר על החסמים שהוטלו על ידי הגוף שלנו היא עדיין בחיתוליו, לעומת זאת, התמונה המצטיירת ממחקר שנעשתה עד כה מצביע על שימוש חוזר של תהליכים התפתחותיים נורמלים ומסלולי איתות על ידי התאים הסרטניים 11-13.

זבוב הפירות דרוזופילה melanogaster תרם מאוד לunderstanding של התפתחות נורמלית ומחלה באמצעות שימוש בטכניקות גנטיות מתוחכמות שפותחו בעשורים האחרונים 14-17. באמצעות mutagenesis וכלי ביטוי יתר שהגענו להבנה טובה יותר של אונקוגנים שונים וגני מדכאי סרטן 18-22. עם זאת, גרורות סרטניים היא תוצאה של שיתוף פעולה בין כמה נגעים גנטיים שנחקר בעיקר במודלים של תרבית תאי 23,24 כמו גם מודלים xenograft שונים 25-27. יש מודלים אלו אם כי עוצמה המגבלות שלהם כמו שהם לא לחקות לחלוטין את התנאים נמצאו בכל יצור חי. יתר על כן, מודלים מהונדסים זמינים בעכברים הם מסורבלים ולא תורם לניתוח גנטי של התנהגות 28,29 פולשנית. מספר מחקרים ניסו להבין פלישה של תאים סרטניים בדרוזופילה 30,31. טכניקות אלו בעיקר לנצל השתלה של גידולים ראשוניים למארחים ולאחר מכן מסתמכות על מעקב טרהnsplanted גידולים לפלישה לרקמות שכנות 32,33. טכניקה רבת עוצמה בשם MARCM 10 הותאמה על ידי Pagliarini ושו למודל פלישת גידול בדרוזופילה 9. דוגמנות גנטית אלגנטית זה של פלישת גידול ניצלה את שיתוף הפעולה בין אונקוגן הופעל ואובדן קוטביות תא. כוחו של דוגמנות זה טמון בעובדה שהגידולים פולשניים נוצרים באורגניזם שלם ובכך לעקוף את הצורך בהשתלה של רקמות. כדי להביא לשיתוף פעולה בשעור, אונקוגן הופעל כמו ראס V12 מתבטא בשיבוטים של תאים בדיסק עיניים מחושים הזחל. כתוצאה מטכניקת MARCM שיבוטים אלה גם מסומנים בחלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP) להדמיה קלה ונעשים הומוזיגוטים למוטציות קוטביות תא כמו זחלים קטלניים ענק, שרבט, ודיסקים גדולים. התוצאה היא ה-GFP מתויגת גידולים פולשניים ב מורכב cephalic. בדו"ח זה אניתדגים כיצד לגרום, ולחזות גידולים פולשניים אלה הן בהקשר של זחלים שלמים והמורכב בcephalic גזור החוצה. האינדוקציה הגידול המובאת כאן מנצלת חומרים כימיים בכרומוזום השני של דרוזופילה. בטבלה 2, אני מספק רישום של מניות על כרומוזומים X ו -3 שניתן לנצלם לאותה מטרה. אני מאמין כי פרוטוקול פשוט זו יהפוך את הטכניקה הזו נגישה לחוקרים המעוניינים בהבנת הבסיס המולקולרי של התקדמות גידול.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

1. אינדוקציה של גידולים לא פולשני שפירים

  1. השתמש במניות רשומות בטבלה 2 לאינדוקציה של גידולים שפירים.
  2. הכן את תרבות המתנע עבור המניה "בוחן" של גנוטיפ הבא: y, w, אי-FLP1; Tub-Gal80, FRT40A;> y Act5C +> Gal4, כטב"מ-GFP
  3. הכן את תרבות המתנע עבור המניה "נבדקה" של גנוטיפ הבא: w; FRT40A, כטב"מ-V12 ראס / ארגון נוער קתולי
  4. לאסוף עשר בתולות מהמלאי "הבוחן" ועשרה זכרים מהמלאי "נבדק".
  5. לחצות את הזכרים ונקבות מ" הבוחן "והמנייה" נבדקה "על ידי הצבת את שניהם בבקבוקון עם אוכל לטוס.
  6. הנח את הצלב בחממה 25 ° C ולאפשר הזכרים ונקבות להזדווג ולהטיל ביצים ל24-48 שעה.
  7. בדקו את הבקבוקונים לתצהיר ביצה מספיק ואת הימצאותם של זחלי instar הראשונים ולוודא כי התרבות היא לא להתייבש.
    1. הוסף כמה טיפות של autoclavedמים מזוקקים לתרבות כדי לשמור אותו הלח (אם התרבות היא התייבשות).
    2. תמשיך לעקוב אחר התרבות וחזור על שלב 1.7.1 במידת הצורך.
  8. שים לב נדודי זחלי instar שלישיים תחת סטראו הקרינה כפי שתואר בסעיף 3.

2. אינדוקציה של גידולים פולשניים

  1. השתמש במניות רשומות בטבלה 2 לאינדוקציה של גידולים פולשניים.
  2. השתמש בתרבות המתנע מצעד 1.2 לעיל של גנוטיפ הבא: y, w, אי-FLP1; Tub-Gal80, FRT40A; Act5C y> +> Gal4, כטב"מ-GFP
  3. הכן את תרבות המתנע עבור המניה "נבדקה" של גנוטיפ הבא: w;, FRT40A, ראס כטב"מ V12 / ארגון נוער הקתולי LGL 4
  4. לאסוף עשר בתולות מהמלאי "הבוחן" ועשרה זכרים מהמלאי "נבדק".
  5. לחצות את הזכרים ונקבות מ" הבוחן "והמנייה" נבדקה "על ידי הצבת את שניהם בבקבוקון עם f זבובood.
  6. הנח את הצלב בחממה 25 ° C ולאפשר הזכרים ונקבות להזדווג ולהטיל ביצים ל24-48 שעה.
  7. בדקו את הבקבוקונים לתצהיר ביצה מספיק ואת הימצאותם של זחלי instar הראשונים ולוודא כי התרבות היא לא להתייבש.
    1. הוסף כמה טיפות של autoclaved מים מזוקקים לתרבות כדי לשמור אותו הלח (אם התרבות היא התייבשות).
    2. תמשיך לעקוב אחר התרבות לצעד יובש וחזור על 2.7.1 לפי צורך.
  8. שים לב לזחלי instar שלישיים תחת סטראו הקרינה כפי שתואר בסעיף 3.

3. תצפית של גידולים שפירים ופולשני

  1. השתמש זחלי instar שלישיים לבידוד גידול שפיר וויזואליזציה.
    1. הרטב מברשת צבע במים מזוקקים, ובאמצעות מברשת צבע זה לגרד כמה זחלי instar שלישיים מהקיר של בקבוקון התרבות.
    2. הנח זחלים בשקופית דיכאון עם 1X PBS ולאחר מכן באמצעות גרוטאות מברשת צבע רטובותדואר את כל חומר מזון מהאפידרמיס הזחל.
    3. מניחים את הזחלים בצלחת פטרי ולהשאיר במקפיא -20 מעלות צלזיוס במשך 30 דקות כדי לשתק את הזחל.
      1. שיטה חלופית כדי לשתק זחלים באמצעות FLYNAP.
      2. הנח את שרביט FLYNAP טבול בFLYNAP לבקבוקון מ3.1.3.2 ולאחר חיבור הבקבוקון פקוק בואו בקבוקון עם זחלים לעמוד 30-40 דקות.
    4. מניחים את הזחל המשותק בשקופית זכוכית, להוסיף טיפה של שמן halocarbon אור, מכסה עם מכסה זכוכית ולהתבונן תחת סטראו הקרינה עם היכולת לדמיין חלבון פלואורסצנטי הירוק (GFP).
    5. זחלי נושאות גידול השפירים יהיו לזרוח ירוקים באזור הקדמי שבו מורכב cephalic הוא הווה.
  2. בחר יום 10 זחלים (אחרי גיוס) מהתרבות שנקבעה בשלב המס '2 לעיל לתצפית של גידולים פולשניים. יום 10 זחלים נבחרו בגלל שיש לי זחלי נושאות גידול פולשני l מורחבשלב Arval ובאופן כללי לא מצליח pupariate.
  3. עקוב 3.1.1 צעדים ל3.1.4 אלא שבמקום יום שימוש זחלי instar השלישי 10 זחלים.
    1. זחלי נושאות גידול פולשני יום 10 יהיו לזרוח ירוקים באזור הקדמי שבו מורכב cephalic הוא הווה.
  4. אם מיקרוסקופ פלואורסצנטי מצויד במצלמה דיגיטלית ואז לקחת תמונות של זחלי נושאות גידול השפירים ופולשנית fluorescing.

4. Dissection של התצפית מורכבת ונוספת מסוג cephalic של גידולים שפירים ופולשני

האפידרמיס השקוף של הזחל מקשה לשמור על המידה של פלישה של גידולים. כך המידה של פלישה היא מדמיין טוב יותר על ידי ביתור מורכב cephalic מהזחל. צריכים להיות מנוצלים בשלבים הבאים כדי לנתח מורכב cephalic.

  1. בעזרת מברשת צבע רטובה בחר זחלים שלישיים instar (לגידולים שפירים) ויום 10 זחלים (עבור גידולים פולשניים) from צלוחיות התרבות, בהתאמה.
  2. הנח זחלים בטוב של צלחת לנתיחה המכילה קר 1X PBS. השתמש במברשת צבע כדי לגרד את כל חלקיקי מזון מן האפידרמיס הזחל.
    1. העבר את הזחלים נקיים גם טרי של הצלחת לנתיחה המכילה קר 1X PBS.
    2. בדוק לנוכחות של הקרינה ה-GFP באמצעות סטראו מסוגל לאתר הקרינה. בטל זחלים אינן נושאים ה-GFP.
  3. הוספת 1.0ml של קר 1X PBS ולטרי על הצלחת לנתיחה ובאמצעות זוג המלקחיים להעביר זחל נושאת או גידולים שפירים או פולשני (פרוטוקול הנתיחה נשאר זהה לאלה שני סוגים של גידולים).
  4. החזק את הזחל מטה בעזרת זוג מלקחיים על 2/3rds מהקצה הקדמי.
    1. השתמש זוג מלקחיים האחר וזריזות להפריד 1/3rd האחורי של הזחל וזורקים אותו.
    2. עזוב את 2/3rds הקדמי של הזחל. ככל שהלחץ בתוך הזחל משתחרר תוכןזחל יהיה לטפטף מתוך חלל הגוף.
    3. השתמש זוג מלקחיים כדי להסיר את הבטן, שומן גוף ואת התוכן פנימי אחר של הזחל שניגר מתוך חלל הגוף.
    4. השתמש זוג המלקחיים להחזיק את הקרס בפה של הזחל ולדחוף אותו לתוך האפידרמיס הזחל ובאמצעות זוג מלקחיים האחר להפוך את הזחל לחלוטין.
    5. השתמש במלקחיים בעדינות ובזהירות כדי להסיר את השומן בגוף, בלוטות רוק, מעיים, מורכבת דיסק כנף וכל צינורות לקנה הנשימה. מורכב cephalic צריך להיות גלוי כעת מחובר לקרס הפה של הזחל ההפוך. אונות המוח ואת חוט עצב הגחון (VNC) עדיין תהיינה מחוברים לאפידרמיס הזחל דרך העצבים הנובעים מVNC.
    6. השתמש זוג מלקחיים כדי לשבור בעדינות את הקשרים בין עצבי cephalic והאפידרמיס הזחל.
    7. , שיתוף cephalic כמו חיבורי העצב בין VNC והאפידרמיס הזחל שבורים וגוף עודף שומן ורקמות אחרות הוסרוmplex יהיה ברור לעין ויצורף האפידרמיס הזחל רק בווי הפה.
    8. מורכב cephalic ניתן להשאיר מצורף האפידרמיס הזחל אם מורכב צריך להיות קבוע עבור יישומים במורד הזרם כמו מכתים נוגדן או להדמיה מאוחר יותר.
    9. אם אין יישומים נוספים במורד הזרם הייתי להתבצע לאחר מכן מורכב cephalic יכול להיות מנותק מן האפידרמיס הזחל והניח בטיפת גליצרול תקשורת הרכבה המבוסס על התבוננות וניתוח נוספים. השתמש Vectashield כתקשורת הרכבה.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

תוצאות

כתוצאה מהפרוטוקול מובאת כאן המשתמש יהיה מסוגל לגרום לגידולים שפירים על ידי overexpressing אונקוגן הופעל בדיסק דמותי מחושים עיני הזחל. משתמש גם תוכל לגרום לגידולים פולשניים בדיסק המחושים העין על ידי overexpressing אונקוגן הופעל בשיבוטים של תאים גם למוטציה גנטית קוטביות תא. הגידו?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

הסרטן הוא מחלה מורכבת עם הבנה הרבה יותר טובה היום מאשר בעבר. עם זאת, הרבה עדיין צריכה ללמוד והסביר לפני שיש לנו תמונה של המנגנונים שלמה. הפרוטוקול פשוט שהוצג כאן מאפשר לגרום גנטי גידולים שפירים ופולשני בהאורגניזם כולו ולאחר מכן ללמוד את הביולוגיה הקשורים להתפתחות של ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

אין לי מה לחשוף.

Acknowledgements

מחקר במעבדה שלי הוא נתמך על ידי משרד wku של קופות הפעלת ביולוגיה, מחקר wku קרן RCAP-אני מעניק # 11-8032 ועל ידי מענק KBRIN-AREA במימון באמצעות מענק הורה מהמכון הלאומי למדעי רפואה כלליות של המכון הלאומי בריאות תחת מספר הפרסים 5P20GM103436-13. אני רוצה גם להודות ד"ר טיאן שו במעבדה שהכיר לי את הטכניקה הזאת ואת ד"ר ריימונד Pagliarini שהוקמה בטכניקה זו ראשונה במעבדה שו.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
10X PBS (phosphate buffered saline) pH 7.2 stock solutionInvitrogen, Sigma Aldrich
Chilled 1X PBS pH7.2 working solutionInvitrogen, Sigma AldrichMake fresh and refrigerate, can be used up to a week
FlynapCarolina BiologicalsFly anesthesia needed to anesthetize larvae
Fixative0.1M PIPES, pH 7.2, 4% ParaformaldehydeNeeded to fix the dissected cephalic complex
Ice BucketSeveralMaintain solutions on ice. Also, dissect cephalic complex in chilled 1X PBS and then place on ice in an Eppendorf tube
1.7ml Eppendorf tubeVarious
Glass slides, cover glassFisher Scientific
Vectashield Mounting Media or any other mounting mediaVector Laboratories
Halocarbon 200 or 700 OilPolysciences Inc. or Halocarbon.comHalocarbon 200 is used to mount the larvae for visualization on a fluorescence stereoscope
Sally Hansen "Hard as Nails" nail polishCan be found at any general merchandise storeNeeded to seal the edges of Coverslip
A Leica MZ16.5 fluorescence stereomicroscope or any other fluorescence stereomicroscopeLeica and othersNeeded to observe the GFP fluorescence in larvae
Dumont #5 forcepsFine Science Tools
Pyrex 9 well spot plate or any other dissection dishSigma Aldrich
Paint BrushCan be found at any general merchandise store
Table 1. Materials needed to perform the experimental protocol presented in this article.

References

  1. Bale, A. E. Hedgehog signaling and human disease. Annu Rev Genomics Hum Genet. 3, 47-65 (2002).
  2. Bier, E., Bodmer, R. Drosophila, an emerging model for cardiac disease. Gene. 342, 1-11 (2004).
  3. Coombs, G. S., Covey, T. M., Virshup, D. M. Wnt signaling in development, disease and translational medicine. Curr Drug Targets. 9, 513-531 (2008).
  4. Gistelinck, M., Lambert, J. C., Callaerts, P., Dermaut, B., Dourlen, P. Drosophila models of tauopathies: what have we learned. Int J Alzheimers Dis. 2012, 970980(2012).
  5. Marsh, J. L., Thompson, L. M. Drosophila in the study of neurodegenerative disease. Neuron. 52, 169-178 (2006).
  6. Reiter, L. T., Bier, E. Using Drosophila melanogaster to uncover human disease gene function and potential drug target proteins. Expert Opin Ther Targets. 6, 387-399 (2002).
  7. Valenta, T., Hausmann, G., Basler, K. The many faces and functions of beta-catenin. EMBO J. 31, 2714-2736 (2012).
  8. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
  9. Pagliarini, R. A., Xu, T. A genetic screen in Drosophila for metastatic behavior. Science. 302, 1227-1231 (2003).
  10. Wu, J. S., Luo, L. A protocol for mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) in Drosophila. Nat Protoc. 1, 2583-2589 (2006).
  11. Boccaccio, C., Comoglio, P. M. Invasive growth: a MET-driven genetic programme for cancer and stem cells. Nat Rev Cancer. 6, 637-645 (2006).
  12. Srivastava, A., Pastor-Pareja, J. C., Igaki, T., Pagliarini, R., Xu, T. Basement membrane remodeling is essential for Drosophila disc eversion and tumor invasion. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 2721-2726 (2007).
  13. Wang, W., Eddy, R., Condeelis, J. The cofilin pathway in breast cancer invasion and metastasis. Nat Rev Cancer. 7, 429-440 (2007).
  14. Brand, A. GFP as a cell and developmental marker in the Drosophila nervous system. Methods Cell Biol. 58, 165-181 (1999).
  15. Brand, A. H., Dormand, E. L. The GAL4 system as a tool for unravelling the mysteries of the Drosophila nervous system. Curr Opin Neurobiol. 5, 572-578 (1995).
  16. Vidal, M., Cagan, R. L. Drosophila models for cancer research. Curr Opin Genet Dev. 16, 10-16 (2006).
  17. Parks, A. L., et al. Systematic generation of high-resolution deletion coverage of the Drosophila melanogaster genome. Nat Genet. 36, 288-292 (2004).
  18. Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
  19. Xu, T., Rubin, G. M. Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues. Development. 117, 1223-1237 (1993).
  20. Xu, T., Wang, W., Zhang, S., Stewart, R. A., Yu, W. Identifying tumor suppressors in genetic mosaics: the Drosophila lats gene encodes a putative protein kinase. Development. 121, 1053-1063 (1995).
  21. Rebay, I., et al. A genetic screen for novel components of the Ras/Mitogen-activated protein kinase signaling pathway that interact with the yan gene of Drosophila identifies split ends, a new RNA recognition motif-containing protein. Genetics. 154, 695-712 (2000).
  22. Therrien, M., Morrison, D. K., Wong, A. M., Rubin, G. M. A genetic screen for modifiers of a kinase suppressor of Ras-dependent rough eye phenotype in Drosophila. Genetics. 156, 1231-1242 (2000).
  23. Albini, A., et al. A rapid in vitro assay for quantitating the invasive potential of tumor cells. Cancer Res. 47, 3239-3245 (1987).
  24. Zicha, D., Dunn, G. A., Brown, A. F. A new direct-viewing chemotaxis chamber. J Cell Sci. 99 (Pt 4), 769-775 (1991).
  25. Fidler, I. J. New developments in in vivo models of neoplasia. Cancer Metastasis Rev. 10, 191-192 (1991).
  26. Mueller, B. M., Romerdahl, C. A., Trent, J. M., Reisfeld, R. A. Suppression of spontaneous melanoma metastasis in scid mice with an antibody to the epidermal growth factor receptor. Cancer Res. 51, 2193-2198 (1991).
  27. Konantz, M., et al. Zebrafish xenografts as a tool for in vivo studies on human cancer. Ann N Y Acad Sci. 1266, 124-137 (2012).
  28. McIntyre, R. E., vander Weyden, L., Adams, D. J. Cancer gene discovery in the mouse. Curr Opin Genet Dev. 22, 14-20 (2012).
  29. Mattison, J., vander Weyden, L., Hubbard, T., Adams, D. J. Cancer gene discovery in mouse and man. Biochim Biophys Acta. 1796, 140-161 (2009).
  30. Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila. Dis Model Mech. 4, 753-761 (2011).
  31. Stefanatos, R. K., Vidal, M. Tumor invasion and metastasis in Drosophila: a bold past, a bright future. J Genet Genomics. 38, 431-438 (2011).
  32. Beaucher, M., et al. Drosophila brain tumor metastases express both neuronal and glial cell type markers. Dev Biol. 301, 287-297 (2007).
  33. Beaucher, M., Hersperger, E., Page-McCaw, A., Shearn, A. Metastatic ability of Drosophila tumors depends on MMP activity. Dev Biol. 303, 625-634 (2007).
  34. Joyce, J. A., Pollard, J. W. Microenvironmental regulation of metastasis. Nat Rev Cancer. 9, 239-252 (2009).
  35. Igaki, T., Pagliarini, R. A., Xu, T. Loss of cell polarity drives tumor growth and invasion through JNK activation in Drosophila. Curr Biol. 16, 1139-1146 (2006).
  36. Uhlirova, M., Jasper, H., Bohmann, D. Non-cell-autonomous induction of tissue overgrowth by JNK/Ras cooperation in a Drosophila tumor model. Proc Natl Acad Sci U S A. 102, 13123-13128 (2005).
  37. Uhlirova, M., Bohmann, D. JNK- and Fos-regulated Mmp1 expression cooperates with Ras to induce invasive tumors in Drosophila. EMBO J. 25, 5294-5304 (2006).
  38. Menut, L., et al. A mosaic genetic screen for Drosophila neoplastic tumor suppressor genes based on defective pupation. Genetics. 177, 1667-1677 (2007).
  39. Wu, M., Pastor-Pareja, J. C., Xu, T. Interaction between Ras(V12) and scribbled clones induces tumour growth and invasion. Nature. 463, 545-548 (2010).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

melanogasterNeoplasmcephalicRepressible 79

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved