Name: delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (icv) and intravenous (iv) injection in mice
Uploaded: 2011-10-03T12:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 55 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice at JoVE.com

Os autores gostariam de agradecer a John Marston para especialista em animais de criação e Marco A. Dr. Passini para assistência técnica nas fases iniciais deste projeto. Este trabalho foi financiado por subvenções dos Institutos Nacionais da Saúde para CLL (R01NS41584; R01HD054413).

1. Injeção intracerebroventricular <ol><li> O primeiro passo é a preparação das soluções estoque de injeção; estas soluções são vetor viral, o DNA do plasmídeo, drogas, e deve ser injetado sob condições estéreis. </li><li> Misture um título desejado do vetor viral (total mL 5-7) com 0,05% w / v azul de tripano em PBS para a visualização do local da injeção. </li><li> Solução de DNA plasmidial (5 total de l mL) contém D-(+)-glicose a 20% (w / v) (1 mL), azul de tripano (0,05%) PBS (1 mL), plasmídeo (~ 5 ~ g / L ~ ) (2 ~ L), e 2,5 kDa linear PEI homopolímero (150 mm) (1 ~ L). </li><li> Imobilizar o PND dois recém-nascidos através de crio-anestesia por 1-2 minutos. </li><li> A agulha usada para esta injeção é uma micro-litros micropipeta de vidro calibrado esterilizados que é anexado a uma seringa de 3 mL 3ml Hamilton através de um tubo longo. </li><li> Quebre a ponta da agulha (com espátula) para ajustar para 2 milímetros de penetração no crânio. Coloque a agulha na diagonal no tubo de microcentrífuga contendo a solução de injeção. Carregue a solução de injeção na agulha puxando cuidadosamente o êmbolo da seringa. </li><li> Após a absorção da solução, desassociar a seringa do tubo; puxar o êmbolo até mais longe e, em seguida, anexar a agulha novamente. </li><li> Segure a agulha na mão direita entre o polegar eo dedo indicador e coloque a seringa entre os dedos médio e anelar com o êmbolo tocar a palma da mão direita. </li><li> Segure o rato imobilizado firmemente pela pele atrás da cabeça usando a mão esquerda e coloque em uma luz de fibra ótica para iluminar estruturas anatômicas relevantes que podem ser usados ​​como um guia. </li><li> Inserir a agulha 2 mm de profundidade, perpendicular à superfície do crânio, em um local de aproximadamente 0,25 mm lateral à sutura sagital e 0,50-0,75 milímetros rostral à sutura coronária neonatal (Figura 1A). Em seguida, empurre o êmbolo usando a palma da mão direita de forma muito lenta e cuidadosamente. Monitor para vasos rompidos ou inchaço facial. </li><li> Remova a agulha de 15 segundos após a interrupção do movimento de êmbolo para evitar o refluxo. </li><li> Para recuperar, manter os ratos por 5-10 minutos em um recipiente aquecido até que o movimento ea capacidade de resposta geral é restaurado. </li></ol> 2. Injeção intravenosa através da veia temporal / facial <ol><li> A solução a ser injetada deve ser preparado e suplementadas com corante verde em filtrada diluição 1:100 e injetado em condições estéreis. </li><li> Anexar um plástico pequeno luer para o fim de uma seringa de vidro de 100 mL Hamilton. Ao luer, anexar a 33 gauge agulha hipodérmica 0,25 polegadas. Assegurar que todas as partes estão bem conectados. </li><li> Carregar a seringa com o volume a ser injetado, garantindo que não há ar na seringa como a injeção de ar para dentro do navio é letal. Muitas vezes, é útil para pipeta o volume a ser injetado até um pedaço de parafilme. Isto permite a visualização clara de absorção da solução para a seringa. </li><li> A Visão Transilluminator Wee é usado para visualizar facilmente a veia temporal superficial, ou veia facial, no recém-nascido (Figura 2A). Antes da injecção, segura o recém-nascido para o transiluminador com fita cirúrgica. Gaze deve ser colocado entre o recém-nascido e da fita para evitar que a fita de danificar a pele do animal. Seguro do animal para o transiluminador de lado, garantindo que a fita não impede a respiração. Pescoço do neonato deve ser suavemente girado de modo que a veia facial é facilmente visível eo nariz deve ser gravado para estabilizar a cabeça. </li><li> Usando uma lupa headband 2.25X, para facilitar a visualização, insira lentamente a agulha na veia. A veia é muito superficial para que a agulha deve permanecer visível sob a pele. </li><li> Infundir lentamente o volume de solução na veia. O corante verde permite a fácil visualização da injeção. </li><li> Aguarde 15 segundos antes de remover a agulha como há uma defasagem entre o deprimente totalmente êmbolo da seringa e da expulsão da solução restante devido ao furo de agulha extremamente estreito. </li><li> Depois de remover a agulha, use uma gaze para aplicar pressão no local da injeção até que a hemorragia cessa. </li><li> Monitorar o recém-nascido para os sinais de aflição. Após uma injecção adequada, sem angústia manifesta devem ser observadas. O recém-nascido deve ser dado a cerca de 5 minutos para se recuperar antes de ser devolvido para a jaula. </li><li> Lave a unidade de agulha / seringa com PBS entre injeções de sangue na agulha rapidamente entupi-lo devido a furo pequeno. </li></ol> 3. Resultados representativos: ICV injecção: O cérebro pode ser colhida em diferentes pontos do tempo pós-injeção e visualizados para demonstrar técnica de injeção de sucesso. Se o corante não é adicionado à solução injectável, será difícil para verificar a precisão do emprojecção. Injeção adequada de um dos ventrículos vai permitir a distribuição do azul tripan no lado do cérebro injetados cerca de 10-15 minutos após a injecção (Figura 1B). A distribuição uniforme de azul de tripano em ambos os hemisférios direito e esquerdo cerebral e os bulbos olfativos serão visíveis cerca de 60 minutos após a injeção (Figura 1C). Isto é devido à conectividade dos ventrículos cerebrais que irá permitir a difusão do corante azul para o ventrículo adjacente. Injeções precisas também pode ser visualizado pela dispersão do corante azul no canal central da coluna rostral aproximadamente dentro de 12 horas pós-injeção (Figura 1D). Injeções imprecisos podem ser distinguidos pela ausência de cor azul em hemisférios cerebrais. Neste caso, a profundidade da agulha não foi suficiente ea solução de injeção, provavelmente, distribuído sob a pele. Uma possibilidade alternativa é que a agulha penetrou muito profundamente no cérebro, assim, passando para além do ventrículo ea solução é esvaziado sob os ventrículos cerebrais. IV injeção: injeção veia precisa e eficiente temporal / facial podem ser visualizados imediatamente após a injeção. Como a solução é injetada, o corante verde permite a visualização da solução que entram e que flui através da veia facial (Figura 2A). Além disso, a cor da pele alterada do mouse será observado após a injecção. Cor normal do neonato rosa é convertido em verde, devido à presença de corante alimentar verde na solução de injeção (Figura 2B). A extensão da mudança de cor verde observado no recém-nascido é dependente da concentração de corante utilizado. Para visualização simples de injeção e durante um período de prática, uma diluição de 1:50 é recomendado. No entanto, o tom de pele dramaticamente alterada muitas vezes resulta em que o filhote ser rejeitado pela mãe e, portanto, a remoção do corante ou uma concentração significativamente reduzidos deve ser considerada durante os procedimentos experimentais. Uma injeção imprecisas irá resultar no acúmulo de corante verde sob a pele no local da injeção. Injeção incompleta, que ocorre quando a abertura da agulha não está totalmente inserido dentro da veia, é visto quando alguma solução fluxos na veia e alguns se acumula sob a pele. Se isso for constatado, a agulha deve ser inserida mais para o navio. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="Figura 1"/> Figura 1. Demonstração de injeções ICV sucesso em PDN2 camundongos. A esquemática) de locais de injecção utilizado em injeções ICV para os ventrículos. B) Cérebro de ICV Pup injetado com azul de tripano em PBS em ventrículo esquerdo, foto tirada 15 minutos após a injeção. C ) Cérebro do ICV Pup injetado com azul de tripano em PBS no ventrículo esquerdo, foto tirada 60 minutos após a injeção. D) Rostral centrais canal espinhal é mostrado na ICV filhote injetado com azul de tripano em PBS no ventrículo esquerdo, foto tirada 12 horas após a injeção. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="Figura 2"/> Figura 2. Demonstração de injeções de sucesso na IV PDN2 camundongos. A esquemática) da veia facial utilizado para injeções IV. B) IV injetado Pup com corante verde em PBS em comparação com não-injetada ninhada, Foto tirada imediatamente após a injeção.

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	<li>Blanchette, M., Fortin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood-brain+barrier+disruption+in+the+treatment+of+brain+tumors.">Blood-brain barrier disruption in the treatment of brain tumors.</a> Methods Mol. Biol. 686, 447-463 (2011).</li><li>Foust, K. D., Kaspar, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Over+the+barrier+and+through+the+blood:+to+CNS+delivery+we+go.">Over the barrier and through the blood: to CNS delivery we go.</a> Cell Cycle. 24, 4017-4018 (2009).</li><li>Snyder, E. Y., Taylor, R. M., Wolfe, J. 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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+bifunctional+RNAs+that+target+an+intronic+repressor+and+increase+SMN+levels+in+an+animal+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Delivery of bifunctional RNAs that target an intronic repressor and increase SMN levels in an animal model of spinal muscular atrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 1600-1611 (2009).</li><li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts.">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li><li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo.">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 .</li><li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+a+read-through+inducing+compound,+TC007,+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model.">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li><li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li><li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy.">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li><li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy.">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li></ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Pesquisa utilizando modelos de ratos da doença muitas vezes exige a administração de medicamentos ou outras substâncias para recém-nascidos. Neste vídeo, demonstramos o passo-a-passo os procedimentos que envolvem dois tipos de estratégias de injeção que pode ser usado para atingir o SNC: 1) injeção direta no sistema nervoso central utilizando injeção intracerebroventricular (ICV), ou 2) injeção IV visando a / temporal veia facial. O timing destas injeções é de grande importância. Desde que as injeçõ...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome do reagente </th><th> Companhia </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentários (opcional) </th></tr><tr><td> Verde Alimentos Dye </td><td> McCormick </td><td> n / a </td><td> Deve ser filtrado </td></tr><tr><td> Hamilton Seringa de vidro (100 mL) </td><td> Sigma Aldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> Tópico LuerMxF Estilo Nylon Branco </td><td> Peças pequenas, Inc. </td><td> VPLF-LC78-1-25 </td><td></td></tr><tr><td> Agulhas hipodérmicas calibre fino </td><td> Popper </td><td> 7111 </td><td> Tamanho: 33 (SWG) x ¼ &quot;(6,35 MM) </td></tr><tr><td> Transilluminator Visão Wee </td><td> Respironics </td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2.25X Headband Lupa </td><td> MagEyes </td><td> Modelo No. 5 </td><td> Selecione a ampliação para atender as preferências individuais </td></tr></tbody></table>

delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (icv) and intravenous (iv) injection in mice

Apesar do papel protetor que barreira hematoencefálica desempenha na proteção do cérebro, que limita o acesso ao sistema nervoso central (SNC), que na maioria das vezes resulta em falha da terapêutica potencial projetado para 1,2 doenças neurodegenerativas. Doenças neurodegenerativas como a Atrofia Muscular Espinhal (SMA), em que os neurônios motores inferiores são afetados, pode beneficiar muito com a introdução de agentes terapêuticos para o CNS. O objetivo deste vídeo é demonstrar dois paradigmas de injecção diferentes para entregar materiais terapêuticos em ratos neonatal logo após o nascimento. Um desses métodos é injetar diretamente cerebral ventrículos laterais (intracerebroventricular) que resulta na entrega de materiais para o sistema nervoso central através do fluido cerebrospinal 3,4. O segundo método é uma injeção de veia temporal (intravenosa) que podem introduzir terapêutica diferente para o sistema circulatório, levando a administração sistêmica incluindo os 5 CNS. Transdução generalizada do SNC é possível se um vetor viral adequada e sorotipo viral é utilizado. Visualização e utilização da veia temporal para injeção é viável até dia pós-natal 6. No entanto, se o material entregue é objetivo de atingir o sistema nervoso central, essas injeções deve ocorrer enquanto a barreira hematoencefálica é mais permeável devido a seu status imaturos, de preferência antes do dia pós-natal 2. A barreira cérebro-sangue totalmente desenvolvido limita bastante a eficácia da administração intravenosa. Ambos os sistemas de entrega são simples e eficaz uma vez que a aptidão cirúrgica seja alcançado. Eles não requerem qualquer dispositivo cirúrgica extensa e pode ser realizada por uma única pessoa. No entanto, estas técnicas não são sem desafios. A pequena dimensão do pós-parto dia 2 filhotes e os subseqüentes áreas-alvo pequenas podem fazer as injeções de difícil execução e, inicialmente, um desafio para replicar.

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Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Este artigo demonstra dois métodos muito diferentes de injecção: 1) para o cérebro (intracerebroventricular) e 2) sistêmica (intravenosa) para introduzir a agentes terapêuticos para o sistema nervoso central de camundongos recém-nascidos.

Entrega de agentes terapêuticos Através intracerebroventricular (ICV) e injecção intravenosa (IV) em ratos

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

59.6K visualizações.  University of Missouri. Este artigo demonstra dois métodos muito diferentes de injecção: 1) para o cérebro (intracerebroventricular) e 2) sistêmica (intravenosa) para introduzir a agentes terapêuticos para o sistema nervoso central de camundongos recém-nascidos.

Vídeo: Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Intranasal administration is a method of delivering therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is non-invasive and allows large molecules that do not cross the blood-brain barrier access to the CNS. Drugs are directly targeted to the CNS with intranasal delivery, reducing systemic exposure and thus unwanted systemic side effects1. Delivery from the nose to the CNS occurs within minutes along both the olfactory and trigeminal neural pathways via an extracellular route and does not require drug to bind to any receptor or axonal transport2. Intranasal delivery is a widely publicized method and is currently being used in human clinical trials3.
Intranasal delivery of drugs in animal models allows for initial evaluation of pharmacokinetic distribution and efficacy. With mice, it is possible to administer drugs to awake (non-anesthetized) animals on a regular basis using a specialized intranasal grip. Awake delivery is beneficial because it allows for long-term chronic dosing without anesthesia, it takes less time than with anesthesia, and can be learned and done by many people so that teams of technicians can dose large numbers of mice in short periods. Efficacy of therapeutics administered intranasally in this way to mice has been demonstrated in a number of studies including insulin in diabetic mouse models 4-6 and deferoxamine in Alzheimer's mouse models. 7,8
The intranasal grip for mice can be learned, but is not easy and requires practice, skill, and a precise grip to effectively deliver drug to the brain and avoid drainage to the lung and stomach. Mice are restrained by hand using a modified scruff in the non-dominant hand with the neck held parallel to the floor, while drug is delivered with a pipettor using the dominant hand. It usually takes 3-4 weeks of acclimating to handling before mice can be held with this grip without a stress response. We have prepared this JoVE video to make this intranasal delivery technique more accessible.

A method to intranasally administer drugs to awake mice for the purpose of targeting the brain is described. This method allows for repeat dosing over long periods using intranasal administration of drug without anesthesia, and nose-to-brain delivery with minimal systemic exposure.

A administração intranasal de Terapêutica do SNC para Ratos Awake

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

Medicina

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Entrega intraventricular direta de medicamentos para o Sistema Nervoso Central Rodent

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Neurociência

<meta charset="utf8"></head><body>Reparo da artéria carótida comum após injeção em um modelo de camundongo

Facilitating Repeat Intracarotid Injections in Mouse Models by a Novel Injection Site Repair Technique

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there is an urgent need to develop methods for intracarotid injections in mouse models, including methods to repair the carotid artery in mice after injection to allow for subsequent injections. We developed a method of intracarotid injection in a mouse model to deliver therapeutics into the internal carotid artery (ICA) with two alternative procedures. 
During injection, the needle is inserted into the common carotid artery (CCA) after tying a suture around the external carotid artery (ECA) and injected therapeutics are delivered into the ICA. Following injection, the common carotid artery (CCA) can be ligated, which limits the number of intracarotid injections to one. The alternative procedure described in this article includes a modification where intracarotid artery injection is followed by injection site repair of the CCA, which restores blood flow within the CCA and avoids the complication of cerebral ischemia seen in some mouse models. 
We also compared the delivery of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells (BM-hMSCs) to intracranial tumors when delivered through intracarotid injection with and without injection site repair following the injection. Delivery of BM-hMSCs does not differ significantly between the methods. Our results demonstrate that injection site repair of the CCA allows for repeat injections through the same artery and does not impair the delivery and distribution of injected material, thus providing a model with greater flexibility that more closely emulates intracarotid injection in humans.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor em destaque: Avançando no tratamento do glioblastoma por meio de estratégias de entrega intra-arterial para vírus oncolíticos e microRNAs

Repair of the intracarotid artery in a mouse model after injection returns blood flow to the artery without negatively impacting the distribution of the injected material. Injection site repair facilitates subsequent injections through the same artery and prevents cerebral ischemia in mouse strains that lack a complete Circle of Willis.

Facilitando injeções intracarotídeas repetidas em modelos de camundongos por uma nova técnica de reparo no local da injeção

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there ...

Pesquisa do câncer

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

Intracerebroventricular e intravascular A injeção de Viral partículas e fluorescentes microesferas no cérebro Neonatal

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

Técnica do mouse Microcirurgia de infusão para distribuição de substâncias alvejado no SNC<i&gt; via</i&gt; Artéria carótida interna

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Intravenous Injections in Neonatal Mice

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are technically feasible and routine. However, some mouse models can have early onset of disease with a rapid progression that makes administration of potential therapies difficult. The temporal (or facial) vein is just anterior to the ear bud in mice and is clearly visible for the first two days after birth on either side of the head using a dissecting microscope. During this window, the temporal vein can be injected with volumes up to 50 &#956;l. The injection is safe and well tolerated by both the pups and the dams. A typical injection procedure is completed within 1-2 min, after which the pup is returned to the home cage. By the third postnatal day the vein is difficult to visualize and the injection procedure becomes technically unreliable. This technique has been used for delivery of adeno-associated virus (AAV) vectors, which in turn can provide almost body-wide, stable transgene expression for the life of the animal depending on the viral serotype chosen.

Animal models of pediatric disease can experience early onset and aggressive disease progression. Clinically relevant therapy delivery to young mouse models can be technically difficult. This protocol describes a non-invasive intravenous injection method for newborn mice within the first two postnatal days of life.

Injeções intravenosas em Neonatal Ratos

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Biologia

Intraventricular Drug Delivery and Sampling for Pharmacokinetics and Pharmacodynamics Study

Although the blood-brain barrier (BBB) protects the brain from foreign entities, it also prevents some therapeutics from crossing into the central nervous system (CNS) to ameliorate diseases or infections. Drugs are administered directly into the CNS in animals and humans to circumvent the BBB. The present protocol describes a unique way of treating brain infections through intraventricular delivery of antibiotics, i.e., polymyxins, the last-line antibiotics to treat multi-drug resistant Gram-negative bacteria. A straightforward stereotaxic surgery protocol was developed to implant a guide cannula reaching into the lateral ventricle in rats. After a recovery period of 24 h, rats can be injected consciously and repeatedly through a cannula that is fitted to the guide. Injections can be delivered manually as a bolus or infusion using a microinjection pump to obtain a slow and controlled flow rate. The intraventricular injection was successfully confirmed with Evans Blue dye. Cerebrospinal fluid (CSF) can be drained, and the brain and other organs can be collected. This approach is highly amenable for studies involving drug delivery to the CNS and subsequent assessment of pharmacokinetic and pharmacodynamic activity.

Delivery of therapeutics directly into the central nervous system is one way of circumventing the blood-brain barrier. The present protocol demonstrates intracerebroventricular injection for subsequent collection of cerebrospinal fluid and bodily organs. This facilitates the investigation of drug pharmacokinetics and pharmacodynamics in animal models for developing new treatments.

Although the blood-brain barrier (BBB) protects the brain from foreign entities, it also prevents some therapeutics from crossing into the central nervous ...

Realização de injeção intracerebroventricular em camundongos usando uma abordagem à mão livre

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. An intracerebroventricular (ICV) injection allows the widespread delivery of the experimental agent throughout the brain (particularly in the structures near the ventricles). Here, methods for making free-hand ICV injections in adult mice are described. By using visual and tactile landmarks on the heads of mice, injections into the lateral ventricles can be made rapidly and reliably. The injections are made with a glass syringe held in the experimenter&#39;s hand and placed at approximate distances from the landmarks. Thus, this technique does not require a stereotaxic frame. Furthermore, this technique requires only brief isoflurane anesthesia, which permits the subsequent assessment of mouse behavior and/or physiology in awake, freely behaving mice. Free-hand ICV injection is a powerful tool for the efficient delivery of experimental agents into the brains of living mice and can be combined with other techniques such as frequent blood sampling, neural circuit manipulation, or in vivo recording to investigate neuroendocrine processes.

Autor em destaque: insights, inovações e caminhos futuros no neurocontrole reprodutivo 

Here, a simple and rapid approach for performing intracerebroventricular injections in mice using a free-hand approach (that is, without a stereotaxic device) is described.

Injeções intracerebroventriculares à mão livre em camundongos

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...

Entrega de agentes terapêuticos Através intracerebroventricular (ICV) e injecção intravenosa (IV) em ratos

Resumo

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Capítulos neste vídeo

A administração intranasal de Terapêutica do SNC para Ratos Awake

Entrega intraventricular direta de medicamentos para o Sistema Nervoso Central Rodent

Facilitando injeções intracarotídeas repetidas em modelos de camundongos por uma nova técnica de reparo no local da injeção

Facilitando injeções intracarotídeas repetidas em modelos de camundongos por uma nova técnica de reparo no local da injeção

Facilitando injeções intracarotídeas repetidas em modelos de camundongos por uma nova técnica de reparo no local da injeção

Intracerebroventricular e intravascular A injeção de Viral partículas e fluorescentes microesferas no cérebro Neonatal

Técnica do mouse Microcirurgia de infusão para distribuição de substâncias alvejado no SNC

Injeções intravenosas em Neonatal Ratos

Intraventricular Drug Delivery and Sampling for Pharmacokinetics and Pharmacodynamics Study

Injeções intracerebroventriculares à mão livre em camundongos