Name: measurement of larval activity in the drosophila activity monitor
Uploaded: 2015-04-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 30 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor at JoVE.com

This work was supported by NIH P20GM103643 to I. Meng.

1. הכנת הזחלים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לנתח זחל רצוי להעדפת תנועה או עמדה, לגדול זחלים בתנאים סטנדרטיים לגיל הרצוי לassay 10 באמצעות מזון זבוב סטנדרטי 11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך מסנן רשת על ידי מתיחת ניילון כיתה משי הרשת מעל משפך. אבטח את הרשת בצוואר המשפך עם גומייה. מניחים את המשפך בכוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאסוף זחלים לניתוח, לגרוף מרית מלאה של מזון המכיל זחלי ליקוט מבקבוק התרבות ולשטוף במים ברז RT על מסנן הרשת, איסוף זחלים בודדים ישירות מהרשת עם מכחול 10. </li></ol> 2. הכנת Assay צינורות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להכין לחבר צינורות assay, להרתיח בזהירות ג&#39;ל אגר 4% ויוצקים לתוך צלחת פטרי לעומק של 1.5 סנטימטר. זה יספק התוספת לכל צד של הצינור כאשר חיה מוקפת. פתרון 4% הוא צפוף מספיק כדי למנוע מזחלי עמ &#39;enetrating התקעים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שצינורות נקיים וברור לפני הכניסה של זחל. אם הם לא, זה עלול לחסום תנועות ממוקלטות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להבטיח לי זחלי לחות מספקת לתנועה, להכין בקבוק לחיץ המכיל כמות קטנה של מים חמים. הפוך את הבקבוק, כוון את היציאה לכיוון כיור בזהירות ולסחוט בעדינות כדי לגרש מים מצינור האיסוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את שקע הבקבוק לתוך צינור assay. לסחוט את הבקבוק כדי לספק אדי מים לתוך צינור assay עד שכבה דקה של עיבוי מופיעה על הקיר של הצינור. 1 וידאו מראה זחל נע בצינור עם כמות מתאימה של לחות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאטום את הזחל בצינור, להסיר את הג&#39;ל אגר 1.5 סנטימטרים עובי מצלחת פטרי ומניח על משטח רשת כדי לאפשר זרימת אוויר מתחת לאגרתי כך שתקע אגר יכול להיות מוכנס לתוך הצינור. לחץ קצה אחד של צינור assay לתוך הג&#39;ל פעמיים כדי להכניס שני תקעים של ג&#39;ל לקצה אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם paintbלמהר, למקם את הזחל אחד לתוך הצינור כ 1.5 אינץ &#39;עמוק ולאטום את הצינור על ידי לחיצה על הסוף קרוב הזחל לתוך הג&#39;ל אגר. הלחץ וכתוצאה מכך יאלץ את התקע השני של ג&#39;ל אגר מהקצה השני ולאטום את החיה בתוך הצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צינורות מקום במכשיר MB5 Multi-Beam תסיסנית פעילות הצג (DAM), ולהתאים את עמדות הצינורות כך שבעלי החיים לא יכולים להתקדם מעבר לטווח של החיישנים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להבטיח assay שצינורות לא להחליק מחוץ למסגרת קריאת אינפרא אדום של המכשיר במהלך הובלה, להחזיק את השפופרת במקום על ידי חיזוק טבעת של מרק סביב צינור אחד שבו אנשי קשר במכשיר ההקלטה. </li></ol> פעילות 3. מדידה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שיא פעילות בחממה כדי למנוע קריאות לא מדויקות שעלולות להתרחש כתוצאה מצללים, אורות ניאון או לשינויים בטמפרטורה במעבדה. ראה איור 5 להסדר מוצע של המערכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר חממה עד 20 ° C (ראה איור 1). כדי להימנע מהקלטות שווא בשל הפרעות ממקורות אור הליבון במהלך הקלטה, לכבות את האורות חממת ניאון ולהשתמש במקור אור LED נפרד בעת ההקלטה בחממה. לבצע ניסוי ללא כל בעלי חיים על מנת להבטיח שתנאי התאורה לא aberrantly לעורר חיישנים. לא צריך להיות שום נתונים תנועה נרשמו לאחר בדיקה זו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר זחלים להסתגל לטמפרטורה של 20 מעלות הגדרות C חממה ל5 דקות לפני תחילת assay. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להגדיר את מערכת DAM למרווחי הקלטה רצויה (למשל, 1 דקות), להבטיח תוכנת הקלטת מערכת סכר היא הורידה לארח מחשב 12 ולפתוח את קובץ מערכת DAM לפני החיבור לתא ההקלטה לממשק PSIU. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להגדיר את התדירות הרצויה ההקלטה שבה נתונים יישמרו, בחרו העדפות ולאחר מכן לחץ על מעל או מתחת לאפשרות מרווח הקריאה לבחירת מסגרות זמן שונה שבו נתוניםיאוחסן. לדוגמא, בחר לקרוא פעמים מרווח משניות 1 עד שעה 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבחור פרמטר שונה לנתונים הקלטה, לבחור את העדפות ולאחר מכן בחר את התיבות המתאימות בסוג נתוני פלט (ספירה, מהלכים, עמדות ולהתעכב, ראה טבלה 1). כל פרמטר מספק ניתוח ייחודי של פעילות הזחל בתוך הצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להתחיל בהקלטה, חבר את הצג לאספקת חשמל ממשק היחידה (PSIU) באמצעות כבל טלפון CAB6. חבר את PSIU לשקע חשמל. אור ירוק יציין חיבור מתאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את PSIU באמצעות כבל אפיק טורי אוניברסלי (USB) למקינטוש או Windows PC להקלטת נתונים. פתח את תכנית DAM SystemMB1v6x במחשב כדי להתחיל בהקלטת נתונים באופן אוטומטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר זמן האוסף הרצוי הוא שלם, בחר צא, ולאחר מכן צא עכשיו על מסך פעילות DAM; הנתונים לאחר מכן ניתן יהיו נשמרים באופן אוטומטי תחת מערכת נתונים DAM. קח קובץ נתונים זה (למשל, לעקוב אחר 1) וגרור<html> לתוך תיקייה נפרדת. זה יהיה לאחסן את הנתונים הגולמיים מהתוכנה DAM, כך שהם יכולים מאוחר יותר להיות מעובד. </li></ol> 4. הכנת נתונים לעיבוד (DAM FileScan) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לעבד את המידע הגולמי לפורמט מובן לפתוח את יישום DAM FileScan ובחר תיקיית נתוני קלט בחר. לאחר מכן בחר את תיקיית הנתונים ואת הקובץ הרצוי, ובחר את אפשרות הסריקה. לבסוף בחר באורך בן לתקופה הקריאה הרצויה. זה יהיה לארגן את המידע הגולמי לפרמטרים שנקבעו על ידי המפעיל והתכנית תדווח את הנתונים שנאספו בטווח מסוים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר את סוג נתוני תפוקה לנתח את הגדרת התנועה הרצויה (ספירות צג, מהלכים, תשכנו). בתפריט קריאה נוספת, סכום בחר לפח (זה אם אורך בן גדול ממרווח קריאת המערכת שנבחר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שם הקובץ כראוי ולשמור. הקובץ יישמר באותו המיקום כמו התיקייה מצעד 3.9. </li></ol>_כותרת &quot;&gt; 5. גישה לנתונים לניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לאסוף מהלכים ממוצע, תהליך הנתונים הגולמיים המופקים מצעד 4. כדי ליצור טבלה בתוכנת גיליונות אלקטרוניים, לפתוח את הקובץ שנשמר בעבר (שלב 4.3), וכאשר חלון אשף יבוא הטקסט מופיע, גימור בחר לפתוח קבצי נתונים בפורמט גיליון אלקטרוני. הערה: בהתאם לסוג הנתונים מנותח, הגיליון האלקטרוני יהיה לקרוא בצורה שונה. בדרך כלל למדידת מהלכי צג או ספירה, תקופת המחקר הזמן תירשם מספרית, בזמן שכל צינור קריאה בודד יקבל מכתב מיועד. בעת הצגת הנתונים בגיליון האלקטרוני, עמודות KZ מייצגות את החריצים לצינורות assay 1-16 בהתאמה. השורות מייצגות את נקודות נתונים שנאספו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדוגמא, אם מהלכים נאספו במשך 20 דקות במרווחי 1 דקות, בממוצע 20 השורות לחישוב מספר ממוצע של מהלכים / דקות ומדידות אחרות. </li></ol>

<ol>
	<li>Tracey, W. D., Wilson, R. I., Laurent, G., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=painless,+a+Drosophila.gene+essential+for+nociception.">painless, a Drosophila.gene essential for nociception.</a> Cell. 113, 261-273 (2003).</li><li>Ainsley, J. A., Kim, M. J., Wegman, L. J., Pettus, J. M., Johnson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensory+mechanisms+controlling+the+timing+of+larval+developmental+and+behavioral+transitions+require+the+Drosophila.DEG/ENaC+subunit.">Sensory mechanisms controlling the timing of larval developmental and behavioral transitions require the Drosophila.DEG/ENaC subunit.</a> Pickpocket1. Dev. Biol. 322 (1), 46-55 (2008).</li><li>Pandey, U. B., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+disease+models+in+Drosophila.+melanogaster.and+the+role+of+the+fly+in+therapeutic+drug+discovery.">Human disease models in Drosophila. melanogaster.and the role of the fly in therapeutic drug discovery.</a> Pharmacol. Rev. 63 (2), 411-436 (2011).</li><li>Cattaert, D., Birman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blockade+of+the+central+generator+of+locomotor+rhythm+by+noncompetitive+NMDA+receptor+antagonists+in+Drosophila.larvae.">Blockade of the central generator of locomotor rhythm by noncompetitive NMDA receptor antagonists in Drosophila.larvae.</a> J. Neurobiol. 48 (1), 58-73 (2001).</li><li>Caldwell, J. C., Miller, M. M., Wing, S., Soll, D. R., Eberl, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+analysis+of+larval+locomotion+in+Drosophila.+hordotonal+organ+mutants.">Dynamic analysis of larval locomotion in Drosophila. hordotonal organ mutants.</a> PNAS. 100 (26), 16053-16058 (2003).</li><li>Nichols, C. D., Bechnel, J., Pandey, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+to+assay+Drosophila+behavior.">Methods to assay Drosophila behavior.</a> J. Vis. Exp. (61), (2012).</li><li>Godoy-Herrera, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+genetics+of+digging+behavior+in+Drosophila.+arvae.">The development and genetics of digging behavior in Drosophila. arvae.</a> Heredity. 56, 33-41 (1986).</li><li>Sinadinos, C., Cowan, C. M., Wyttenbach, A., Mudher, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+throughput+assays+of+locomotor+dysfunction+in+Drosophila.+larvae.">Increased throughput assays of locomotor dysfunction in Drosophila. larvae.</a> Journal of Neuroscience Methods. 203 (2), 325-334 (2012).</li><li>Homyk, T., Sheppard, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+mutants+of+Drosophila+melanogaster.+I.+Isolation+and+mapping+of+mutations+which+decrease+flight+ability.">Behavioral mutants of Drosophila melanogaster. I. Isolation and mapping of mutations which decrease flight ability.</a> Genetics. 87 (1), 95-104 (1977).</li><li>Chattopadhyay, A., Gilstrap, A. V., Galko, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+and+global+methods+of+assessing+thermal+nociception+in+Drosophila.+larvae.">Local and global methods of assessing thermal nociception in Drosophila. larvae.</a> J. Vis. Exp. (63), e3837 (2012).</li><li>Model Organisms I: yeast, Drosophila and C. elegans. Science Education Database Available from: <a target="_blank" href="https://www.jove.com/science-education-database/3/essentials-of-biology-1-yeast-drosophila-and-c-elegans">https://www.jove.com/science-education-database/3/essentials-of-biology-1-yeast-drosophila-and-c-elegans</a> (2015)</li><li>Woods, J. K., Kowalski, S., Rogina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+the+spontaneous+locomotor+activity+in+Drosophila+melanogaster.">Determination of the spontaneous locomotor activity in Drosophila melanogaster.</a> J. Vis. Exp. (86), e51449 (2014).</li><li>Troncoso, B., Godoy-Herrera, R., Waldo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+larval+movement+patterns+in+Drosophila).">The development of larval movement patterns in Drosophila).</a> Heredity. 58 (1), 321-329 (1987).</li><li>Helfrich, C., Engelmann, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+rhythm+of+the+locomotor+activity+in+Drosophila.+melanogaster.and+its+mutants+&#8216;sine+oculis&#8217;+and+&#8216;small+optic+lobes.">Circadian rhythm of the locomotor activity in Drosophila. melanogaster.and its mutants &#8216;sine oculis&#8217; and &#8216;small optic lobes.</a> Physiological Entomology. 8 (3), 257-272 (1983).</li><li>Johnson, A. W., Carder, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila,+ociceptors+mediate+larval+aversion+to+dry+surface+environments+utilizing+both+the+painless+TRP+channel+and+the+DEG/ENaC+subunit,+PPK1.">Drosophila, ociceptors mediate larval aversion to dry surface environments utilizing both the painless TRP channel and the DEG/ENaC subunit, PPK1.</a> PLoS ONE. 7 (3), (2012).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

פעילות של זחלים תסיסנית מושפעת על ידי מגוון של גורמים, כולל גנוטיפ 8, גיל 13 וסביבת טמפרטורה 2. למרות ששיטות videographic חזקות מסוגלים ניתוח מפורט ביותר שפותחו על ידי אלה שלומדים תנועה 5, זה ברמה של פרט עשויה להיות מיותרת למי שרוצה לקבוע פרמטרים בסיסיים של פעילות. השיטה המתוארת כאן מעסיקה מכשיר שזמין במעבדות רבות, קל לתפעול, מייצרת תוצאות מאוד לשחזור, וניתן לשליטה גם למי שעיקר מחקר מתמקד לא תנועה. תוצאות הדוגמא להוכיח כי assay זה יכול לשמש כדי לזהות שינויים משמעותיים בתנועתיות בזחלים נתון לטמפרטורות שונות (איור 1) ושל גנוטיפים שונים (איור 2). כאשר זחלים נמדדו בטמפרטורות הנעות בין 5 ° C - 35 ° C, שלהםפעילות מוגברת עם טמפרטורה, למעט הפסקה במגמה בין 20 ° C ו 25 ° C (איור 1). הוכח על ידי איינסלי ועמיתים לעבודה שזחלים שלישיים מוקדמים ליקוט instar מעדיפים טמפרטורות בתוך +/- 2 מעלות צלזיוס בטמפרטורה של 25 מעלות צלזיוס התרבות הטיפוסית. עם זאת, כאשר זחלים להיכנס נדודי אמצע שלב שלישי instar הם מעדיפים טמפרטורות קרירים מעט 2. ממצא זה עולה בקנה אחד עם התצפית שהפעילות של תנועה לזחלים שלישיים instar-גדולה ב 20 מעלות צלזיוס מ -25 מעלות צלזיוס, מה שמרמז שחלק מסוים של בעלי החיים assayed היה בשלב הנדודים ויותר פעיל בטמפרטורות קרירה, ופחות מכך ב טמפרטורת התרבות הנורמלית של 25 מעלות צלזיוס. שיטה זו מציעה פשטות, אובייקטיביות ותפוקה חזקה, אבל יש מגבלות. היישומים שתוארו לעיל מייצגים מבחני המתרחשים על פני פרק זמן קצר יחסית, בין שאר משום שההגדרה הנוכחית יחסי הציבור לאזחלי ovide עם מקור מזון. הבטחת תזונה הולמת תהיה צורך ללמוד את השינויים בפעילות לאורך תקופות ממושכות של זמן או למדוד קצב היממה בטווח הארוך יותר. התקעים אגר 4% עלולים להגביל חילוף גזים בין התא והסביבה החיצונית, שעלול לגרום לזחלים חווים תנאי חוסר חמצן. עם זאת זו אינה מופיעה כדי להשפיע על פעילות בתוך תקופה assay 20 דקות, משום שכאשר מהלכים לדקה של זחלים ממוצע בכל דקה של התקופה נותחו, זחלים לא מופיעים לא להציג כל שינוי בפעילות בהשוואה לתקופה ההקלטה (איור 4) . בגלל עמדת תקליטי מכשיר ברציפות שהוא מייצג שיפור בלכידת תנועה יותר בהשוואה לשיטות אוטומטיות שאינן מצוטטות, עם זאת כמה תנועה עושה לברוח זיהוי. מאוד תנועות קטנות של בעלי חיים לא יכולות לעורר תגובה ממכשיר זה, וזחלים יכולים לנוע בצורה היקפית באינפרא אחדקרן אדומה בלי לשבור קורות שכנות, וכתוצאה מכך בקריאה מדויקת נמוכה. עם זאת, מאז זה סוג של שגיאה שניתן היה לצפות שיתרחש בכל קבוצות הטיפול, אין זה סביר לגרום לתוצאות מטעות. למרות זחלי instar שלישיים הם המוקד העיקרי של ניתוח זה, המכשיר מסוגל למדוד את התנועה של זחלי instar הראשון והשני הרבה יותר קטנים, כמו גם (איור 3). כצפוי, מספר המהלכים שנרשמו לדקה בבעלי החיים הצעירים הוא נמוך מזה של בעלי החיים instar שלישיים הגדולים יותר. למרות המגוון הרחב של שימושים למכשיר זה טרם הוכיח, יש מגוון של עיבודים אחרים שיכולים לגוון את השימושים של מנגנון זה למחקרים שכלל זחלים. לדוגמא, המכשיר מאפשר מדידה &quot;להתעכב&quot;, המייצג את הזמן שבילה באזור שנקבע של הצינור. זה עשוי לספק מידע רב ערך כאשר הועסק בדרוזופילה השונות זחל מוניותssays. על ידי הצבת המכשיר על צידו כך שהצינורות הם בכיוון אנכי במקום אופקי, אפשר למדוד geotaxis זחל. כדי למדוד Phototaxis, שיפוע קל יכול להיות שהוקם בצינורות, בודק אם יש לי זחלי העדפה לאור או היעדרה. ללמוד chemotaxis, כימי בדיקה יכולה להיות ממוקם באחד מהתקעים אגר ואת המיקום של הזחלים אולי אז יגלו לקבוע העדפתם לאו הימנעות מכימית. מערכת הצג מאפשרת הניתוח של פרמטרים שונים בתנועה, מסוכמים בטבלה 1. על ידי בחירה כל הפרמטרים במהלך ההתקנה מראש assay (ראה שלב 3.6), הנסיין יכול לבחור איזה פרמטר לנתח לאחר assay. עם זאת, אם כל הגדרה לא נבחרה, נתונים שלא יהיו זמינים לניתוח שלאחר הוק. יש לציין שלאחר כל פרק זמן מסוים, נתונים קפואים בספירה נוכחית ונשמרו במחשב המארח. איסוף הנתונים ולאחר מכן מאפס לאפס לאחר תקופה זו ומתחילה שוב, מתן סדרה של נקודות נתונים מרווח זמן. יש להפסיק באופן ידני כדי לסיים את ההקלטה נתונים. מחקרים עתידיים הכרוכים בשיטה זו יתמקדו בשימוש בפרמטר להתעכב והיישומים השונים שלה. כמו כן ייתכן שניתן לפתח פרוטוקול שיאפשר ללימודים להתרחש על פני תקופה ארוכה של זמן, כגון מחקרי היממה, על ידי מתן מזון והחלפת אטמים אגר לחומר גז חדיר יותר 14. רמות הלחות היו צריכים להיות בשליטה, כמו גם, כתנאים יבשים לעכב תנועה 15. נכון לעכשיו, פרוטוקול זה מספק שיטה מדויקת, פשוט, יעיל וחסכונית כדי להעריך פרמטרים בסיסיים של פעילות זחל תחת מגוון רחב של תנאי ניסוי.

The use of Drosophila as a genetic tool has transformed scientific knowledge of biological systems. Drosophila larvae have been used in a variety of studies including nociception1, development2 and as a model for the study of human disease genes3. Drosophila activity encompasses a range of behaviors that vary under different conditions including temperatures2, exposure to drugs4 and amongst different genotypes. Yet, despite the significant use of the larva as a model organism, a simple, standardized method to analyze larval activity has not been available. Presently, many larval locomotion studies employ sophisticated video analysis software5. While powerful, the complexity of such automated tools may discourage labs that are not already equipped to study locomotion from including analysis of informative activity parameters in their studies. In other current non-automated methods, such as the grid crawling analysis, motion is scored by a human observer, which introduces the possibility of subjectivity and limits throughput to one animal at a time6-7. A similar study used a 5-lane crawling assay, which measured the time it took larvae to travel a certain linear distance8. In such non-automated assays, displacement is measured but this does not account for non-linear travel between the start and end points. As discussed below, the method described here accounts for more of the actual larval movement, is objective, easy to operate, and offers robust throughput.
To easily study larval activity behavior without the compromise of accuracy, efficiency, or cost, this method employs the TriKinetics Drosophila Activity Monitor (DAM), a device often used to study adult activity. Using one device to study both adult and larval activity is cost-effective, and allows direct comparison of motion by animals at these two life stages. The system, featuring the manufacturer&#8217;s highest level of resolution, makes use of 17 infrared detection beams per assay tube, which record larval activity when sensor beams are broken within the 16 individual tubes. The system then automatically saves recorded information to a computer, making it available for manipulation with basic graphing software. The data obtained represents the beams that were broken by individual larvae (which can be converted into a rate), movement when a larva stays within a detector beam and the position of the animals within the assay chambers during a recording period (allowing one to calculate position preference). The system is efficient and relatively simple to operate, and brings highly reproducible basic activity analysis within the reach of any laboratory studying Drosophila larvae.
To demonstrate the power of this assay, data are presented that show its use to verify differences in activity resulting from varying ambient temperatures, as well as through the comparison of a mutant previously described as hypoactive (iav1)9 with a widely analyzed control (w1118).

<table><tbody><tr><td>Drosophila Activity Monitor, Multibeam, 16 tubes, including wires</td><td>TriKinetics Inc.&amp;nbsp;</td><td>MB5</td><td></td></tr><tr><td>Power Supply Interface for Activity Monitor&amp;nbsp;</td><td>TriKinetics Inc.&amp;nbsp;</td><td>PSIU24</td><td></td></tr><tr><td>Glass 80 x 5 mm tubes for Activity Monitor (100)</td><td>TriKinetics Inc.&amp;nbsp;</td><td>PGT 5x80</td><td></td></tr><tr><td>DAMsystemMB1v6x Data Acquisitions Software for Macintonsh OSX (Intel)</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.trikinetics.com/&quot;&gt;www.trikinetics.com&lt;/a&gt;</td><td></td><td>free download</td></tr><tr><td>DAMFileScan 108x software for Macintosh</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.trikinetics.com/&quot;&gt;www.trikinetics.com&lt;/a&gt;</td><td></td><td>free download</td></tr><tr><td>USB software (PSIUdrivers.zip).</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.trikinetics.com/&quot;&gt;www.trikinetics.com&lt;/a&gt;</td><td></td><td>free download</td></tr><tr><td>DAMSystem Notes 308</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.trikinetics.com/&quot;&gt;www.trikinetics.com&lt;/a&gt;</td><td></td><td>free download</td></tr><tr><td>Zeiss Stemi 2000C- Stereo Microscope</td><td>Spectra Services</td><td>SP-STEMI2000C-BS</td><td></td></tr><tr><td>Carbon Dioxide</td><td>Maine Oxy</td><td></td><td>anaesthesia</td></tr><tr><td>Fly Pad</td><td>Genesee</td><td>59-114</td><td>surface for sorting anaesthetized flies</td></tr><tr><td>Small paint brush&amp;nbsp;</td><td>Winsor &amp;amp; Newton</td><td>#2 ROUND</td><td>or similar, used for sorting anaesthetized flies</td></tr><tr><td>Silk Screen Printing Mesh (160)</td><td>msj-gallery.com</td><td>SM160W63-3YD</td><td>pore sized used in this protocol was ~ 0.1 mm</td></tr><tr><td>Tegosept</td><td>Genesee</td><td>20-258</td><td>preservative</td></tr><tr><td>Ethanol (190proof)</td><td>Pharmco</td><td>111000190</td><td>used to dissolve Tegosept</td></tr><tr><td>6 oz Square Bottom Bottle (PP)</td><td>Genesee</td><td>32-130</td><td></td></tr><tr><td>&quot;Flugs&quot; for Plastic Fly bottles</td><td>Genesee</td><td>49-100</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila Vials, Wide (PS)</td><td>Genesee</td><td>32-117</td><td></td></tr><tr><td>Flugs for wide plastic vials</td><td>Genesee</td><td>49-101</td><td></td></tr><tr><td>Yellow Degerminated Corn Meal</td><td>Gold Medal</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Drosophila agar</td><td>LabScientific</td><td>FLY 8020</td><td></td></tr><tr><td>Baker&#039;s Yeast - Red Star</td><td>King Arthur Flour</td><td>1270</td><td></td></tr><tr><td>Granulated Sugar - Extra Fine</td><td>Domino</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

measurement of larval activity in the drosophila activity monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This protocol repurposes an instrument often used to measure adult activity, the TriKinetics Drosophila activity monitor (MB5 Multi-Beam Activity Monitor) to study larval activity. The instrument can monitor the movements of animals in 16 individual 8 cm glass assay tubes, using 17 infrared detection beams per tube. Logging software automatically saves data to a computer, recording parameters such as number of moves, times sensors were triggered, and animals&#8217; positions within the tubes. The data can then be analyzed to represent overall locomotion and/or position preference as well as other measurements. All data are easily accessible and compatible with basic graphing and data manipulation software. This protocol will discuss how to use the apparatus, how to operate the software and how to run a larval activity assay from start to finish.

איור 1 מציג את התוצאות ממחקר תגובת טמפרטורה של זחלי instar השלישי שליטה, w 1,118, שימוש במכשיר הניטור כדי לזהות הבדלים בתנועת זחל בשבע טמפרטורות שונות. הזחלים נשטפו והניחו למכשיר פעילות DAM כפי שתוארו לעיל, והניחו בחממה להגדיר לטמפרטורה הרצויה. המנגנון היה אז מותר להסתגל לסביבה במשך 5 דקות לפני ההקלטה החלה. כל זחל נותח בנפרד עבור תנועה על פני תקופה של 20 דקות והמספר הממוצע של מהלכים לדקה חושב לכל בעל חיים וממוצע לכל קבוצה של 32 בעלי חיים. הנתונים נותחו וגרף באמצעות תוכנת גיליונות אלקטרוניים. זחלים הציגו פעילות להגדיל באופן משמעותי כטמפרטורה עלתה בהתאם 5-35 מעלות צלזיוס במרווחים של 5 מעלות, למעט הפסקה במגמה זו בטמפרטורה של 20 מעלות צלזיוס ו -25 מעלות צלזיוס. כדי לוודא שcou הבדליםLD להתגלות בין שליטה ומוטציה שתוארה בעבר כhypoactive, זחלים לא פעילים (iav 1) נבדקו. הנתונים נותחו כמהלכים / דקות לכל 32 בעלי החיים וממוצע היה אז מחושב. כפי שניתן לראות באיור 2, הניתוח מצביע על כך שזחלים לא פעילים היו באופן משמעותי פחות מאשר נייד שליטה. בזמן שהם קטנים בהרבה מזחלי instar שלישיים, פעילות של זחלי instar הראשונים והשני הייתה גם למדידה, כפי שמוצג באיור 3. הפעילות של זחלי instar שלישיים בכל דקה של assay 20 דקות הוצגה להישאר עקבי יחסית לאורך כל התקופה ( איור 4). <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig1.jpg" /> איור 1. w 1,118 תנועת זחל נרשם בטמפרטורות הנעות בין 5 ° C -. 35 מעלות צלזיוס EAC<html> טור h מייצג את התנועה הממוצעת של 32 בעלי חיים instar שלישיים עם מהלכים בודדים לדקה בממוצע בקרב הקבוצה. * כל הממוצעים שונים באופן משמעותי מזה חוץ 10 מעלות צלזיוס ו -15 מעלות צלזיוס (p = .116) (אותיות שונות מצביעים על הבדל משמעותי, מבחן t סטודנטים). <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig2.jpg" /> זחלי איור 2. instar השלישי שליטה בהשוואה לזחלים לא פעילים (iav 1) בתערוכת זחלים 20 מעלות צלזיוס. iav 1 פחות באופן משמעותי בהשוואה לניידות שליטה. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig3.jpg" /> איור 3. מדידה של פעילות של זחלי instar הראשונים, שני והשלישי על מרווח הקלטה 20 דקות ב 20 מעלות צלזיוס. N = 32 עבור כל שלב זחל. לשמור-together.within עמודים = &quot;תמיד&quot;&gt;: <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig4.jpg" /> איור 4. היסטוגרמה מוצגות מספר ממוצע של מהלכים המתרחשים בכל דקה של הפסקת הקלטת 20 דקות. 32 זחלי instar שלישיים היו assayed ב 20 ° C. הקו האדום מייצג את מספר המהלכים לדקה בממוצע למרווח של 20 דקות השלם. <img alt="איור 5" src="/files/ftp_upload/52684/52684fig5.jpg" /> תרשים איור 5. הממחיש את הגדרת תסיסנית פעילות הצג והקישוריות שלה ליחידת ממשק PSIU ומחשב שולחני. בתוך החממה מתואר, אך במהלך הקלטת החממה היא לסגור. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style=";text-align:right;direction:rtl"><colgroup><col span="2" /></colgroup><tbody><tr><td> תיאור </td><td> פרמטר </td></tr><tr><td> הנתונים רשומות בכל פעםזחל עובר קרן, וספירה נוספת נרשמת אם מהלכי הזחל בעוד בקרן אחת. </td><td> ספירה </td></tr><tr><td> הנתונים רשומות רק כאשר זבוב ממקם מחדש בין קורות נפרדות, זה לא להקליט תנועה בתוך קרן. </td><td> מהלכים </td></tr><tr><td> רושם את עמדת בעלי החיים בכל שנייה על מרווח הקלטה. נתונים אלה מגלים העדפת מיקום כפונקציה של הזמן בילה בכל חיישן במהלך assay. </td><td> לָשֶׁבֶת </td></tr><tr><td> הגדרה זו מנתחת את העמדה הכללית של החיה בתוך הצינור, המציין שחיישן בעלי החיים מפעילה בתנועה. </td><td> עמדה </td></tr><tr><td> הגדרה זו קובעת את התדירות שבה נתונים שנאספו במהלך מסגרת זמן שנקבע נשמרים במחשב שולחני. </td><td> מרווח הקלטה </td></tr></tbody></table> תיאור טבלה 1. measuפרמטרים rement (ספירות, מהלכים, להתעכב ופוזיציות). <img alt="וידאו 1" src="/files/ftp_upload/52684/52684vid1.jpg" /> וידאו צינור assay מערכת 1. DAM לפני הכניסה למכשיר הפעלה. הלחות מסופקת על ידי עיבוי מנשימה. רמה זו היא מספיק כדי לשמור על תנועת זחל לאורך כל תקופת המחקר מבלי לגרום לבעלי החיים לצוף או לשחות. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52684/McParlandlarvamovinginmoistassaytube.mov" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בסרטון זה.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor at JoVE.com

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

מדידה של הזחל פעילות ב<em&gt; דרוזופילה</em&gt; צג פעילות

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This ...

measurement-of-larval-activity-in-the-drosophila-activity-monitor

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

9.3K Views.  University of New England. This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

Video: Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Assaying פעילות של תנועה כדי ללמוד בקצב היממה ושינה פרמטרים תסיסנית</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Neuroscience

Measuring Exercise Levels in Drosophila melanogaster Using the Rotating Exercise Quantification System (REQS)

Drosophila melanogaster is a new model organism for studies in exercise biology. To date, two main exercise systems, the Power Tower and the Treadwheel have been described. However, a method to measure the amount of additional animal activity induced through the exercise treatment has been lacking. The Rotating Exercise Quantification System (REQS) fills this need, providing a measure of animal activity for animals experiencing rotational exercise. This protocol details how to use the REQS to assess animal activity during rotational exercise and illustrates the type of data that can be generated. Here, we demonstrate how the REQS is used to measure sex- and strain-specific differences in exercise induced activity. The REQS can also be used to evaluate the impact of various other experimental parameters such as age, diet, or population size on exercise induced activity. In addition, it can be used to compare the efficacy of different exercise training protocols. Importantly, it provides an opportunity to standardize exercise treatments between strains, allowing the researcher to achieve equal amounts of activity between groups if needed. Thus, the REQS is a notable new resource for exercise biologists working with the Drosophila model system and complements existing exercise systems.

Measuring Exercise Levels in Drosophila melanogaster Using the Rotating Exercise Quantification System REQS

The Rotating Exercise Quantification System (REQS) can induce exercise in Drosophila melanogaster through rotation while simultaneously measuring the amount of activity performed by the animals. Here, we present a point-by-point protocol detailing how to measure activity levels of animals experiencing rotational exercise treatments using the REQS.

מדידת רמות פעילות גופנית ב- דרוזופילה melanogaster באמצעות מערכת כימות בתרגיל סיבוב (REQS)

Drosophila melanogaster is a new model organism for studies in exercise biology. To date, two main exercise systems, the Power Tower and the Treadwheel ...

Genetics

A Computational Method to Quantify Fly Circadian Activity

In most animals and plants, circadian clocks orchestrate behavioral and molecular processes and synchronize them to the daily light-dark cycle. Fundamental mechanisms that underlie this temporal control are widely studied using the fruit fly Drosophila melanogaster as a model organism. In flies, the clock is typically studied by analyzing multiday locomotor recording. Such a recording shows a complex bimodal pattern with two peaks of activity: a morning peak that happens around dawn, and an evening peak that happens around dusk. These two peaks together form a waveform that is very different from sinusoidal oscillations observed in clock genes, suggesting that mechanisms in addition to the clock have profound effects in producing the observed patterns in behavioral data. Here we provide instructions on using a recently developed computational method that mathematically describes temporal patterns in fly activity. The method fits activity data with a model waveform that consists of four exponential terms and nine independent parameters that fully describe the shape and size of the morning and evening peaks of activity. The extracted parameters can help elucidate the kinetic mechanisms of substrates that underlie the commonly observed bimodal activity patterns in fly locomotor rhythms.

A method to quantify the main temporal features seen in fly circadian locomotor rhythms is presented. The quantification is achieved by fitting fly activity with a multi-parametric model waveform. The model parameters describe the shape and size of the morning and evening peaks of daily activity.

שיטה חישובית לכמת פעילות היממה לעוף

In most animals and plants, circadian clocks orchestrate behavioral and molecular processes and synchronize them to the daily light-dark cycle. ...

Behavior

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

A complex interaction between the immune response and host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in particular, is known to occur as a response to infection in mammals 1 and has also recently been described in Drosophila melanogaster2. It is generally accepted that sleep is beneficial to the host during an infection and that it is important for the maintenance of a robust immune system3,4. However, experimental evidence that supports this hypothesis is limited4, and the function of excess sleep during an immune response remains unclear. We have used a multidisciplinary approach to address this complex problem, and have conducted studies in the simple genetic model system, the fruitfly Drosophila melanogaster. We use a standard assay for measuring locomotor behavior and sleep in flies, and demonstrate how this assay is used to measure behavior in flies infected with a pathogenic strain of bacteria. This assay is also useful for monitoring the duration of survival in individual flies during an infection. Additional measures of immune function include the ability of flies to clear an infection and the activation of NF&kappa;B, a key transcription factor that is central to the innate immune response in Drosophila. Both survival outcome and bacterial clearance during infection together are indicators of resistance and tolerance to infection. Resistance refers to the ability of flies to clear an infection, while tolerance is defined as the ability of the host to limit damage from an infection and thereby survive despite high levels of pathogen within the system5. Real-time monitoring of NF&kappa;B activity during infection provides insight into a molecular mechanism of survival during infection. The use of Drosophila in these straightforward assays facilitates the genetic and molecular analyses of sleep and the immune response and how these two complex systems are reciprocally influenced.

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

To understand a link between the immune response and behavior, we describe a method to measure locomotor behavior in Drosophila during bacterial infection as well as the ability of flies to mount an immune response by monitoring survival, bacterial load, and real-time activity of a key regulator of innate immunity, NF&kappa;B.

מדידת כמותית של התגובה החיסונית ובשינה<em&gt; דרוזופילה</em

A complex interaction between the immune response and  host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in  particular, is known ...

Immunology and Infection

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

וידאו ברזולוציה גבוהה של מעקב אחר תנועה של מבוגרים תסיסנית melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

קביעת הפעילות של תנועה הספונטנית ב<em&gt; Melanogaster דרוזופילה</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While these systems can provide a wealth of behavioral information, the cost and complexity of these systems can be prohibitive for many labs. We have developed a low-cost assay for measuring locomotive behavior and seizure movement in D. melanogaster. The system uses a web-cam to capture images that can be processed using a combination of inexpensive and free software to track the distance moved, the average velocity of movement and the duration of movement during a specified time-span. To demonstrate the utility of this system, we examined a group of D. melanogaster mutants, the Bang-sensitive (BS) paralytics, which are 3-10 times more susceptible to seizure-like activity (SLA) than wild type flies. Using this novel system, we were able to detect that the BS mutant bang senseless (bss) exhibits lower levels of exploratory locomotion in a novel environment than wild type flies. In addition, the system was used to identify that the drug metformin, which is commonly used to treat type II diabetes, reduces the intensity of SLA in the BS mutants.

A Low-cost Method for Analyzing Seizure-like Activity and Movement in Drosophila

Using a webcam and a combination of free and inexpensive software programs, locomotive patterns in Drosophila melanogaster can be analyzed to detect differences in the speed, distance, and time of various motor activities.

שיטה בעלות נמוכה לניתוח כמו פעילות תפיסה ותנועה ב<em&gt; דרוזופילה</em

Video tracking systems have been used widely to analyze Drosophila melanogaster movement and detect various abnormalities in locomotive behavior. While ...

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

טכניקה פשוטה להערכת פעילות לוקומוטורית בדרוזופילה

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and ...

<meta charset="utf8"></head><body>מדידת סבילות לחום בתפוקה גבוהה בדרוזופילה באמצעות מערכות DAM2

Heat Tolerance Assays Using the Drosophila Activity Monitor System: A Guide to an Executable Application for Data Analysis

The study of heat tolerance in&#8239;Drosophila melanogaster has been of particular interest to researchers for decades, with a common approach to assessing heat tolerance being to monitor the time to knockdown (TKD) after exposure to an elevated temperature. Classically, flies are housed in individual vials and placed inside a heated water bath. TKD is then monitored manually by researchers. While very well-established, there remain problems of subjectivity and consistent application of a tangible definition of cessation of all movement, including muscular spasms, when implementing these manual assays. We have developed a high-throughput method for automating heat tolerance assays using the TriKinetics Drosophila Activity Monitors (DAM2). To accompany the DAM2 system, we have written a program and created an easy-use executable to automatically read the last time of movement from the activity data generated. This script then writes to a .csv file the time to heat paralysis (TKD) for each fly. Our data show that this automated DAM2 method is consistent and reliable. Meanwhile, activity profiles created from the activity count data are of interest. These activity profiles can be compiled and have the potential to expand heat tolerance assays to include the relatively unstudied behavioral components of heat tolerance. This protocol will describe in detail how to use the DAM2 system and the HoTDAM! software to estimate heat tolerance in D. melanogaster.

<meta charset="utf8"></head><body>בדיקות עמידות לחום באמצעות מערכת ניטור פעילות דרוזופילה : מדריך ליישום הפעלה לניתוח נתונים

This report describes a method for measuring adult Drosophila melanogaster time to knockdown using a Drosophila Activity Monitor (DAM2) in response to an air conduction heat stressor within an incubator chamber. The DAM2 measures activity by recording individual fly movements as they cross an infrared beam. Data analysis is facilitated by a novel executable file created by the authors.

מדידה של הזחל פעילות ב

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Assaying פעילות של תנועה כדי ללמוד בקצב היממה ושינה פרמטרים תסיסנית

מדידת רמות פעילות גופנית ב- דרוזופילה melanogaster באמצעות מערכת כימות בתרגיל סיבוב (REQS)

שיטה חישובית לכמת פעילות היממה לעוף

מדידת כמותית של התגובה החיסונית ובשינה

וידאו ברזולוציה גבוהה של מעקב אחר תנועה של מבוגרים תסיסנית melanogaster

קביעת הפעילות של תנועה הספונטנית ב

שיטה בעלות נמוכה לניתוח כמו פעילות תפיסה ותנועה ב

טכניקה פשוטה להערכת פעילות לוקומוטורית בדרוזופילה

בדיקות עמידות לחום באמצעות מערכת ניטור פעילות דרוזופילה : מדריך ליישום הפעלה לניתוח נתונים

בדיקות עמידות לחום באמצעות מערכת ניטור פעילות דרוזופילה : מדריך ליישום הפעלה לניתוח נתונים