אנו מודים מנפרד Heckmann לדיונים מועילים בזמן הקמתה של השיטה. יתר על כן, אנו מודים קלאודיה זומר לקבלת סיוע טכני ופרנק שוברט לתמיכה בהפקת הווידאו. העבודה נתמכה על ידי המשרד הפדרלי לחינוך ולמחקר (BMBF), גרמניה, FKZ: 01EO1002 והמרכז הבינתחומי למחקר קליני (IZKF) של Jena בית החולים האוניברסיטאי.

כל הליכי הניסוי שהוזכרו בפרוטוקול הבא אושרו על ידי רשויות מדינת תורינגיה (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12). 1. הכנות לניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ייצור של אלקטרודות היניקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך micropipette באמצעות זכוכית נימים ורוסיליקט רגילה עם חולץ micropipette, למשל האלקטרודה תיקון סטנדרטית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בלם האלקטרודה לטיפ בקוטר של 0.5-1 מ&quot;מ (מעט גדול יותר בקוטר של השורשים הגבי) באמצעות קובץ יהלומים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פולני חום הקצה, כך שהוא לא יפגע בשורש הגבי כאשר הוא נשאב פנימה לפיד מעבדה סטנדרטי יהיה מתאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר נימה הזכוכית על בעל אלקטרודה מחובר למזרק שבאמצעותו ניתן ליישם בלחץ שלילי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנה של פתרונות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 2% מערבבים 0.75 מיליליטר קטמין 10%, 0.24 מיליליטר xylazine: הרדמה בהזרקה לעכבריםnd 5 מיליליטר תמיסת מלח 0.9%. משקל גוף 10 μl / g (BW) של הפתרון להיות מוזרק intraperitoneally (IP). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נוזל השדרתי מלאכותי (aCSF): מדולל במים מזוקקים פעמיים מלחים הבאים (במ&quot;מ): NaCl 134; KCl 3; KH 2 PO 4 1.25; MgSO 4 • H 2 O 2; NaHCO 3 25; CaCl 2 2; D- גלוקוז 10. הוספת H 2 O 2 לריכוז סופי של 0.003%. השתמש פתרון תמיד מוכן טרי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנה של הגדרת ההקלטה (איור 2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חברו את המגבר לממשק מחשב להפיכת קובץ לדיגיטלי נתונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בתכנית מבוססת מחשב או טיימר אנלוגי כדי לעורר גירוי מרובע דופק ורכישת נתונים על כונן קשיח של מחשב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש silverwires chlorided מחובר למחזיקי אלקטרודת זכוכית סטנדרטיים כמו לגירוי וצריבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרכיב שלושה מניפולטורים לגירוי, הקלטה והאלקטרודה התייחסות בהתאמה סביב stereמסגרת otactic לעכברים, כך שלכל האלקטרודות גישה לחוט השדרה מוכנה בשלב מאוחר יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר tubings ומזרקים למחזיקי אלקטרודה להיות תפוח להפעיל לחץ שלילי. </li></ol></li></ol> 2. הערות כלליות לניסויים בבעלי חיים ובעלי החיים הכנה להקלטת נוהל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע את כל הניסויים באמצעות עכברים על פי הנחיות ועדת טיפול בבעלי חיים מוסדיים ושימוש המתאים. לבצע את כל הניתוחים והקלטות בהרדמה עמוקה להבטיח כי הסבל של בעלי חיים הוא ממוזער. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את בעלי החיים על ידי הזרקת ה-IP של קטמין / xylazine (125mg ו8mg לBW גרם של קטמין ו xylazine, בהתאמה; BW 10 μl / גרם של הפתרון מוכן כפי שתואר לעיל). במידת צורך במהלך הקלטות לטווח ארוך, יכולה להתבצע זריקות נוספות IP או im הערה: זריקות im חוזרות ונשנות של 0.05-0.1 מיליליטר של תמיסת קטמין / xylazine בירכיים העליונות הוכיחו להיות מתאיםכדי לשמור על בעלי החיים בהרדמה עמוקה לתקופה של עד 3 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במשחת וטרינר על עיניים כדי למנוע יובש ואילו בהרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתקן את הראש של החיה במסגרת stereotactic ולהשתמש בכרית חימום עם בדיקה רקטלית ולולאת הרפלקס לשלוט בטמפרטורת גוף של החיה במהלך הניסוי. קיבוע של עמוד השדרה במסגרת stereotaxic אינו הכרחי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני שמתחיל בהכנה, לבדוק לעומק של הרדמה על ידי רפלקס הרף עין ורעד בין אצבעות רגליים של העכברים. רפלקסים יש לבטלו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את העור לאורך קו האמצע מעל חוט השדרה מרמת בית החזה העליונה כדי להוריד את האזורים המותני כדי לקבל שדה מבצעי ברור באמצעות אזמל. אין להשתמש במספריים כדי להפוך את החתכים בעור. משוחרר בזהירות את העור מהרקמה הבסיסית. במהלך השלבים הבאים לשמור על הפצע הטבול בתמיסת מלח 0.9%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים גידים ורקמות חיבור משני צידי החוליות מהמותני לרמות בית החזה באמצעות אזמל ומספריים. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את התהליכים ושאר רקמות חיבור spinous סביב החוליות באמצעות זאטוט קטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות לפצח חוליות עם הזאטוט החל מהרמות המותני (L4/L5) תחת מיקרוסקופ לנתח. לדחוף את הקצה של הזאטוט בחלל שבין החוליות וחוט השדרה והרם את חלקי עצם זה מזה. אינו פוגע בדורה ולהימנע מלחץ על חוט השדרה. שניהם הם קריטיים להצלחה. שמור על חוט השדרה הרטיב במהלך ההליך כולו. להמשיך לרמות אמצע בית החזה. </li></ol> 3. הפרדה של שורשים הגבי וDRP הקלטה (איור 2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את מאטר הדורה שימוש בזהירות מחט דקה (30 G) עם קצה מכופף. השתמש aCSF להרטבה מעתה והלאה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את השורשים הגבי ככל האפשר באמצעות המד ולחתוך שני שורשים צמודים כדיסטלי ככל האפשר. נמרץ משיכת השורשים במהלך ההפרדה משפיעה על ההצלחה של הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנמיכים את האלקטרודה היניקה עד למטלותrsal שורשים. להוסיף כמה שיותר aCSF לחוט השדרה ככל האפשר, כי נוזל מסייע למצוץ בשורשים הגבי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תמצוץ סוף החתך של שורש הגבי אחד לטפטפות כוס אחת על ידי הפעלת לחץ שלילי באמצעות מזרק. במידת צורך, להעביר את השורש הגבי מול פתיחת האלקטרודה באמצעות מחט עדינה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם השורש הגבי טמונה יבש בתוך האלקטרודה היניקה, להוסיף קצת aCSF לקצה שלה בזמן שמוצץ בזהירות עד שטפטף מלא מספיק עם aCSF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר השורש הגבי נשאב ב, להעלות את הקצה האלקטרודה מחוט השדרה. תשמור על עצמך שלא &quot;גשר מים&quot; בין קצה פיפטה וכבל הקצר במעגל השדרה האלקטרודה הקלטה / גירוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 3.3-3.6 לשורש סמוך ipsilateral. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את האלקטרודה ההתייחסות הקרובה ככל האפשר לשורשים הגבי ולשמור אותו בטעימה על ידי יישום aCSF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על ידי הקמת מערך ההקלטה, שורש אחד הוא כבר נבחר לגירוי,אחר להקלטה. להגדיל בשלבים מתח בעת הקלטה מהשורש הגבי השני נעשה במצב מהדק הנוכחי. אפשר להבחין בסטייה כלפי מטה קצרה ואחריו סטיה איטית, ארוך טווח כלפי מעלה מייצגת את DRP. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את מתח הגירוי לsupramaximal רמות ולהקליט כמה מטאטא (לפחות 20-30 מטאטא / שורש הגבי ב0.1 הרץ, מסנן בין 0.3 קילוהרץ הרץ-3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקלט רכבות קצרות של שלושה גירויים (100 הרץ) כדי לקבל מידע על הסיכום של DRP תלוי הזמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעבור הקלטה ואתר גירוי להקלטות נגדי נוספות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעלי חיים לא נועדו לשרוד את ההליך. להקריב בעלי חיים לאחר ההקלטה האחרונה על ידי עריפת ראש ועדיין תחת הרדמה עמוקה (קטמין / xylazine, ראה לעיל, צעד 2.2). </li></ol> 4. ניתוח נתונים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את הנתונים לתכנית ניתוח (מגרש סיגמא למשל, איגור Pro, או MATLAB). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חישוב fr עקבות הממוצעאום 20-30 מטאטא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את המשרעת המקסימלי של הסטייה המתח (מנקודת ההתחלה; המשרעת שיא DRP) לניתוח נוסף (איור 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשב את היחס בין המשרעת שיא DRP לאחר שלושה פולסים ודופק יחיד להשיג מידה של הסיכום התלוי בזמן של פוטנציאלים שלאחר מכן. </li></ol>

<ol>
	<li>Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+inhibitory+action+attributable+to+presynaptic+depolarization+produced+by+muscle+afferent+volleys.">Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys.</a> J. Physiol. 159, 147-166 (1961).</li><li>Levy, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+gaba+in+primary+afferent+depolarization.">The role of gaba in primary afferent depolarization.</a> Prog. Neurobiol. 9, 211-267 (1977).</li><li>Eccles, J. C., Magni, F., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depolarization+of+central+terminals+of+Group+I+afferent+fibres+from+muscle.">Depolarization of central terminals of Group I afferent fibres from muscle.</a> J. Physiol. 160, 62-93 (1962).</li><li>Eccles, J. C., Schmidt, R., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+Studies+on+Presynaptic+Inhibition.">Pharmacological Studies on Presynaptic Inhibition.</a> J. Physiol. 168, 500-530 (1963).</li><li>Maxwell, D. J., Bannatyne, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+of+muscle+spindle+afferent+terminations+in+lamina+VI+of+the+cat+spinal+cord.">Ultrastructure of muscle spindle afferent terminations in lamina VI of the cat spinal cord.</a> Brain Res. 288, 297-301 (1983).</li><li>Barber, R. P., Vaughn, J. E., Saito, K., McLaughlin, B. J., Roberts, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABAergic+terminals+are+presynaptic+to+primary+afferent+terminals+in+the+substantia+gelatinosa+of+the+rat+spinal+cord.">GABAergic terminals are presynaptic to primary afferent terminals in the substantia gelatinosa of the rat spinal cord.</a> Brain Res. 141, 35-55 (1978).</li><li>Wall, P. D., Lidierth, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Five+sources+of+a+dorsal+root+potential:+their+interactions+and+origins+in+the+superficial+dorsal+horn.">Five sources of a dorsal root potential: their interactions and origins in the superficial dorsal horn.</a> J. Neurophysiol. 78, 860-871 (1997).</li><li>Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+search+of+lost+presynaptic+inhibition.">In search of lost presynaptic inhibition.</a> Exp. Brain Res. 196, 139-151 (2009).</li><li>Rudomin, P., Schmidt, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+inhibition+in+the+vertebrate+spinal+cord+revisited.">Presynaptic inhibition in the vertebrate spinal cord revisited.</a> Exp. Brain Res. 129, 1-37 (1999).</li><li>Kullmann, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic,+extrasynaptic+and+axonal+GABAA+receptors+in+the+CNS:+where+and+why?.">Presynaptic, extrasynaptic and axonal GABAA receptors in the CNS: where and why?.</a> Prog. Biophys. Mol. Biol. 87, 33-46 (2005).</li><li>Hochman, S., Shreckengost, J., Kimura, H., Quevedo, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+inhibition+of+primary+afferents+by+depolarization:+observations+supporting+nontraditional+mechanisms.">Presynaptic inhibition of primary afferents by depolarization: observations supporting nontraditional mechanisms.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 1198, 140-152 (2010).</li><li>Thompson, S. W., Wall, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+GABA+and+5-HT+receptor+antagonists+on+rat+dorsal+root+potentials.">The effect of GABA and 5-HT receptor antagonists on rat dorsal root potentials.</a> Neurosci. Lett. 217, 153-156 (1996).</li><li>Enriquez-Denton, M., Manjarrez, E., Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistence+of+PAD+and+presynaptic+inhibition+of+muscle+spindle+afferents+after+peripheral+nerve+crush.">Persistence of PAD and presynaptic inhibition of muscle spindle afferents after peripheral nerve crush.</a> Brain Res. 1027, 179-187 (2004).</li><li>Wall, P. D., Devor, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+peripheral+nerve+injury+on+dorsal+root+potentials+and+on+transmission+of+afferent+signals+into+the+spinal+cord.">The effect of peripheral nerve injury on dorsal root potentials and on transmission of afferent signals into the spinal cord.</a> Brain Res. 209, 95-111 (1981).</li><li>Witschi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+&#945;2-GABAA+Receptors+in+Primary+Afferent+Depolarization+and+Spinal+Pain+Control.">Presynaptic &#945;2-GABAA Receptors in Primary Afferent Depolarization and Spinal Pain Control.</a> J. Neurosci. 31, 8134-8142 (2011).</li><li>Calancie, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+that+alterations+in+presynaptic+inhibition+contribute+to+segmental+hypo-+and+hyperexcitability+after+spinal+cord+injury+in.">Evidence that alterations in presynaptic inhibition contribute to segmental hypo- and hyperexcitability after spinal cord injury in.</a> 89, 177-186 (1993).</li><li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stiff+person+syndrome-associated+autoantibodies+to+amphiphysin+mediate+reduced+GABAergic+inhibition.">Stiff person syndrome-associated autoantibodies to amphiphysin mediate reduced GABAergic inhibition.</a> Brain. 133, 3166-3180 (2010).</li><li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+IgG+directed+against+amphiphysin+induces+anxiety+behavior+in+a+rat+model+after+intrathecal+passive+transfer.">Human IgG directed against amphiphysin induces anxiety behavior in a rat model after intrathecal passive transfer.</a> J. Neural Transm. 119 (8), 981-985 (2012).</li><li>Barron, D. H., Matthews, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+interpretation+of+potential+changes+in+the+spinal+cord.">The interpretation of potential changes in the spinal cord.</a> J. Physiol. 92, 276-321 (1938).</li><li>Schmidt, R. F., Trautwein, W., Zimmermann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dorsal+root+potentials+evoked+by+natural+stimulation+of+cutaneous+afferents.">Dorsal root potentials evoked by natural stimulation of cutaneous afferents.</a> Nature. 212, 522-523 (1966).</li><li>Eccles, J. C., Schmidt, R. F., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+inhibition+of+the+spinal+monosynaptic+reflex+pathway.">Presynaptic inhibition of the spinal monosynaptic reflex pathway.</a> J. Physiol. 161, 282-297 (1962).</li><li>Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+synaptic+transmission+from+segmental+afferents+by+spontaneous+activity+of+dorsal+horn+spinal+neurones+in+the+cat.">Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat.</a> J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).</li><li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Stiff-Person+Syndrome+IgG+Induces+Anxious+Behavior+in+Rats.">Human Stiff-Person Syndrome IgG Induces Anxious Behavior in Rats.</a> PLoS One. 6, e16775 (2011).</li><li>Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+and+pharmacological+characterisation+of+ascending+anterolateral+axons+in+the+in+vitro+mouse+spinal+cord.">Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord.</a> J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).</li></ol>

המחברים מצהירים שום אינטרסים כלכליים מתחרים.

קלטות אלקטרו במיוחד ותאיות של פעילות עצבית ופוטנציאל הסינפטי in vivo הן מדינה של טכניקות אמנות בחקירת פונקציות עצביות במערכת העצבים המרכזית והפתופיזיולוגיה. שילוב של עמוד השדרה הוא קריטי לתפקוד מוטורי, כגון תנועת גפיים ולתפיסה חושית מולטי. עיכוב presynaptic הוא מ?...

עיכוב presynaptic הוא אחד מהמנגנונים המעכבים החזקים ביותר בחוט השדרה. זה מעכב פוטנציאלי postsynaptic מעוררים (EPSPs) בmotoneurons monosynaptically הנרגש מבלי לשנות את פוטנציאל הממברנה postsynaptic והרגישות של motoneurons 1-3. שלילת קוטביות העיקרית מביא (PAD) הנגרמת על ידי סינפסות axo-אקסון GABAergic על גבי סיבי presynaptic חושיים היא המנגנון הבסיסי 4-7 (ראה גם Figure1A). סינפסות אלה מכילים GABA-B-GABA ורצפטורים (GABA R ו GABA-B R). פעילות GABA R מובילה לעלייה במוליכות כלוריד אשר מעוררת PAD עקב חלוקת יון המקומית. לוקי שלילת קוטביות זו ההתפשטות של פוטנציאל פעולה למסופי האקסון ומפחית את כוחם מובילים לירידת Ca 2 + זרם והפחתה של שחרור משדר. הפעלה של רצפטורים GABA-B לא עושהלא לתרום לPAD אבל מוביל לירידה של Ca 2 +-זרם ובכך משפר את עיכוב סינפטי. בעוד שההפעלה של GABA R נראית שמעורבת בעיכוב קצר טווח, GABA-B R מעורב באפנון ארוך טווח 8-10. בנוסף לGABA, המהווה חלק העיקרי של PAD ועיכוב סינפטי, מערכות משדרים אחרות שאולי גם לווסת ולתרום ל11,12 מנגנון זה. נראים שינויים פתולוגיים בעיכוב presynaptic להיות מכריע בכמה מדינות מחלה למשל דלקת היקפית וכאב נוירופתי 13,14, כמו גם עיבוד כאב המרכזי חריג 15, פגיעה בחוט השדרה 16, ומחלות של מערכת העצבים המרכזית עם רגשנות יתר מוטורי בתיווכו של שידור GABAergic הפגום 17, 18. לפיכך, הערכת עיכוב presynaptic כדאי לחקור מצבים פתולוגיים ניסיוניים ברמת חוט השדרה in vivo </em&gt;. PAD מעורר פוטנציאלי נפח נערך מתן מדידה ישירה של עיכוב סינפטי בחוט השדרה. פוטנציאלים אלה נקראים פוטנציאלים הגבי שורש (DRP) וניתן למדידה משורשי הגבי בעמוד השדרה לאחר הגירוי של שורשי גב צמודים 7. מדידות הראשונות של DRP דווחו בחתולים וצפרדעים 19 ונחקרו באינטנסיביות בחתולים על ידי אקלס, שמידט, ואחרים בתחילת 1970s 3,4,20,21. בעוד בvivo הקלטות של DRP בחתולים וחולדות 22 23 היו בשימוש נרחב, מדידות בעכברים כבר בוצעו באופן כמעט בלעדי בהכנות vivo לשעבר מבודדות חוט השדרה 15,24. כאן, אנו מתארים שיטה להקליט DRP בעכברים מורדמים in vivo המאפשר מדידה ישירה של עיכוב סינפטי באורגניזם שלם.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Glass tubing (inner diameter 1.16 mm)</td>
			<td>Science Products (Hofheim, Germany)</td>
			<td>GB200F-10</td>
			<td>Other glass tubing might also be suitable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfusion solution (sterile, 0,9% NaCl)</td>
			<td>Braun Melsungen AG&#160;</td>
			<td>3570350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Melsungen, Germany)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rompun 2% (Xylazine)</td>
			<td>Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Germany)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamin 10%</td>
			<td>Medistar GmbH (Ascheberg, Germany)</td>
			<td>KETAMIN 10%</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G micro needle/ Sterican</td>
			<td>Braun Melsungen AG&#160;</td>
			<td>4656300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Melsungen, Geramny)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Salts for aCSF</td>
			<td>Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>Diverse</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S88 Dual Output Square Pulse</td>
			<td>Grass Technologies (Warwick, USA)</td>
			<td>S88X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stimulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SIU5 RF Transformer Isolation Unit</td>
			<td>Grass Technologies (Warwick, USA)</td>
			<td>SIU-V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>InstruTECH LIH 8+8</td>
			<td>HEKA (Lambrecht, Deutschland)</td>
			<td>LIH 8+8 + Patchmaster software</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal amplifier</td>
			<td>npi (Tamm, Deutschland)</td>
			<td>ELC-03X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments (Novato, USA)</td>
			<td>P-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Olympus (Tokyo, Japan)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Sutter Instruments (Novato, USA)</td>
			<td>MPC-200/MPC-325</td>
			<td>Mechanical micromanipulators also possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Blanket System</td>
			<td>Stoelting (Wood Dale, USA)</td>
			<td>50300V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intra-/extracellular recording electrode holder</td>
			<td>Harvard Apparatus (Holliston, USA)</td>
			<td>641227</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring spinal presynaptic inhibition in mice by dorsal root potential recording in vivo

עיכוב presynaptic הוא אחד מהמנגנונים המעכבים החזקים ביותר בחוט השדרה. המנגנון הפיזיולוגי הבסיסי הוא שלילת קוטביות של סיבים מביא העיקריים בתיווכו של סינפסות GABAergic axo-אקסון (שלילת קוטביות מביא ראשונית). כוחה של שלילת קוטביות מביא העיקרית ניתן למדוד על ידי הקלטה של ​​פוטנציאלים-נערך נפח בשורש הגבי (פוטנציאלי שורש הגבי, DRP). שינויים פתולוגיים של עיכוב סינפטי הם קריטיים בעיבוד המרכזי חריג של מצבי כאב מסוימים ובחלק מההפרעות של רגשנות יתר מוטורי. כאן, אנו מתארים שיטה של DRP ההקלטה in vivo בעכברים. הכנת שורשים הגבי בעמוד השדרה בחיה הרדים והליך הרישום באמצעות אלקטרודות יניקה מוסברות. שיטה זו מאפשרת מדידת GABAergic DRP ובכך הערכת עיכוב presynaptic השדרה בעכבר החי. בשילוב עם מודלים עכבר מהונדסים, הקלטת DRP יכול seRVE ככלי רב עוצמה כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה של עמוד השדרה הקשורים למחלה. יש בvivo הקלטה מספר יתרונות בהשוואה להכנות vivo לשעבר מבודדות חוט השדרה, למשל את האפשרות של הקלטה או מניפולציה של רשתות ואינדוקציה של DRP על ידי גירוי של עצבים היקפיים supraspinal בו זמנית.

עקבות DRP טיפוסיות מוצגות באיור 3. חפץ הגירוי הבולט בדרך כלל על ידי הטיה כלפי מטה קצרה. לאחר מכן סטיה איטית, ארוך טווח כלפי מעלה, המייצגת את DRP היא להבחין בבירור. בקבוצת משנה של הקלטות, רפלקסים שורש הגבי נראים כמו קוצים קטנים בחלקו העליון של DRP. בעכברים נורמלים wild-...

Watch this Scientific Journal Video about Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo at JoVE.com

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

עיכוב presynaptic GABAergic הוא מנגנון מעכב חזק בחוט השדרה החשוב עבור מנוע ושילוב אות תחושתי ברשתות חוט השדרה. שלילת קוטביות מביא ראשוני בסיסית ניתן למדוד על ידי הקלטה של ​​פוטנציאל שורש הגבי (DRP). כאן אנו מדגימים שיטת רישום vivo של DRP בעכברים.

מדידת השדרה Presynaptic עיכוב בעכברים על ידי הקלטה פוטנציאלית הגבי רוט<em&gt; בVivo</em

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of ...

measuring-spinal-presynaptic-inhibition-mice-dorsal-root-potential

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

13.9K Views.  Jena University Hospital, Jena, Germany.  עיכוב presynaptic GABAergic הוא מנגנון מעכב חזק בחוט השדרה החשוב עבור מנוע ושילוב אות תחושתי ברשתות חוט השדרה. שלילת קוטביות מביא ראשוני בסיסית ניתן למדוד על ידי הקלטה של ​​פוטנציאל שורש הגבי (DRP). כאן אנו מדגימים שיטת רישום vivo של DRP בעכברים. 

Video: Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

Transfection של תאים עכבר רשתית גנגליון על ידי In vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

תיוג של פלורסנט מדרדר מאפשר להקלטה ממוקדת חד תאית מיחידת נוירונים שזוהו<em&gt; בvivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

הדמייה תפקודית באמצעות שיבוש Ultrasonic הדם למוח הגדר מנגן משופרת MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

בו זמנית<em&gt; Vivo לשעבר</em&gt; בדיקות פונקציונליות של שתי הרשתיות על ידי<em&gt; In vivo</emמערכת electroretinogram&gt;

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the homeodynamics and circuitry of sleep-wake regulation. In many laboratories, a cable-based sleep recording system is used to monitor the EEG and EMG in freely behaving mice in combination with computer software for automatic scoring of the vigilance states on the basis of power spectrum analysis of EEG data. A description of this system is detailed herein. Steel screws are implanted over the frontal cortical area and the parietal area of 1 hemisphere for monitoring EEG signals. In addition, EMG activity is monitored by the bilateral placement of wires in both neck muscles. Non-rapid eye movement (Non-REM; NREM) sleep is characterized by large, slow brain waves with delta activity below 4 Hz in the EEG, whereas a shift from low-frequency delta activity to a rapid low-voltage EEG in the theta range between 6 and 10 Hz can be observed at the transition from NREM to REM sleep. By contrast, wakefulness is identified by low- to moderate-voltage brain waves in the EEG trace and significant EMG activity.

The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

נוהל הקלטת פוליגרפים למדידת שינה בעכברים

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the ...

Hydraulic Extrusion of the Spinal Cord and Isolation of Dorsal Root Ganglia in Rodents

Traditionally, the spinal cord is isolated by laminectomy, i.e. by breaking open the spinal vertebrae one at a time. This is both time consuming and may result in damage to the spinal cord caused by the dissection process. Here, we show how the spinal cord can be extruded using hydraulic pressure. Handling time is significantly reduced to only a few minutes, likely decreasing protein damage. The low risk of damage to the spinal cord tissue improves subsequent immunohistochemical analysis. By performing hydraulic spinal cord extrusion instead of traditional laminectomy, the rodents can further be used for DRG isolation, thereby lowering the number of animals and allowing analysis across tissues from the same rodent. We demonstrate a consistent method to identify and isolate the DRGs according to their localization relative to the costae. It is, however, important to adjust this method to the particular animal used, as the number of spinal cord segments, both thoracic and lumbar, may vary according to animal type and strain. In addition, we illustrate further processing examples of the isolated tissues.

Here, we present a protocol for hydraulic extrusion of the spinal cord as well as identification and isolation of specific dorsal root ganglia (DRGs) in the same rodent. Compared to standard spinal cord isolation methods, this method is significantly faster and reduces the risk of tissue damage.

שחול הידראולי של קורד ובידוד השדרה של גרעיני שורש הגבה במכרסמים

Traditionally, the spinal cord is isolated by laminectomy, i.e. by breaking open the spinal vertebrae one at a time. This is both time consuming and may ...

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each other anatomically, it is important to identify an appropriate model to use for the study of axon regeneration. By using a suitable model, we can formulate a specific treatment based on the severity of injury, the neuronal cell type of interest, and the desired spinal tract for assessing regeneration. Within the sensory pathway, DRG neurons are responsible for relaying sensory information from the periphery to the CNS. We present here a protocol that uses a DRG injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in the lower cervical spinal cord of an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. As demonstrated using a control virus, AAV5-GFP, we show the effectiveness of a direct DRG injection in transducing DRG neurons and tracing sensory axons into the spinal cord. We also show the effectiveness of the dorsal root crush injury in denervating the forepaw as an injury model for evaluating axon regeneration. Despite the requirement for specialized training to perform this invasive surgical procedure, the protocol is flexible, and potential users can modify many parts to accommodate their experimental requirements. Importantly, it can serve as a foundation for those in search of a suitable animal model for their studies. We believe that this article will help new users to learn the procedure in a very efficient and effective manner.

This protocol presents the use of a dorsal root ganglion (DRG) injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. This model is suitable for investigating the use of gene therapy to promote sensory axon regeneration.

הזרקת גנגליון שורש הגבה ו שורש הגבה Crush פגיעה כמודל להתחדשות החושית אקסון

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the dorsal root ganglion (DRGs) extends a single axon with two branches. One branch goes to the peripheral nerve (peripheral branch), and the other branch enters the spinal cord through the dorsal root (central branch). After the neural injury, the peripheral branch regenerates robustly whereas the central branch does not regenerate. Due to the high regenerative capacity, sensory axon regeneration has been widely used as a model system to study mammalian axon regeneration in both the peripheral nervous system (PNS) and the central nervous system (CNS). Here, we describe a previously established approach protocol to manipulate gene expression in mature sensory neurons in vivo via electroporation. Based on transfection with plasmids or small RNA oligos (siRNAs or microRNAs), the approach allows for both loss- and gain-of-function experiments to study the roles of genes-of-interests or microRNAs in regulation of axon regeneration in vivo. In addition, the manipulation of gene expression in vivo can be controlled both spatially and temporally within a relatively short time course. This model system provides a unique tool to investigate the molecular mechanisms by which mammalian axon regeneration is regulated in vivo.

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an effective approach to deliver genes of interests into cells. By applying this approach in vivo on the neurons of adult mouse dorsal root ganglion (DRG), we describe a model to study axon regeneration in vivo.

התחדשות האקסון בתרבית של החוקר: In Vivo אלקטרופורציה של העכבר למבוגרים העזוב שורש גנגליון

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

השימוש ב Vivo הקלטה חד-סיבים ושורש השורש שלמות עם העצב מוצמד לבחון את המנגנון של כשל הולכה

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...

In Vivo Intracellular Recording of Type-Identified Rat Spinal Motoneurons During Trans-Spinal Direct Current Stimulation

Intracellular recording of spinal motoneurons in vivo provides a &#8220;gold standard&#8221; for determining the cells&#8217; electrophysiological characteristics in the intact spinal network and holds significant advantages relative to classical in vitro or extracellular recording techniques. An advantage of in vivo intracellular recordings is that this method can be performed on adult animals with a fully mature nervous system, and therefore many observed physiological mechanisms can be translated to practical applications. In this methodological paper, we describe this procedure combined with externally applied constant current stimulation, which mimics polarization processes occurring within spinal neuronal networks. Trans-spinal direct current stimulation (tsDCS) is an innovative method increasingly used as a neuromodulatory intervention in rehabilitation after various neurological injuries as well as in sports. The influence of tsDCS on the nervous system remains poorly understood and the physiological mechanisms behind its actions are largely unknown. The application of the tsDCS simultaneously with intracellular recordings enables us to directly observe changes of motoneuron membrane properties and characteristics of rhythmic firing in response to the polarization of the spinal neuronal network, which is crucial for the understanding of tsDCS actions. Moreover, when the presented protocol includes the identification of the motoneuron with respect to an innervated muscle and its function (flexor versus extensor) as well as the physiological type (fast versus slow) it provides an opportunity to selectively investigate the influence of tsDCS on identified components of spinal circuitry, which seem to be differently affected by polarization. The presented procedure focuses on surgical preparation for intracellular recordings and stimulation with an emphasis on the steps which are necessary to achieve preparation stability and reproducibility of results. The details of the methodology of the anodal or cathodal tsDCS application are discussed while paying attention to practical and safety issues.

This protocol describes in vivo intracellular recording of rat lumbar motoneurons with simultaneous trans-spinal direct current stimulation. The method enables us to measure membrane properties and to record rhythmic firing of motoneurons before, during and after anodal or cathodal polarization of the spinal cord.

מדידת השדרה Presynaptic עיכוב בעכברים על ידי הקלטה פוטנציאלית הגבי רוט

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video