מחקר זה נתמך על ידי המכון הלאומי האמריקאי לשימוש בסמים מענקים 006,886 תובע, ותובע 032,270.

<ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חוט stepper מנועים דו קוטביים על ידי הברגה את החוטים למחברים מסופקים עם לוח הנהג. צבעי חוטים בstepper מנועים דו קוטביים הם סטנדרטיים (איור 1). שים לב: יש מנועים צעד שתוארו ברזולוציה של 1.8 ° / צעד, שמותאם ל0.346 ° / צעד. יש stereotax סטנדרטי 3 mm/360 ° נסיעה. ההחלטה הסופית היא 2.88 מיקרומטר / צעד. מנועים הם מסוגלים גם דריכה חלקית. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את החוט הירוק ל+, לחבר את הכבל השחור ל, לחבר את החוט האדום ל-B + ולחבר את החוט הכחול ל-B-. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלק את המצמדים מעל stepper מנועים, להיות זהיר, כדי ליישר את החורים לתלייה, ולאבטח אותם באמצעות 12x ברגים M3 תושבת הראש (20 מ&quot;מ) (איור 2). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להבטיח כי המצמדים מחוברים היטב למנועים. הערה: המודלים 3D אינם כוללים אשכולות. החלקים מסומנים עם גודל חוט, אבל הם חייבים להיות טפח לאחר שהםמיוצר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את ברגי סט מאוחז האגודל על כל 3 הצירים של מכשיר stereotaxic באמצעות מפתח משושה קטן. אוחז האגודל הם מושחלים, ולכן להפוך אותם נגד כיוון השעון להסרה. שמור מנקי PTFE במקום על הזרוע (איור 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בורג סוף הליכי של הצווארונים על מוטות הברגה של זרועותיו של מכשיר stereotaxic (איור 3). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להבטיח שאין פער בין הצווארונים וPTFE O-הטבעות. הדבר זה מבטיח שקואורדינטות נשמרות כאשר הרובוט משנה את הכיוונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את הצווארונים על החוטים של זרועות stereotaxic באמצעות 3x NF10-32 ברגים (1/4 אינץ&#39;) סט נקודת כוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסט כל מנוע ומצמד על הצווארונים וזרועות stereotaxic. ודא שהמנועים לשבת מיושרים עם הנשק, ואת חורי ברגים בסט הצווארונים ליישר קו עם החלק השטוח של פירי המנוע (איור 4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להבטיח את השתתפותםuplers לstereotax באמצעות חורי התלייה וNF10-32 ברגי סט נקודת כוס (1/2 אינץ) 6x (איור 4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את הצווארונים לפירי המנוע באמצעות 3x NF10-32 (1/4 אינץ&#39;) ברגי סט (איור 4). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את לוח נהג CNC על ידי הגדרת כל אחד מפיני הבקר למחצית דריכה. הערה: מנהל התקן של מנוע צעד זה מגיע כמעגלים חשופים. מקרה עשוי להיות בנוי, אם כי זה לא הכרחי. כמו כן, ניתן להשתמש במספר נהגי רכב השונים דו קוטביים צעד. אם כן, להבטיח כי הם אחריו ללוח הספציפי רכש את הוראות ההתקנה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יישר כל 6 הפינים למנוע צעד באותה הדרך. חצי דריכה מאפשרת להכפיל את הרזולוציה הצעד במעלות / צעד (איור 5). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Flip פין 1 למצב, פין 2 למצב כבוי, הפינים 3 בחיוביtion, פינים 4 למצב כבוי, פינים 5 למצב, וסיכה 6 למצב כבוי (איור 5). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את מנועים (X - Y - Z) לנהג מנוע צעד, יחד עם 12 V אספקת החשמל. המיקום הנכון מסומן על הנהג. כמו כן, לצרף את נהג צעד ליציאה טורית של מחשב באמצעות DB25cable (איור 6). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התקנת תוכנת כרסום CNC למחשב אישי (זה צריך להיות ממוקם באזור ניתוח) ביצוע הוראות ברירת המחדל. לאחר התקנה, פתח את התוכנה כדי להתחיל בקביעת תצורה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להגדיר את התוכנה כדי לתקשר עם מנועים stepper. הערה: ההוראות הבאות מיועדות לשימוש רק עם נהג מנוע צעד TB6560. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ באמצעות התפריטים של התוכנה באופן הבא. → Config יציאות פתוחות → וסיכות→ אותות פלט. מלא את הפקודה כדי להתאים איור 7 ופגעו להחיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ באמצעות התפריטים של התוכנה באופן הבא. פתוח → Config יציאות → ואותות קלט סיכות →. מלא את הפקודה כדי להתאים איור 8 ופגעו להחיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ באמצעות התפריטים של התוכנה באופן הבא. פתח → Config יציאות → וסיכות יציאות מוטוריות →. מלא את הפקודה כדי להתאים איור 9 ופגעו להחיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ באמצעות התפריטים של התוכנה באופן הבא. כוונון פתוח → Config → מוטורי. מלא את הפקודה כדי להתאים איור 10 ולחץ על הגדרות ציר שמור. חזור על השלב הקודם עבור כל 3 הצירים באמצעות אותם הערכים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כייל את stereotax לקנה המידה של תוכנת CNC. שים לב: התוכנה מיועדת למכונות טחינה רגילות, ולכן היחידה של מידה לא תהיה פרופורציונלית לנסיעות של מכשיר stereotaxic.<ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת המהירות &#39;מנועים ל1 אינץ לדקה, ו&quot; לרוץ &quot;Z-הציר של המכשיר stereotaxic עם PgUp / PgDn למילימטר הקרוב ביותר. הערה: מהירות הריצה המומלצת המרבית היא 3,500 מיקרומטר / שנייה ומהירות החיתוך המומלצת המרבית היא 500 מיקרומטר / sec. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפס ציר ה-Z, ורוץ מ&quot;מ מכשיר 1 stereotaxic. המרחק נסע על ציר ה-Z בMach3 הוא &quot;קנה מידה קבועה&quot;. קואורדינטות מכונת נקבעות על ידי הכפלת קואורדינטות גולגולת (מ&quot;מ) על ידי &quot;קנה מידה קבועה&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע בדיקות של כל 3 הצירים אקראיות על ידי תכנות להם לנסוע כמה מרחקים ידועים, ולהבטיח את התנועות מדויקות. אם נסיעות stereotax רחוקה או קצר מדי, לשנות את קנה המידה קבוע בהתאם. הערה: ברגע שקנה ​​המידה היא מלאה, סקריפטים המותאמים אישית הכלולים עשויים לשמש ליצירת G-קוד לניתוחים. עם זאת, מומלץ מאוד שמשתמשים להכיר את ה-G-קוד לפני שתנסו ליצור אוטומטיניתוחים. זה הכרחי לפתרון בעיות ושינוי ניתוחים אוטומטיים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את תרגיל מנוע מיקרו למכשיר stereotaxic באמצעות בדיקה בעל הגדולה במיוחד. הערה: מהירות המקדח המומלצת המינימלית היא 40,000 סל&quot;ד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Auto-ליצור G-קוד לפתיחת גולגולת קצה חד עם 3 חורי ברגים בגולגולת. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את כל התסריטים המותאמים אישית משולחן התוכנה לתוך תיקייה אחת במחשב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את &quot;SharpEdgeCraniotomy.m&quot; התסריט ולהריץ את הקוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר שני לפקודה &quot;איזה סוג של ניתוח המתוכנן לבמה?&quot; (איור 11). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר מותאם אישית, להגדיר את הפינות של חלון הגולגולת. מלא כל הודעה כזו כדי להתאים איור 12. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את עמדות X ו-Y של פינות פתיחת הגולגולת. כל לתאם יש להזין בבסדר נכון, על פי הדוגמא באיור 13 </strong&gt;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזן את 3 בפקודה לייצר 3 חורים בגולגולת (14 איור). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר הגדרת שימוש בקואורדינטות, והזן את הקואורדינטות של כל חור מהתבנית באיור 15. הערה: אם קואורדינטות מדויקות אינן חשובות, יש אפשרות להצביע וללחוץ עמדות &#39;החורים על תמונה של גולגולת חולדה. פוזיציות יופקו באופן אוטומטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את הפרמטרים הקידוח. לניתוח המבחנים הראשון, לקבל את ערכי ברירת המחדל. הערה: ערכים אלה נשענים על מנועי הפסיעה, והגולגולת של החיה. לכל מיקום גזע חולדה ויעד עובי גולגולת מעט שונה. לכמה ניתוחים הראשוניים שימוש במכשיר זה, להיות מוכן לבדוק את עומק הקידוח ולהסיר כל חלקי גולגולת הנותרים באופן ידני. הערכים אז יכולים להיות שונה לניתוחים בעתיד (איור 16). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שם G-הקוד, זה יופק באופן אוטומטי וsaved לספריית העבודה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את ה-G-הקוד לתוכנת כרסום CNC וגולגולת מבחן לברי אוזן מכשירי stereotaxic. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ידני לרוץ המקדח לגבחת באמצעות מקשי חצים. השתמש במהירות איטית ריצה (~ 5 סנטימטר / מ &#39;) כדי להבטיח דיוק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל את התרגיל קצת מסתובבים בגדול מ 38,000 סל&quot;ד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עיתונות CycleStart; stereotax יבצע מעברים רבים מאותו החתך, בעומקים שונים. בין כל מעבר, stereotax ישתהה, כך שהמנתח יכול להמשיך או לנטוש את החיתוך. לחץ על המשך מחזור (Alt-R) להמשיך חיתוך עובר. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Yin, H. H., Knowlton, B. J., Balleine, B. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lesions+of+dorsolateral+striatum+preserve+outcome+expectancy+but+disrupt+habit+formation+in+instrumental+learning.">Lesions of dorsolateral striatum preserve outcome expectancy but disrupt habit formation in instrumental learning.</a> Eur. J. Neurosci. 19 (1), 181-189 (2004).</li><li>West, M. O., Woodward, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+microiontophoretic+study+of+single+neurons+in+the+freely+moving+rat.">A technique for microiontophoretic study of single neurons in the freely moving rat.</a> J. Neurosci. Methods. 11 (3), 179-186 (1984).</li><li>Peoples, L. L., West, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phasic+firing+of+single+neurons+in+the+rat+nucleus+accumbens+correlated+with+the+timing+of+intravenous+cocaine+self-administration.">Phasic firing of single neurons in the rat nucleus accumbens correlated with the timing of intravenous cocaine self-administration.</a> J. Neurosci. 16 (10), 3459-3473 (1996).</li><li>Wolske, M., Rompre, P. P., Wise, R. A., West, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+single+neurons+in+the+rat+nucleus+accumbens+during+self-stimulation+of+the+ventral+tegmental+area.">Activation of single neurons in the rat nucleus accumbens during self-stimulation of the ventral tegmental area.</a> J. Neurosci. 13 (1), 1-12 (1993).</li><li>Bozza, T., McGann, J. P., Mombaerts, P., &amp;Wachowiak, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+neuronal+activity+by+targeted+expression+of+a+genetically+encoded+probe+in+the+mouse.">In vivo imaging of neuronal activity by targeted expression of a genetically encoded probe in the mouse.</a> Neuron. 42 (1), 9-21 (2004).</li><li>Pitts, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Office+of+Laboratory+Animal+Welfare.">Office of Laboratory Animal Welfare.</a> Institutional animal care and use committee guidebook. , (2002).</li><li>Yoon, T., Otto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+contributions+of+dorsal+vs.+ventral+hippocampus+to+auditory+trace+fear+conditioning.">Differential contributions of dorsal vs. ventral hippocampus to auditory trace fear conditioning.</a> Neurobiol. Learn. Mem. 87 (4), 464-475 (2007).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2012).</li><li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice.">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nat. Protoc. 5 (2), 201-208 (2010).</li><li>Feng, L., Sametsky, E. A., Gusev, A. G., Uteshev, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responsiveness+to+nicotine+of+neurons+of+the+caudal+nucleus+of+the+solitary+tract+correlates+with+the+neuronal+projection+target.">Responsiveness to nicotine of neurons of the caudal nucleus of the solitary tract correlates with the neuronal projection target.</a> J. Neurophysiol. 108 (7), 1884-1894 (2012).</li><li>Babaei, P., Soltani Tehrani, ., B, A., Alizadeh, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplanted+Bone+Marrow+Mesenchymal+Stem+Cells+Improve+Memory+in+Rat+Models+of+Alzheimer's+Disease.">Transplanted Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells Improve Memory in Rat Models of Alzheimer's Disease.</a> Stem Cells Int. 2012, 369417 (2012).</li></ol>

יש המחברים אין אינטרסים כלכליים מתחרים לחשוף.

השימוש בציוד ניתוח אוטומטי מסייע לסלק חלק מהבעיות הנפוצות ביותר במחקר במדעי מוח. ראשית, נתיבי כלי 100% לשחזור. בכל חתך הוא מתיימר להיות באותו המקום ביחס לגבחת. שנית, הוא צריך להקטין את טעות הנסיין. למרות שחוקרים רבים הם מנתחים מיומנים, זה לוקח כמות יוצאת דופן של אימון כד?...

ניתוח המכרסמים Stereotactic משמש במגוון רחב של יישומים במדעי המוח, כולל lesioning 1, iontophoresis 2, Microwire השתלה 3, גירוי 4, והדמיה גולגולת דקה 5. עם זאת, ישנם מכשולים עיקריים העומדים בפני מי שמבקש ליישם טכניקות אלה, כוללים את עקומת הלמידה התלולה לביצוע ניתוחי stereotactic מדויקים והסתברות הגבוהה של טעויות אנוש. טעויות אנוש כוללות מדידה וחישוב כישלונות, כמו גם דיוק וreplicability הנמוך של תנועות אנושיות. במאמץ להפחית טעויות בלבול אלה, מנתחי stereotactic ירוויחו ממערכת שמבטיחה כי כל הניתוחים מבוצעים באופן זהה על פני נושאים. ההפחתה של טעויות היא גם שיטה אחת שבאמצעותו חוקרים יכולים לצמצם את השימוש בנושאי בעלי חיים, מטרה העיקרית של המכון הלאומי לבריאות לניסויים בבעלי החיים 6. בעולם אידיאלי, כל זהניתוחי tereotactic יהיו לשכפול מושלם בתוך ניסויים, ובין מעבדות. כדי לטפל בבעיה זו, חברות פיתחו stereotaxics החדש אולטרה מדויק, וצגים דיגיטליים לקריאת מדידות. כדי להסיר שגיאות תנועה אנושיות, מניפולטורים מייקר ממונעים וstereotaxics יוצרו באופן מסחרי, אבל העלות הגבוהה שלהם יכולה להיות מונעת למעבדה עם תקציב מוגבל. כמו כן, התוכנה שלהם היא קניינית באופן מלא, ולא ניתן לשנות על ידי החוקר כדי להתאים סוג חדש של ניתוח. פתרון סביר לבעיית הטעות האנוש הוא לבנות stereotax רובוטית מהמודל הקיים של מעבדה, תוך שימוש בציוד CNC סטנדרט בתעשייה. בגלל קהילת תחביבים המתפתחת CNC, החומרים הם באופן משמעותי פחות יקר מאשר ציוד מדעי. זה מאפשר לאדם לבנות מכשיר מדויק CNC stereotaxic, שהוא גם גמיש ולא יקר מאוד. עם ידע בסיסי במכונות CNC ו-G-Code, individuals יכול לתכנת כל ניתוח stereotactic שהם מדמיינים, ללא מגבלות של תוכנת קניינית. וגם, על מנת לזרז את הייצור של ה-G-קוד לניתוחים פשוטים, פרוטוקול זה כולל תוכנה המאפשרת למשתמש לעצב ניתוחים (פתיחת גולגולת קצה חד, חלונאית גולגולת דקה, קידוח ושתל הפחתת חור) בתוך הצבע ולחץ תפריטים. פלט אלה תוכניות G-קוד סיים שניתן להפעיל ישירות מתוך תוכנת CNC. בסך הכל, שדרוג stereotaxic ממונע הוא אידיאלי עבור אלה שיש להם אינטרס להגדיל את הדיוק וreplicability של ניתוחים, תוך שמירה על הגמישות ועלות הנמוכה של פלטפורמת קוד פתוח.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="749">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:141px;">1x Standard U Frame Stereotax</td>
			<td style="width:137px;">Kopf</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.kopfinstruments.com/Stereotaxic/900.html">Kopf</a></td>
			<td style="width:355px;">This protocol should work with most existing stereotaxic devices.</td>
		</tr>
		<tr height="65">
			<td height="65" style="height:65px;width:141px;">3x 12 V, 1.6 A, 233 oz-inch Geared Bipolar Stepper Motor</td>
			<td style="width:137px;">Phidgets</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.robotshop.com/geared-bipolar-stepper-motor-3v-233-oz-in.html">Robot Shop</a></td>
			<td style="width:355px;">Any high torque geared stepper motor should do.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="73">
			<td height="73" style="height:73px;width:141px;">1x 3 Axis CNC Stepper Motor Driver Board Controller</td>
			<td style="width:137px;">Toshiba</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.ebay.com/itm/CNC-Router-3-Axis-TB6560-3-5A-Stepper-Motor-Driver-Board-For-Engraving-Machine-/300981888819">Ebay</a></td>
			<td style="width:355px;">Any 3 Axis CNC driver should do. Linked Item includes Mach3 CNC software.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="94">
			<td height="94" style="height:94px;width:141px;">2x Arm Couplers: medial-lateral (ML) &#38; dorsal-ventral (DV)</td>
			<td style="width:137px;">custom machined</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://eden.rutgers.edu/~mrcoffey/images/3D%20Models%20-%20CNC%20Stereotax%20Parts.zip">Part Drawings</a></td>
			<td style="width:355px;">These must be machined by your local machine shop. (costs will vary)</td>
		</tr>
		<tr height="76">
			<td height="76" style="height:76px;width:141px;">1x anterior-posterior (AP) Coupler</td>
			<td style="width:137px;">custom machined</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://eden.rutgers.edu/~mrcoffey/images/3D%20Models%20-%20CNC%20Stereotax%20Parts.zip">Part Drawings</a></td>
			<td style="width:355px;">These must be machined by your local machine shop. (costs will vary)</td>
		</tr>
		<tr height="127">
			<td height="172" rowspan="3" style="height:172px;width:141px;">3x Motor to Stereotax Collar</td>
			<td rowspan="3" style="width:137px;">custom machined</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://eden.rutgers.edu/~mrcoffey/images/3D%20Models%20-%20CNC%20Stereotax%20Parts.zip">Part Drawings</a></td>
			<td rowspan="3" style="width:355px;">These must be machined by your local machine shop. (costs will vary)</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:117px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:117px;"><a href="http://eden.rutgers.edu/~mrcoffey/images/Collar.html">View in Browser</a></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="65" rowspan="2" style="height:65px;width:141px;">12x NF10-32 Cup Point Set Screws</td>
			<td rowspan="2" style="width:137px;">McMaster Carr</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.mcmaster.com/#92313A829">&#189;&#8221; Length</a></td>
			<td rowspan="2" style="width:355px;">You will need 6 of each.</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:117px;"><a href="http://www.mcmaster.com/#92313A825">&#188;&#8221; Length</a></td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:141px;">12x M3 Socket Head Screws (20 mm)</td>
			<td style="width:137px;">McMaster Carr</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.mcmaster.com/#92855A319">20mm Length</a></td>
			<td style="width:355px;">You will need 4 for each motor</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:141px;">1x Micro-Motor Drill&#160;</td>
			<td style="width:137px;">Buffalo Dental</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.buffalodental.com/pdfnew/x50.pdf">X50</a></td>
			<td style="width:355px;">Any Micromotor drill will work.&#160; At least 38,000 rpm recommended</td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:141px;">1x 12 V DC Power Supply</td>
			<td style="width:137px;">12 Volt Adapters</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.12vadapters.com/adapter/power-supply/12v/7-amp-7a.html">12v DC &#8211; 7 Amp</a></td>
			<td style="width:355px;">Any 12 V DC PSU should work (ensure amperage rating is higher than the sum of the motors&#8217; amperage).</td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:141px;">1x Extra Large Probe Holder</td>
			<td style="width:137px;">Stoelting</td>
			<td><a href="http://www.stoeltingco.com/neuroscience/accessories/stereotaxic-probe-holders/extra-large-probe-holder-551.html">Stoelting</a></td>
			<td style="width:355px;"></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:141px;">1x Grade B Rat Skull</td>
			<td style="width:137px;">Skulls Unlimited</td>
			<td><a href="http://www.skullsunlimited.com/record_variant.php?id=4009">Skulls Unlimited</a></td>
			<td style="width:355px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:141px;">Mach 3 Mill</td>
			<td style="width:137px;">ArtSoft USA</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.machsupport.com/ccount/click.php?id=1">Trial Download</a></td>
			<td style="width:355px;">Any Standard CNC controlling software should work.</td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:141px;">Surgery Designer</td>
			<td style="width:137px;">Kevin Coffey &#38; David Barker</td>
			<td style="width:117px;"><a href="http://www.mathworks.com/matlabcentral/fileexchange/40282-robot-assisted-stereotactic-surgery">MATLAB File Exchange</a></td>
			<td style="width:355px;">These codes are available to modify. We accept no responsibility for your use or modification of code.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

building an open-source robotic stereotaxic instrument

פרוטוקול זה כולל את העיצובים ותוכנה הדרושים לשדרוג מכשיר stereotaxic קיים למכשיר stereotaxic רובוטית (CNC) עבור כ -1,000 $ (לא כולל תרגיל), תוך שימוש במנועים סטנדרטיים בתעשיית צעד ותוכנת שליטה CNC. לכל אחד יש ציר בקרת מהירות משתנה ויכול להיות מופעל בו זמנית או באופן עצמאי. המערכת פתוחה קידוד (G-קוד) והגמישות של הרובוט לעשות את זה מסוגל לבצע משימות מותאמות אישית שאינם נתמכות על ידי מערכות מסחריות. היישומים שלה כוללים, אך לא מוגבלים, לקידוח חורים, craniotomies קצה חד, דליל גולגולת, ואלקטרודות או צינורית להורדת. על מנת לזרז את הכתיבה של G-קידוד לניתוחים פשוטים, פיתחנו סקריפטים מותאמים אישית המאפשרים לאנשים לעצב ניתוח ללא ידע בתכנות. עם זאת, למשתמשים להפיק את המרב של stereotax הממונע, זה יהיה מועיל להיות בעלי ידע בתכנות מתמטי (פרוג הפשוט G-קידודלחדור לעיבוד CNC). מהירות התרגיל המומלצת היא יותר מ 40,000 סל&quot;ד. הרזולוציה מנוע צעד היא 1.8 ° / שלב, מיועד ל0.346 ° / שלב. יש stereotax סטנדרטי ברזולוציה של 2.88 מיקרומטר / צעד. מהירויות החיתוך המומלצת המרביות היא 500 מיקרומטר / sec. מהירות הריצה המומלצת המרבית היא 3,500 מיקרומטר / sec. גודל המקדח המומלץ המרבי הוא HP 2.

התוצאה הסופית של הניתוח שתוכנן בשיטות תהיה גולגולת עכברוש עם פתיחת גולגולת קצה חד, ו3 חורים בגולגולת (איור 17). שים לב שהגולגולת משמשת כדי להדגים את הניתוח הייתה רחבה הרבה יותר מאשר גולגולת החולדה הטיפוסית. Craniotomy הקצה חד ניתן להשתמש כדי להוסיף מערך Microwire לתוך ה...

Watch this Scientific Journal Video about Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument at JoVE.com

Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument

פרוטוקול זה כולל את העיצובים ותוכנה דרושה לשדרוג מכשיר stereotaxic קיים לרובוטית (מספרי מבוקר מחשב; CNC) מכשיר stereotaxic עבור כ -1,000 $ (לא כולל תרגיל).

בניית קוד פתוח רובוטית Stereotaxic Instrument

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for ...

building-an-open-source-robotic-stereotaxic-instrument

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.8K Views.  Rutgers, The State University of New Jersey.  פרוטוקול זה כולל את העיצובים ותוכנה דרושה לשדרוג מכשיר stereotaxic קיים לרובוטית (מספרי מבוקר מחשב; CNC) מכשיר stereotaxic עבור כ -1,000 $ (לא כולל תרגיל). 

Video: Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to investigate the effects of locally manipulated neurotransmitter and signaling pathways in awake, behaving animals. Moreover, the stereotaxic implantation of electrodes for electrophysiological stimulation and recording studies has been instrumental to our current understanding of neuroplasticity and brain networks in behaving animals. Ever-increasing knowledge about optimizing surgical techniques in rodents1-4, public awareness concerning animal welfare issues and stringent legislation (e.g., the 2010 European Union Directive on the use of laboratory animals5) prompted us to refine these surgical procedures, particularly with respect to implementing new procedures for oxygen supplementation and the continuous monitoring of blood oxygenation and heart rate levels during the surgery as well as introducing a standardized protocol for post-surgical care. Our observations indicate that these modifications resulted in an increased survival rate and an improvement in the general condition of the animals after surgery (e.g. less weight loss and a more active animal). This video presentation will show the general procedures involved in this type of stereotaxic surgery with special attention to our several modifications. We will illustrate these surgical procedures in rats, but it is also possible to perform this type of surgery in mice or other small laboratory animals by using special adaptors for the stereotaxic apparatus6.

Stereotaxic surgery on rodents allows for targeted administration of drugs or electrical stimulation and recordings in awake, behaving animals. In this video presentation we will demonstrate recent procedural refinements to this long-standing procedure that successfully improved survival rate and reduced post-surgical weight loss.

מכרסמים כירורגיה Stereotaxic ועל צער בעלי חיים שיפורים תוצאה של ההתנהגות Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

ניתוח Stereotaxic על הנגע Excitotoxic של אזורי מוח ספציפיים עכברוש למבוגרים בלבד

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the over-production of amyloid-beta and the deposition of amyloid-beta plaques in brain regions of the afflicted individuals. Throughout the years scientists have generated numerous Alzheimer&#8217;s disease mouse models that attempt to replicate the amyloid-beta pathology. Unfortunately, the mouse models only selectively mimic the disease features. Neuronal death, a prominent effect in the brains of Alzheimer&#8217;s disease patients, is noticeably lacking in these mice. Hence, we and others have employed a method of directly infusing soluble oligomeric species of amyloid-beta - forms of amyloid-beta that have been proven to be most toxic to neurons - stereotaxically into the brain. In this report we utilize male C57BL/6J mice to document this surgical technique of increasing amyloid-beta levels in a select brain region. The infusion target is the dentate gyrus of the hippocampus because this brain structure, along with the basal forebrain that is connected by the cholinergic circuit, represents one of the areas of degeneration in the disease. The results of elevating amyloid-beta in the dentate gyrus via stereotaxic infusion reveal increases in neuron loss in the dentate gyrus within 1 week, while there is a concomitant increase in cell death and cholinergic neuron loss in the vertical limb of the diagonal band of Broca of the basal forebrain. These effects are observed up to 2 weeks. Our data suggests that the current amyloid-beta infusion model provides an alternative mouse model to address region specific neuron death in a short-term basis. The advantage of this model is that amyloid-beta can be elevated in a spatial and temporal manner.

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

עירוי stereotaxic של Oligomeric עמילואיד-ביתא להיפוקמפוס העכבר

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

שיטת אלקטרו עבור תגובות מתח תאיים הקלטה של<em&gt; תסיסנית</em&gt; קולטני אור ו interneurons יאירו גירויים<em&gt; In vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

ללא הרחקה EEG Radiotelemetry: אפידורל ודיפ תוך-מוחי Stereotaxic EEG אלקטרודה מיקום

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has proven to be an invaluable model organism in helping to tackle this challenge, from inspiring technological approaches,&#160;building the human brain connectome, to actually shedding light on the specific molecular drivers of basic functional patterns. The bulk of the behavioral studies in C. elegans have been performed on solid substrates. In liquid, animals exhibit behavioral patterns that include movement at a range of speeds in 3D, as well as partial body movements, such as a posterior curl without anterior shape change, which introduce new challenges for quantitation. The steps of a simple procedure, and use of a software that enables high-resolution analysis of C. elegans swim behavior, are presented here. The software, named CeleST, uses a specialized computer program that tracks multiple animals simultaneously and provides novel measures of C. elegans locomotion in liquid (swimming). The measures are mostly grounded in animal posture and based on mathematics used in computer vision and pattern recognition, without computational requirements for threshold cut-offs. The software tool can be used to both assess overall swimming prowess in hundreds of animals from combined small batch trials and to reveal novel phenotypes even in well-characterized genetic mutants. The preparation of specimens for analysis with CeleST is simple and low-tech, enabling wide adaptation by the scientific community. Use of the computational approach described here should therefore contribute to the greater understanding of behavior and behavioral circuits in the C. elegans model.

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

An efficient and simple methodology for computer-based analysis of nematode swimming behavior in liquid is described. The method requires little to no investment for C. elegans laboratories. The hardware used is standard, and the computer software for the behavioral analysis (CeleST) is an open source one.

ניתוח אוטומטי של<em&gt; C. elegans</em&gt; התנהגות שח שימוש CeleST תוכנה

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has ...

High-density Electroencephalographic Acquisition in a Rodent Model Using Low-cost and Open-source Resources

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network connectivity, are applicable to an expanding variety of questions in neuroscience. Performing these kinds of analyses in a rodent model requires higher electrode density than traditional screw electrodes can accomplish. While higher-density electroencephalographic montages for rodents exist, they are of limited availability to most researchers, are not robust enough for repeated experiments over an extended period of time, or are limited to use in anesthetized rodents.1-3 A proposed low-cost method for constructing a durable, high-count, transcranial electrode array, consisting of bilaterally implantable headpieces is investigated as a means to perform advanced electroencephalogram analyses in mice or rats.

Procedures for headpiece fabrication and surgical implantation necessary to produce high signal to noise, low-impedance electroencephalographic and electromyographic signals are presented. While the methodology is useful in both rats and mice, this manuscript focuses on the more challenging implementation for the smaller mouse skull. Freely moving mice are only tethered to cables via a common adapter during recording. One version of this electrode system that includes 26 electroencephalographic channels and 4 electromyographic channels is described below.

Instructions for the low-cost construction and surgical implantation of a chronic transcranial high-density electroencephalographic montage into mice are provided. Signal recording, extraction, and processing techniques are also described.

Electroencephalographic רכישה בצפיפות גבוהה במודל מכרסם שימוש בעלות נמוכה ומשאבי קוד פתוח

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

ניתוח stereotaxic מניפולציה גנטית בתאים Striatal של מוח העכבר Neonatal

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, very few have been widely accepted. Here, we propose&#160;a new procedure&#160;adapted from the well-known ex vivo brain slice technique, which offers a closer in vivo-like scenario than in vitro preparations, for investigating the early events triggering cell degeneration, as observed in Alzheimer&#39;s disease (AD). This variation consists of simple and easily reproducible steps, which enable preservation of the anatomical cytoarchitecture of the selected brain region and its local functionality in a physiological milieu. Different anatomical areas can be obtained from the same brain, providing the opportunity to perform multiple experiments with the treatments in question in a site-, dose-, and time-dependent manner. Potential limitations&#160;which could affect the outcomes related to this methodology are related to the conservation of the tissue, i.e., the maintenance of its anatomical integrity during the slicing and incubation steps and the section thickness, which can influence the biochemical and immunohistochemical analysis. This approach can be employed for different purposes, such as exploring molecular mechanisms involved in physiological or pathological conditions, drug screening, or dose-response assays. Finally, this protocol could also reduce the number of animals employed in behavioral studies. The application reported here has been recently described and tested for the first time on ex vivo rat brain slices containing the basal forebrain (BF), which is one of the cerebral regions primarily affected in AD. Specifically, it has been demonstrated that the administration of a toxic peptide derived from the C-terminus of acetylcholinesterase (AChE) could prompt an AD-like profile, triggering, along the antero-posterior axis of the BF, a differential expression of proteins altered in AD, such as the alpha7 nicotinic receptor (&#945;7-nAChR), phosphorylated Tau (p-Tau), and amyloid beta (A&#946;).

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

We present a method which can&#160;provide further insights into the early events underlying neurodegeneration and based on the established ex-vivo brain technique, combining the advantages of in vivo and in vitro experiments. Moreover, it represents a unique opportunity for direct comparison of treated and untreated group in the same anatomical plane.

גישה חלופית ללמוד העיקרי אירועים הקשורים ניוון מוחיים לשעבר Vivo עכברוש המוח בפרוסות

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, ...

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Marmosets (Callithrix jacchus) are small non-human primates that are gaining popularity in biomedical and preclinical research, including the neurosciences. Phylogenetically, these animals are much closer to humans than rodents. They also display complex behaviors, including a wide range of vocalizations and social interactions. Here, an effective stereotaxic neurosurgical procedure for implantation of recording electrode arrays in the common marmoset is described. This protocol also details the pre- and postoperative steps of animal care that are required to successfully perform such a surgery. Finally, this protocol shows an example of local field potential and spike activity recordings in a freely behaving marmoset 1 week after the surgical procedure. Overall, this method provides an opportunity to study the brain function in awake and freely behaving marmosets. The same protocol can be readily used by researchers working with other small primates. In addition, it can be easily modified to allow other studies requiring implants, such as stimulating electrodes, microinjections, implantation of optrodes or guide cannulas, or ablation of discrete tissue regions.

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset Callithrix jacchus

This work presents a protocol to perform a stereotaxic, neurosurgical implantation of&#160;microelectrode arrays in the common marmoset. This method specifically enables electrophysiological recordings in freely behaving animals but can be easily adapted to any other similar neurosurgical intervention in this species (e.g., cannula for drug administration or electrodes for brain stimulation).