Wir danken Manfred Heckmann für hilfreiche Diskussionen während der Einführung der Methode. Außerdem bedanken wir uns bei Claudia Sommer für technische Unterstützung und Frank Schubert für die Unterstützung der Produktion des Videos. 01EO1002 und dem Interdisziplinären Zentrum für Klinische Forschung (IZKF) des Universitätsklinikum Jena: Die Arbeit wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF), Deutschland, FKZ unterstützt.

Alle in der folgenden Protokoll erwähnten experimentellen Verfahren wurden von den Thüringer Landesbehörden (Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12) zugelassen. 1. Die Vorbereitungen für Experiment <ol><li> Herstellung von Saug-Elektroden <ol><li> Ziehen einer Mikropipette mit einem Standard-Borosilikatglas Kapillare mit einer Mikropipette Puller, zB einem Standard-Patch-Elektrode. </li><li> Brems die Elektrode-zu-Durchmesser von 0,5-1 mm (etwas größer als der Durchmesser der dorsalen Wurzeln) unter Verwendung eines Diamantfeilenspitze. </li><li> Wärmelack die Spitze, so wird es nicht schaden, die Hinterwurzel, wenn es in. Ein Standard-Laborbrenner angesaugt wird, ist geeignet. </li><li> Montieren der Glasfaden auf einem Elektrodenhalter mit einer Spritze durch den Unterdruck anlegbar ist. </li></ol></li><li> Herstellung der Lösungen <ol><li> Injektionsanästhesie für Mäuse: Mix 0,75 ml Ketamin 10%, 0,24 ml Xylazin 2%nd 5 ml 0,9% Kochsalzlösung. 10 ul / g Körpergewicht (BW) der Lösung wird intraperitoneal (ip) injiziert werden. </li><li> Künstliche Liquor (aCSF): Verdünnen in doppelt destilliertem Wasser die folgenden Salze (in mM): NaCl 134; KCl 3; KH 2 PO 4 1,25; MgSO 4 • H 2 O 2; NaHCO 3 25; CaCl 2 2, D- Glukose 10. Add H 2 O 2 zu einer Endkonzentration von 0,003%. Verwenden Sie stets frisch hergestellten Lösung. </li></ol></li><li> Vorbereitung der Aufnahme-Setup (Abbildung 2) <ol><li> Verbinden Sie den Verstärker an eine PC-Schnittstelle zur Digitalisierung von Daten. </li><li> Verwenden Sie ein PC-Programm oder ein Analog-Timer, einen Rechteckimpuls Stimulator und Datenerfassung auf PC-Festplatten ausgelöst werden. </li><li> Verwenden chlorierten silverwires zu Standard-Glaselektrodenhalter als für die Stimulation und Aufzeichnung verbunden. </li><li> Montieren Sie drei Manipulatoren für Stimulation, Aufnahme-und Referenzelektrode, die jeweils um eine stereotactic Rahmen für Mäuse, so dass alle Elektroden haben Zugriff auf die vorbereitete Rückenmarks später. </li><li> Schließen Schläuche und Spritzen zu den Elektrodenhalter Apfelunterdruck anwenden. </li></ol></li></ol> 2. Allgemeine Kommentare für Tierversuche und Tier Vorbereitung für Aufnahmeverfahren <ol><li> Führen Sie alle Experimente mit Mäusen nach den Richtlinien des jeweiligen institutionellen Tierpflege und Verwendung Ausschusses. Führen Sie alle Operationen und Aufnahmen unter tiefer Anästhesie sicherzustellen, dass das Leiden der Tiere minimiert. </li><li> Betäuben das Tier durch intraperitoneale Injektion von Ketamin / Xylazin (125 mg und 8 mg pro g BW von Ketamin und Xylazin sind; 10 ul / g BW der hergestellten Lösung wie oben beschrieben). Wenn bei Langzeitaufnahmen erforderlich, können weitere Injektionen ip oder im geführt werden Hinweis: Repetitive im Injektionen von 0,05-0,1 ml Ketamin / Xylazin-Lösung in den Oberschenkeln haben sich als geeignet erwiesen, um das Tier in tiefer Narkose für bis zu 3 Stunden halten. </li><li> Verwenden Tierarzt Salbe auf die Augen zu Trockenheit während der Narkose zu vermeiden. </li><li> Befestigen Sie den Kopf des Tieres in einem stereotaktischen Rahmen und verwenden Sie ein Heizkissen mit rektale Sonde und Reflex-Schleife, um die Körpertemperatur des Tieres während des Experiments zu kontrollieren. Fixierung der Wirbelsäule in einem stereotaktischen Rahmen ist nicht erforderlich. </li><li> Vor dem Start der Vorbereitung, überprüfen Narkosetiefe durch eyeblink Reflexzuckungen und zwischen den Zehen der Mäuse. Reflexe sollte abgeschafft werden. </li><li> Öffnen Sie die Haut entlang der Mittellinie über dem Rückenmark von der oberen Brustwirbelsäule Lendenwirbelsäule zu Bereichen zu senken, um ein klares operatives Feld mit einem Skalpell zu bekommen. Verwenden Sie keine Schere, um Hautschnitte zu machen. Vorsichtig lösen Sie die Haut von der darunter liegenden Gewebe. Während der folgenden Schritte halten die Wunde um 0,9% Kochsalzlösung befeuchtet. </li><li> Geschnitten Sehnen und des Bindegewebes an beiden Seiten der Wirbelkörper von Lenden-thorakalen Ebenen mit Skalpell und Schere. </li&gt; <li> Entfernen Sie die Dornfortsätze und der Rest der Bindegewebe um die Wirbel mit einer kleinen Zange. </li><li> Sorgfältig Wirbel knacken mit der Zange ab lumbalen Ebenen (L4/L5) unter einem Binokular. Schieben Sie die Spitze der Zange in den Raum zwischen den Wirbeln und Rückenmark und Knochenstücke heben auseinander. Schaden Sie nicht die Dura und vermeiden Druck auf das Rückenmark. Beide sind entscheidend für den Erfolg. Halten des Rückenmarks während des gesamten Verfahrens befeuchtet. Fahren Sie mit mittlerer Thorax Ebenen. </li></ol> 3. Die Trennung von Rücken Wurzeln und DRP-Aufnahme (Abbildung 2) <ol><li> Öffnen Sie die Dura mater vorsichtig mit einer dünnen Nadel (30 G) mit einem gebogenen Spitze. Verwenden Sie zum Befeuchten aCSF von nun an. </li><li> Trennen Sie die dorsalen Wurzeln so weit wie möglich mit der Spurweite und schneiden zwei benachbarten Wurzeln als distal wie möglich. Kräftiges Ziehen an den Wurzeln während der Trennung wirkt sich der Erfolg des Experiments. </li><li> Senken Sie die Saug-Elektrode bis zum doRSAL Wurzeln. Hinzufügen soviel aCSF des Rückenmarks wie möglich, weil Flüssigkeit hilft, in den dorsalen Wurzeln saugen. </li><li> Saugen das abgeschnittene Ende einer dorsalen Wurzel in eine Glaspipette durch Anlegen von Unterdruck durch eine Spritze. Wenn nötig, verschieben Sie die Hinterwurzel vor der Elektrodenöffnung mit einer feinen Nadel. </li><li> Wenn die Hinterwurzel in der Saug-Elektrode liegt trocken, fügen Sie einige aCSF bis zu seiner Spitze, während sorgfältig saugen, bis die Pipette ausreichend mit aCSF gefüllt. </li><li> Nachdem die Hinterwurzel angesaugt wird, heben Sie die Elektrodenspitze aus dem Rückenmark. Darauf achten, dass keine &quot;Wasserbrücke&quot; zwischen der Pipettenspitze und des Rückenmarks Kurzschluss der Aufnahme / Stimulationselektrode. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3,3-3,6 für einen ipsilateralen benachbarten Wurzel. </li><li> Positionieren Sie den Referenzelektrode so nah wie möglich an den hinteren Wurzeln und halten Sie sie, indem aCSF befeuchtet. </li><li> Mit der Gründung der Aufnahme-Setup wird eine Wurzel bereits zur Stimulation ausgewählt, dieandere für die Aufnahme. Spannung erhöhen schrittweise während der Aufnahme aus der zweiten Rücken Wurzel wird in der Stromklemme Modus. Man kann einen kurzen Ausschlag nach unten, die durch eine langsame, lang anhaltende Ausschlag nach oben, die die DRP folgt bemerken. </li><li> Stellen Sie die Reizspannung auf Werte supramaximale und notieren mehrere Sweeps (mindestens 20 - 30 Sweeps / Hinterwurzel bei 0,1 Hz, Filter zwischen 0,3 Hz-3 kHz). </li><li> Nehmen Sie kurze Züge von drei Stimuli (100 Hz), um Informationen über die zeitabhängige Summation der DRP zu bekommen. </li><li> Schalten Ableitung und Stimulation Website für weitere kontralateralen Aufnahmen. </li><li> Tiere sind nicht dazu gedacht, das Verfahren zu überleben. Sacrifice Tiere nach der letzten Aufnahme durch Enthauptung noch unter tiefer Narkose (Ketamin / Xylazin, siehe oben, Schritt 2.2). </li></ol> 4. Datenanalyse <ol><li> Übertragen Sie Daten-Analyse-Programm (z. B. Sigma Plot, Igor Pro, oder MATLAB). </li><li> Berechnen Sie die durchschnittliche Spuren from 20-30 Sweeps. </li><li> Nehmen die maximale Amplitude der Spannung Biegung (von der Basislinie; DRP Spitzenamplitude) zur weiteren Analyse (Fig. 3). </li><li> Berechnung des Verhältnisses der Spitzenamplitude DRP nach drei Impulsen und Einzelimpuls um ein Maß für die zeitabhängige Summierung der nachfolgenden Potentiale zu gewinnen. </li></ol>

<ol>
	<li>Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+inhibitory+action+attributable+to+presynaptic+depolarization+produced+by+muscle+afferent+volleys.">Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys.</a> J. Physiol. 159, 147-166 (1961).</li><li>Levy, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+gaba+in+primary+afferent+depolarization.">The role of gaba in primary afferent depolarization.</a> Prog. Neurobiol. 9, 211-267 (1977).</li><li>Eccles, J. C., Magni, F., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depolarization+of+central+terminals+of+Group+I+afferent+fibres+from+muscle.">Depolarization of central terminals of Group I afferent fibres from muscle.</a> J. Physiol. 160, 62-93 (1962).</li><li>Eccles, J. C., Schmidt, R., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+Studies+on+Presynaptic+Inhibition.">Pharmacological Studies on Presynaptic Inhibition.</a> J. Physiol. 168, 500-530 (1963).</li><li>Maxwell, D. J., Bannatyne, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+of+muscle+spindle+afferent+terminations+in+lamina+VI+of+the+cat+spinal+cord.">Ultrastructure of muscle spindle afferent terminations in lamina VI of the cat spinal cord.</a> Brain Res. 288, 297-301 (1983).</li><li>Barber, R. P., Vaughn, J. E., Saito, K., McLaughlin, B. J., Roberts, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABAergic+terminals+are+presynaptic+to+primary+afferent+terminals+in+the+substantia+gelatinosa+of+the+rat+spinal+cord.">GABAergic terminals are presynaptic to primary afferent terminals in the substantia gelatinosa of the rat spinal cord.</a> Brain Res. 141, 35-55 (1978).</li><li>Wall, P. D., Lidierth, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Five+sources+of+a+dorsal+root+potential:+their+interactions+and+origins+in+the+superficial+dorsal+horn.">Five sources of a dorsal root potential: their interactions and origins in the superficial dorsal horn.</a> J. Neurophysiol. 78, 860-871 (1997).</li><li>Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+search+of+lost+presynaptic+inhibition.">In search of lost presynaptic inhibition.</a> Exp. Brain Res. 196, 139-151 (2009).</li><li>Rudomin, P., Schmidt, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+inhibition+in+the+vertebrate+spinal+cord+revisited.">Presynaptic inhibition in the vertebrate spinal cord revisited.</a> Exp. Brain Res. 129, 1-37 (1999).</li><li>Kullmann, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic,+extrasynaptic+and+axonal+GABAA+receptors+in+the+CNS:+where+and+why?.">Presynaptic, extrasynaptic and axonal GABAA receptors in the CNS: where and why?.</a> Prog. Biophys. Mol. Biol. 87, 33-46 (2005).</li><li>Hochman, S., Shreckengost, J., Kimura, H., Quevedo, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+inhibition+of+primary+afferents+by+depolarization:+observations+supporting+nontraditional+mechanisms.">Presynaptic inhibition of primary afferents by depolarization: observations supporting nontraditional mechanisms.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 1198, 140-152 (2010).</li><li>Thompson, S. W., Wall, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+GABA+and+5-HT+receptor+antagonists+on+rat+dorsal+root+potentials.">The effect of GABA and 5-HT receptor antagonists on rat dorsal root potentials.</a> Neurosci. Lett. 217, 153-156 (1996).</li><li>Enriquez-Denton, M., Manjarrez, E., Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistence+of+PAD+and+presynaptic+inhibition+of+muscle+spindle+afferents+after+peripheral+nerve+crush.">Persistence of PAD and presynaptic inhibition of muscle spindle afferents after peripheral nerve crush.</a> Brain Res. 1027, 179-187 (2004).</li><li>Wall, P. D., Devor, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+peripheral+nerve+injury+on+dorsal+root+potentials+and+on+transmission+of+afferent+signals+into+the+spinal+cord.">The effect of peripheral nerve injury on dorsal root potentials and on transmission of afferent signals into the spinal cord.</a> Brain Res. 209, 95-111 (1981).</li><li>Witschi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+&#945;2-GABAA+Receptors+in+Primary+Afferent+Depolarization+and+Spinal+Pain+Control.">Presynaptic &#945;2-GABAA Receptors in Primary Afferent Depolarization and Spinal Pain Control.</a> J. Neurosci. 31, 8134-8142 (2011).</li><li>Calancie, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+that+alterations+in+presynaptic+inhibition+contribute+to+segmental+hypo-+and+hyperexcitability+after+spinal+cord+injury+in.">Evidence that alterations in presynaptic inhibition contribute to segmental hypo- and hyperexcitability after spinal cord injury in.</a> 89, 177-186 (1993).</li><li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stiff+person+syndrome-associated+autoantibodies+to+amphiphysin+mediate+reduced+GABAergic+inhibition.">Stiff person syndrome-associated autoantibodies to amphiphysin mediate reduced GABAergic inhibition.</a> Brain. 133, 3166-3180 (2010).</li><li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+IgG+directed+against+amphiphysin+induces+anxiety+behavior+in+a+rat+model+after+intrathecal+passive+transfer.">Human IgG directed against amphiphysin induces anxiety behavior in a rat model after intrathecal passive transfer.</a> J. Neural Transm. 119 (8), 981-985 (2012).</li><li>Barron, D. H., Matthews, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+interpretation+of+potential+changes+in+the+spinal+cord.">The interpretation of potential changes in the spinal cord.</a> J. Physiol. 92, 276-321 (1938).</li><li>Schmidt, R. F., Trautwein, W., Zimmermann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dorsal+root+potentials+evoked+by+natural+stimulation+of+cutaneous+afferents.">Dorsal root potentials evoked by natural stimulation of cutaneous afferents.</a> Nature. 212, 522-523 (1966).</li><li>Eccles, J. C., Schmidt, R. F., Willis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+inhibition+of+the+spinal+monosynaptic+reflex+pathway.">Presynaptic inhibition of the spinal monosynaptic reflex pathway.</a> J. Physiol. 161, 282-297 (1962).</li><li>Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+synaptic+transmission+from+segmental+afferents+by+spontaneous+activity+of+dorsal+horn+spinal+neurones+in+the+cat.">Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat.</a> J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).</li><li>Geis, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Stiff-Person+Syndrome+IgG+Induces+Anxious+Behavior+in+Rats.">Human Stiff-Person Syndrome IgG Induces Anxious Behavior in Rats.</a> PLoS One. 6, e16775 (2011).</li><li>Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+and+pharmacological+characterisation+of+ascending+anterolateral+axons+in+the+in+vitro+mouse+spinal+cord.">Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord.</a> J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).</li></ol>

Die Autoren erklären, keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Extra-und intrazellulären elektrophysiologischen Ableitungen neuronaler Aktivität und synaptische Potentiale in vivo sind Stand der Technik Techniken bei der Untersuchung von ZNS neuronale Funktionen und Pathophysiologie. Spinal Integration ist entscheidend für die motorische Funktion, z. B. Bewegung des Körpers und für multimodale Sinneswahrnehmung. Präsynaptischen Hemmung ist einer kritischen Mechanismus in diesem Rechenvorgang eine angemessene Reaktionen auf Sinneseindrücke. GABAergen Synapse...

Präsynaptischen Inhibierung ist eine der stärksten inhibitorischen Mechanismen im Rückenmark. Es hemmt die exzitatorischen postsynaptischen Potentiale (EPSPs) in monosynaptisch angeregten Motoneuronen, ohne die postsynaptischen Membranpotential und die Erregbarkeit der Motoneuronen 1-3. Primär afferente Depolarisation (PAD), die durch GABA-erge axo-axonale Synapsen auf sensorische präsynaptischen Fasern induziert wird, ist der zugrunde liegende Mechanismus 4-7 (siehe auch Abbildung 1a). Diese Synapsen enthalten GABA A-und GABA-B-Rezeptoren (GABA A R-und GABA B-R). GABA A-R-Aktivität führt zu einer Erhöhung der Chlorid-Leitfähigkeit, die PAD aufgrund des lokalen Ionenverteilung hervorruft. Diese Depolarisation blockiert die Ausbreitung von Aktionspotentialen in die Axon-Terminals und reduziert ihre Stärke, die zu einer verminderten Ca 2 +-Einstrom und eine Reduktion der Transmitterfreisetzung. Aktivierung der GABA-B-Rezeptoren tut nichtt PAD beitragen, aber zu einer Verringerung der Ca 2 +-Einstrom wodurch präsynaptischen Inhibierung. Während die Aktivierung der GABA A R scheint in kurzen Zeithemmung beteiligt sind, werden GABA B-R der langfristigen Modulation 8-10 beteiligt. Neben GABA, die den größten Teil der PAD und präsynaptischen Hemmung ausmacht, könnten auch andere Sender Systeme modulieren und dazu beitragen, diesen Mechanismus 11,12. Pathologische Veränderungen in der präsynaptischen Hemmung scheint entscheidend zu sein in mehreren Krankheitszuständen wie zB periphere neuropathische Schmerzen und Entzündungen 13,14 sowie abnorme zentrale Schmerzverarbeitung 15, Verletzungen des Rückenmarks 16 und ZNS-Erkrankung mit motorischen Übererregbarkeit durch defekte GABAergen Transmission 17 vermittelt werden, 18. So Schätzung präsynaptischen Hemmung lohnt sich, experimentellen pathologischen Bedingungen auf der Ebene des Rückenmarks in vivo zu untersuchen </em&gt;. PAD entsteht Volumen durchgeführt Potentiale eine direkte Messung der präsynaptischen Inhibierung im Rückenmark. Diese Potentiale werden Hinterwurzel Potentiale (DRP) genannt und kann von Rückenmark dorsalen Wurzeln nach Stimulation von benachbarten dorsalen Wurzeln 7 gemessen werden. Erste Messungen von DRP haben bei Katzen und Frösche 19 gemeldet und wurden intensiv bei Katzen von Eccles, Schmidt und andere, in den frühen 1970er Jahren 3,4,20,21 sucht. Während in vivo-Aufnahmen von DRP bei Katzen 22 und 23 Ratten wurden weit verbreitet, Messungen in Mäusen wurden fast ausschließlich im ex vivo isolierten Rückenmark Zubereitungen 15,24 durchgeführt. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur DRP an narkotisierten Mäusen in vivo ermöglicht eine direkte Messung der präsynaptischen Inhibierung im intakten Organismus aufzuzeichnen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Glass tubing (inner diameter 1.16 mm)</td>
			<td>Science Products (Hofheim, Germany)</td>
			<td>GB200F-10</td>
			<td>Other glass tubing might also be suitable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfusion solution (sterile, 0,9% NaCl)</td>
			<td>Braun Melsungen AG&#160;</td>
			<td>3570350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Melsungen, Germany)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rompun 2% (Xylazine)</td>
			<td>Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Germany)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamin 10%</td>
			<td>Medistar GmbH (Ascheberg, Germany)</td>
			<td>KETAMIN 10%</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G micro needle/ Sterican</td>
			<td>Braun Melsungen AG&#160;</td>
			<td>4656300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Melsungen, Geramny)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Salts for aCSF</td>
			<td>Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>Diverse</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S88 Dual Output Square Pulse</td>
			<td>Grass Technologies (Warwick, USA)</td>
			<td>S88X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stimulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SIU5 RF Transformer Isolation Unit</td>
			<td>Grass Technologies (Warwick, USA)</td>
			<td>SIU-V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>InstruTECH LIH 8+8</td>
			<td>HEKA (Lambrecht, Deutschland)</td>
			<td>LIH 8+8 + Patchmaster software</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal amplifier</td>
			<td>npi (Tamm, Deutschland)</td>
			<td>ELC-03X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments (Novato, USA)</td>
			<td>P-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Olympus (Tokyo, Japan)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Sutter Instruments (Novato, USA)</td>
			<td>MPC-200/MPC-325</td>
			<td>Mechanical micromanipulators also possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Blanket System</td>
			<td>Stoelting (Wood Dale, USA)</td>
			<td>50300V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intra-/extracellular recording electrode holder</td>
			<td>Harvard Apparatus (Holliston, USA)</td>
			<td>641227</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring spinal presynaptic inhibition in mice by dorsal root potential recording in vivo

Präsynaptischen Inhibierung ist eine der stärksten inhibitorischen Mechanismen im Rückenmark. Die zugrunde liegende physiologische Mechanismus ist eine Depolarisation der primären afferenten Fasern durch GABA-erge axo-axonale Synapsen (primäre afferente Depolarisation) vermittelt. Die Stärke der primären afferenten Depolarisation durch Aufnahme der auf das Volumen durchgeführt, die Potentiale an den dorsalen Wurzel (Hinterwurzelpotentiale DRP) gemessen werden. Pathologische Veränderungen der präsynaptischen Hemmung sind in der abnormen zentralen Verarbeitung bestimmter Schmerzzuständen und in einigen Störungen des Motor Übererregbarkeit von entscheidender Bedeutung. Hier beschreiben wir ein Verfahren zum Aufzeichnen DRP in vivo in Mäusen. Die Vorbereitung des Rückenmarks Rücken Wurzeln in der narkotisierten Tier und der Aufnahmeverfahren mit Saug-Elektroden werden erläutert. Diese Methode ermöglicht die Messung GABAerge DRP und damit die Schätzung Rücken präsynaptischen Hemmung in der lebenden Maus. In Kombination mit transgenen Mausmodellen, kann DRP Aufnahme serve als ein leistungsfähiges Werkzeug, um krankheitsassoziierten Rücken Pathophysiologie zu untersuchen. In-vivo-Aufnahme hat mehrere Vorteile im Vergleich zu ex vivo isolierten Rückenmark Mittel, wie zB die Möglichkeit der gleichzeitigen Aufnahme oder Manipulation von supraspinalen Netzwerke und Induktion von DRP durch Stimulation der peripheren Nerven.

Typische DRP Spuren sind in Fig. 3 gezeigt. Die prominente Stimulationsartefakt wird üblicherweise durch eine kurze Abwärtsbiegung folgt. Danach ein langsamer, dauerhafte Auslenkung nach oben, die die DRP deutlich unterscheidbar. In einer Untergruppe von Aufnahmen sind Algan Reflexe, wie kleine Spitzen auf der Oberseite der DRP sichtbar. Im normalen Wildtyp-Mäusen, erscheinen Hinterwurzel Reflexe meistens, wenn Stimulationsspannung ist zu hoch. Da die Spinalgan Reflexe nicht mit hoher Reproduzierbark...

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Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

GABAergen präsynaptischen Hemmung ist ein leistungsfähiges hemmende Mechanismus im Rückenmark wichtig für die motorische und sensorische Signalintegration in Rückenmark-Netzwerke. Basiswert primären afferenten Depolarisation kann durch die Aufnahme von Hinterwurzel Potentiale (DRP) gemessen werden. Hier zeigen wir ein Verfahren zur in-vivo-Aufnahme von DRP in Mäusen.

Mess Spinal Präsynaptische Hemmung bei Mäusen durch Spinalgan Mögliche Aufnahme<em&gt; In Vivo</em

Presynaptic inhibition is one of the most powerful inhibitory mechanisms in the spinal cord. The underlying physiological mechanism is a depolarization of ...

measuring-spinal-presynaptic-inhibition-mice-dorsal-root-potential

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

13.9K Aufrufe.  Jena University Hospital, Jena, Germany.  GABAergen präsynaptischen Hemmung ist ein leistungsfähiges hemmende Mechanismus im Rückenmark wichtig für die motorische und sensorische Signalintegration in Rückenmark-Netzwerke. Basiswert primären afferenten Depolarisation kann durch die Aufnahme von Hinterwurzel Potentiale (DRP) gemessen werden. Hier zeigen wir ein Verfahren zur in-vivo-Aufnahme von DRP in Mäusen. 

Serie: Measuring Spinal Presynaptic Inhibition in Mice By Dorsal Root Potential Recording In Vivo

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

Die Transfektion von Maus retinalen Ganglienzellen durch In vivo Elektroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Forschung

Neurowissenschaften

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograde Fluoreszenzmarkierung Ermöglicht Gezielte Extracellular Einzel-Einheit Aufnahme von identifizierten Neuronen<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

Gleichzeitig<em&gt; Ex vivo</em&gt; Funktionsprüfung von zwei Netzhäute von<em&gt; In vivo</em&gt; Elektroretinogramm-System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the homeodynamics and circuitry of sleep-wake regulation. In many laboratories, a cable-based sleep recording system is used to monitor the EEG and EMG in freely behaving mice in combination with computer software for automatic scoring of the vigilance states on the basis of power spectrum analysis of EEG data. A description of this system is detailed herein. Steel screws are implanted over the frontal cortical area and the parietal area of 1 hemisphere for monitoring EEG signals. In addition, EMG activity is monitored by the bilateral placement of wires in both neck muscles. Non-rapid eye movement (Non-REM; NREM) sleep is characterized by large, slow brain waves with delta activity below 4 Hz in the EEG, whereas a shift from low-frequency delta activity to a rapid low-voltage EEG in the theta range between 6 and 10 Hz can be observed at the transition from NREM to REM sleep. By contrast, wakefulness is identified by low- to moderate-voltage brain waves in the EEG trace and significant EMG activity.

The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

Polygraphic Recording Verfahren zur Messung von Schlaf bei Mäusen

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the ...

Hydraulic Extrusion of the Spinal Cord and Isolation of Dorsal Root Ganglia in Rodents

Traditionally, the spinal cord is isolated by laminectomy, i.e. by breaking open the spinal vertebrae one at a time. This is both time consuming and may result in damage to the spinal cord caused by the dissection process. Here, we show how the spinal cord can be extruded using hydraulic pressure. Handling time is significantly reduced to only a few minutes, likely decreasing protein damage. The low risk of damage to the spinal cord tissue improves subsequent immunohistochemical analysis. By performing hydraulic spinal cord extrusion instead of traditional laminectomy, the rodents can further be used for DRG isolation, thereby lowering the number of animals and allowing analysis across tissues from the same rodent. We demonstrate a consistent method to identify and isolate the DRGs according to their localization relative to the costae. It is, however, important to adjust this method to the particular animal used, as the number of spinal cord segments, both thoracic and lumbar, may vary according to animal type and strain. In addition, we illustrate further processing examples of the isolated tissues.

Here, we present a protocol for hydraulic extrusion of the spinal cord as well as identification and isolation of specific dorsal root ganglia (DRGs) in the same rodent. Compared to standard spinal cord isolation methods, this method is significantly faster and reduces the risk of tissue damage.

Hydraulische Extrusion des Rückenmarks und Isolierung von Dorsalwurzelganglien in Nagetiere

Traditionally, the spinal cord is isolated by laminectomy, i.e. by breaking open the spinal vertebrae one at a time. This is both time consuming and may ...

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each other anatomically, it is important to identify an appropriate model to use for the study of axon regeneration. By using a suitable model, we can formulate a specific treatment based on the severity of injury, the neuronal cell type of interest, and the desired spinal tract for assessing regeneration. Within the sensory pathway, DRG neurons are responsible for relaying sensory information from the periphery to the CNS. We present here a protocol that uses a DRG injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in the lower cervical spinal cord of an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. As demonstrated using a control virus, AAV5-GFP, we show the effectiveness of a direct DRG injection in transducing DRG neurons and tracing sensory axons into the spinal cord. We also show the effectiveness of the dorsal root crush injury in denervating the forepaw as an injury model for evaluating axon regeneration. Despite the requirement for specialized training to perform this invasive surgical procedure, the protocol is flexible, and potential users can modify many parts to accommodate their experimental requirements. Importantly, it can serve as a foundation for those in search of a suitable animal model for their studies. We believe that this article will help new users to learn the procedure in a very efficient and effective manner.

This protocol presents the use of a dorsal root ganglion (DRG) injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. This model is suitable for investigating the use of gene therapy to promote sensory axon regeneration.

Dorsalwurzelganglion Injection und dorsale Wurzel Quetschverletzungen als Modell für Sensory Axonregeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

Laminotomy for Lumbar Dorsal Root Ganglion Access and Injection in Swine

Dorsal root ganglia (DRG) are anatomically well defined structures that contain all primary sensory neurons below the head. This fact makes DRG attractive targets for injection of novel therapeutics aimed at treating chronic pain. In small animal models, laminectomy has been used to facilitate DRG injection because it involves surgical removal of the vertebral bone surrounding each DRG. We demonstrate a technique for intraganglionic injection of lumbar DRG in a large animal species, namely, swine. Laminotomy is performed to allow direct access to DRG using standard neurosurgical techniques, instruments, and materials. Compared with more extensive bone removal via laminectomy, we implement laminotomy to conserve spinal anatomy while achieving sufficient DRG access. Intraoperative progress of DRG injection is monitored using a non-toxic dye. Following euthanasia on post-operative day 21, the success of injection is determined by histology for intraganglionic distribution of 4&#39;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI). We inject a biologically inactive solution to demonstrate the protocol. This method could be applied in future preclinical studies to target therapeutic solutions to DRG. Our methodology should facilitate testing the translatability of intraganglionic small animal paradigms in a large animal species. Additionally, this protocol may serve as a key resource for those planning preclinical studies of DRG injection in swine.

We describe a method for laminotomy in swine that provides access to lumbar dorsal root ganglia (DRG) for intraganglionic injection. Injection progress is monitored intraoperatively and histologically confirmed up to 21 days after surgery. This protocol could be used for future preclinical studies involving DRG injection.

Laminotomie LWS Dorsal Root Ganglion-Zugriff und Injektion bei Schweinen

Dorsal root ganglia (DRG) are anatomically well defined structures that contain all primary sensory neurons below the head. This fact makes DRG attractive ...

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the dorsal root ganglion (DRGs) extends a single axon with two branches. One branch goes to the peripheral nerve (peripheral branch), and the other branch enters the spinal cord through the dorsal root (central branch). After the neural injury, the peripheral branch regenerates robustly whereas the central branch does not regenerate. Due to the high regenerative capacity, sensory axon regeneration has been widely used as a model system to study mammalian axon regeneration in both the peripheral nervous system (PNS) and the central nervous system (CNS). Here, we describe a previously established approach protocol to manipulate gene expression in mature sensory neurons in vivo via electroporation. Based on transfection with plasmids or small RNA oligos (siRNAs or microRNAs), the approach allows for both loss- and gain-of-function experiments to study the roles of genes-of-interests or microRNAs in regulation of axon regeneration in vivo. In addition, the manipulation of gene expression in vivo can be controlled both spatially and temporally within a relatively short time course. This model system provides a unique tool to investigate the molecular mechanisms by which mammalian axon regeneration is regulated in vivo.

Investigating Mammalian Axon Regeneration: In Vivo Electroporation of Adult Mouse Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an effective approach to deliver genes of interests into cells. By applying this approach in vivo on the neurons of adult mouse dorsal root ganglion (DRG), we describe a model to study axon regeneration in vivo.

Ermittelnden Säugetier-Axon Regeneration: In Vivo Elektroporation von Erwachsenen Maus Dorsal Root Ganglion

Electroporation is an essential non-viral gene transfection approach to introduce DNA plasmids or small RNA molecules into cells. A sensory neuron in the ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

Verwendung von In Vivo Single-Faser-Aufnahme und intakten DorsalWurzel Ganglion mit angeschlossenem Ischiasnerv, um den Mechanismus des Leitungsversagens zu untersuchen

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...

Rapid Isolation of Dorsal Root Ganglion Macrophages

There are growing interests to study the molecular and cellular interactions among immune cells and sensory neurons in the dorsal root ganglia after peripheral nerve injury. Peripheral monocytic cells, including macrophages, are known to respond to a tissue injury through phagocytosis, antigen presentation, and cytokine release. Emerging evidence has implicated the contribution of dorsal root ganglia macrophages to neuropathic pain development and axonal repair in the context of nerve injury. Rapidly phenotyping (or &#8220;rapid isolation of&#8221;) the response of dorsal root ganglia macrophages in the context of nerve injury is desired to identify the unknown neuroimmune factors. Here we demonstrate how our lab rapidly and effectively isolates macrophages from the dorsal root ganglia using an enzyme-free mechanical dissociation protocol. The samples are kept on ice throughout to limit cellular stress. This protocol is far less time consuming compared to the standard enzymatic protocol and has been routinely used for our Fluorescence-activated Cell Sorting analysis.

Here we present a mechanical dissociation protocol to rapidly isolate macrophages from the dorsal root ganglion for phenotyping and functional analysis.

Schnelle Isolierung von Dorsalwurzel Ganglion Makrophagen

There are growing interests to study the molecular and cellular interactions among immune cells and sensory neurons in the dorsal root ganglia after ...