אנו מודים בני הזוג. אנתוני קורנל ולורה נוריס בUC Davis וד&quot;ר Katharina Kreppel באוניברסיטת גלזגו למתן דגימות יתושים מטנזניה. אנו מודים לגב &#39;Smita Das וד&quot;ר דאגלס נוריס מבית הספר לג&#39;ונס הופקינס לבריאות הציבור לשיתוף דגימות יתושים מזמביה. כמו כן, אנו מודים למר לי V. millon במעבדה לגנטיקה וטרינריים להכשרה בעיצוב assay. עבודה זו נתמכה על ידי המכון הלאומי לבריאות להעניק R01AI 078,183 וR21AI062929.

1. PCR הגברה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים את כל צבעי יסוד PCR (ראה טבלת S1 המשלים) בmicrotube 1.5ml. לכל אחד יש שני SNP פריימרים (קדימה ואחורה). ודא שהמניה הריכוז של כל צבע יסוד PCR נשמר ב 100 מיקרומטר. לעשות מספיק תערובת פריימר ל500-1,000 תגובות להפחית pipetting שגיאה וזמן על הספסל (ראה טבלת S2 המשלים). אם תרצה, להכין aliquots ל100-200 תגובות לכל צינור ולאחסן ב -20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן קוקטייל PCR, כמתואר בפרוטוקול של היצרן (טבלת 1). הנפח 96 תגובות כולל הסככה של 20%. מערבולת הצינור המכיל קוקטייל PCR קל ו צנטריפוגות במשך 30 שניות ב2,000 g x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוותר 3 μl של קוקטייל PCR לבאר כל הלא עקף 96 צלחת גם. פיפטה מהדר יכולה לחסוך זמן לתהליך הזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 2 μl של הדנ&quot;א הגנומי המתאים של יתושים בכל טוב. הערה: תהליך קבלת הדנ&quot;א הגנומי ממ &#39;<html> רקמות osquito (ראש / חזה, בטן או כל גוף) מתוארות בספרויות אחרות 29-32. בחר פרוטוקול מיצוי DNA מתאים כדי לבדל את אלה עם Plasmodium בדם (הבטן) מיתושים מזהמים (Plasmodium בראש / החזה). אנחנו בדרך כלל להשתמש ב- DNA שחולץ מחלקי גוף (ראש / חזה או בבטן) של יתושים, כך ריכוז ה- DNA משתנה מ0.05-2ng / μl. למרות שסכתי תשומת DNA היא נמוכה מהמלצת היצרן (5-10ng / rxn), אנחנו בדרך כלל מקבלים SNP חזק קורא מ -98% מהדגימות DNA בלי ההגברה הגנום כולו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותם את הצלחת, לערבב בעדינות או מערבולת, ו צנטריפוגות 1 דקות ב370 x גרם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משתמש בפרוטוקול thermocycler הבא כדי לבצע PCR הגברה: (1) 94 מעלות צלזיוס למשך 2 דקות, (2) 94 ° C למשך 30 שניות, (3) 56 מעלות צלזיוס למשך 30 שניות, (4) 72 מעלות צלזיוס במשך דקות 1 , (5) חזרו על שלב (2) - (4) במשך 45 מחזורים, (6) 72 מעלות צלזיוס במשך דקות 1, ו -4 אחיזת מעלות צלזיוס. </li></ol>_title &quot;&gt; 2. SAP טיפול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את פתרון אנזים SAP בצלחת גם 96 (ראה טבלה 2). לעבד 96 דגימות בצלחת. הנפח 96 תגובות כולל הסככה של 20%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבולת הצינור של פתרון SAP אנזים קל ו צנטריפוגות במשך 30 שניות ב2,000 g x. לוותר על 2 μl של פתרון אנזים SAP לכל אחד. שוב, פיפטה מהדר יכולה לחסוך זמן לתהליך הזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותם את הצלחת, לערבב בעדינות או מערבולת, ו צנטריפוגות 1 דקות ב370 x גרם. דגירה את הצלחת באופן הבא: (1) 37 מעלות צלזיוס במשך 40 דקות, (2) 85 מעלות צלזיוס למשך 5 דקות כדי להשבית את האנזים, (3) אחיזת C 4 מעלות. בסיום שלב זה, לאחסן את הצלחת ב -20 ° C לפני שתמשיך. לעבד את הצלחת מאוחסנת בתוך 2 שבועות. </li></ol> 3. SNP Extension <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם צלחת המדגם היא קפוא לאחר טיפול SAP, לאפשר לו להפשיר לRT לפני שנמשיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכין את תערובת פריימר הארכה (נוסף הטבלה S2). לכל אחד יש SNP exte אחדפריימר nsion. שמור את מניית הריכוז של כל צבע יסוד הארכה ב -500 מיקרומטר. לחלופין, aliquot ל100-200 תגובות לכל צינור ולאחסן ב -20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן תערובת הארכה כמפורט בטבלה 3. 96 תגובת כרך כולל הסככה של 20%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבולת הצינור של קוקטייל סיומת קלה וצנטריפוגות במשך 30 שניות ב2,000 g x. לוותר על 2 μl של קוקטייל הארכה לכל אחד. שוב, פיפטה מהדר יכולה לחסוך זמן לתהליך הזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותם את הצלחת, לערבב בעדינות או מערבולת, ו צנטריפוגות 1 דקות ב370 x גרם. Thermocycle הצלחת כפי שמוצג באיור 1. בשלב זה, להמשיך לספקטרומטר מסה או לאחסן את הצלחת ב -20 ° C עד 2 שבועות. </li></ol> 4. אוויר המוצרים הרחבה SNP לייעל ניתוח ספקטרומטריית המסה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם צלחת המדגם היא קפוא לאחר הארכה SNP, לאפשר לו להפשיר לRT לפני שנמשיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את 15mg של שרף מcontainer לצלחת הגומה באמצעות כף מוארכת. השתמש במגרד להפיץ שרף לתוך הבארות של צלחת הגומה. לטאטא את המגרד מצד לצד פני צלחת הגומה כדי להפיץ את השרף. ודא שיש שרף בכל טוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרד שרף עודף מצלחת הגומה באמצעות המגרד. בואו השרף עומד בצלחת הגומה לפחות 20 דקות. בעת נותנת השרף עומד בצלחת הגומה, להוסיף 41 μl מים כיתה HPLC היטב בכל צלחת המדגם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח בעדינות את צלחת מדגם הפוכה, לצלחת הגומה. ודא המדגם מתאפס צלחת נגד הפוסט הקטן המעוגל של צלחת הגומה, שמיישר את הבארות בצלחת המדגם עם הבארות בצלחת הגומה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק צלחת המדגם וצלחת הגומה יחד, בעדינות להעיף אותם מעל כל כך השרף נופל מצלחת הגומה לתוך הבארות של צלחת המדגם. הקש על צלחת הגומה כך השרף נופל לתוך צלחת המדגם. ודא שכל השרף בdi<html> צלחת mple נופלת לתוך בארות צלחת מדגם. צנטריפוגה את הצלחת ב3,200 XG למשך 30 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סובב את צלחת המדגם על הכתף במשך 5 דקות בRT. Rotator חייב לסובב את צלחת המדגם של 360 מעלות על ציר הזמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה צלחת המדגם ב3,200 XG במשך 5 דקות. לאחר שלב זה, לאחסן את צלחת המדגם ב -20 ° C עד 2 שבועות לפני שתמשיך לשלב הבא. </li></ol> 5. MALDI-TOF המוני ספקטרומטריית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את מוצר הארכת SNP המותנה על bioarray כגון SpectroCHIP לפי הוראות יצרן. אנו משתמשים בMassArray Nanodispenser לצעד זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שההעברה תסתיים, להגדיר כיצד מבחני וצלחות שיוקמו באתר assay. שם assay וצלחות כאלה שיש לכל צלחת מזהה ייחודי שמקשר לעיצוב assay הספציפי (משלימה לוח S3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר assay והצלחת הוגדרו, לרכוש ספקטרום באמצעות ספקטרומטר מסה. </li></ol>s = &quot;jove_title&quot;&gt; 6. ניתוח נתונים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע ניתוח נתונים באמצעות תוכנת פרשנות נתונים בזמן אמת ניתוח PCR כמו Typer Analyzer או TyperViewer (Sequenom). לקבל נתונים ב.xml פורמט המכיל את פריסת המדגם, ספקטרוגרמה המונית לכל טוב, מידע הסמן כוללים שם, המוני צפוי לכל גרסה של SNP המקביל, וכל טעות או הודעות אזהרה הקשורים לכל תגובה. ראה איור 2 לספקטרוגרמה מסה וכתוצאה מכך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע ניתוח אשכולות גנוטיפ SNP על ידי קביעת סף הגילוי (גודל או יחס אות לרעש) וסובלנות / שונות אפשר לכל גנוטיפ. איור 3 מציג דוגמא של 04,707 #-KDR 2 אשכולות גנוטיפ SNP. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לייצא את שיחות גנוטיפ SNP וכתוצאה מכך לתכנית גיליון אלקטרוני. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

מד&quot;א מורכב מחמישה שלבים עיקריים: הגברה PCR, תגובת phosphatase אלקליין השרימפס (SAP), הארכת SNP, מוצר הארכת אוויר, וdesorption / יינון לייזר בסיוע מטריקס - זמן טיסה (MALDI-TOF) ספקטרומטריית מסת 33-37. צעד ההגברה PCR הראשון מגביר DNA איגוף כל SNP כך שתבנית ה- DNA מספיק יהיה זמין בשלב הארכת SNP. תג...

arabiensis אנופלס, coluzzii אנופלס ואנופלס gambiae הם הווקטורים העיקריים האחראים להעברת מלריה באפריקה 1. שלושת מינים אלה הם מורפולוגית נבדלו 2 וניתן להבחין רק במבחנים מולקולריים 3-9. בנוסף, יש מבחני במורד הזרם רבים שנערכו באופן שגרתי כדי לסייע מחקרים אפידמיולוגיים וגנטיקת אוכלוסייה. אלה כוללים (1) assay genotyping לאיי התפצלות 10-12, (2) assay genotyping הכרת SNPs שאינו שם נרדף ב1,014 ה עמדת חומצת אמינו קודון של גן para (ההתנגדות לדפוק למטה, או kdr, SNP) 13 -18, (3) גילוי טפיל PCR 19-23, ו- (4) להקרנת DNA מארח ספציפי בmidguts יתוש 24,25. פיתחנו assay רב-זיהוי (מד&quot;א) שמשלב את כל מבחני הללו לתגובה זמנית בודדת במטרהalyzing מאפיינים חשובים אפידמיולוגיה של מלריה באפריקה. Assay מד&quot;א כולל סמנים מרובים לאיתור (1) מין (arabiensis א, א gambiae, coluzzii א, או אחר (אף אחד משלוש)), (2) התנגדות החרקים המיוצגות בkdr SNPs (שני L1014F וL1014S) , (3) נוכחות של שני טפילי מלריה עיקריים, Plasmodium falciparum וP. vivax, ו- (4) מקור דם מעופות אחד ושישה מארחי יונקים. באופן מסורתי, אלה מבחני נערכו בתגובות נפרדות שרשרת של פולימראז. כאשר כל אלה מבחני נעשים באמצעות פלטפורמת PCR קונבנציונלית, זה מחייב ביצוע 8-10 מבחני תגובת PCR ומלווה את צעדי ג&#39;ל אלקטרופורזה. כל תגובת PCR בודדת מהכנה לתוצאות תיעוד לוקחת 4-5 שעות, ואילו שיטת מד&quot;א שהוצגה כאן לוקחת בערך 5 שעות במכלול. זה שווה חיסכון של 90% בעלויות עבודה לבד. מד&quot;א שהוצג כאן עולה 5 $לדגימה לגנוטיפ כל 33 SNPs. זה הרבה פחות יקר מאשר מבחני בודדים agarose מבוסס ג&#39;ל, שעולים כ $ 1.50 לכל מדגם. מבחני איתור כל המאפיינים מכוסים על ידי מד&quot;א ידרשו מינימום של 8-10 מבחני מבוססי ג&#39;ל agarose נפרדים במחיר של 12-15 דולרים למדגם. יתר על כן, מד&quot;א מקטין באופן משמעותי את הסיכוי ליצירת שקר חיובי או שלילי על ידי שימוש בלפחות שלושה סמנים לכל גילוי טפיל או מקור מארח. הפלטפורמה שנוצלנו אינה מוגבלת למלריה, אבל ניתן להשתמש במגוון רחב של יישומים, כגון רפואה, רפואת וטרינרית, וביולוגיה בסיסית 26-28. במחקרים מעמיקים עמותה או גנטיקה של אוכלוסיות המחקרים שכללו מספר רב (לפי סדר 100s) של דגימות דורשים הקרנת מבחני עלות-תועלת לסמנים מרובים בו זמנית. רוב המחקרים שעושים שימוש בשניים או יותר מבחני PCR נפרדים יכולים ליישם את מד&quot;א לתוצאות מהר יותר בעלות נמוכה יותר. </p&gt;

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="588">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:87px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MassARRAY Analyzer Compact</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">MT9</td>
			<td>MALDI-TOF mass spectrometry for genomic applications to analyze nucleic acids.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">MassARRAY Nanodispenser</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">RS1000</td>
			<td>Transfers completed iPLEX reaction products to the SpectroCHIP</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">iPLEX Gold Genotyping Reagent Set</td>
			<td style="width:87px;">Sequenom</td>
			<td style="width:119px;">10158</td>
			<td>Reagents used for iPLEX assay including SAP kit.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a multi-detection assay for malaria transmitting mosquitoes

מתחם מיני אנופלס gambiae כולל המלריה העיקרית העברת יתושים באפריקה. כי מינים אלה הם בעלי חשיבות רפואית כגון, כמה תכונות הן בדרך כלל מאופיינות באמצעות מבחני מולקולריים לסיוע במחקרים אפידמיולוגיים. תכונות אלה כוללות זיהוי מינים, התנגדות חרקים, מצב זיהום טפיל, והעדפת מארח. מאז אוכלוסיות של מתחם אנופלס gambiae הן מורפולוגית נבדלו, תגובת שרשרת של פולימראז (PCR) משמשת באופן מסורתי לזיהוי מינים. ברגע שהמינים ידוע, כמה מבחני במורד הזרם מבוצעים באופן שיגרתי על מנת להבהיר מאפיינים נוספים. למשל, מוטציות הידועות כKDR בגן para להקנות עמידות נגד DDT וחומרי הדברה pyrethroid. בנוסף, מבחני צמודי אנזים immunosorbent (ELISAs) או מבחני PCR לגילוי DNA הטפיל Plasmodium המשמשים לאיתור טפילים הנמצאים ברקמות יתושים. לבסוף, combination של PCR ומעכל אנזים הגבלה ניתן להשתמש כדי להבהיר העדפת מארח (למשל, אדם לעומת דם בעלי חיים) על ידי הקרנת bloodmeal היתושים לDNA מארח ספציפי. פיתחנו assay רב-זיהוי (מד&quot;א) שמשלב את כל מבחני הנ&quot;ל ל33SNPs genotyping התגובה זמנית יחיד עבור 96 או 384 דגימות בכל פעם. בגלל מד&quot;א כולל סמנים מרובים עבור מינים, זיהוי Plasmodium, וזיהוי דם מארח, הסבירות ליצירת תוצאות חיוביות או שליליים שגויות מופחתת במידה ניכרת ממבחנים קודמים הכוללים סמן אחת בלבד לכל תכונה. assay חזק וזה פשוט יכול לזהות תכונות יתוש מפתח אלה חסכוניים ובשבריר של הזמן של מבחני קיימים.

זיהוי מינים: 5 SNPs הבא ביחד לזהות שלושה מינים (arabiensis א, א coluzzii וא gambiae) (לוח 4). אם מדגם הוא לא אחד משלושת המינים, שלושה SNPs (01,073-213, 04,679-157 ו10313 -052) לא מצליחים להגביר. גנוטיפ kdr ?...

Watch this Scientific Journal Video about A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes at JoVE.com

מבחן רב זיהוי ליתושים המעבירים מלריה | ביולוגיה | וִידֵאוֹ

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Assay Multi-זיהוי ליתושי מלריה העברה

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

a-multi-detection-assay-for-malaria-transmitting-mosquitoes

Research

Education

JoVE Journal

JoVE Core

Biology

Evolution

Speciation and Diversity

SCIENTISTS IN ACTION

13.1K Views.  School of Veterinary Medicine, University of California - Davis. Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Video: A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

Injection of An. stephensi Embryos to Generate Malaria-resistant Mosquitoes

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This video protocol demonstrates a method used by the James laboratory to microinject DNA constructs into Anopheles stephensi embryos for the generation of transformed mosquitoes. Techniques for preparing microinjection needles, collecting and preparing embryos and performing the microinjection are illustrated.

Anopheles stephensi mosquitoes are vectors for malaria inhabiting India and throughout Asia. This video demonstrates the technique for performing microinjections of this species with transgenes that will confer resistance to the malaria to the mosquito. Much of the methodology demonstrated in this video is applicable to microinjection techniques of other mosquito species.

הזרקת. עוברים stephensi ליצור מלריה עמידים יתושים

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This ...

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes (A. aegypti) and Infection Phenotype Determination

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of the virus in the mosquito tissues. This protocol is routinely used for studying mosquito-virus interactions, especially for identification of novel host factors that are able to determine vector competence. The entire experiment must be conducted in a BSL2 laboratory. Similar to Plasmodium falciparum infections, proper attire including gloves and lab coat must be worn at all times. After the experiment, all the materials that came in contact with the virus need to be treated with 75% ethanol and bleached before proceeding with normal washing. All other materials need to be autoclaved before discarding them.

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes A. aegypti and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for the dengue virus, it must be evaluated for it's role in preventing viral infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of dengue infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for growing up the virus in culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

פרוטוקול זיהומים דנגי ב יתושים (א aegypti) ו הפנוטיפ קביעת זיהום

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of ...

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

פרוטוקול לגידול יתושים (א gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Protocol for Plasmodium falciparum Infections in Mosquitoes and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito.    This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed.  The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of plasmodium infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for preparing the gametocyte culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

פרוטוקול זיהומים Plasmodium falciparum בקביעת הפנוטיפ יתושים זיהום

Once a gene is identified as potentially refractory for malaria, it must be evaluated for its role in preventing Plasmodium infections within the ...

Population Replacement Strategies for Controlling Vector Populations and the Use of Wolbachia pipientis for Genetic Drive

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population replacement" is the replacement of wild vector populations (that are competent to transmit pathogens) with those that are not competent to transmit pathogens. There are several theoretical strategies to accomplish this. One is to exploit the maternally-inherited symbiotic bacteria Wolbachia pipientis. Wolbachia is a widespread reproductive parasite that spreads in a selfish manner at the extent of its host's fitness. Jason Rasgon discusses, in detail, the basic biology of this bacterial symbiont and various ways to use it for control of vector-borne diseases.

In this interview, Jason Rasgon explains the concept of genetic drive and the characteristics of an effective gene drive system. The use of the endosymbiotic bacterium, Wolbachia pipientis, as a means to spread genes through mosquito populations, is hypothesized.

החלפת אוכלוסייה אסטרטגיות אוכלוסיות וקטור שליטה ושימוש Wolbachia pipientis עבור כונן גנטי

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population ...

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite.  The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes A. gambiae

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes. This video protocol illustrates a method used by the Dimopoulos lab to inject dsRNA into Anopheles gambiae mosquitoes, which harbor the malaria parasite. The technique manipulating the injection setup and injecting dsRNA into the thorax is illustrated.

פרוטוקול מבחני RNAi ב למבוגרים יתושים (א gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video ...

Preventing the Spread of Malaria and Dengue Fever Using Genetically Modified Mosquitoes

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced, as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission. Population replacement strategy, the idea that transgenic mosquitoes can be released into the wild to control disease transmission, is introduced as well as the concept of genetic drive and the design criterion for an effective genetic drive system. The ethical considerations of releasing genetically-modified organisms into the wild are also discussed.

למנוע את התפשטות המלריה וקדחת דנגי באמצעות יתושים מהונדסים גנטית

In this candid interview, Anthony A. James explains how mosquito genetics can be exploited to control malaria and dengue transmission.   Population ...

Building a Better Mosquito: Identifying the Genes Enabling Malaria and Dengue Fever Resistance in A. gambiae and A. aegypti Mosquitoes

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections.   Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections. Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

בניית יתוש עדיף: זיהוי הגנים הפעלת מלריה קדחת דנגי ההתנגדות ב א gambiae וא aegypti יתושים

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus ...

Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several genera of these whitefly-transmitted plant viruses (Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, Ipomovirus, Torradovirus) include several hundred species of emerging and economically significant pathogens of important food and fiber crops (reviewed by9,10,16). These viruses do not replicate in their vector but nevertheless are moved readily from plant to plant by the adult whitefly by various means (reviewed by2,6,7,9,10,11,17). For most of these viruses whitefly feeding is required for acquisition and inoculation, while for others only probing is required. Many of these viruses are unable or cannot be easily transmitted by other means. Therefore maintenance of virus cultures, biological and molecular characterization (identification of host range and symptoms)3,13, ecology2,12, require that the viruses be transmitted to experimental hosts using the whitefly vector. In addition the development of new approaches to management, such as evaluation of new chemicals14 or compounds15, new cultural approaches1,4,19, or the selection and development of resistant cultivars7,8,18, requires the use of whiteflies for virus transmission. The use of whitefly transmission of plant viruses for the selection and development of resistant cultivars in breeding programs is particularly challenging7. Effective selection and screening for resistance employs large numbers of plants and there is a need for 100% of the plants to be inoculated in order to find the few genotypes which possess resistance genes. These studies use very large numbers of viruliferous whiteflies, often several times per year.
Whitefly maintenance described here can generate hundreds or thousands of adult whiteflies on plants each week, year round, without the contamination of other plant viruses. Plants free of both whiteflies and virus must be produced to introduce into the whitefly colony each week. Whitefly cultures must be kept free of whitefly pathogens, parasites, and parasitoids that can reduce whitefly populations and/or reduce the transmission efficiency of the virus. Colonies produced in the manner described can be quickly scaled to increase or decrease population numbers as needed, and can be adjusted to accommodate the feeding preferences of the whitefly based on the plant host of the virus.
There are two basic types of whitefly colonies that can be maintained: a nonviruliferous and a viruliferous whitefly colony. The nonviruliferous colony is composed of whiteflies reared on virus-free plants and allows the weekly availability of whiteflies which can be used to transmit viruses from different cultures. The viruliferous whitefly colony, composed of whiteflies reared on virus-infected plants, allows weekly availability of whiteflies which have acquired the virus thus omitting one step in the virus transmission process.

Improving our understanding of and our ability to manage many of the insect-transmitted plant viruses requires the use of the vector. Insect transmission of plant viruses is a tritrophic interaction, and as such requires the manipulation of insects, virus, and plant. Vectors must be reared in large numbers and manipulated in such a way as to insure high rates of transmission to test plants. The basics of rearing and manipulating the whitefly, Bemisa tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae), a vector of plant viruses belonging to several emerging plant virus genera, representing a large number of economically significant viruses is presented.

וירוסי צמח באמצעות העברת Whiteflies

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several ...

Toxicological Assays for Testing Effects of an Epigenetic Drug on Development, Fecundity and Survivorship of Malaria Mosquitoes

Insecticidal resistance poses a major problem for malaria control programs. Mosquitoes adapt to a wide range of changes in the environment quickly, making malaria control an omnipresent problem in tropical countries. The emergence of insecticide resistant populations warrants the exploration of novel drug target pathways and compounds for vector mosquito control. Epigenetic drugs are well established in cancer research, however not much is known about their effects on insects. This study provides a simple protocol for examining the toxicological effects of 3-Deazaneplanocin A (DZNep), an experimental epigenetic drug for cancer therapy, on the malaria vector, Anopheles gambiae. A concentration-dependent increase in mortality and decrease in size was observed in immature mosquitoes exposed to DZNep, whereas the compound reduced the fecundity of adult mosquitoes relative to control treatments. In addition, there was a drug-dependent decrease in S-adenosylhomocysteine (SAH) hydrolase activity in mosquitoes following exposure to DZNep relative to control treatments. These protocols provide the researcher with a simple, step-by-step procedure to assess multiple toxicological endpoints for an experimental drug and, in turn, demonstrate a unique multi-prong approach for exploring the toxicological effects of water-soluble epigenetic drugs or compounds of interest against vector mosquitoes and other insects.

A protocol is developed to examine the effects of an epigenetic drug DZNep on the development, fecundity and survivorship of mosquitoes. Here we describe procedures for the aqueous exposure of DZNep to immature mosquitoes and a blood-based exposure of DZNep to adult mosquitoes in addition to measuring SAH hydrolase inhibition.

מבחני לבדיקת השפעות רעילים של תרופות אפיגנטיים בפיתוח, פוריות והישרדות של יתושים מלריה

Insecticidal resistance poses a major problem for malaria control programs. Mosquitoes adapt to a wide range of changes in the environment quickly, making ...