JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Abstract

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely netted and transported between home aquaria and dosing tanks. In order to enhance the ease of compound administration, a novel method for transferring fish between tanks for drug administration was developed. Inserts that are designed for spawning were used to transfer groups of fish into the drug solution, allowing accurate dosing of all fish in the group. This increases the precision and efficiency of dosing, which becomes very important in long schedules of repeated drug administration. We implemented this procedure for use in a study examining the behavior of zebrafish in the light/dark test after administering ethanol with differing 21 day schedules. In fish exposed to daily-moderate amounts of alcohol there was a significant difference in location preference after 2 days of withdrawal when compared to the control group. However, a significant difference in location preference in a group exposed to weekly-binge administration was not observed.

This protocol can be generalized for use with all types of compounds that are water-soluble and may be used in any situation when the behavior of fish during or after long schedules of drug administration is being examined. The light/dark test is also a valuable method of assessing withdrawal-induced changes in anxiety.

Introduction

דג הזברה (Danio rerio) הוא בעלי חוליות קטנים שמקורו בהודו שהוא אורגניזם מודל שימושי עבור 2,3 מחקר התנהגותי 1 והרפואי. דג הזברה גם משמש בבדיקות של חומרים תרופתיים שונים על מנת לאפיין את השפעתן על התנהגות. מינונים ולוחות זמנים של מתן תרופה שונים שימשו כדי לחקור את ההתנהגות של דג הזברה לאחר מתן תרכובות הכימי כגון חומרים ממריצים 4, anxiolytics 5 ואתנול 6-8.

המעבדה שלנו חקרה את ההשפעות של שונה לוחות זמנים של ממשל אתנול על חרדה ותנועת דג הזברה באור / חושך assay תוקף היטב 9, 20, גם המכונה גם assay scototaxic. שיטה חדשה של ממשל אתנול פותחה כדי להגביר את היעילות עבור ממשל חוזר ונשנה, מדי יום במשך תקופה ארוכה של זמן (21 ימים) 6 . שיטות ששמשו בעבר היו מעשיות, לעומת זאת, ביקשנו לפתח שיטה שצמצמה רשת, עם עלויות הזמן הקשורים אליו, ואפשרו ממשל בו זמנית, בעיתוי המדויק של התרופה של עניין למספרים גדולים של דגים. באתנול מחקר באמצעות מסורתי, דג הזברה הם נלכדו ברשת והועברה מטנק אחד למשנה המכיל את התערובת המתאימה של אתנול ומים 10-12. למרות ששיטה זו היא מקובלת מאוד, רשתות דג הזברה עשויה להגדיל את השונות בזמן שנדרש כדי להציג ולהסיר את הדגים מהפתרון התרופתי. לכן, החשיפה המדויקת למתחם של עניין עשויה להשתנות במהלך ניסוי מעורב מינון חוזר ונשנה. שיטה שמפחיתה מקורות שגיאה הנובעת מהשתנות בזמני תחבורה לכן רצויה. בשיטה שלנו אנו מסוגלים להעביר את כל הדגים בו זמנית, וכתוצאה מכך זמן מינון זהה בכל דגים. בעקבות חשיפת אתנול (שתוארה כאן), דג הזברה יכולה להיבדק בכל number של מבחני התנהגות, כוללים אלה שלהעריך חרדה. יש מינון קבוצות של דגים בשיטה החדשה שימושים מעשיים מעבר ליכולת לשכפל במדויק ולתקן מינון בין נושאים ובין קבוצות של דגים. כניסתו של תוכנה חדשה המאפשרת למעקב של דגים מרובים בבת אחת יכול לראות חוקרים להשתמש בשיטות שלנו כדי להבטיח replicability ודיוק בניסויים שלהם. בהתחשב בשימוש הנרחב בדג הזברה כאורגניזם מודל למדעי מוח ההתנהגותיים, שיטה זו תגביר את היעילות ומעשיות במחקרים פרמקולוגיים עתיד.

בפרדיגמה הנוכחית, לוח הזמנים של מינון חוזר ונשנה הועסקו כי כ משקף לוחות זמנים שתיית אדם. דגים חולקו באופן אקראי לאחת משלוש קבוצות: שליטה, יומי-מתונה, או שבועי בולמוס. לוח הזמנים של המינון היה 21 ימים בזמן, נבחר משום שהוא חרג באופן משמעותי זמני חשיפה במחקרים קודמים 7. דגי בקרה קיבלו אפס Alcoחול, דגים מדי יום-מתונים קיבלו 0.2% אלכוהול פעם ביום, ודגים שבועי בולמוס קיבלו 1.4% אלכוהול פעם בשבוע. משימת האור / החושך שימשה להערכת חרדה אחרי 2 ימים של נסיגה. זוהי בדיקה פשוטה יחסית לניהול המשתמש בזירה מלבנית שבה הקירות בצד אחד הם לבנים ובצד האחר הם 9 כהים. דג הזברה מבוגרת וחסונה מעדיפה את הצד האפל של הזירה בתנאי שליטה 6,9,13. חרדה מוגברת מוגדרת מבצעית כמו יותר זמן באופן משמעותי בילה באזור החשוך, וירידה בחרדה ניתן להניח כאשר הדגים מבלה את הזמן יחסית יותר בילה באזור האור. עם תוכנת תנועת מעקב, יכולים להיות גם לכמת משתנים אינפורמטיבי אחרים, כולל מהירות ממוצעת, חוסר תנועה, מתפתל, ואזור מעברים 14.

שיטת המינון שפותחה במעבדה שלנו יכולה לחול על כל מחקר שבו תרכובות מסיסים במים מנוהלות לzebrafi אחד או יותרsh. סוכנים תרופתיים רבים אחרים אשר עשוי להפיק תועלת ממתודולוגיה זו כרגע נבחנו בדג זברה. תרכובות שנבדקו בדרך כלל כוללות ניקוטין, chlordiazepoxide, buspirone, וscopolamine, אשר מומס באופן דומה לאתנול; על ידי ערבוב את הכמות המתאימה של החומר הכימי לתוך מים. לכן, ההיקף הכללי של הליך זה הוא הרבה יותר רחב ולא מוגבל לאתנול. יתר על כן, לאחר מינון עם תרופות למספר ימים, משימת האור / חושך היא רק אחד ממבחנים התנהגותיים רבים שיכולים להיות מועסק. לאחר מתן תרופה או במהלך נסיגה, מבחני פופולריים אחרים שניתן לנצלם יכללו את בדיקת טנק רומן צלילת 15 ובדיקות של התנהגות חברתית כגון shoaling 16. ההליך הבא מתאר שיטה יעילה להעברה שוב ושוב קבוצות של דגים או דגים בודדים לפתרונות המכילים תרכובת תרופתית של עניין. בנוסף, התהליך של חרדת בדיקה במבחן האור / החושךבקבוצות של דגים שנמצאים בנסיגה לאחר שנחשף ללוחות זמנים של ממשל אלכוהול ארוכים יתואר.

Protocol

כל הנהלים והבדיקות התנהגותיות אושרו על ידי בעלי החיים מחקר האתיקה מועצת המנהלים של אוניברסיטת MacEwan תחת מספר פרוטוקול 06-11-12, אשר עומד במועצה הקנדית להנחיות של הטיפול בבעלי חיים לטיפול ולשימוש בחיות ניסוי.

1. הכינו טנקים מינון, פתרונות, ולוח זמני מנהל

  1. הכן לוח זמנים של נטילה כך שבעלי החיים במינון באותה הסביבה ובאותה השעה ביום, כדי למנוע כל בלבול של זמן או הטיית לגירויים חזותיים.
  2. להשיג כמה שיותר, 1.5 ליטר, מיכלי ברור זהה השרצה פוליפרופילן כפי שיידרש למספר גדלי קבוצה. קבוצות שימוש של 8 דגים במכל, המאפשר לקבוצות של 2 דגים להיבדק ליום מאוחר יותר בהליך (ראה שלב 3). השתמש בטנק מחזיק אחד וטנק אחד מינון לכל קבוצה (2x מספר כולל של קבוצות).
    1. הנח 400 מיקרומטר מוסיף השרצה בכל הטנקים מחזיקים. Fחולה הטנקים עם מים בסביבה או להפוך מים אוסמוזה בטמפרטורה הנכונה (לדג זברה, 25-28 ° C) שעולה בקנה אחד עם דגי הטמפרטורה בדרך כלל שוכנים ב.
      הערה: לא יכולה להיות אינטראקציות כימיות לא רצויות בין תרופות מסוימות והמרכיבים הכימיים של מים בסביבה שנאגרו. במצב זה, להשתמש במי אוסמוזה הפוכים שנאגרו עם מלחי האקווריום מינימאליים או ללא למתן תרופה, כמו גם לקבוצות ביקורת.
    2. ודא שהטנקים הם בסביבה ניטראלית, כדי למנוע דגי אוויר לגירויים חזותיים חיצוניים במהלך מינון.
  3. הכן את פתרון הסמים. מערבבים את הכמות המתאימה של התרופה עם מים בסביבה בטנקי ההשרצה. הכן את פתרון אתנול 0.2% על ידי שילוב של 3 מיליליטר של אתנול בדרגה גבוהה (95% אתנול שאינו מפוגל) עם 1,497 מיליליטר מים. הכן את פתרון אתנול 1.4% על ידי שילוב של 21 מיליליטר של אתנול עם 1,479 מיליליטר של מים.

2. בנוטינג דגים וEthanol מנהל סדר דין

  1. דגים נקי בזהירות ממיכלי הגידול שלהם והעברה למכל האחזקה המתאים המכיל את תוסף ההשרצה. באופן אידיאלי, בית הדגים בכנס ההשרצה לחסל קיזוז לגמרי.
  2. עם כל הדגים במכלי האחסון שלהם, בעדינות להרים את ההשרצה להכניס מתוך הטנק מחזיק ולמקם אותו לתוך מיכל המתאים הפתרון תרופתי (איור 1 א).
    1. רשום את זמן המינון כנדרש. השתמש 30 דקות בתמיסת אתנול להליך המתוארים כאן.
    2. במידת האפשר, יש עוזרים לעזור עם ההעברה של כל קבוצות הניסוי לפתרון התרופה בו זמנית כדי להבטיח זמן מינון מדויק. לחלופין, להעביר את הקבוצה אחת בכל פעם ולעקוב אחר הזמנים (איור 1 א) המינון של קבוצות בודדות.
  3. בתום תקופת המינון הנדרשת, להסיר את הדגים מפתרון אתנול על ידי ההרמה להכניס השרצה בזהירותמתוך פתרון הסמים והצבה בעדינות בחזרה לתוך הטנק מחזיק.
  4. בעדינות הנקי הדגים במכלי האחסון ומניח אותם בחזרה לבתי הגידול שלהם עד לפעם הבאה שנקבעה למינון, או הנח את ההשרצה להכניס בחזרה לתוך טנק ההחזקה לחסל רשת.
  5. כאמור, במידת האפשר במסגרת הפרמטרים של ציוד לבעלי חיים דיור, בית החיות באותו הטנק ולהוסיף השרצה המשמשת כמכל האחזקה. זה יהיה לבטל קיזוז לגמרי במהלך הליך הממשל.

3. בדיקות התנהגותיות

  1. להשיג אור / חושך זירה רחבה 9.5 סנטימטר על סנטימטר 55 ארוך ו9.5 סנטימטר עמוק עם רצפה עמיד למים לבן (איור 1). להדביק נייר שאינו רעיוני עמיד למים לבנים ושחור לקירות הפנימיים של הזירה באמצעות ולקרו, עם מחצית מהזירה מכוסה בלבן וחצי מכוסה בשחור. מלא את הזירה עד לעומק של 5 סנטימטרים עם מים בסביבה בטמפרטורה של 25-28 מעלות צלזיוס. שימורעין טמפרטורה זו בכל בדיקה.
  2. פחות על גירויים חזותיים חיצוניים על ידי בניית מתחם שלושה-צדדי לבן לזירה כדי להיות ממוקמת ב. ודא אזור הבדיקות יש לפזר תאורה עילית שאינו גורמת להשתקפויות על פני המים, עדיין הוא מספיק בהיר לתוכנת מעקב תנועה, או פוסט כימות מדריך ל-hoc מתמונות וידאו.
  3. הנח את הזירה במתחם ולהגדיר את הפרמטרים הקלטה וניתוח תנועה של תוכנת מעקב התנהגות. הגדר את משך זמן המשפט ל5-15 דקות, בהתאם לשאלת המחקר.
    הערה: כאן, היינו 5 דקות.
  4. הובלת הקבוצה של דגים להיבדק לאזור המחקר במכל הגידול ולמקם אותם מחוץ למתחם הזירה. להסתגל הדגים למשך 10 דקות.
  5. בעדינות נטו דגים מהקבוצה המתאימה והמקום במרכז האור / הזירה החשוכה, להיות בטוח כדי לשחרר את הדגים כשהוא ממוקם במקביל לצייר של הזירה הארוך לAVOid הטיית הדגים לאור או האזור חשוך.
  6. בגין התנהגות הקלטה מייד לאחר החיה הוא שוחרר. צפו לבעיות בתוכנה כל עם מעקב הדגים או לקפיצת דגים או הקפאה. סובב את הזירה 180 מעלות אחרי חצי מהנבדקים נבדקו כדי למנוע כל בלבול כתוצאה מהטיות הנובעות מאשר בסופו של הזירה מכוון לקראת הסוף הפתוח של המתחם.
  7. לאחר המשפט הסתיים, בעדינות נטו ולהסיר את הדגים מהזירה לתא מעצר או טנק בית גידול.

4. ניתוח

  1. לבחון את משך זמן באור לעומת אזורים כהים. לכל קבוצה וכל דגים, להשיג את הזמן היחסי בילה באזורים הבהיר וכהים ולנתח באמצעות דגימה אחת -test t (או המבחן Wilcoxon rank test לנתונים פרמטרית; הבדל מ( מחצית מכלל זמן המשפט) 150 שניות) כדי לקבוע אם קבוצות מעדיפות תחום אחד על פנים השני באופן משמעותי.
  2. כדי להשוות את העדפות, לחשב prefeמדד לורנס על ידי הפחתת המשך הזמן באזור האור מהזמן בילה באזור החשוך ולהשוות הבדלים בין קבוצות. בדיקות טריקו ניתן להשתמש כדי להשוות בין שתי קבוצות. השוואה בין קבוצות מרובות עם ניתוח חד-כיווני של שונות ניצול מבחן פוסט הוק HSD של Tukey שם (מבחן או קרוסקל-וואליס בהשוואה של דאן מרובה מבחן פוסט הוק לנתונים פרמטרית) הכרחי.
  3. שקלו את המהירות, מספר מעברי אזור, מתפתלים, וחוסר תנועה על פני קבוצות. משתמש בניתוח חד-כיווני של שונות ניצול מבחן פוסט הוק HSD של Tukey שם (מבחן או קרוסקל-וואליס בהשוואה של דאן מרובה מבחן פוסט הוק לנתונים פרמטרית) הכרחי.

תוצאות

כדי לשמור על דיוק ושליטה במחקרים פרמקולוגיים עם דג הזברה חשוב לעת את משך הזמן של ממשל אתנול באופן עקבי ומדויק כפי שתוארו לעיל. ההליך שלנו יכול להגדיל את קלות ותפוקה של הליך המינון. הממשל של אתנול על לוח זמנים או שבועי בולמוס או יומי-מתון הביא לרמות חרדה השתנו, שנמדדו ב?...

Discussion

מחקרים קודמים הכוללים מתן תרופה בדג זברה פשוט הסתמכו על קיזוז דגים להעביר אותם מהטנק בביתם לפתרון התרופתי 12,16. בנוטינג לא תמיד עולה בקנה אחד ולעתים לוקח יותר זמן מהצפוי עקב תגובת הבריחה של דג הזברה, שבו יש השתנות אישית משמעותית. שיטות העברה מסורתיות, בעוד שימושי...

Disclosures

המחברים מודים יהושע גאלופ עבור שימוש בציוד הצילום שלו משמש לאיור 1. עבודה זו נתמכה על ידי מועצה למחקר הנדסת מענק גילוי קנדה (NSERC) מדעים וטבעיים (לTJH).

Acknowledgements

The authors have nothing to disclose.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Three shelf benchtop housing systemfigure-materials-151 Aquatic HabitatsN/A
1.5 L Spawning tank w/400 μm bafflefigure-materials-410 Aquatic HabitatsN/A
Pure Grain Ethanolfigure-materials-632 Luxco, INCN/A
Ethovision XT Motion tracking softwarefigure-materials-862 Noldus Information Technology
Pipettefigure-materials-1046 Eppendorf Canada
Light/Dark ArenaCustomConstruct as per procedure description. 9.5 cm wide, 9.5 cm deep, 55 cm long.

References

  1. Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio. Biological Reviews. 83 (1), 13-34 (2008).
  2. Langheinrich, U. Zebrafish: A new model on the pharmaceutical catwalk. BioEssays. 25 (9), 904-912 (2003).
  3. Santoriello, C., Zon, L. I. Hooked! Modeling human disease in zebrafish. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2337-2343 (2012).
  4. Miller, N., Greene, K., Dydinski, A., Gerlai, R. Effects of nicotine and alcohol on zebrafish ( Danio rerio) shoaling. Behavioural brain research. , (2012).
  5. Bencan, Z., Sledge, D., Levin, E. D. Buspirone, chlordiazepoxide and diazepam effects in a zebrafish model of anxiety. Pharmacology Biochemistry and Behavior. 94 (1), 75-80 (2009).
  6. Holcombe, A., Howorko, A., Powell, R. A., Schalomon, M., Hamilton, T. J. Reversed Scototaxis during Withdrawal after Daily-Moderate, but Not Weekly-Binge Administration of Ethanol in Zebrafish. PLoS ONE. 8 (5), (2013).
  7. Mathur, P., Guo, S. Differences of acute versus chronic ethanol exposure on anxiety-like behavioral responses in zebrafish. Behavioural Brain Research. 219 (2), 234-239 (2011).
  8. Dlugos, C., Rabin, R. Ethanol effects on three strains of zebrafish: model system for genetic investigations. Pharmacology Biochemistry and Behavior. , (2003).
  9. Maximino, C., et al. Scototaxis as anxiety-like behavior in fish. Nature Protocols. 5 (2), 209-216 (2010).
  10. Gerlai, R., Lee, V., Blaser, R. Effects of acute and chronic ethanol exposure on the behavior of adult zebrafish (Danio rerio). Pharmacology Biochemistry and Behavior. 85 (4), 752-761 (2006).
  11. Egan, R. J., et al. Understanding behavioral and physiological phenotypes of stress and anxiety in zebrafish. Behavioural brain research. 205 (1), 38-44 (2009).
  12. Gebauer, D. L., et al. Effects of anxiolytics in zebrafish: Similarities and differences between benzodiazepines, buspirone and ethanol. Pharmacology Biochemistry and Behavior. 99 (3), 480-486 (2011).
  13. Serra, M. C., Mattioli, R. Natural preference of zebrafish (Danio rerio) for a dark environment. Braz J Med Biol Res. 32 (12), 1551-1553 (1999).
  14. Maximino, C., et al. Behavioral and neurochemical changes in the zebrafish leopard strain. Genes Brain Behav. 12 (5), 576-582 (2013).
  15. Levin, E. D., Bencan, Z., Cerutti, D. T. Anxiolytic effects of nicotine in zebrafish. Physiology & Behavior. 90 (1), 54-58 (2007).
  16. Gerlai, R., Chatterjee, D., Pereira, T., Sawashima, T., Krishnannair, R. Acute and chronic alcohol dose: population differences in behavior and neurochemistry of zebrafish. Genes, Brain and Behavior. 8 (6), 586-599 (2009).
  17. Mathur, P., Berberoglu, M. A., Guo, S. Preference for ethanol in zebrafish following a single exposure. Behavioural Brain Research. 217 (1), 128-133 (2011).
  18. Renninger, S. L., et al. Investigating the genetics of visual processing, function and behaviour in zebrafish. Neurogenetics. 12, 97-116 (2011).
  19. Crawshaw, L. I., et al. Tolerance and withdrawal in goldfish exposed to ethanol. Physiology & Behaviour. 87 (3), 460-468 (2006).
  20. Hamilton, T. J., Holcombe, A. Tresguerres, M.CO2-induced ocean acidification increases anxiety in rockfish via alteration of GABAA receptor functioning. Proceedings of the Royal Society B. , (2014).
  21. Ramsay, J. M., Feist, G. W., Varga, Z. M., Westerfield, M., Kent, M. L., Schreck, C. B. Whole-body cortisol response of zebrafish to acute net handling stress. Aquaculture. 297 (1-4), 157-164 (2009).
  22. Hamilton, T. J., Paz-Yepes, J., Morrison, R. A., Palenik, B., Tresguerres, M. Exposure to bloom-like concentrations of two marine Synechococcus cyanobacteria (strains CC9311 and CC9902) differentially alters fish behaviour. Conservation Physiology. 2 (1), (2014).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Neuroscience93NeuroscienceScototaxis

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved