המחברים מבקשים להודות ג&#39;ון Marston עבור המומחה גידול בעלי חיים, ד&quot;ר מרקו א Passini לקבלת סיוע טכני בשלבים המוקדמים של הפרויקט הזה. עבודה זו מומנה על ידי מענק מטעם מכון הבריאות הלאומי כדי CLL (R01NS41584; R01HD054413).

1. Intracerebroventricular הזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השלב הראשון הוא הכנת הפתרונות מניות זריקה; פתרונות אלה וקטור נגיפי, הדנ&quot;א פלסמיד, סמים, וצריך להיות מוזרק בתנאים סטריליים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים titer הרצויה של וקטור ויראלי (סה&quot;כ μL 5-7) עם 0.05% w / v trypan כחול PBS להדמיה של הזריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתרון ה-DNA פלסמיד (5 בסך הכל אני μL) מכיל D-(+), גלוקוז 20% (w / v) (1 μL), trypan כחול (0.05%) PBS (1 μL), פלסמיד (~ 5 ~ g / L ~ ) (2 ~ L), ו -2.5 kDa ליניארי homopolymer PEI (150 מ&quot;מ) (1 ~ L). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשתק את PND 2 בילודים באמצעות הרדמה-cryo במשך 1-2 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחט המשמש להזרקת זהו מיקרו ליטר מכויל micropipette זכוכית מעוקר כי מצורף מזרק 3ml 3 המילטון מ&quot;ל דרך צינור ארוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשבור את קצה המחט (עם מרית) כדי להתאים את החדירה 2 מ&quot;מ לתוך הגולגולת. מניחים את המחט באלכסון בצינור microcentrifuge המכיל את פתרון ההזרקה. טען הפתרון זריקה לתוך המחט בקפידה על ידי משיכת הבוכנה של המזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר ספיגת הפתרון, לנתק את המזרק מהצינור, למשוך את הבוכנה עד נוספת ולאחר מכן לצרף את המחט שוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את המחט ביד ימין בין האגודל והאצבע והמקום מזרק בין האצבעות באמצע טבעת עם הבוכנה נגיעה בכף יד ימין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את העכבר משותקת בתוקף על ידי העור מאחורי הראש בעזרת יד שמאל במקום על אור סיבים אופטיים כדי להאיר מבנים אנטומיים רלוונטי שיכול לשמש כמדריך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את מחט 2 מ&quot;מ עמוק, בניצב לפני השטח בגולגולת, במיקום כ 0.25 מ&quot;מ לרוחב תפר sagittal ו - 0.50-0.75 מ&quot;מ מקורי אל תפר כלילית בילוד (איור 1A). ואז, לדחוף את הבוכנה באמצעות כף היד של יד ימין מאוד לאט ובזהירות. צג עבור כלי מקרע או נפיחות בפנים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המחט 15 שניות לאחר הפסקת תנועת הבוכנה כדי למנוע backflow. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לשחזר, לשמור על עכברים למשך 5-10 דקות במיכל חימם עד התנועה ואת ההיענות הכללית היא כנו. </li></ol> 2. הזרקה תוך ורידי דרך הווריד הזמני / פנים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפתרון להיות מוזרק צריך להיות מוכן להשלים עם צבע מאכל ירוק מסונן על דילול 1:100 והזריקו בתנאים סטריליים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף פלסטיק קטנה luer לסוף מזרק 100 μL המילטון זכוכית. כדי luer, לצרף 33 0.25 אינטש מד מחט המזרק. להבטיח כי כל החלקים מחוברים היטב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את המזרק עם נפח להיות מוזרק, להבטיח כי יש אוויר בתוך המזרק כמו הזרקת אוויר לתוך כלי קטלני. לעתים קרובות מועיל pipet נפח להיות מוזרק אל פיסת parafilm. זה מאפשר ראיה ברורה של ספיגת הפתרון לתוך המזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Transilluminator מראה Wee משמש לחזות בקלות את הווריד הזמני שטחית, או וריד הפנים, ב הילוד (איור 2 א). לפני ההזרקה, כדי להבטיח את הילוד transilluminator באמצעות פלסטר. גזה צריך להיות ממוקם בין הילוד לבין קלטת כדי למנוע את הקלטת מפגיעה העור של החיה. Secure את בעל החיים transilluminator בצד שלה, להבטיח כי הקלטת אינה מונעת הנשימה. הצוואר של רך נולד יש פנתה בעדינות כך וריד הפנים גלוי בקלות את האף צריך להיות מודבק על מנת לייצב את הראש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת זכוכית מגדלת סרט 2.25X כדי לאפשר ראיה קל, לאט לאט להכניס את המחט לווריד. וריד היא שטחית מאוד כך המחט צריכה להישאר גלוי מתחת לעור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט להחדיר את עוצמת הקול של פתרון לתוך הווריד. צבע ירוק מאפשר ראיה קל של הזריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המתן 15 שניות לפני הסרת מחט כפי שקיים פער בין באופן מלא מדכא על הבוכנה של המזרק וגירוש הפתרון הנותרים עקב נשא מחט צר ביותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הסרת המחט, שימוש גזה להפעיל לחץ על הזריקה עד שהדימום נפסק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג הילוד סימנים של מצוקה. לאחר הזרקת ראויה, אין מצוקה גלויה יש לשים לב. רך נולד יש לתת כ 5 דקות כדי להתאושש לפני שהוא חזר הכלוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פלאש יחידת מחט / מזרק עם PBS בין זריקות כמו דם המחט מהר לסתום אותו בשל נשא קטן. </li></ol> 3. נציג התוצאות: ICV הזרקה: המוח ניתן לקצור בכל זריקה שלאחר בנקודות שונות בזמן דמיינו להפגין טכניקה זריקה מוצלחת. אם הצבע לא מתווסף פתרון הזריקה, זה יהיה קשה לבדוק את הדיוק של בjection. הזרקה נכונה של אחד החדרים תאפשר הפצה של כחול trypan בצד מוזרק של המוח כ 10-15 דקות לאחר הזרקה (איור 1B). התפלגות אחידה של trypan כחול בשתי אונות המוח על ימין ועל שמאל נורות הריח יהיה גלוי כ -60 דקות הזרקת פוסט (תרשים 1C). זאת בשל קישוריות של החדרים מוחין אשר יאפשרו את הפצתו של צבע כחול על החדר הסמוך. זריקות מדויקות ניתן דמיינו ידי פיזור של צבע כחול מקורי בתעלת השדרה המרכזית כ בתוך 12 שעות לאחר ההזרקה (1D איור). זריקות שגוי ניתן להבחין בחוסר צבע כחול אונות המוח. במקרה זה, את העומק של המחט לא היתה מספקת את הפתרון הזרקת הפיצה כנראה מתחת לעור. אפשרות חלופית היא כי המחט חדרה עמוק מדי במוח, ובכך עובר מעבר החדר והפתרון הוא רוקן מתחת החדרים מוחין. הזרקה IV: מדויק ויעיל הזרקה לווריד הזמני / פנים ניתן דמיינו מיד לאחר ההזרקה. כמו הפתרון מוזרק, לצבוע בירוק מאפשר הדמיה של הפתרון הנכנסים זורם דרך וריד הפנים (איור 2 א). בנוסף, שינוי צבע העור של העכבר יקויימו הזריקה הבאה. צבע ורוד נורמלי של הילוד מומר ירוק, בשל נוכחותם של צבע מאכל ירוק בפתרון הזרקה (2B איור). היקף לשנות את צבע ירוק שנצפתה הילוד תלוי ריכוז של צבע המשמשים. להדמיה פשוטה של ​​הזרקת בתקופה בפועל, דילול 01:50 מומלץ. עם זאת, צבע העור משתנה באופן דרמטי לעתים קרובות תוצאות הגור מדחייה של האם ולכן, הסרת צבע או ריכוז הקטינה באופן משמעותי יש לשקול במהלך הפרוצדורות. הזרקה מדויקת תגרום הצטברות של צבע ירוק מתחת לעור במקום של הזריקה. זריקה הושלמה, אשר מתרחשת כאשר הפתיחה של המחט אינו מוכנס היטב בתוך הווריד, נתפסת כאשר פתרון כמה זורם בווריד וחלק מצטבר מתחת לעור. אם זאת הוא ציין, המחט צריך להיות מוכנס לתוך כלי נוסף. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="איור 1"/> באיור 1. הפגנה מוצלחת של זריקות ICV ב PDN2 עכברים. סכמטי) של אתרי הזרקה מנוצל ICV זריקות לתוך החדרים. B) מן המוח ICV מוזרק גור עם trypan כחול PBS על החדר השמאלי, תמונה שצולמה 15 דקות הזרקת הודעה. C ) מן המוח ICV מוזרק גור עם trypan כחול PBS על החדר השמאלי, תמונה שצולמה 60 דקות הזרקת הודעה. D) מקורי תעלת השדרה המרכזית מוצגת ICV מוזרק הגור עם trypan כחול PBS על החדר השמאלי, תמונה שצולמה 12 שעות שלאחר ההזרקה. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="איור 2"/> איור 2. הפגנה מוצלחת של זריקות הרביעי PDN2 עכברים. סכמטי) של וריד הפנים מנוצל IV זריקות. B) IV מוזרק גור עם צבע ירוק PBS לעומת להמלטה בלתי מוזרק, צולם הזרקת לפרסם באופן מיידי.

<ol>
	<li>Blanchette, M., Fortin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood-brain+barrier+disruption+in+the+treatment+of+brain+tumors.">Blood-brain barrier disruption in the treatment of brain tumors.</a> Methods Mol. Biol. 686, 447-463 (2011).</li><li>Foust, K. D., Kaspar, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Over+the+barrier+and+through+the+blood:+to+CNS+delivery+we+go.">Over the barrier and through the blood: to CNS delivery we go.</a> Cell Cycle. 24, 4017-4018 (2009).</li><li>Snyder, E. Y., Taylor, R. M., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+progenitor+cell+engraftment+corrects+lysosomal+storage+throughout+the+MPS+VII+mouse+brain.">Neural progenitor cell engraftment corrects lysosomal storage throughout the MPS VII mouse brain.</a> Nature. 374, 367-370 (1995).</li><li>Passini, M. A., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+gene+delivery+and+structure-specific+patterns+of+expression+in+the+brain+after+intraventricular+injections+of+neonatal+mice+with+an+adeno-associated+virus+vector.">Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector.</a> J. Virol. 24, 12382-12392 (2001).</li><li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+neonatal+intravascular+injections:+modeling+newborn+disease.">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> J. Am. Assoc. Lab. Anim. Sci. 46, 50-54 (2007).</li><li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice.">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Lab. Anim. Sci. 49, 328-330 (1999).</li><li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN.">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat. Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li><li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes.">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nat. Biotechnol. 27, 59-65 (2009).</li><li>Passini, M. A., Watson, D. J., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+delivery+to+the+mouse+brain+with+adeno-associated+virus.">Gene delivery to the mouse brain with adeno-associated virus.</a> Methods Mol. Biol. 246, 225-236 (2004).</li><li>Coady, T. H., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trans-splicing-mediated+improvement+in+a+severe+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Trans-splicing-mediated improvement in a severe mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 30, 126-130 (2010).</li><li>Baughan, T. D., Dickson, A., Osman, E. Y., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+bifunctional+RNAs+that+target+an+intronic+repressor+and+increase+SMN+levels+in+an+animal+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Delivery of bifunctional RNAs that target an intronic repressor and increase SMN levels in an animal model of spinal muscular atrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 1600-1611 (2009).</li><li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts.">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li><li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo.">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 .</li><li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+a+read-through+inducing+compound,+TC007,+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model.">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li><li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li><li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li><li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy.">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

מחקרים באמצעות מודלים העכבר של המחלה לעתים קרובות מחייב את הממשל של תרופות או חומרים אחרים בילודים. בסרטון הזה, אנחנו מדגימים את צעד אחר צעד הליכים מעורבים שני סוגי אסטרטגיות הזרקת שיכולים לשמש למטרה CNS: 1) הזרקה ישירה לתוך מערכת העצבים המרכזית ניצול (ICV) הזרקה intracerebroventricular, או 2) הזרקה IV מיקוד / הזמני הפנים וריד. העיתוי של זריקות אלה היא בעלת חשיבות רבה. מאז זריקות ICV הם חופשי, הגולגולת חייב להיות נזיל יחסית. זה סוג של זריקה אפשרית רק באמצעות בשבוע הראשון של החיים, ואז הוא הופך יותר ויותר מאתגר יותר מזיק לבעלי החיים כמו גיל החיות. עם זאת, היתרון העיקרי הוא כי משלוח ישיר של מערכת העצבים המרכזית מושגת, למעשה לעקוף את מחסום הדם במוח. לכן, אם חוקר מפתחת הרפוי CNS, אפשר לנתח תרכובות שאינן אופטימיזציה מלאה עבור סמים כמו מאפיינים כגון חדירות מחסום דם מוח, לעומת זאת, פעילות במתחם ניתן למדוד מחלות רלוונטיות רקמות. השימוש וריד הזמני במהלך הימים הראשונים של החיים הוכיחה יקר כמו זה היא טכניקה לא פולשנית יחסית לממשל הרביעי הכללי. בשלב זה התפתחותית, לא ורידים נוספים נגישים בקלות, כמו וריד הזנב אשר הופך נגיש יותר במהלך השבוע השני של החיים 5. שני טכניקות ההזרקה בטוחים ניתן לבצע חופשי, עם עכברים מחלים זמן קצר לאחר ההזרקה, ללא תופעות לוואי מזיקות. טכניקות שניהם מתאימים הזרקה מהירה של קבוצה של בעלי חיים בתקופה קצרה של זמן. הם דורשים ראיה נכונה של השטח המיועד להבטיח זריקה מוצלחת. זה מסופק על ידי transilluminator ואת סרט מגדלת IV הזרקה (טבלה 1) ואור סיבים אופטיים הזרקת ICV. אחד היתרונות של הזרקה IV היא כי נפח גדול יותר (100 Ll ∞) ניתן להזריק עם שיעור הצלחה של 90% ~ 6. בעיות נפוצות נתקל תוך לימוד הטכניקה IV כוללים מוזרים מחט תת עורית וכתוצאה מכך זריקות ו / או זריקות שלם. בעיות אלה ניתן יהיה להתמודד ידי הבטחת שיפוע של המחט הוא מושחל ביסודיות באמצעות הכלי. המחט צריך להיות מוכנס לתוך כלי השיט רחוק מספיק כי שיפוע של המחט מוקפת לחלוטין על ידי הכלי. בנוסף, הכלי היא שטחית ביותר, ולכן ההזרקה חייבת להבטיח כי המחט היא כלי ולא מתחתיו. כדי לבדוק אם המחט היא הכלי, לאחר מיקום המחט יש להעביר בעדינות מצד לצד. אם המחט חדרה את כלי השיט, כלי השיט ינועו יחד עם המחט. אם הכלי לא זז, המחט לא מוכנסת כראוי. ביצוע בדיקה זו לפני הזריקה יהיה להגדיל את מספר זריקות מוצלחות. מסירה של ילודים AAV9 וקטורים נוצל לאחרונה בהצלחה transduce אחוז גבוה של נוירונים המנוע באמצעות רקומביננטי וקטורים AAV בעכברים SMA 7,8. השיקול החשוב ביותר בעת ההזרקה ICV כרוך אורך של קצה המחט. טיפ חייב להיות זמן מספיק כך שהוא יכול לחדור לפחות 2 מ&quot;מ בגולגולת. אם קצה אינו ארוך מספיק, המחט לא יוכלו ביעילות להיכנס החדרים. לחילופין, אם קצה ארוך מדי, זה מעכב את ספיגת של הפתרון להיות מוזרק, וגם יוצר קצה שביר שקשה מדריך נכונה דרך הגולגולת. הזווית של המחט חשוב לוודא חדירה מדויקת לתוך החדר על ידי אחיזתו בניצב הגולגולת עם קצה כלפי תפר sagittal. זריקות ICV כבר נוצלו במחקרים רבים להציג תרכובות, סמים, RNAs טיפולית, DNAs פלסמיד, ו וקטורים ויראליים לתוך מערכת העצבים המרכזית של מודלים בעכברים חולים 4,9-17. עם זאת, הגורם המגביל הזרקת ICV הוא היכולת קטן של החדר המוח בעכברים יילודים כי לא יכול לאפשר חדירה של אמצעי אחסון הרצוי של סוכני טיפולית. לכן, היכולת להגיע לרמות ביטוי טיפולית שימוש במינון נמוך וקטור בתקופה קצרה של זמן חשוב במיוחד כאשר נפח המשלוח מוגבל.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><th> שם מגיב </th><th> חברה </th><th> מספר קטלוגי </th><th> הערות (אופציונלי) </th></tr><tr><td> גרין דיי מזון </td><td> מקורמיק </td><td> n / a </td><td> חייב להיות מסונן </td></tr><tr><td> המילטון זכוכית מזרק (100 μL) </td><td> סיגמא Aldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> סגנון LuerMxF אשכול לבן ניילון </td><td> חלקים קטנים, Inc </td><td> VPLF-LC78-1-25 </td><td></td></tr><tr><td> פיין המזרק מד מחטים </td><td> פופר </td><td> 7111 </td><td> גודל: 33 (SWG) x ¼ &quot;(6.35 מ&quot;מ) </td></tr><tr><td> Sight Wee Transilluminator </td><td> Respironics </td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2.25X סרט זכוכית מגדלת </td><td> MagEyes </td><td> דגם מספר 5 </td><td> בחר הגדלה כדי להתאים את העדפות הפרט </td></tr></tbody></table>

delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (icv) and intravenous (iv) injection in mice

למרות תפקיד המגן כי מחסום הדם במוח משחקת מיגון המוח, שהוא מגביל את הגישה אל מערכת העצבים המרכזית (CNS), אשר לרוב תוצאות הכישלון של הרפוי פוטנציאליים מיועד 1,2 הפרעות ניווניות. מחלות ניווניות כגון ניוון שרירים השדרה (SMA), שבו הנוירונים המנוע נמוך יותר מושפעים, יכול להפיק תועלת רבה מן מציגה את סוכני טיפולית לתוך מערכת העצבים המרכזית. המטרה של הוידאו הזה היא להדגים שתי פרדיגמות שונות כדי לספק הזרקת חומרים טיפוליים לעכברים הילוד לאחר הלידה. אחת השיטות הללו הוא להזריק ישירות לתוך החדרים לרוחב מוחין (Intracerebroventricular) שתוצאתה העברת חומרים לתוך מערכת העצבים המרכזית באמצעות נוזל השדרה 3,4. השיטה השנייה היא הזרקה לווריד הזמני (תוך ורידי) שיכולים להציג הרפוי שונים לתוך מערכת הדם, המובילה משלוח מערכתית כולל מערכת העצבים המרכזית 5. התמרה נרחבת של מערכת העצבים המרכזית הוא בר השגה אם וקטור ויראלי המתאים סרוטיפ ויראלי מנוצל. ויזואליזציה וניצול של וריד להזרקה הזמני אינו ריאלי עד יום הלידה 6. עם זאת, אם את החומר נמסר מיועד להגיע CNS, זריקות אלו צריכות להתקיים בעוד מחסום דם מוח הוא חדיר יותר בשל המצב שלה לא בשלה, רצוי לפני יום הלידה 2. המוח מפותחת מחסום הדם מאוד מגביל את היעילות של מתן תוך ורידי. שתי מערכות אספקת הם פשוט ויעיל פעם כישרון כירורגית מושגת. הם אינם דורשים כל התקנים כירורגיים נרחבים יכול להתבצע על ידי אדם אחד. עם זאת, שיטות אלו אינן בלי אתגרים. גודלו הקטן של הלידה 2 גורים יום בתחומים הבאים יעד קטן יכול לעשות זריקות קשה לבצע ומאתגר בתחילה לשכפל.

Watch this Scientific Journal Video about Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice at JoVE.com

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

מאמר זה מדגים שתי שיטות שונות של הזרקת מאוד: 1) לתוך המוח (intracerebroventricular) ו 2) מערכתית (תוך ורידי) כדי להציג את סוכני טיפולית לתוך מערכת העצבים המרכזית של עכברים הילוד.

מסירה של סוכני טיפולית באמצעות Intracerebroventricular (ICV) ו תוך ורידי (IV) הזרקה של עכברים

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

delivery-therapeutic-agents-through-intracerebroventricular-icv

Google

Research

JoVE Journal

Medicine

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

58.8K Views.  University of Missouri. מאמר זה מדגים שתי שיטות שונות של הזרקת מאוד: 1) לתוך המוח (intracerebroventricular) ו 2) מערכתית (תוך ורידי) כדי להציג את סוכני טיפולית לתוך מערכת העצבים המרכזית של עכברים הילוד.

Video: Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Orthotopic Xenografting of Human Luciferase-Tagged Malignant Peripheral Nerve Sheath Tumor Cells for in vivo Testing of Candidate Therapeutic Agents

Although in vitro screens are essential for the initial identification of candidate therapeutic agents, a rigorous assessment of the drug's ability to inhibit tumor growth must be performed in a suitable animal model. The type of animal model that is best for this purpose is a topic of intense discussion. Some evidence indicates that preclinical trials examining drug effects on tumors arising in transgenic mice are more predictive of clinical outcome1and so candidate therapeutic agents are often tested in these models. Unfortunately, transgenic models are not available for many tumor types. Further, transgenic models often have other limitations such as concerns as to how well the mouse tumor models its human counterpart, incomplete penetrance of the tumor phenotype and an inability to predict when tumors will develop.
Consequently, many investigators use xenograft models (human tumor cells grafted into immunodeficient mice) for preclinical trials if appropriate transgenic tumor models are not available. Even if transgenic models are available, they are often partnered with xenograft models as the latter facilitate rapid determination of therapeutic ranges. Further, this partnership allows a comparison of the effectiveness of the agent in transgenic tumors and genuine human tumor cells. Historically, xenografting has often been performed by injecting tumor cells subcutaneously (ectopic xenografts). This technique is rapid and reproducible, relatively inexpensive and allows continuous quantitation of tumor growth during the therapeutic period2. However, the subcutaneous space is not the normal microenvironment for most neoplasms and so results obtained with ectopic xenografting can be misleading due to factors such as an absence of organ-specific expression of host tissue and tumor genes. It has thus been strongly recommended that ectopic grafting studies be replaced or complemented by studies in which human tumor cells are grafted into their tissue of origin (orthotopic xenografting)2. Unfortunately, implementation of this recommendation is often thwarted by the fact that orthotopic xenografting methodologies have not yet been developed for many tumor types.
Malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs) are highly aggressive sarcomas that occur sporadically or in association with neurofibromatosis type 13and most commonly arise in the sciatic nerve4. Here we describe a technically straightforward method in which firefly luciferase-tagged human MPNST cells are orthopically xenografted into the sciatic nerve of immunodeficient mice. Our approach to assessing the success of the grafting procedure in individual animals and subsequent non-biased randomization into study groups is also discussed.

Orthotopic Xenografting of Human Luciferase-Tagged Malignant Peripheral Nerve Sheath Tumor Cells for in vivo Testing of Candidate Therapeutic Agents

A method for reliably grafting luciferase-tagged human malignant peripheral nerve sheath tumor cells into the sciatic nerve of immunodeficient mice is described. The use of bioluminescence imaging to demonstrate proper establishment of tumor grafts and criteria for random segregation of animals into study groups are also discussed.

Orthotopic Xenografting של האדם בלוציפראז-Tagged ממאירה היקפיים נדן בתאי העצב גידול של In vivo בדיקה של סוכני המועמד טיפולית

Although in vitro screens are essential for the initial identification of candidate therapeutic agents, a rigorous assessment of the drug's ability to ...

Slow-release Drug Delivery through Elvax 40W to the Rat Retina: Implications for the Treatment of Chronic Conditions

Diseases of the retina are difficult to treat as the retina lies deep within the eye. Invasive methods of drug delivery are often needed to treat these diseases. Chronic retinal diseases such as retinal oedema or neovascularization usually require multiple intraocular injections to effectively treat the condition. However, the risks associated with these injections increase with repeated delivery of the drug. Therefore, alternative delivery methods need to be established in order to minimize the risks of reinjection. Several other investigations have developed methods to deliver drugs over extended time, through materials capable of releasing chemicals slowly into the eye. In this investigation, we outline the use of Elvax 40W, a copolymer resin, to act as a vehicle for drug delivery to the adult rat retina. The resin is made and loaded with the drug. The drug-resin complex is then implanted into the vitreous cavity, where it will slowly release the drug over time. This method was tested using 2-amino-4-phosphonobutyrate (APB), a glutamate analogue that blocks the light response of the retina. It was demonstrated that the APB was slowly released from the resin, and was able to block the retinal response by 7 days after implantation. This indicates that slow-release drug delivery using this copolymer resin is effective for treating the retina, and could be used therapeutically with further testing.

This paper details how Elvax 40W can be used as a slow-release method for drug delivery to the adult rat retina. The protocol for preparing, loading, and delivering the drug-resin complex to the eye is described.

משלוח שחרור איטי תרופות דרך Elvax 40W לרשתית העכברוש: ​​השלכות לטיפול במצבים כרוניים

Diseases of the retina are difficult to treat as the retina lies deep within the eye. Invasive methods of drug delivery are often needed to treat these ...

Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. Experiments involving myocardial injection are currently performed by direct surgical access through a thoracotomy. While convenient when performed at the time of another experimental manipulation such as coronary artery ligation, the need for an invasive procedure for intramyocardial delivery limits potential experimental designs. With ever improving ultrasound resolution and advanced noninvasive imaging modalities, it is now feasible to routinely perform ultrasound-guided, percutaneous intramyocardial injection. This modality efficiently and reliably delivers agents to a targeted region of myocardium. Advantages of this technique include the avoidance of surgical morbidity, the facility to target regions of myocardium selectively under ultrasound guidance, and the opportunity to deliver injectate to the myocardium at multiple, predetermined time intervals. With practiced technique, complications from intramyocardial injection are rare, and mice quickly return to normal activity on recovery from anesthetic. Following the steps outlined in this protocol, the operator with basic echocardiography experience can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Echocardiography-guided percutaneous intramyocardial injection represents an efficient, reliable, and targetable modality for the delivery of gene transfer agents or cells into the murine heart. Following the steps outlined in this protocol, the operator can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

הזרקת Transthoracic Intramyocardial אולטרסאונד מונחה בעכברים

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. ...

Testing the Efficacy of Pharmacological Agents in a Pericardial Target Delivery Model in the Swine

To date, many pharmacological agents used to treat or prevent arrhythmias in open-heart cases create undesired systemic side effects. For example, antiarrhythmic drugs administered intravenously can produce drops in systemic pressure in the already compromised cardiac patient. While performing open-heart procedures, surgeons will often either create a small port or form a pericardial cradle to create suitable fields for operation. This access yields opportunities for target pharmacological delivery (antiarrhythmic or ischemic preconditioning agents) directly to the myocardial tissue without undesired side effects.
We have developed a swine model for testing pharmacological agents for target delivery within the pericardial fluid. While fully anesthetized, each animal was instrumented with a Swan-Ganz catheter as well as left and right ventricle pressure catheters, and pacing leads were placed in the right atrial appendage and the right ventricle. A medial sternotomy was then performed and a pericardial access cradle was created; a plunge pacing lead was placed in the left atrial appendage and a bipolar pacing lead was placed in the left ventricle. Utilizing a programmer and a cardiac mapping system, the refractory period of the atrioventricular node (AVN), atria and ventricles was determined. In addition, atrial fibrillation (AF) induction was produced utilizing a Grass stimulator and time in AF was observed. These measurements were performed prior to treatment, as well as 30 min&#160;and 60 min&#160;after pericardial treatment. Additional time points were added for selected studies. The heart was then cardiopleged and reanimated in a four chamber working mode. Pressure measurements and function were recorded for 1 hr after reanimation. This treatment strategy model allowed us to observe the effects of pharmacological agents that may decrease the incidence of cardiac arrhythmias and/or ischemic damage, during and after open-heart surgery.

We have developed a swine model for the target delivery of pharmacological agents within the pericardial space/fluid. Using this approach, the relative benefits of administered agents on induced atrial fibrillation, relative refractory periods and/or ischemic protection can be investigated.

בדיקת יעילותם של סוכני פרמקולוגיים במודל אספקת קרום לב יעד של החזירים

To date, many pharmacological agents used to treat or prevent arrhythmias in open-heart cases create undesired systemic side effects. For example, ...

Disposable Dosators for Pulmonary Insufflation of Therapeutic Agents to Small Animals

Development of new therapeutic products requires efficacy testing in an animal model. The pulmonary route of administration can be utilized to deliver drugs locally and systemically. Evaluation of dry powder aerosols necessitates an efficient dispersion mechanism to maintain high concentrations in an exposure chamber or for direct endotracheal administration. While solutions exist to expose animals by passive inhalation to dry powder aerosols, most require masses of powder in large excess of the dose delivered. This precludes conducting early feasibility studies as insufficient drug is available at the research or early development stage to support the dose delivery requirements for conventional aerosol delivery systems. When designing an aerosol drug product, aerodynamic performance can relate directly to delivery efficiency and efficacy. Dispersion of powder into an aerosol requires energy input sufficient to overcome interparticulate forces, and particle engineering approaches can substantially improve aerosol performance. We have developed a dispersion system (dosator) which can aerosolize engineered dry powder aerosols efficiently for the purpose of direct pulmonary insufflation, dispersion into an exposure system or generation for analytical purposes.

During development of drugs for pulmonary delivery, it is necessary to evaluate pharmacokinetics and efficacy in an animal model. We present a method to build a disposable aerosol dispersion system from of-the-shelf components that can be used to administer intrapulmonary dry powder aerosol to rodents.

Dosators פנויה עבור ריאתי הֲפָחָה ממוקד של תרופות בעלי חיים קטנים

Development of new therapeutic products requires efficacy testing in an animal model. The pulmonary route of administration can be utilized to deliver ...

Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of therapeutic stem cells via the intranasal route is a recently discovered alternative strategy, with strong potential for clinical translation, due to its non-invasive nature compared to intracranial implantation or delivery via systemic routes. The lack of blood brain barrier further strengthens the therapeutic potential of stem cells undergoing intranasal brain entry. This article summarizes the essential techniques utilized in our studies and outlines the basic principles of intranasal strategy for stem cell delivery using a mouse model of intracranial glioma xenografts. We demonstrate the optimized procedures that generate consistent and reproducible results with specific predetermined experimental parameters and offer guidelines for streamlined work flow that ensure efficient execution and reliable experimental outcome. The article is designed to serve as a baseline for further experimental customization based on hypothesis, stem cell types, or tumor specifics.

Stem cells are promising therapeutic carriers to treat brain tumors due to their intrinsic tumor tropism. Non-invasive intranasal stem cell delivery bypasses the blood brain barrier and demonstrates strong potential for clinical translation. This article summarizes the basic principles of intranasal stem cell delivery in a mouse model of glioma.

אספקה ​​אינטראנסלית של תאים בתאי גזע כדי גליובלסטומה במודל עכבר

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

עכברוש עורק הראש מבוקר לחץ על פגיעה בבלון מגזרי עם יישום טיפולי Periadventitial

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

ניהול תוך-סחיר של ניסוח אבקה יבשה בעכברים

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

Liujunzi מרתח: טיפול יעיל למניעת UC-CRC

Establishment of Coloproctitis Cancer Model in Mice and Evaluation of Therapeutic Effect of Chinese Medicine

Colorectal cancer (CRC) is a common malignancy of the digestive system and has become the third most common malignancy worldwide and the second leading cause of malignancy-related death. Ulcerative coloproctitis (UC) is a precancerous lesion, and UC-associated CRC (UC-CRC) is the most common subtype of CRC. Therefore, a reasonable UC-CRC model is the cornerstone and guarantee of new drug development. Traditional Chinese medicine (TCM) has been widely used in the treatment of UC-CRC due to its good efficacy. As a classic tonic prescription of TCM, Liujunzi decoction (LJZD) has been widely used in the treatment of UC-CRC. In this study, a UC-CRC model was established by combining azomethane and dextran sulfate sodium, and the LJZD was administered. The data confirmed that LJZD can effectively inhibit cancer transition in UC-CRC by using mouse body weight, colorectal length, pathological and inflammatory factors, colorectal barrier function, and cancer markers. This protocol provides a system for evaluating the efficacy of TCM in the prevention and treatment of UC-CRC.

מחבר זרקור: מרתח Liujunzi כטיפול סיני מסורתי לסרטן קולופרוקטיטיס

This protocol provides a mouse model of ulcerative coloproctitis-associated colorectal cancer induced by azomethane combined with dextran sulfate sodium. The model was used to evaluate the efficacy of traditional Chinese medicine compounds in the prevention and treatment of colorectal cancer.

ביסוס מודל סרטן קולופרוקטיטיס בעכברים והערכת ההשפעה הטיפולית של הרפואה הסינית

Colorectal cancer (CRC) is a common malignancy of the digestive system and has become the third most common malignancy worldwide and the second leading ...