Die Autoren bedanken sich bei John Marston für Experten der Tierhaltung und Dr. Marco A. Passini danken für die technische Unterstützung in der Anfangsphase dieses Projekts. Diese Arbeit wurde durch Zuschuss von der National Institutes of Health zur CLL (; R01HD054413 R01NS41584) finanziert.

1. Intrazerebroventrikuläre Injektion <ol><li> Der erste Schritt ist die Vorbereitung der Injektion Stammlösungen; diese Lösungen sind viralen Vektor, Plasmid-DNA, Drogen, und sollte unter sterilen Bedingungen injiziert werden. </li><li> Mix eine gewünschte Titer der viralen Vektor (5-7 ul insgesamt) mit 0,05% w / v Trypanblau in PBS zur Visualisierung der Injektionsstelle. </li><li> Plasmid-DNA-Lösung (5 l ul total) enthält D-(+)-Glucose 20% (w / v) (1 mL), Trypanblau (0,05%) PBS (1 mL), Plasmid (~ 5 ~ g / ~ L ) (2 ~ L) und 2,5 kDa linear PEI-Homopolymer (150 mM) (1 ~ L). </li><li> Immobilisierung der PND 2 Neugeborenen über Cryo-Anästhesie für 1-2 Minuten. </li><li> Die Nadel für diese Einspritzung verwendet wird, ein Mikro-Liter geeicht sterilisiert Glasmikropipette, die zu einer 3ml 3 ml Hamilton-Spritze durch ein langes Rohr befestigt ist. </li><li> Break the Spitze der Nadel (mit Spachtel), für 2 mm Eindringen in den Schädel passen. Stecken Sie die Nadel schräg in die Mikrozentrifugenröhrchen mit der Injektionslösung. Laden Sie die Injektionslösung in die Nadel durch vorsichtiges Ziehen Sie den Kolben der Spritze. </li><li> Nach der Aufnahme der Lösung, distanzieren Sie die Spritze aus der Tube, ziehen Sie den Kolben bis weitere und dann die Nadel wieder befestigen. </li><li> Halten Sie die Nadel in der rechten Hand zwischen Daumen und Zeigefinger und legen Sie die Spritze zwischen dem Mittel-und Ringfinger mit dem Kolben berühren die Handfläche der rechten Hand. </li><li> Fassen Sie die immobilisierten Maus fest an der Haut hinter dem Kopf mit der linken Hand und auf einem Glasfaser-Licht relevanten anatomischen Strukturen, die als Leitfaden genutzt werden kann erhellen. </li><li> Führen Sie die Nadel 2 mm tief, senkrecht zur Kopfoberfläche, an einer Stelle etwa 0,25 mm lateral der Pfeilnaht und 0,50-0,75 mm rostral des Neugeborenen Kranznaht (Abbildung 1A). Dann drücken Sie den Kolben mit der Handfläche des rechten Hand sehr langsam und vorsichtig. Monitor für geplatzten Gefäße oder Schwellungen im Gesicht. </li><li> Entfernen Sie die Nadel 15 Sekunden nach Beendigung der Kolbenbewegung, um den Rückfluss zu verhindern. </li><li> Sich zu erholen, halten die Mäuse für 5-10 Minuten in einer vorgewärmten Behälter, bis Bewegung und allgemeine Reaktionsfähigkeit wiederhergestellt ist. </li></ol> 2. Die intravenöse Injektion über die zeitliche / V. facialis <ol><li> Die Lösung injiziert werden sollten darauf vorbereitet sein und ergänzt werden mit gefilterter grüne Lebensmittelfarbe in 1:100 Verdünnung injiziert und unter sterilen Bedingungen. </li><li> Bringen Sie eine kleine Kunststoff-Luer, um das Ende einer 100 ul Glas Hamilton-Spritze. Um den Luer, legen eine 33 gauge 0,25 Zoll Injektionsnadel. Versichern, dass alle Teile richtig angeschlossen sind. </li><li> Legen Sie die Spritze mit dem Volumen injiziert werden, sicherzustellen, dass keine Luft in die Spritze, wie Einblasen von Luft in den Behälter ist tödlich. Es ist oft hilfreich, pipet die Lautstärke zu einem Stück Parafilm injiziert werden. Dies ermöglicht die übersichtliche Visualisierung der Aufnahme der Lösung in die Spritze. </li><li> A Wee Sight Transilluminator wird verwendet, um einfach visualisieren die oberflächliche temporale Vene oder Vena facialis, beim Neugeborenen (Abbildung 2A). Vor der Injektion sicher das Neugeborene den Transilluminator mit chirurgischen Band. Gaze sollte zwischen dem Neugeborenen und das Band, das Band aus Beschädigung der Haut des Tieres zu verhindern platziert werden. Sichern Sie das Tier auf dem Transilluminator auf seiner Seite, dass das Band nicht verhindern Atmung. Das Neugeborene Hals sollte vorsichtig gedreht werden, so dass die Vena facialis gut sichtbar ist und die Nase sollte mit Klebeband an den Kopf zu stabilisieren. </li><li> Mit einem 2.25X Kopfbandlupe, um eine einfachere Visualisierung zu ermöglichen, langsam die Nadel in die Vene. Die Vene ist sehr oberflächlich, so sollte die Nadel bleibt unter der Haut sichtbar. </li><li> Langsam ziehen die Menge der Lösung in die Vene. Der grüne Farbstoff ermöglicht eine einfache Visualisierung der Injektion. </li><li> Warten Sie 15 Sekunden vor dem Entfernen der Nadel, da es eine Verzögerung zwischen voll deprimierend den Kolben der Spritze und der Vertreibung der restlichen Lösung aufgrund der extrem schmalen Nadelbohrung. </li><li> Nach dem Entfernen der Nadel, verwenden Gaze, um Druck auf die Injektionsstelle gelten, bis die Blutung aufhört. </li><li> Überwachen Sie die Neugeborenen für Anzeichen von Leiden. Nach einer korrekten Injektion, sollte keine offenen Not beobachtet werden. Das Neugeborene sollte etwa 5 Minuten zu erholen, bevor es in den Käfig zurück gegeben werden. </li><li> Spülen Sie die Nadel / Spritze Einheit mit PBS in zwischen den Injektionen wie Blut in die Nadel schnell verstopfen wird es durch kleine Bohrung. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: ICV-Injektion: Das Gehirn kann zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Injektion geerntet und visualisiert werden, um erfolgreich Injektionstechnik zu demonstrieren. Wenn der Farbstoff nicht zu der Injektionslösung gegeben, wird es schwierig sein, für die Richtigkeit der in Prüfungjection. Proper Injektion einer der Herzkammern wird Verteilung der Trypanblau auf das injizierte Seite des Gehirns ermöglichen ca. 10-15 Minuten nach der Injektion (Abbildung 1B). Eine gleichmäßige Verteilung der Trypanblau in der rechten und linken Gehirnhälften und Riechkolben sichtbar sein wird etwa 60 Minuten nach der Injektion (Abbildung 1C). Dies ist darauf zurückzuführen, um die Konnektivität der Hirnventrikel, dass die Verbreitung des blauen Farbstoffs zu den angrenzenden Ventrikel erlauben. Präzise Injektionen können auch visualisiert werden Zerstreuung der blaue Farbstoff in der rostralen zentralen Wirbelkanal etwa innerhalb von 12 Stunden nach der Injektion (Abbildung 1D). Ungenaue Injektionen können durch das Fehlen der blauen Farbe in Hemisphären unterscheiden. In diesem Fall wurde die Tiefe der Nadel nicht ausreichend und der Injektionslösung hat wahrscheinlich unter der Haut verteilt. Eine alternative Möglichkeit ist, dass die Nadel zu tief in das Gehirn eingedrungen, wodurch vorbei über die Ventrikel und die Lösung wird unter dem Hirnventrikel geleert. Iv Injektion: Präzise und effiziente zeitliche / V. facialis Injektion sofort visualisiert werden nach der Injektion. Da die Lösung injiziert wird, kann der grüne Farbstoff für die Visualisierung der Lösung eingeben und fließt durch die Vena facialis (Abbildung 2A). Darüber hinaus wird verändert die Hautfarbe der Maus nach Injektion beobachtet werden. Das Neugeborene ist normal rosa Farbe auf grün umgewandelt, aufgrund des Vorhandenseins von grünen Lebensmittelfarbe in der Injektionslösung (Abbildung 2B). Das Ausmaß der grünen Farbe ändern bei Neugeborenen beobachtet ist abhängig von der Konzentration an Farbstoff verwendet. Für eine einfache Visualisierung der Injektion und während einer Praxis Frist eine 1:50-Verdünnung empfohlen. Doch die dramatisch verändert Hautton führt oft zu der Welpe von der Mutter abgelehnt und damit die Entfernung der Farbstoff oder eine deutlich reduzierte Konzentration sollte während der experimentellen Verfahren in Betracht gezogen werden. Eine ungenaue Injektion wird in der Anhäufung von grünem Farbstoff unter die Haut an der Injektionsstelle führen. Unvollständige Injektion, die bei der Öffnung der Nadel ist nicht vollständig in die Vene eingeführt auftritt, wird gesehen, wenn eine Lösung in die Vene fließt und einige sammelt sich unter der Haut. Wenn dies beachtet, sollte die Nadel weiter in das Gefäß eingeführt werden. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="Abbildung 1"/> Abbildung 1. Demonstration erfolgreicher ICV-Injektionen in PDN2 Mäusen. A) Schematische Darstellung der Injektionsstellen in ICV-Injektionen in die Ventrikel eingesetzt. B) Brain von ICV injiziert Pup mit Trypanblau in PBS auf der linken Herzkammer, Foto 15 Minuten nach der Injektion entnommen. C ) Brain von ICV injiziert mit Trypanblau in PBS Pup auf der linken Herzkammer, Foto aufgenommen 60 Minuten nach der Injektion. D) Rostral zentralen Wirbelkanal in ICV gezeigt injiziert wird mit Trypanblau in PBS pup am linken Ventrikels, Foto aufgenommen 12 Stunden nach der Injektion. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="Abbildung 2"/> Abbildung 2. Demonstration erfolgreicher IV-Injektionen in PDN2 Mäusen. A) Schematische Darstellung der Vena facialis für IV-Injektionen genutzt. B) Pup injiziert IV mit grünem Farbstoff in PBS zu un-injiziert Wurfgeschwister verglichen, Foto sofort nach der Injektion entnommen.

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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+bifunctional+RNAs+that+target+an+intronic+repressor+and+increase+SMN+levels+in+an+animal+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Delivery of bifunctional RNAs that target an intronic repressor and increase SMN levels in an animal model of spinal muscular atrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 1600-1611 (2009).</li><li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts.">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li><li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo.">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 .</li><li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+a+read-through+inducing+compound,+TC007,+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model.">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li><li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li><li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li><li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy.">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Forschung mit Maus-Modellen der Erkrankung erfordert oft die Verabreichung von Medikamenten oder anderen Substanzen bei Neugeborenen. In diesem Video zeigen wir den Schritt-für Schritt-Verfahren mit zwei Arten der Injektion Strategien, die verwendet werden, um das ZNS Ziel kann sein: 1) direkte Injektion in das ZNS Nutzung intracerebroventrikuläre (ICV) Injektion, oder 2) iv Injektion gezielt die zeitliche / Vena facialis. Das Timing dieser Injektionen ist von großer Bedeutung. Da die ICV-Injektionen Freihand sind, m...

<table border="1"><tbody><tr><th> Name des Reagenzes </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th><th> Kommentare (optional) </th></tr><tr><td> Green Food Dye </td><td> McCormick </td><td> n / a </td><td> Muss gefiltert werden </td></tr><tr><td> Hamilton Glasspritze (100 ul) </td><td> Sigma Aldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> LuerMxF Thema Style White Nylon </td><td> Kleine Teile, Inc. </td><td> VPLF-LC78-1-25 </td><td></td></tr><tr><td> Feinmaschiges Injektionsnadeln </td><td> Popper </td><td> 7111 </td><td> Größe: 33 (SWG) x ¼ &quot;(6,35 mm) </td></tr><tr><td> Wee Sight Transilluminator </td><td> Respironics </td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2.25X Kopfbandlupe </td><td> MagEyes </td><td> Modell Nr. 5 </td><td> Wählen Sie Vergrößerung auf individuelle Präferenzen passen </td></tr></tbody></table>

delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (icv) and intravenous (iv) injection in mice

Trotz der schützenden Rolle, die Blut-Hirn-Schranke spielt in Abschirmung des Gehirns, schränkt den Zugriff auf das zentrale Nervensystem (ZNS), die am häufigsten Ergebnisse in Ausfall potenzieller Therapeutika für neurodegenerative Erkrankungen 1,2 ausgelegt. Neurodegenerative Erkrankungen wie Spinale Muskelatrophie (SMA), in denen die unteren motorischen Neuronen betroffen sind, können großen Nutzen aus der Einführung der Therapeutika in das ZNS. Der Zweck dieses Videos ist es, zwei verschiedene Injektions-Paradigmen demonstrieren, um therapeutische Materialien in neugeborenen Mäusen bald nach der Geburt zu liefern. Eine dieser Methoden ist direktes Einspritzen in zerebralen Seitenventrikel (intracerebroventrikuläre), die im Lieferumfang von Materialien in das ZNS durch die Liquor 3,4 ergibt. Die zweite Methode ist eine zeitliche Vene Injektion (iv) dass verschiedene Therapeutika in das Kreislaufsystem einführen können, was zu einer systematischen Lieferung einschließlich des ZNS 5. Die weit verbreitete Transduktion des ZNS ist erreichbar, wenn eine entsprechende viralen Vektors und virale Serotyp genutzt wird. Visualisierung und Nutzung der V. temporalis zur Injektion ist möglich bis zu postnatalen Tag 6. Allerdings, wenn die gelieferte Material soll das ZNS zu erreichen, sollten diese Injektionen stattfinden, während die Blut-Hirn-Schranke durchlässiger ist wegen seiner unreifen Status, vorzugsweise vor der postnatalen Tag 2. Die ausgereifte Blut-Hirn-Schranke schränkt die Wirksamkeit der intravenösen Lieferung. Beide Delivery-Systeme sind einfach und wirksam, wenn die chirurgische Eignung erreicht wird. Sie benötigen keine umfangreiche chirurgische Geräte und kann von einer einzigen Person durchgeführt werden. Allerdings sind diese Techniken nicht ohne Herausforderungen. Die geringe Größe der postnatalen Tag 2 Welpen und der anschließenden kleinen Zielgebieten können die Injektionen schwierig durchzuführen und zunächst schwierig zu replizieren.

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Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Dieser Artikel zeigt zwei sehr unterschiedliche Methoden der Injektion: 1) in das Gehirn (intracerebroventrikuläre) und 2) systemischen (intravenösen), um die therapeutischen Wirkstoffe in das zentrale Nervensystem von neugeborenen Mäusen einzuführen.

Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

59.0K Aufrufe.  University of Missouri. Dieser Artikel zeigt zwei sehr unterschiedliche Methoden der Injektion: 1) in das Gehirn (intracerebroventrikuläre) und 2) systemischen (intravenösen), um die therapeutischen Wirkstoffe in das zentrale Nervensystem von neugeborenen Mäusen einzuführen.

Serie: Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Orthotopic Xenografting of Human Luciferase-Tagged Malignant Peripheral Nerve Sheath Tumor Cells for in vivo Testing of Candidate Therapeutic Agents

Although in vitro screens are essential for the initial identification of candidate therapeutic agents, a rigorous assessment of the drug's ability to inhibit tumor growth must be performed in a suitable animal model. The type of animal model that is best for this purpose is a topic of intense discussion. Some evidence indicates that preclinical trials examining drug effects on tumors arising in transgenic mice are more predictive of clinical outcome1and so candidate therapeutic agents are often tested in these models. Unfortunately, transgenic models are not available for many tumor types. Further, transgenic models often have other limitations such as concerns as to how well the mouse tumor models its human counterpart, incomplete penetrance of the tumor phenotype and an inability to predict when tumors will develop.
Consequently, many investigators use xenograft models (human tumor cells grafted into immunodeficient mice) for preclinical trials if appropriate transgenic tumor models are not available. Even if transgenic models are available, they are often partnered with xenograft models as the latter facilitate rapid determination of therapeutic ranges. Further, this partnership allows a comparison of the effectiveness of the agent in transgenic tumors and genuine human tumor cells. Historically, xenografting has often been performed by injecting tumor cells subcutaneously (ectopic xenografts). This technique is rapid and reproducible, relatively inexpensive and allows continuous quantitation of tumor growth during the therapeutic period2. However, the subcutaneous space is not the normal microenvironment for most neoplasms and so results obtained with ectopic xenografting can be misleading due to factors such as an absence of organ-specific expression of host tissue and tumor genes. It has thus been strongly recommended that ectopic grafting studies be replaced or complemented by studies in which human tumor cells are grafted into their tissue of origin (orthotopic xenografting)2. Unfortunately, implementation of this recommendation is often thwarted by the fact that orthotopic xenografting methodologies have not yet been developed for many tumor types.
Malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs) are highly aggressive sarcomas that occur sporadically or in association with neurofibromatosis type 13and most commonly arise in the sciatic nerve4. Here we describe a technically straightforward method in which firefly luciferase-tagged human MPNST cells are orthopically xenografted into the sciatic nerve of immunodeficient mice. Our approach to assessing the success of the grafting procedure in individual animals and subsequent non-biased randomization into study groups is also discussed.

Orthotopic Xenografting of Human Luciferase-Tagged Malignant Peripheral Nerve Sheath Tumor Cells for in vivo Testing of Candidate Therapeutic Agents

A method for reliably grafting luciferase-tagged human malignant peripheral nerve sheath tumor cells into the sciatic nerve of immunodeficient mice is described. The use of bioluminescence imaging to demonstrate proper establishment of tumor grafts and criteria for random segregation of animals into study groups are also discussed.

Orthotopen Xenografting of Human Luciferase-Tagged malignen peripheren Nervenscheide Tumorzellen für In vivo Prüfung von Kandidaten Therapeutika

Although in vitro screens are essential for the initial identification of candidate therapeutic agents, a rigorous assessment of the drug's ability to ...

Forschung

Medizin

Slow-release Drug Delivery through Elvax 40W to the Rat Retina: Implications for the Treatment of Chronic Conditions

Diseases of the retina are difficult to treat as the retina lies deep within the eye. Invasive methods of drug delivery are often needed to treat these diseases. Chronic retinal diseases such as retinal oedema or neovascularization usually require multiple intraocular injections to effectively treat the condition. However, the risks associated with these injections increase with repeated delivery of the drug. Therefore, alternative delivery methods need to be established in order to minimize the risks of reinjection. Several other investigations have developed methods to deliver drugs over extended time, through materials capable of releasing chemicals slowly into the eye. In this investigation, we outline the use of Elvax 40W, a copolymer resin, to act as a vehicle for drug delivery to the adult rat retina. The resin is made and loaded with the drug. The drug-resin complex is then implanted into the vitreous cavity, where it will slowly release the drug over time. This method was tested using 2-amino-4-phosphonobutyrate (APB), a glutamate analogue that blocks the light response of the retina. It was demonstrated that the APB was slowly released from the resin, and was able to block the retinal response by 7 days after implantation. This indicates that slow-release drug delivery using this copolymer resin is effective for treating the retina, and could be used therapeutically with further testing.

This paper details how Elvax 40W can be used as a slow-release method for drug delivery to the adult rat retina. The protocol for preparing, loading, and delivering the drug-resin complex to the eye is described.

Slow-Release-Drug Delivery durch Elvax 40W, um die Ratte Retina: Implikationen für die Behandlung von chronischen Erkrankungen

Diseases of the retina are difficult to treat as the retina lies deep within the eye. Invasive methods of drug delivery are often needed to treat these ...

Ultrasound-guided Transthoracic Intramyocardial Injection in Mice

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. Experiments involving myocardial injection are currently performed by direct surgical access through a thoracotomy. While convenient when performed at the time of another experimental manipulation such as coronary artery ligation, the need for an invasive procedure for intramyocardial delivery limits potential experimental designs. With ever improving ultrasound resolution and advanced noninvasive imaging modalities, it is now feasible to routinely perform ultrasound-guided, percutaneous intramyocardial injection. This modality efficiently and reliably delivers agents to a targeted region of myocardium. Advantages of this technique include the avoidance of surgical morbidity, the facility to target regions of myocardium selectively under ultrasound guidance, and the opportunity to deliver injectate to the myocardium at multiple, predetermined time intervals. With practiced technique, complications from intramyocardial injection are rare, and mice quickly return to normal activity on recovery from anesthetic. Following the steps outlined in this protocol, the operator with basic echocardiography experience can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Echocardiography-guided percutaneous intramyocardial injection represents an efficient, reliable, and targetable modality for the delivery of gene transfer agents or cells into the murine heart. Following the steps outlined in this protocol, the operator can quickly become competent in this versatile, minimally invasive technique.

Ultraschall-geführte Transthorakale intramyokardiale Injection in Mäuse

Murine models of cardiovascular disease are important for investigating pathophysiological mechanisms and exploring potential regenerative therapies. ...

Testing the Efficacy of Pharmacological Agents in a Pericardial Target Delivery Model in the Swine

To date, many pharmacological agents used to treat or prevent arrhythmias in open-heart cases create undesired systemic side effects. For example, antiarrhythmic drugs administered intravenously can produce drops in systemic pressure in the already compromised cardiac patient. While performing open-heart procedures, surgeons will often either create a small port or form a pericardial cradle to create suitable fields for operation. This access yields opportunities for target pharmacological delivery (antiarrhythmic or ischemic preconditioning agents) directly to the myocardial tissue without undesired side effects.
We have developed a swine model for testing pharmacological agents for target delivery within the pericardial fluid. While fully anesthetized, each animal was instrumented with a Swan-Ganz catheter as well as left and right ventricle pressure catheters, and pacing leads were placed in the right atrial appendage and the right ventricle. A medial sternotomy was then performed and a pericardial access cradle was created; a plunge pacing lead was placed in the left atrial appendage and a bipolar pacing lead was placed in the left ventricle. Utilizing a programmer and a cardiac mapping system, the refractory period of the atrioventricular node (AVN), atria and ventricles was determined. In addition, atrial fibrillation (AF) induction was produced utilizing a Grass stimulator and time in AF was observed. These measurements were performed prior to treatment, as well as 30 min&#160;and 60 min&#160;after pericardial treatment. Additional time points were added for selected studies. The heart was then cardiopleged and reanimated in a four chamber working mode. Pressure measurements and function were recorded for 1 hr after reanimation. This treatment strategy model allowed us to observe the effects of pharmacological agents that may decrease the incidence of cardiac arrhythmias and/or ischemic damage, during and after open-heart surgery.

We have developed a swine model for the target delivery of pharmacological agents within the pericardial space/fluid. Using this approach, the relative benefits of administered agents on induced atrial fibrillation, relative refractory periods and/or ischemic protection can be investigated.

Prüfung der Wirksamkeit von pharmakologischen Wirkstoffen in einem Pericardial Ziel Delivery Model in der Schweine

To date, many pharmacological agents used to treat or prevent arrhythmias in open-heart cases create undesired systemic side effects. For example, ...

TRUE Gene Silencing: Screening of a Heptamer-type Small Guide RNA Library for Potential Cancer Therapeutic Agents

TRUE gene silencing (termed after tRNase ZL-utilizing efficacious gene silencing) is one of the RNA-directed gene silencing technologies, which utilizes an artificial small guide RNA (sgRNA) to guide tRNA 3&#8242; processing endoribonuclease, tRNase ZL, to recognize a target RNA. sgRNAs can be taken up by cells without any transfection reagents and can downregulate their target RNA levels and/or induce apoptosis in human cancer cells. We have screened an sgRNA library containing 156 heptamer-type sgRNAs for the effect on viability of human myeloma and leukemia cells, and found that 20 of them can efficiently induce apoptosis in at least one of the cancer cell lines. Here we present a protocol for screening of a heptamer-type sgRNA library for potential therapeutic drugs against blood cancers. The protocol includes how to construct the sgRNA library, how to assess the effect of each sgRNA on cell viability, and how to further evaluate the effective sgRNAs by flow cytometry. Around 2,000 hits would be expected to be obtained by screening the full-scale sgRNA library composed of 16,384 heptamers.

Here we present a protocol for screening of a heptamer-type sgRNA library for potential therapeutic drugs against blood cancers.

TRUE Gene Silencing: Screening eines Heptamer-Typ Kleiner Leitfaden RNA-Bibliothek für potentielle Krebs Therapeutika

TRUE gene silencing (termed after tRNase ZL-utilizing efficacious gene silencing) is one of the RNA-directed gene silencing technologies, which utilizes ...

Disposable Dosators for Pulmonary Insufflation of Therapeutic Agents to Small Animals

Development of new therapeutic products requires efficacy testing in an animal model. The pulmonary route of administration can be utilized to deliver drugs locally and systemically. Evaluation of dry powder aerosols necessitates an efficient dispersion mechanism to maintain high concentrations in an exposure chamber or for direct endotracheal administration. While solutions exist to expose animals by passive inhalation to dry powder aerosols, most require masses of powder in large excess of the dose delivered. This precludes conducting early feasibility studies as insufficient drug is available at the research or early development stage to support the dose delivery requirements for conventional aerosol delivery systems. When designing an aerosol drug product, aerodynamic performance can relate directly to delivery efficiency and efficacy. Dispersion of powder into an aerosol requires energy input sufficient to overcome interparticulate forces, and particle engineering approaches can substantially improve aerosol performance. We have developed a dispersion system (dosator) which can aerosolize engineered dry powder aerosols efficiently for the purpose of direct pulmonary insufflation, dispersion into an exposure system or generation for analytical purposes.

During development of drugs for pulmonary delivery, it is necessary to evaluate pharmacokinetics and efficacy in an animal model. We present a method to build a disposable aerosol dispersion system from of-the-shelf components that can be used to administer intrapulmonary dry powder aerosol to rodents.

Einweg-Dosierer für Lungen Insufflation von therapeutischen Wirkstoffen zu Kleintieren

Development of new therapeutic products requires efficacy testing in an animal model. The pulmonary route of administration can be utilized to deliver ...

Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of therapeutic stem cells via the intranasal route is a recently discovered alternative strategy, with strong potential for clinical translation, due to its non-invasive nature compared to intracranial implantation or delivery via systemic routes. The lack of blood brain barrier further strengthens the therapeutic potential of stem cells undergoing intranasal brain entry. This article summarizes the essential techniques utilized in our studies and outlines the basic principles of intranasal strategy for stem cell delivery using a mouse model of intracranial glioma xenografts. We demonstrate the optimized procedures that generate consistent and reproducible results with specific predetermined experimental parameters and offer guidelines for streamlined work flow that ensure efficient execution and reliable experimental outcome. The article is designed to serve as a baseline for further experimental customization based on hypothesis, stem cell types, or tumor specifics.

Stem cells are promising therapeutic carriers to treat brain tumors due to their intrinsic tumor tropism. Non-invasive intranasal stem cell delivery bypasses the blood brain barrier and demonstrates strong potential for clinical translation. This article summarizes the basic principles of intranasal stem cell delivery in a mouse model of glioma.

Intranasale Abgabe von therapeutischen Stammzellen an Glioblastom in einem Mausmodell

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

Intratrachealadministration der Trockenpulverformulierung bei Mäusen

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

Liujunzi-Abkochung: Eine wirksame Behandlung zur Vorbeugung von UC-CRC

Establishment of Coloproctitis Cancer Model in Mice and Evaluation of Therapeutic Effect of Chinese Medicine

Colorectal cancer (CRC) is a common malignancy of the digestive system and has become the third most common malignancy worldwide and the second leading cause of malignancy-related death. Ulcerative coloproctitis (UC) is a precancerous lesion, and UC-associated CRC (UC-CRC) is the most common subtype of CRC. Therefore, a reasonable UC-CRC model is the cornerstone and guarantee of new drug development. Traditional Chinese medicine (TCM) has been widely used in the treatment of UC-CRC due to its good efficacy. As a classic tonic prescription of TCM, Liujunzi decoction (LJZD) has been widely used in the treatment of UC-CRC. In this study, a UC-CRC model was established by combining azomethane and dextran sulfate sodium, and the LJZD was administered. The data confirmed that LJZD can effectively inhibit cancer transition in UC-CRC by using mouse body weight, colorectal length, pathological and inflammatory factors, colorectal barrier function, and cancer markers. This protocol provides a system for evaluating the efficacy of TCM in the prevention and treatment of UC-CRC.

Autor im Rampenlicht: Liujunzi-Abkochung als traditionelle chinesische Behandlung von Koloproktitis-Krebs

This protocol provides a mouse model of ulcerative coloproctitis-associated colorectal cancer induced by azomethane combined with dextran sulfate sodium. The model was used to evaluate the efficacy of traditional Chinese medicine compounds in the prevention and treatment of colorectal cancer.

Etablierung eines Koloproktitis-Krebsmodells bei Mäusen und Bewertung der therapeutischen Wirkung der chinesischen Medizin

Colorectal cancer (CRC) is a common malignancy of the digestive system and has become the third most common malignancy worldwide and the second leading ...

Methods Article

Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse