דגם של שריר הלב איסכמיה reperfusion הפגיעה Murine באמצעות קשירת של העורק השמאלי קדמי יורד

Summary

אנחנו מציגים את שיטה כירורגית כדי לגרום לאיסכמיה / reperfusion הניסיוני (I / R) פציעה כדי לדמות אוטם שריר הלב (MI) בעכברי מודל, המאפשר ליותר בהירות במיצוב של קשירה בעורק השמאלי הקדמי יורד (LAD) כדי להגדיל את שחזור ניסויים MI בעכברים.

Abstract

אוטם חריף או כרוני שריר הלב (MI) הם אירועי לב וכלי דם וכתוצאה מכך תחלואה ותמותה גבוהות. הקמת המנגנונים פתולוגיים בעבודה במהלך MI ופיתוח גישות טיפוליות יעילות דורשת מתודולוגיה כדי לדמות reproducibly השכיחות הקלינית ומשקפים את שינויי pathophysiological קשורים לאמ"ן. כאן, אנו מתארים שיטה כירורגית כדי לגרום לאוטם לבבי במודלים של עכברים שיכולים לשמש לאיסכמיה reperfusion לטווח קצר (I / R) פציעה, כמו גם קשירת קבע. היתרון העיקרי של שיטה זו הוא להקל על מיקום של העורק הקדמי יורד השמאלי (LAD), כדי לאפשר לקשירה מדויקת של עורק זה כדי לגרום לאיסכמיה בחדר השמאלי של לב העכבר. מיקום מדויק של המייתר על LAD מגדיל שחזור של גודל אוטם ובכך מפיק תוצאות אמינות יותר. דיוק רב יותר במיקום של המייתר ישפר את גישות כירורגיות סטנדרטיות כדי לדמות MI בעכברים, לאהוס צמצום מספר חיות ניסוי הכרחיות למחקרים רלוונטיים מבחינה סטטיסטית ושיפור ההבנה של מנגנוני הפקת תפקוד לב לאחר האוטם הלבבי שלנו. מודל עכבר זה של MI שימושי גם עבור הבדיקות קליני של טיפולי מיקוד נזק בשריר הלב לאחר אוטם לבבי.

Introduction

מודלים של בעלי החיים של אוטם שריר הלב (MI) הם חשובים במחקר של הפתופיזיולוגיה המורכבת של מחלת לב איסכמית ^1. פגיעת איסכמיה reperfusion (I / R) היא תורם עיקרי לנזק בשריר הלב שנוצר במהלך MI. פציעת איסכמיה הראשונית המיוצרת על ידי חסימה של זרימת הדם הכליליים ניתן למזער בחולי MI על ידי השימוש באנגיופלסטיקה לשחזר זלוף מבעוד מועד. בעוד התערבות זו צמצמה באופן משמעותי את מספר מקרי המוות עקב אוטם לבבי חריף, שיקום של זרימת דם לתוצאות אזור איסכמי בפציעתי / R שמובילה למוות של שריר לב. זה אובדן של מסת שריר תורם לירידה בתפוקה והתקדמות לכיוון אי ספיקת לב לב. לכן, מחקר של המנגנונים שיגרמו למות cardiomyocyte מהפציעה I / R הוא קו חשוב של חקירה במחקר לב וכלי דם. קשירה כלילית כירורגי היא טכניקה שימושית ניסיונית כדי לגרום למודלים של MI בסוגים שונים של בעלי חיים, including חולדה, הכלב וחזיר. פרסומים במעבדות שונות הציגו שיטות שונות על הקמת מודל עכברי לב של פציעת I / R ^2,3. על מנת לקבל תובנות לגבי מנגנונים אלה חייבים יש לנו גישה למודלים של בעלי חיים אמינים שיכול לשכפל כמה היבטים של הפתולוגיה MI. פיתוח של מודלים כאלה הוא גם חיוני לבדיקת גישות טיפוליות לטיפול באוטם לבבי ופגיעת I / R קשור.

רוב הטכניקות הניתוחיות הזמינות כרגע כדי לדמות MI בחיות ניסוי כרוך בנתיחה כירורגית לתוך חלל בית החזה כדי לחשוף את העורק השמאלי קדמי יורד (LAD) שהאפיל לאחר מכן על ידי קשירה לתקופה מוגדרת בזמן כדי להפיק את אירוע איסכמי. אז מייתר שניתן להסיר כדי לאפשר reperfusion של האזור ודור איסכמי פציעה I / R. מגבלה העיקרית אחת הגישות אלה שבעמדתה של הספרות העוסק בנער היא לא תמיד לשחזרו במדויק, אשריכול להוביל לשינוי בחומרת MI הנגרמת על ידי גישה זו. רוב הטכניקות הזמינות רק בדרך כלל תיארו את המיקום המשוער של LAD בקיר הקדמי של הלב. כהסתעפות וכיוון של LAD יכולים להשתנות בבעלי חיים בודדים המיקום לא תמיד קבוע ויכול להתבלבל בקלות ^4,5, מה שמוביל לסיבוכים אפשריים במהלך ניתוח ^6. ההשלכות של מיקום לא תקין של המייתר יכולות לרוץ מהשתנות בגודל של האוטם המושרה בחדר השמאלי להתפשרות על הספציפיות של המודל לחלוטין. כאן אנו מציגים שיטה שונה לקלט / קשירה קבועה בעכברים המאפשרת דיוק משופר של מיקום של המייתר על LAD R ושריר לב. על ידי יישום גישות ספציפיות לחתך הראשוני והנתיחה פנימית, כמו גם השימוש במניפולציות כדי להרים את אטריה כדי לאפשר הערכה טובה יותר של LAD והאתר שבו הוא עולה מאב העורקים. הקמתעמדה בLAD ומקורו מספקת את ההזדמנות כדי לקשור LAD באופנה לשחזור. מודל זה שלי / קשירה קבועה R ושריר לב מקטין את השונות בגודל אוטם לאחר ניתוח לא רק, זה גם יכול להפחית את השכיחות של דימום יתר בזמן הניתוח.

Protocol

פרוטוקול חיה זו אושר על ידי והנו בהתאם להנחיות והתקנות שנקבעו על ידי הוועדה המוסדית טיפול בבעלי חיים ושימוש (IACUC) באוניברסיטת אוהיו. כל המדיניות שפותחה על ידי IACUC המקומי עומד במדריך הניסויים בבעלי החיים שפותח על ידי משרד למעבדת צער בעלי חיים במכון הלאומי לבריאות.

1. ההרדמה וEndotracheal אינטובציה

1. החיטוי כל המכשירים וציוד כירורגי לפני השימוש. ללבוש כפפות כירורגיות סטריליות, ליחד לאורך כל ההליך. לשמור על שדה סטרילי לאורך כל ההליך. שימוש בוילון סטרילי הוא הציע, אך לא ניתן לראות בסרטון, כדי לאפשר ראיה טובה יותר מציוני הדרך אנטומיים בעכבר.
2. מניחים כל עכבר בנפרד בתא אינדוקציה ולספק הרדמה באמצעות isoflurane 5% וחמצן עם קצב זרימה של 0.4 ליטר / דקה עד אובדן ליישר רפלקס ולאחר מכן לשמור על הבעלי חיים דואר עם isoflurane 2% ב100% חמצן עם זרימה של 0.4 ליטר / דקה באמצעות צינור nosecone מחובר למנגנון ההרדמה עד לצינור לקנה הנשימה הוא במקום. מכונת ההרדמה isoflurane משמשת צריכה להיות פרקה כראוי ומצויד במסנני פחם כדי לצמצם את החשיפה של המנתח לאדי isoflurane במהלך ההליך. Nosecone יצוין אך לא ניתן לראות בסרטון, כדי לאפשר הדמיה של המניפולציות לצנרר העכבר.
3. לגלח את החזה של החיה עם גוזז שיער בעלי חיים במיקום שונה מפלטפורמת הניתוח כדי למנוע זיהום של מיקום הניתוח.
4. מניחים את העכבר בעמדת פרקדן על פלטפורמת ניתוח לאינטובציה שלאחר מכן. פלטפורמת קצף פוליסטירן הקטן פשוטה יכולה לשמש כפלטפורמת הפעלה. כסה את הפלטפורמה עם וילון מעוקר מראש כדי לספק משטח סטרילי. הנח כרית חימום בין הפלטפורמה והווילון כדי לשמור על טמפרטורת הגוף של העכברים בsurgicaנהלי ליטר.
5. צרף אורך של 2-0 תפר משי של לפחות 10 סנטימטר לפלטפורמה עם קלטת ולאחר מכן לולאת התפר סביב השיניים החותכות הקדמיות העליונות. מקם את החרוט בסמיכות (2-3 סנטימטר) עד לקצה של הפלטפורמה מעל לאפו של העכבר. משוך את מתוח העכבר ולאבטח אותו לפלטפורמה בזנבו עם חתיכת הסרט.
6. אבטח את הרגליים לצדדים של הגוף עם גדילים של קלטת. חשוב שהגפיים הקדמיים אינם מעל מתוחים כמו זה יכול לפגוע בנשימה.
7. הכן את האתרים כירורגית המגולחים עם פולידין ואלכוהול לפני החתכים בצוואר ובחזה הם עשו.
8. הנח את הפלטפורמה עם ראש העכבר מצביע בכיוון של המפעיל. לחתוך חתך בעור 0.5 סנטימטר החציוני בצוואר הרחם. הפרד את האונות של בלוטת התריס במצר שלהם כדי לחשוף את השרירים sternohyoideus בי קנה הנשימה ניתן לראות מתחת לשריר.
9. הסר את המחט הפנימית של נקז 18 מד כך שהוא יכול לשמש כintubצינור ation. המחט לנקודה יכולה לשמש כבעל ו1 סנטימטר של הצינור החיצוני יכול לשמש כצינור לקנה הנשימה.
10. החזק את הלשון של העכבר עם מלקחיים מעוקלים ביד אחת ולהזיז אותה מעט כלפי מעלה. הצג את קנה הנשימה דרך החתך בעור בצוואר הרחם. השתמש ביד השנייה כדי להכניס בעדינות את צינור אינטובציה עד לצינור נתפס בתוך קנה הנשימה.
11. ברגע שהצינור הוא בקנה הנשימה, הזז את המלקחיים מעוקלים ביד אחרת כלפי הצינור ובמהירות להסיר את המחט הפנימית. אם הצינור לא יכול להיות מוכנס לתוך קנה הנשימה, הצינור צריך להיות שלף, כדי למנוע ייצור בעיות בדרכי הנשימה. חשוב לציין קצה הצינור כאשר היא קרובה לגרון על מנת להימנע מהחדרת הצינור לוושט במקום לקנה הנשימה.

2. אוורור וקיבוע

1. לספק אוורור מלאכותי עם הנשמה של בעלי חיים אוורור isoflurane 2% בחמצן בקצב זרימה של 0.4 ליטר / דקה. השתמש Y-sha שונהמחבר PE אופן לחבר את צינור אינטובציה עם הנשמה. המיקום הנכון של הצינור לקנה הנשימה יכול להיות מאושר על ידי שופט את התרחבות החזה הסימטרית.
2. הגדירו את נפח הגאות בμl / שבץ ואוורור שיעור 260 הוא 130 משיכות לדקה, אשר יכול להיות מותאמת למשקל הגוף של עכבר מסוים במידת צורך.
3. הסר את הסרט על הזנב ולהפוך את העכבר בעדינות כדי למקם אותו בעמדה פחסה לרוחב נכונה עבור הניתוח שלאחר מכן. להשתמש בקלטת כדי לאבטח את הזנב ורגליים לפלטפורמה שוב.
4. הכנס את הבדיקה רקטלית כדי לפקח על טמפרטורת הגוף ולהתאים את כרית החימום כדי לשמור על הטמפרטורה סביב 37 º C.
5. אבטח את החללית לפלטפורמה באמצעות קלטת. להזריק תת עורי bupivacaine באתר החתך כדי להרדים את האזור לפני שמבצע החתך.

3. פתיחת בית החזה

1. עושה חתך אלכסוני שאורכו כ 1 סנטימטר במ"מ 2 באתר מהשמאלגבול של עצם חזה לכיוון שבו הרגל הקדמית השמאלית פוגשת את הגוף (כ 1-2 מ"מ מתחת למקום את הרגל והגוף להצטרף). וריד בית החזה השטחי הוא ליד אתר זה ובחתך צריך להיעשות כך שסופו של הדבר לרוחב של החתך עולה ל, אבל לא חתוך ל, הווריד.
2. לחתוך אף שריר בית החזה כדי לחשוף את הצלעות שמתחת. במהלך שלב זה להימנע מפגיעה בשוגג של כלי השיט. אם דימום מתרחש, להשתמש באפליקטורים כותנה כדי לעצור דימום לפני שתמשיך לשלב הבא ^7.
3. דמיינו את הצלעות וניפוח ריאה דרך קיר החזה הדק ושקוף למחצה. פתח את בית החזה באמצעות מספריים כירורגיות לעשות חתך 6-8 מ"מ בחלל הצלע השלישי. חתך זה צריך להיות מינימום של 2 מ"מ מהגבול של עצם החזה שבו עורק החזה הפנימי ממוקם. נזק לעורק יפיק דימום כבד שקשה לשלוט בו.
4. הכנס את מפשקי חזה תוצרת בית המעוקרים מראש into החתך בעדינות למשוך בחזרה כדי לפתוח את החתך, כך שמדובר על 8-10 מ"מ רחב תוך הקפדה להימנע מהריאות. המפשקים צריכים להיות מחוברים לפלטפורמה כירורגית עם סיכות.
5. בשלב זה צריך להיות גלוי הלב, עם זאת, הריאות עדיין לכסות חלק מהלב. להרים את קרום הלב בעדינות עם מלקחיים מעוקלים, למשוך אותו לגזרים, והחלק את הרקמות מאחורי המפשק. במהלך מניפולציה זו הריאה אשא ומן הלב.

4. מיקום LAD

1. אתר את LAD על פני השטח של הלב באמצעות מיקרוסקופ לנתיחה. LAD מפעיל את מרכז קיר הלב מקרוב לשיא של הלב למטה דרך החדר השמאלי. LAD מופיע בצבע אדום בוהק ויהיה פועם חזק. לפעמים הווריד כאן טועה לLAD, עם זאת תאורה נכונה יכולה לעזור להבחין בין שני הכלים. אם התאורה בהירה מדי זה יכול להיות קשה להעריך את הצבעהבדלים בין הכלים.
2. השתמש בר כדור צמר גפן סטרילי בקוטר של כ 1-2 מ"מ להכין LAD לקשירה. הנח את הכותנה בין אטריום השמאל וחדר שמאל, אשר יסיר את הפרוזדור השמאלי ולעזור לחשוף את LAD ולהבהיר את עמדתו. אם לא ניתן לאתר את הנער, שבר יכול להיות החליק עוד יותר בכך אטריום השמאל הוא הרים גבוהים עוד יותר כדי לחשוף את אב העורקים שבו LAD מקורו.

5. LAD קשירת

1. המיקום האידיאלי למייתר הוא כ 2 מ"מ נמוך יותר מקצה האפרכסת השמאלית. תא המטען ריאתי יכול לשמש כסמן כדי לסייע בזיהוי האפרכסת השמאלית. לחלופין, עמדת קשירה יכולה להיות דמיינו כמ"מ נקודת 1-2 מההסתעפות של הגרש השמאלי. השתמש במלקחיים מעוקלים בעדינות כדי להפעיל לחץ באתר מייד מתחת לנקודת קשירה המיועדת. זה יעשה את זה קל יותר לראות את העורק וגם יעזור להחזיק את הלב במקוםולפשט את קשירת קשר. אל תפעילו לחץ עם המלקחיים ליותר מ -5 שניות בכל פעם, ולהימנע מדחיסה של הלב שעשוי לשנות שאיבה.
2. שימוש במחט מחודדת לעבור תפר משי 6-0 מתחת LAD תוך התבוננות עם מיקרוסקופ לנתח. הכנס את המחט מתחת לעורק בדייקנות כמחט תהיה להיכנס לחדר החדר השמאלי אם להציב עמוק מדי או נזק LAD אם המחט היא רדודה מדי. אם הנער הוא נפצע להסיר את המחט ותפר את LAD לשלוט דימום, לעומת זאת, אם לא ניתן לשלוט בדימום עדיף להרדימו.
3. הפוך בקשר כפול רופפת עם התפר, משאיר את קוטר לולאת 2-3 מ"מ שדרכו חתיכה ארוכה 2-3 מ"מ של צינורות PE-10 ממוקמת ^8.
4. להדק את הלולאה סביב העורק והצינורות אז לאבטח את הלולאה על ידי קשירת Slipknot אחד נוסף, נזהר שלא לגרום נזק לקיר החדר. עבור קשירת קבע, באופן ישיר לקשור LAD עםקשר ^9. לאשר את חסימה של LAD על ידי בדיקה להופעתו של צבע חיוור יותר בקיר הקדמי של LV שאמור להופיע בתוך כמה שניות לאחר קשירה.
5. הסר את מפשק ולסגור את הפצע באופן זמני על ידי צובט את העור יחד עם מהדק בולדוג. משך הזמן שאיסכמיה נשמר תלוי בעיצוב הניסוי, אך לעתים קרובות 20, 30, 45 או 60 דקות. העכבר נשאר במכונת ההנשמה למשך חסימת עורק LAD.

6. Reperfusion

1. לאחר תקופת איסכמיה להסיר את האטב ולהכניס את מפשקי החזה כדי לחשוף את המייתר. להתיר את הקשר ולהסיר את צינור PE-10. לאשר reperfusion על ידי התבוננות חזרתו של הצבע הוורוד האדום של הקיר הקדמי של LV אחרי 15-20 שניות.
2. השאר את התפר במקום אם 2% כלוריד tetrazolium triphenyl (TTC) וכתמי כחולים יבוצעו לאחר reperfusion. אם מכתים לא הכרחי, התפר יכול bדואר הוסר.
3. זמן reperfusion יהיה תלוי בעיצוב הניסוי, בדרך כלל פורש מהשעה 1 ל24 שעות.

7. חזה סגר ולאחר ניתוח טיפול

1. לסגור את בית החזה על ידי תפירה סגר את החתך בחלל הצלע 3 ^rd עם 4-0 תפר משי. חשובה שהריאות ברורות של התפר ולא להיות לכודים ^כrd 3 ו 4 צלעות ^ה הם נתפרו יחד. בעוד קשירת קשרים התפר כדאי להפעיל לחץ קל בחזה עם בעל המחט כדי למזער את אוויר חדר שעלול להיות לכודים בחלל החזה.
2. סגור את כל השכבות של שרירים עם תפרים רציפים באמצעות 4-0 משי. השתמש בתפרי ניילון כדי לסגור את העור עם תפר מתמשך. לחלופין, העור יכול להיות סגור עם תפר שהופסק.
3. כאשר תפירה היא הפסקת מוחלטת של זרימת isoflurane בעוד החמצן ממשיך לזרום. ברגע שהעכבר זז השפם שלו או זנבו, שאולd להתחיל לעשות ניסיונות לנשום באופן ספונטני. הסר את העכבר מההנשמה עם צינור אינטובציה עדיין נשמר בקנה הנשימה.
4. שימו לב לבעלי החיים בזהירות עד שהעכבר יתחדש דפוס נשימה רגיל ולאחר מכן extubate העכבר. הצינור צריך להיות הוסר באיטיות כדי למנוע שאיפה של הפרשות חלל פה.
5. לאשר את העכבר הוא לא בשום מצוקה נשימתית על ידי התבוננות בו לעוד דקות 3-5 לפני החזרתו לכלוב. אם סימני ההתייבשות הם נצפו לאחר ניתוח, לספק עד 0.5 מיליליטר של תמיסת מלח סטרילית בזריקת intraperitoneal.
6. לשיכוך כאבים שלאחר ניתוח, לנהל משככי כאבים אופיואידים (עצירות, 0.1 מ"ג / קילוגרם) תת עורי (SC) לפני שבעל החיים הוא אמבולטורי ולאחר מכן לספק מנה נוספת בכל שעה 4-6 לשעה 24 הבאה. בדקו את סימני חיים של מצוקה בשעות 12 לאחר ניתוח. סימולציה של אוטם שריר הלב באמצעות ניתוח הישרדות דורשת הערכה של כאב ומצוקה בעקבות התאוששות מsurgery. התרגול הטוב ביותר שהתקבל הנוכחי הוא לספק לשיכוך כאבים לשעה הראשונה 24 הבאות פרוצדורה פולשנית עם מנות נוספות ניתנו כמובטח בשל ירידה במשקל או סימנים של כאב. עבור קשירת קבע, משקל גוף צריך להיות במעקב יומי כדי לעזור ללאמוד התאוששות של בעלי החיים.
7. איבופרופן (Motrin), תרופה נוגדת דלקת לא סטרואידיות (NSAID) עם אנטי דלקתיים, שיכוך כאבים ופעילות מורידה חום, או NSAIDs אחר, עשויה להיות מסופקת במי השתייה של בעלי החיים כפתרון 0.2 מ"ג / מיליליטר ליומיים לפני הניתוח ו עד 7 ימים לאחר ניתוח ביחד עם עצירות כדי לנהל את כל כאב / מצוקה נוספת.

8. מדידה של גודל אוטם שריר הלב

1. הרדימי וצנרר העכבר בסוף זמן reperfusion רצוי. חותכים את עור החזה בקו האמצע לxyphoid. פתח את הבטן והסרעפת מתחת לכלוב הצלעות ומשני צידי קו midclavicular.
2. לחשוף את הלב ולאחר מכן מחדש ולקשור LAD באותו המיקום. Cannulate אב העורקים כך 10% כחולים Phthalo ניתן להזריק לאט ישירות לאב העורקים להכתים את הלב לתיחום של אזור איסכמי מהאזור לא איסכמי ^10.
3. מהירות בלו הלב ולשטוף אותו ב30 מ"מ KCl (פתרון אשלגן כלורי) להפסיק את פעימות הלב ולאפשר לחתך עקבי יותר. להקפיא את הלב במשך לפחות 4 שעות ב-20 מעלות צלזיוס ולחתוך את הלב לפרוסות של 1 מ"מ באמצעות מטריצת לב חתך מכשיר ^11.
4. דגירה פרוסות לב עם TTC 2% ב-C ° 37 ל40 דקות. אזור האוטם מתוחם כאזור לבן בזמן שרקמת קיימא הכתמים אדומה.
5. תקן את הפרוסות המוכתמות בפורמלדהיד 10% לילה, אשר יסייעו להגדיל את הניגוד בין אזור האוטם והרקמות נורמליות. לצלם את הפרוסות ולחשב את אזור האוטם באמצעות תוכנת ImageJ האזור בסיכון (AAR), אזור לא איסכמי ו.

<כיתת p = "jove_title"> 9. מדידה של רמות אנזימים לב

מדוד טרופונין לבי רמות (cTnI) בסרום של עכברים על ידי קבלת דם מוריד השער ואז לבודד סרום על ידי צנטריפוגה. רמות הסרום cTnI מכן נקבעו עם assay cTnI המהיר כמותיים ^12.

תוצאות

בעקבות 24 שעות של reperfusion, ניתוח של גודל אוטם ואזור בסיכון (AAR), על ידי צבע כחול phthalo וכלוריד triphenyl tetrazolium (TTC), קשירת LAD יכולה להיות מאושרת על ידי התבוננות לבנה לדיסטלי רקמת שריר הלב לתפר כמו גם תפקוד לקוי של הקיר הקדמי. Reperfusion יכול להיות מאומת על ידי חזרתו של צבע אדום לרקמת שר...

Discussion

מודלים איסכמיה reperfusion שריר הלב עכבר הם שיטה יעילה למחקר לב וכלי דם כדי לדמות מחלות לב אקוטיות או כרוניות קליניות ^13,14. מאמץ משמעותי הוחל לפתח ולשכלל את גישות כירורגיות המייצרות אירועים איסכמיים ונזק reperfusion בלבם של מספר סוגים שונים של בעלי חיים. אמנם יש יתרונות מס?...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
PhysioSuite with RightTemp Homeothermic Warming	Kent Scientific Corp	PS-RT
Light source	Zeiss	KL 1500 LCD
Mouse Heart Slicer Matrix	Zivic Miller	HSMS001-1
Micro Tray - Base, Lid, & Mat (6.0 x 10 x 0.75)	Fine Science Tools	6100A
2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride	Sigma Aldrich	T8877
Buprenorphine (Buprenex Injectable)	Reckitt Benkiser Healthcare	NDC 12496-0757-1
bupivacaine	Hospira	NDC 0409-1163-01
Isoflurane	Abbott	NDC 5260-04-05
Betadine Soultion	Purdue Pharma	25655-41-8
Mouse Cardiac Troponin T(cTnT) ELISA	Kamiya Biomedical Company	KT-58997
Fine Scissors	Fine Science Tools	14040-10
Dumont #5 Forceps	Fine Science Tools	11251-30
Dumont #3 Forceps	Fine Science Tools	11231-30
Castroviejo Micro Needle Holders	Fine Science Tools	12060-01
Slim Elongated Needle Holder	Fine Science Tools	12005-15
Round Handled Needle Holders	Fine Science Tools	12075-12
Omano Trinocular Stereoscope	Microscope.com	OM99-V6
SB2 Boom Stand with Universal Arm	Microscope.com	V6
Tracheal Tube, 0.5 mm, 1/16 in Y	Kent Scientific Corp	RSP05T16
Anesthesia Systems for Rodents and Small Animals	VetEquip, Inc	901807
4-0 silk taper suture	Sharpoint™ Products	DC-2515N
6-0 silk taper suture	Sharpoint™ Products	DC-2150N