א הכנת תרבות gametocyte: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תביאו דם אדם טרי בסרום עד 37 מעלות צלסיוס בתוך אמבט מים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במנדף קטר, בתנאים סטריליים, pipet 1 מ&quot;ל של דם חם לתוך צינור Eppendorf. ספין הדם בצנטריפוגה במשך 5 דקות ב 2200 סל&quot;ד. אריתרוציטים יש pelleted, להסיר ולסלק את הנסיוב ברור. לשטוף erythocytes עם נפח שווה של חדש 3 פעמים כדי לקבל נסיוב הדם כולו gametocytes. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחזר את התרבות gametocyte מן CO 2 באינקובטור או צנצנת נר. תרבות זו יש לשמור על RPMI התקשורת נמאס היתושים ביום 16 של התרבות. כדי לקבוע את% gametocytemia (ביום 16 של התרבות) להפוך את כתם דק בשקופית זכוכית עם דם טיפה אחת ולבצע Geimsa כתם. לקבוע את מספר הגמטות בשדה התרבות הטפיל. זה בדרך כלל בטווח של 2-4%. חשב את נפח הדם כולו כי תצטרך להשיג את הרצוי gametocytemia% הסופית (0.3 -1%). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר ביותר של התקשורת מתרבות gametocyte שלך ​​באמצעות pipet, נזהרת שלא להפריע או למצוץ את הטפילים (פרזיטים יופיעו שחור בעוד התקשורת יהיה ורוד בהיר / אדום). Pipet את שאר כלי התקשורת וטפילים לתוך שפופרת 15 מ&quot;ל בז. ספין בצנטריפוגה במשך 5 דקות ב 2200 סל&quot;ד. טפילים ו אריתרוציטים גלולה יהיה, להסיר ולסלק התקשורת supernatant ללא טפילים מטרידים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שלב טפילים עם נפח הדם כולו מוכן (מ A2 צעד) לתת לך את gametocytemia הסופי הרצוי על פי חישובים קודמים. Pipet לערבב היטב. (~ 1 דקה) </li></ol> זהו עכשיו המדגם תוכלו להאכיל את היתושים שלך. שמור על 37 מעלות צלזיוס באמבט של מים. ב יתושים האכלה: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים יתושים אנופלס שלך (~ 30-50) לתוך שעווה מצופה כוסות קרטון מכוסה רשת רשת מאובטחת על ידי גומייה או מכסה קרטון מסופק עם כוס. אנו משתמשים aspirator המופעל באמצעות סוללה נטענת עבור שלב זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את זרימת המים באמבט ידי הוספת חרירי משני צדי ניזונים זכוכית צינור גומי. חבר כמו ניזונים רבות ככל שאתה צריך בסדרה: קצה אחד של הסדרה צריך להיות שמחוברות בצינור circulator האמבט במים (החלק דוחף מים דרך ניזונים), את הקצה השני של הסדרה צריכה להיות מורכבת צינורות גומי שקוע באמבטיה כדי לאפשר את המים שהופץ לרוקן לתוך אמבטיה. הפעל את האמבטיה במים עד כ 37 מעלות צלסיוס ומים הוא מחזורי דרך ניזונים וחזרה לאמבטיה. זה חיוני כדי לשמור על חם הדם ולשמור פרזיטים בחיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הממברנה (אנו משתמשים ריבועים קטנים של parafilm נמתח) על ידי מתיחת סביב מזין את הממברנה זכוכית, תוך שימוש בלחץ לאטום בחוזקה פתיחת מזין. קרום זה יהיה לחקות את העור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום אחד מזין קרום בצד למטה על כל כוס יתושים ניזונים מאובטח באמצעות מלחציים או קלטת. הממברנה צריך לשבת מיושר עם הרשת כך יתושים יכול לגשת אליו מבפנים הגביע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות פיפטה טפיל דם ארוחה (מ A5 צעד) לתוך צווארו של מזין, מוודא דם הולך כל הדרך דרך הצוואר אל תוך המאגר, פנייה קרום כך היתושים יכולים לגשת דם. אנו משתמשים על 200 μl של דם לכל מזין, אבל זה יכול להשתנות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר להאכיל את היתושים. אנו מאפשרים להם להאכיל עבור ≈ 30 דקות (משתנה, בהתאם theexperiment, כי רוב הניסויים, לעתים ניטור כמה כבר עברו ארוחה מלהסתכל תוכן הדם בחלל הבטן). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר האכלה, להסיר ניזונים מן כוסות יתושים. כבה את האמבטיה במים לנתק ניזונים מן צינורות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את קרום ולספוג ניזונים ב אקונומיקה 10% לטהר ולשטוף עם מים. המקום מזוהם החומר (ממברנות, מגבות נייר, כפפות, וכו &#39;) לתוך שקית פיקדון Biohazard קטן ב קיבול Biohazard גדול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי יתושים על ידי הצבת כוסות במקרר או בחדר קר. לאחר יתושים מורדמים לגמרי, להעביר אותם על צלחת פטרי מוטבע בתוך דלי קרח. יתושים מיין, והביטה בזהירות אל הבטן לכל סימן של ארוחה הדם, וזורקים אותם כי לא להאכיל. יתושים חלקם יהיו צבה מלא בעוד שאחרים יציגו רצועה צרה של דם בלע; כל מקובלות כמו &quot;נמאס&quot;. שים את היתושים נמאס חזרה לתוך כוסות קרטון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספק ארוחה סוכר (פיסת צמר גפן טבול סוכרוז 10%) על יתושים, ועל דגירה בתנאים insectary נורמלי למשך 7 ימים. כל יום, היתושים יש לעקוב לשיעור התמותה. בנוסף, הכותנה צריכה להיעשות רטוב עם סוכרוז, כך שהם אינם מקופחים של מזון. זה יותר טוב, ובכל זאת, כדי להוסיף מגבת נייר ספוגה במים מזוקקים, כדי לשמור על היתושים לח. יתושים אלה פ falcipraum נגוע, כך שכל הטיפול חייב להילקח כך יתושים לא יכול escapדואר מהספל. מומלץ לשים את כוסות הגנה cagefor קטן כפול. </li></ol> ג הביתור midguts יתוש והערכת המון oocyst: <ol style="margin-top: 0in;text-align:right;direction:rtl"><li style="tab-stops: list .5in;text-align:right;direction:rtl"> לשאוב יתושים (מ-B צעד) מן כוסות קרטון באמצעות aspirator המופעל באמצעות סוללה נטענת. הרדימי יתושים, אשר נמצאים בתוך המאגר aspirator נשלף, על ידי הזזת לחדר קר או לקבור את מאגר בקרח במשך לפחות 5 דקות או עד יתושים להפסיק לנוע. </li><li style="tab-stops: list .5in;text-align:right;direction:rtl"> העברת יתושים הרדים מן המאגר אל צלחת פטרי זכוכית מוטבע קרח. מורחים את היתושים כדי בשכבה אחת ומכסים במכסה פלסטיק צלחת פטרי. יתושים כי לא ניתן לאכלס על הצלחת להישאר המאגר, אשר חזר לחדר קר או קרח. </li><li style="tab-stops: list .5in;text-align:right;direction:rtl"> באמצעות קנס שקצהו מלקחיים, העברת יתוש אחד מצלחת עד 100 ul PBS הכלול בשקופית זכוכית רכוב תחת מיקרוסקופ לנתיחה. השאירו את השאר מכוסה בצלחת פטרי צונן. </li><li style="tab-stops: list .5in;text-align:right;direction:rtl"> באמצעות קנס שקצהו מלקחיים, החזק יתושים בבית החזה ואת הבטן האחורי. משוך את הגוף בנפרד עד midgut חשוף. שימוש במלקחיים כדי להסיר עודפי רקמה מהבטן gut.The נראה כמו לבן, דמויי גוף. הסרת רקמה עודפת מן gut.Mount המעיים אחד טוב של שקופית 12-היטב זכוכית לטבול μl 5-10 של 0.2% יוד. סקווש נבלת וזורקים על towel.Continue נייר לחה יתושים אחרים, עד 12 שקופיות גם מלא. מכסים את האומץ רכוב עם coverslip זכוכית. </li><li style="tab-stops: list .5in;text-align:right;direction:rtl"> בדוק אומץ תחת מיקרוסקופ אור, מחפש שביצים עגול כתם ורוד בהיר נגד רקמת ברור / חלש המעיים ורוד. הרוזן שביצים, שיא ולהמשיך מדגם הבאה. המשך לכל היתושים מכל טיפולים ניסיוניים. </li><li style="tab-stops: list .5in;text-align:right;direction:rtl"> בסיום, למחוק שקופיות לנקות עם מגבת נייר. מניחים את מגבת נייר עם אומץ, וגם מגבת נייר עם פגרים, לשקית Biohazard קטן וזורקים לפח. כפפות שחוקים לאורך ההליך. הטיפול נלקח לא לתת כל לברוח יתושים נגועים. </li></ol>

<ol>
	<li>Avila, S. L., Ferreira, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Malaria+diagnosis:+a+review.">Malaria diagnosis: a review.</a> Braz J Med Biol Res. 29 (4), 431-443 (1996).</li><li>Bell, A. S., Ranford-Cartwright, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+real-time+PCR+assay+for+quantifying+Plasmodium+falciparum+infections+in+the+mosquito+vector.">A real-time PCR assay for quantifying Plasmodium falciparum infections in the mosquito vector.</a> Int J Parasitol. 34 (7), 795-802 (2004).</li><li>Collins, K. M., Hochberg, L. P., Ryan, P. R., Collins, W. E., Wirtz, R. A., Ryan, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+Plasmodium+malariae+infection+in+mosquito+vectors.">Quantification of Plasmodium malariae infection in mosquito vectors.</a> Ann Trop Med Parasitol. 98 (5), 469-472 (2004).</li><li>Czeher, C., Labbo, R., Djibrilla, A., Here, L., Arzika, I., Duchemin, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ELISA+study+of+oocyst-sporozoite+transition+in+malaria+vectors.">ELISA study of oocyst-sporozoite transition in malaria vectors.</a> Parasite. 13 (3), 257-261 (2006).</li><li>Haghdoost, A. A., Mazhari, S., Bahadini, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparing+the+results+of+light+microscopy+with+the+results+of+PCR+method+in+the+diagnosis+of+Plasmodium+vivax.">Comparing the results of light microscopy with the results of PCR method in the diagnosis of Plasmodium vivax.</a> J Vector Borne Dis. 43 (2), 53-57 (2006).</li><li>Patsoula, E., Spanakos, G., Sofianatou, D., Parara, M., Vakalis, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single-step,+PCR-based+method+for+the+detection+and+differentiation+of+Plasmodium+vivax.">A single-step, PCR-based method for the detection and differentiation of Plasmodium vivax.</a> Ann Trop Med Parasitol. 97 (1), 15-21 (2003).</li><li>Osta, M. A., Christophides, G. K., Kafatos, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+mosquito+genes+on+Plasmodium+development.">Effects of mosquito genes on Plasmodium development.</a> Science. 303 (5666), 2030-2032 (2004).</li><li>Srinivasan, P., Abraham, E. G., Ghosh, A. K., Valenzuela, J., Ribeiro, J. M., Dimopoulos, G., Kafatos, F. C., Adams, J. H., Fujioka, H., Jacobs-Lorena, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+the+Plasmodium+and+Anopheles+transcriptomes+during+oocyst+differentiation.">Analysis of the Plasmodium and Anopheles transcriptomes during oocyst differentiation.</a> J Biol Chem. 279 (7), 5581-5587 (2004).</li></ol>

לא יכול להיות כמה וריאציות הזיהום Plasmodium לבין פנוטיפ נחישות זיהום מעבדות שונות עשוי לעקוב בטכניקות שונות.

protocol for plasmodium falciparum infections in mosquitoes and infection phenotype determination

ברגע גן מזוהה עקשן פוטנציאלי עבור מלריה, זה חייב להיות מוערך על תפקידה במניעת זיהומים Plasmodium בתוך היתוש. פרוטוקול זה מדגים כיצד מידת זיהומים Plasmodium של יתושים יכול להיות assayed. טכניקות להכנת תרבות gametocyte, האכלה קרום יתושים דם האדם, assaying titers ויראלי midgut היתושים הם הפגינו.

Watch this Scientific Journal Video about Protocol for Plasmodium falciparum Infections in Mosquitoes and Infection Phenotype Determination at JoVE.com

Protocol for Plasmodium falciparum Infections in Mosquitoes and Infection Phenotype Determination

פרוטוקול זיהומים Plasmodium falciparum בקביעת הפנוטיפ יתושים זיהום

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the ...

protocol-for-plasmodium-falciparum-infections-mosquitoes-infection

Research

JoVE Journal

Biology

17.7K Views.  Johns Hopkins University. ברגע גן מזוהה עקשן פוטנציאלי עבור מלריה, זה חייב להיות מוערך על תפקידה במניעת זיהומים Plasmodium בתוך היתוש. פרוטוקול זה מדגים כיצד מידת זיהומים Plasmodium של יתושים יכול להיות assayed. טכניקות להכנת תרבות gametocyte, האכלה קרום יתושים דם האדם, assaying titers ויראלי midgut היתושים הם הפגינ?...

Video: Protocol for Plasmodium falciparum Infections in Mosquitoes and Infection Phenotype Determination

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes (A. aegypti) and Infection Phenotype Determination

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of the virus in the mosquito tissues. This protocol is routinely used for studying mosquito-virus interactions, especially for identification of novel host factors that are able to determine vector competence. The entire experiment must be conducted in a BSL2 laboratory. Similar to Plasmodium falciparum infections, proper attire including gloves and lab coat must be worn at all times. After the experiment, all the materials that came in contact with the virus need to be treated with 75% ethanol and bleached before proceeding with normal washing. All other materials need to be autoclaved before discarding them.

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes A. aegypti and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for the dengue virus, it must be evaluated for it's role in preventing viral infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of dengue infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for growing up the virus in culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

פרוטוקול זיהומים דנגי ב יתושים (א aegypti) ו הפנוטיפ קביעת זיהום

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of ...

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite.  The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes A. gambiae

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes. This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite. The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

פרוטוקול מבחני RNAi ב למבוגרים יתושים (א gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video ...

A Video Protocol of Retroviral Infection in Primary Intestinal Organoid Culture

Lgr5-positive stem cells can be supplemented with the essential growth factors Egf, Noggin, and R-Spondin, which allows us to culture ever-expanding primary 3D epithelial structures in vitro. Both the architecture and physiological properties of these &#39;mini-guts&#39;, also called organoids, closely resemble their in vivo counterparts. This makes them an attractive model system for the small intestinal epithelium. Using retroviral transduction, functional genetics can now be performed by conditional gene overexpression or knockdown. This video demonstrates the procedure of organoid culture, the generation of retroviruses, and the retroviral transduction of organoids to assist phenotypic analysis of the small intestinal epithelium in vitro. This novel organotypic model system in combination with retroviral mediated gene expression provides a valuable tool for rapid analysis of gene function in vitro without the need of costly and time-consuming generation for transgenic animals.

This protocol explains primary Lgr5-positve organoid culture and the subsequent performance of retroviral transduction. This enables Cre-inducible overexpression or knockdown of the delivered transgene and allows functional studies to be carried out in the novel in vitro organotypic model system.

פרוטוקול וידאו של זיהום retroviral ביסודי מעיים Organoid תרבות

Lgr5-positive stem cells can be supplemented with the essential growth factors Egf, Noggin, and R-Spondin, which allows us to culture ever-expanding ...

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, several traits are typically characterized using molecular assays to aid in epidemiological studies. These traits include species identification, insecticide resistance, parasite infection status, and host preference. Since populations of the Anopheles gambiae complex are morphologically indistinguishable, a polymerase chain reaction (PCR) is traditionally used to identify species. Once the species is known, several downstream assays are routinely performed to elucidate further characteristics. For instance, mutations known as KDR in a para gene confer resistance against DDT and pyrethroid insecticides. Additionally, enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs) or Plasmodium parasite DNA detection PCR assays are used to detect parasites present in mosquito tissues. Lastly, a combination of PCR and restriction enzyme digests can be used to elucidate host preference (e.g., human vs. animal blood) by screening the mosquito bloodmeal for host-specific DNA. We have developed a multi-detection assay (MDA) that combines all of the aforementioned assays into a single multiplex reaction genotyping 33SNPs for 96 or 384 samples at a time. Because the MDA includes multiple markers for species, Plasmodium detection, and host blood identification, the likelihood of generating false positives or negatives is greatly reduced from previous assays that include only one marker per trait. This robust and simple assay can detect these key mosquito traits cost-effectively and in a fraction of the time of existing assays.

Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Assay Multi-זיהוי ליתושי מלריה העברה

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

Clock Scan Protocol for Image Analysis: ImageJ Plugins

The clock scan protocol for image analysis is an efficient tool to quantify the average pixel intensity within, at the border, and outside (background) a closed or segmented convex-shaped region of interest, leading to the generation of an averaged integral radial pixel-intensity profile. This protocol was originally developed in 2006, as a visual basic 6 script, but as such, it had limited distribution. To address this problem and to join similar recent efforts by others, we converted the original clock scan protocol code into two Java-based plugins compatible with NIH-sponsored and freely available image analysis programs like ImageJ or Fiji ImageJ. Furthermore, these plugins have several new functions, further expanding the range of capabilities of the original protocol, such as analysis of multiple regions of interest and image stacks. The latter feature of the program is especially useful in applications in which it is important to determine changes related to time and location. Thus, the clock scan analysis of stacks of biological images may potentially be applied to spreading of Na+ or Ca++ within a single cell, as well as to the analysis of spreading activity (e.g., Ca++ waves) in populations of synaptically-connected or gap junction-coupled cells. Here, we describe these new clock scan plugins and show some examples of their applications in image analysis.

This paper describes two novel ImageJ plugins for &#39;Clock Scan&#39; image analysis. These plugins expand the functionality of the original visual basic 6 program and, most importantly, make the program available to a large research community by bundling it with the ImageJ free image analysis software package.

שעון סריקה פרוטוקול ניתוח תמונה: Plugins ImageJ

The clock scan protocol for image analysis is an efficient tool to quantify the average pixel intensity within, at the border, and outside (background) a ...

Forced Salivation As a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes

Vector competence is defined as the potential of a mosquito species to transmit a mosquito-borne virus (mobovirus) to a vertebrate host. Viable virus particles are transmitted during a blood meal via the saliva of an infected mosquito. Forced salivation assays allow determining the vector potential on the basis of single mosquitoes, avoiding the use of animal experiments. The method is suitable to analyze a large number of mosquitoes in one experiment within a short period of time. Forced salivation assays were used to analyze 856 individual mosquitoes trapped in Germany, including two different Culex pipiens pipiens biotypes, Culex torrentium as well as Aedes albopictus, which were experimentally infected with Zika virus (ZIKV) and incubated at 18 &#176;C or 27 &#176;C for two and three weeks. The results indicated the lack of vector competence of the different Culex taxa for ZIKV. In contrast, Aedes albopictus was susceptible to ZIKV, but only at 27 &#176;C, with transmission rates similar to an Aedes aegypti laboratory colony tested in parallel.

For efficient control of mosquito borne virus transmission, the knowledge of the vector potential of respective mosquitoes is of particular interest. We describe forced salivation as a method to analyze vector competence of Aedes albopictus and three different Culex taxa for the transmission of Zika virus.

הכריחו ריור כשיטה לנתח מיומנות וקטור של יתושים

Vector competence is defined as the potential of a mosquito species to transmit a mosquito-borne virus (mobovirus) to a vertebrate host. Viable virus ...

Plasmodium falciparum Gametocyte Culture and Mosquito Infection Through Artificial Membrane Feeding

Malaria remains one of the most important public health problems, causing significant morbidity and mortality. Malaria is a mosquito borne disease transmitted through an infectious bite from the female Anopheles mosquito. Malaria control will eventually rely on a multitude of approaches, which includes ways to block transmission to, through and from mosquitoes. To study mosquito stages of malaria parasites in the laboratory, we have optimized a protocol to culture highly infectious Plasmodium falciparum gametocytes, a parasite stage required for transmission from the human host to the mosquito vector. P. falciparum gametocytes mature through five morphologically distinct steps, which takes approximately 1-2 weeks. Gametocyte culture described in this protocol is completed in 15 days and are infectious to mosquitoes from days 15-18. These protocols were developed to maintain a continuous cycle of infection competent gametocytes and to maintain uninterrupted supply of mosquito stages of the parasite. Here, we describe the methodology of gametocyte culture and how to infect mosquitoes with these parasites using glass membrane feeders.

Plasmodium falciparum Gametocyte Culture and Mosquito Infection Through Artificial Membrane Feeding

Detailed investigations on mosquito stages of malaria parasites are critical to design effective transmission blocking strategies. This protocol demonstrates how to effectively culture infectious gametocytes and then feed these gametocytes to mosquitoes to generate mosquito stages of P. falciparum.

פלסמודיום פאלציפארום תרבות המשחק וזיהום יתושים באמצעות האכלה מלאכותית של ממברנה

Malaria remains one of the most important public health problems, causing significant morbidity and mortality. Malaria is a mosquito borne disease ...

Detection of Plasmodium Sporozoites in Anopheles Mosquitoes using an Enzyme-linked Immunosorbent Assay

Plasmodium sporozoites are the infective stage of malaria parasites that infect humans. The sporozoites residing in the salivary glands of female Anopheles mosquitoes are transmitted to humans via mosquito bites during blood feeding. The presence of sporozoites in the mosquito salivary glands thus defines mosquito infectiousness. To determine whether an Anopheles mosquito carries Plasmodium sporozoites, the enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) method has been the standard tool to detect the Plasmodium circumsporozoite protein (CSP), the major surface protein of the sporozoites. In this method, the head along with the thorax of each mosquito is separated from the abdomen, homogenized, and subjected to a sandwich ELISA to detect the presence of CSP specific to Plasmodium falciparum and each of the two subtypes, VK210 and VK247, of Plasmodium vivax.This method has been used to study malaria transmission, including the seasonal dynamics of mosquito infection and the species of the major malaria vectors in the study sites.

Detection of Plasmodium Sporozoites in Anopheles Mosquitoes using an Enzyme-linked Immunosorbent Assay

This protocol describes a sandwich enzyme-linked immunosorbent assay to detect salivary gland sporozoites in mosquitoes. Using easily available monoclonal antibodies, the method enables cost-effective, high-throughput detection of mosquitoes carrying Plasmodium falciparum or Plasmodium vivax. The method is suitable for malaria transmission research, including vector surveys.

איתור פלסמודיום ספורוזואיטים ביתושי אנופלס באמצעות בדיקת אימונוסורבנט מקושרת אנזים

Plasmodium sporozoites are the infective stage of malaria parasites that infect humans. The sporozoites residing in the salivary glands of female ...

Determining Temperature Preference of Mosquitoes and Other Ectotherms

Most insects and other ectotherms have a relatively narrow optimal temperature window, and deviation from their optima can have significant effects on their fitness, as well as other characteristics. Consequently, many such ectotherms seek out their optimal temperature range. Although temperature preferences of mosquitoes and other insects have been well studied, the traditional experimental setup is performed using a temperature gradient on an aluminum surface in a highly enclosed space. In some cases, this equipment restricts many natural behaviors, such as flying, which may be important in preference selection.
The objective of this study is to observe insect preference for air temperature by using a two-chamber apparatus with sufficient room for flight. The two chambers consist of independent temperature-controlled incubators, each with a large aperture. The incubators are connected by these apertures using a short acrylic bridge. Inside the incubators are two netted cages, linked via the apertures and bridge, allowing the insects to freely fly between the different conditions. The acrylic bridge also acts as a temperature gradient between the two incubators.
Due to the spacious area in the cage and easy construction, this method can be used to study any small ectotherm and/or any manipulation which may alter temperature preference including sensory organ manipulation, diet, gut flora, and endosymbiont presence at biosafety levels 1 or 2 (BSL 1 or 2). Additionally, the apparatus can be used for the study of pathogen infection using further containment (e.g., inside of a biosafety cabinet) at BSL 3.

Insects have an optimal environmental temperature range which they seek to remain within, and many external and internal factors can alter this preference. Here, we describe a cost-effective and simple method to study temperature choice, which allows insects to freely exhibit their natural behaviors.

קביעת העדפת טמפרטורה של יתושים ואקטותרמיות אחרות

Most insects and other ectotherms have a relatively narrow optimal temperature window, and deviation from their optima can have significant effects on ...

Quantifying Fitness Costs in Transgenic Aedes aegypti Mosquitoes

Transgenic mosquitoes often display fitness costs compared to their wild-type counterparts. In this regard, fitness cost studies involve collecting life parameter data from genetically modified mosquitoes and comparing them to mosquitoes lacking transgenes from the same genetic background. This manuscript illustrates how to measure common life history traits in the mosquito Aedes aegypti, including fecundity, wing size and shape, fertility, sex ratio, viability, development times, male contribution, and adult longevity. These parameters were chosen because they reflect reproductive success, are simple to measure, and are commonly reported in the literature. The representative results quantify fitness costs associated with either a gene knock-out or a single insertion of a gene drive element. Standardizing how life parameter data are collected is important because such data may be used to compare the health of transgenic mosquitoes generated across studies or to model the transgene fixation rate in a simulated wild-type mosquito population. Although this protocol is specific for transgenic Aedes aegypti, the protocol may also be used for other mosquito species or other experimental treatment conditions, with the caveat that certain biological contexts may require special adaptations.

Quantifying Fitness Costs in Transgenic Aedes aegypti Mosquitoes

The present protocol describes how to measure common life parameter data in Aedes aegypti mosquitoes, including fecundity, wing size, fertility, sex ratio, viability, development times, male contribution, and adult longevity. These measurements can be used to assess the fitness of transgenic mosquitoes.

כימות עלויות כושר ביתושים מהונדסים, Aedes aegypti

Transgenic mosquitoes often display fitness costs compared to their wild-type counterparts. In this regard, fitness cost studies involve collecting life ...