עבודה זו נתמכה, בין שאר, על ידי מענק מ-NIH (RO1 HL098228) לCKB.

הערה: כל נהלי בעלי החיים אושרו על ידי הוועדה בבית חולים בבעלי חיים מוסדי הטיפול ושימוש של הילדים ארצי. 1. ריאתי שסתום לב קציר מתורם שסתום לב מאוס <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החיטוי כל הכלים הניתוחיים לפני הניתוח: X 1 מספריים בסדר, מלקחיים מייקר 3x, מלחציים כלי דם מיקרו 2x, מלקחיים החלת מהדק 1x, בעל מחט מייקר 1x, מספריים אביב 1x, מפשק 1x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> C57BL / 6 עכבר נשי 6-8 בשבוע ישן משמש כתורם שסתום לב ריאה. הסר את העכבר מהכלוב שלה ולשקול אותה, ולאחר מכן להרדים עם קוקטייל קטמין / xylazine (קטמין, 200 מ&quot;ג / קילוגרם ו xylazine, 20 מ&quot;ג / קילוגרם, IP) ממנת יתר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קליפ אזור החזה ומניח את העכבר בעמדת recumbence גב על כרית. לאחר מכן לבצע את פתיחת בית החזה. לחשוף את הלב, לעשות חתך קטן בעלייה הימנית, ותנקב החדר השמאלי עם מי מלח קר כקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בוטות לנתח את עורק הריאה (PA) מעולהאורטה. גזור את המסתם הריאתי (PV), יחד עם 2 שרוול מ&quot;מ של עורק ריאה. השלך את השארית של הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את PV בהפרין הקר ותמיסת מלח (100 יחידות / מיליליטר). הערה: אפשר לשמור PV בפתרון עבור שתי שעות לפני ההשתלה ללב התורם. </li></ol> 2. הכנת לב תורם <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> C57BL / 6 עכבר נשי 6-8 בשבוע ישן משמש כתורם לב. הסר את העכבר מהכלוב שלה ולשקול אותה, ולאחר מכן להרדים עם קוקטייל קטמין / xylazine (קטמין, 200 מ&quot;ג / קילוגרם ו xylazine, 20 מ&quot;ג / קילוגרם, IP) ממנת יתר. זהו הליך מסוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קליפ אזור החזה ומניח את העכבר בעמדת recumbence גב על כרית. לאחר מכן לבצע את פתיחת בית החזה. בוטות להפריד את הלב, נחות וריד נבוב (IVC), קאווה מעולה נבוב (SVC), אב העורקים עולים, הרשות הפלסטינית, ועורק ריאה. Perfuse IVC עם תמיסת מלח סטרילית קרה כקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור IVC, SVC, ועורק ריאה עם 6-0 תפר משי ואז לחתוך מעולהחיבורי אותיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את אב העורקים ואת הרשות הפלסטינית עם 2 שרוול מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגזור PV ולהיפטר ממנו. </li></ol> 3. שסתום לב להשתלות על לב תורם <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייד לאחר שלב 2.5, למקם את שסתום לב מהצעד 1.5 ללב התורם ולכוון את שסתום הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Secure PV עם תפר בצד ימין של המסתם באמצעות 10-0 תפרים monofilament על מחטים מחודדות ולהתחיל לתפור ברציפות עם 5-6 stiches מהצד השני של PV האחר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שסיימתי את הצד הקדמי, סובב את הלב בצורה אופקית ולהתחיל לתפור את הצד האחורי של PV על הלב התורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את הלב בפתרון הפרין / תמיסת מלח סטרילית קרה. הערה: לב התורם יכול להיות כל הזמן בפתרון עבור שתי שעות לפני ההשתלה לעכבר הנמען. </li></ol> 4. Heterotopic לב השתלה לנמען מאוס <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> C57BL / 6 עכבר נשי 6-8 בשבוע ישן שימש כrecipient. הסר את העכבר מהכלוב שלה ולשקול אותה, ולאחר מכן הרדים עם קוקטייל קטמין / xylazine (10 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין, 100 מ&quot;ג / קילוגרם ו xylazine). Ketoprofen (5 מ&quot;ג / קילוגרם) משמש כמשכך כאבי preanesthesia. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שבדק את רמת הרגעה בזנב צביטות, קליפ בבטן ושיער חזה. לשמן את העיניים עם משחת עיניים סטריליות, ומניח את העכבר בעמדת recumbence גב על כרית. לחטא את הבטן עם רפידות בטאדין ואלכוהול. ואז לכסות את העכבר עם וילון סטרילי ולחשוף את אזור החתך בלבד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך פיום בטן קו האמצע מלמטה xyphoid לאזור suprapubic, ולהכניס את מפשק התמך עצמי. עטוף את המעיים בגזה טבול מלוחה. בוטות להגדיר את אב העורקים infrarenal ווריד נבוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח שני 6-0 תפרי משי proximally וdistally סביב אב העורקים וIVC לרסן את זרימת דם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הלב התורם בצד ימין של אב העורקים בבטן ולכסות אותו עם גאו סטריליze. לחות זה עם מי מלח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך aortotomy באב העורקים בבטן באמצעות מחט G 30 ולהאריך את הפתיחה עם מספריים לגודל של אב העורקים התורמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע מקצה לצד השקה באמצעות תפרי 10-0 monofilament סטרילי במחטים מחודדות. אבטח את אב העורקים תורם עם תפר אחד בקצה הפרוקסימלי של הפתח באב העורקים בבטן ולהתחיל לתפור ברציפות עם 4-5 stiches מהקצה הדיסטלי של אב העורקים בבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעיף את הלב לצד השמאל, לכסות אותו עם גזה מלוחה רווי, ולהתחיל לתפור ברציפות עם 4-5 stiches מהקצה הדיסטלי של אב העורקים בבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך venotomy בIVC באמצעות מחט G 30 ולהאריך את הפתיחה לגודל של עורק הריאה התורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מבצע סוף להשקת צד שימוש בתפרי 10-0 monofilament סטרילי במחטים מחודדות. Secure תורם הרשות הפלסטינית עם תפר אחד בקצה הפרוקסימלי של הפתח בIVC ולהתחיל לתפור ברציפות עם 4-5 מstichesהקצה הדיסטלי של נחות הווריד הנבוב. הפעם, בגלל שאב העורקים הוא בדרך, לוודא שתפירה של הקיר השמאלי של הרשות הפלסטינית של התורם היא על החלק הפנימי של IVC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את לומן IVC עם הפרין ותמיסת מלח (100 יחידות / מיליליטר). סגור את הקיר הימני של תורם הרשות הפלסטינית ונמען IVC על ידי תפירתם ברציפות לקצה הדיסטלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מייתר דיסטלי ולשלוט בדימום על ידי הפעלת סוכן hemostat אקטואלי נספג סטרילי. כאשר הדימום מפסיק לחלוטין, להסיר את התפר הפרוקסימלי ולשלוט בדימום באותו אופן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להחזיר את המעיים ולסגור את השרירים ועור הבטן בשתי שכבות באמצעות תפר monofilament 6-0 פוליאמיד השחור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 0.5 מיליליטר תת עורי מלוח ומניח את העכבר בכלוב התאוששות על כרית חימום עד שהעכבר הוא נייד באופן מלא. עם ההתאוששות, להחזיר את העכבר לכלוב חדש עם מצעי נייר. תן משככי כאבים (איבופרופן, 30 מ&quot;ג / קילוגרם, מי שתייה) ל48 שעות. לעשותלא יחזור בעלי חיים שעברו ניתוח לחברתם של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא. </li></ol>

<ol>
	<li>Polito, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+morbidity+and+mortality+in+very+preterm+VLBW+infants+with+congenital+heart+disease.">Increased morbidity and mortality in very preterm VLBW infants with congenital heart disease.</a> Intens Care Med. 39, 1104-1112 (2013).</li><li>Wren, C., Reinhardt, Z., Khawaja, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Twenty+year+trends+in+diagnosis+of+life+threatening+neonatal+cardiovascular+malformations.">Twenty year trends in diagnosis of life threatening neonatal cardiovascular malformations.</a> Arch Dis Child Fetal. 93, F33-F35 (2008).</li><li>Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+transplantation+Third+annual+Samuel+Jason+Mixter+lecture.">Beyond transplantation Third annual Samuel Jason Mixter lecture.</a> Archives of surgery. 123, 545-549 (1960).</li><li>Tudorache, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+replacement+of+aortic+heart+valves+with+tissue-engineered+grafts.">Orthotopic replacement of aortic heart valves with tissue-engineered grafts.</a> Tissue engineering Part A. 19, 1686-1694 (2013).</li><li>van Geldorp, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient+outcome+after+aortic+valve+replacement+with+a+mechanical+or+biological+prosthesis+weighing+lifetime+anticoagulant+related+event+risk+against+reoperation+risk.">Patient outcome after aortic valve replacement with a mechanical or biological prosthesis weighing lifetime anticoagulant related event risk against reoperation risk.</a> The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 137, 881-886 (2009).</li><li>El Oakley, R., Kleine, P., Bach, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choice+of+prosthetic+heart+valve+in+today's+practice.">Choice of prosthetic heart valve in today's practice.</a> Circulation. 117, 253-256 (2008).</li><li>Quinn, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+Bench+to+Bedside+Translation+of+Regenerative+Cardiac+Constructs.">Animal Models for Bench to Bedside Translation of Regenerative Cardiac Constructs.</a> Progress in Pediatric cardiology. 35, (2013).</li><li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering+heart+valves+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model.">Tissue engineering heart valves valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> The Annals of thoracic surgery. 60, S513-S516 (1995).</li><li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering+of+heart+valves+in+vitro+experiences.">Tissue engineering of heart valves in vitro experiences.</a> The Annals of thoracic surgery. 70, 140-144 (2000).</li><li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineered+heart+valves.+Autologous+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model.">Tissue engineered heart valves. Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> Circulation. 94, II164-II168 (1996).</li><li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+biodegradable+three+dimensional+matrices+for+tissue+engineering+of+heart+valves.">Evaluation of biodegradable three dimensional matrices for tissue engineering of heart valves.</a> ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs. 46, 107-110 (1992).</li><li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+in+vivo+experience+with+tissue-engineered+trileaflet+heart+valves).">Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves).</a> Circulation. 102, III22-III29 (2000).</li></ol>

יש לנו מה למסור.

שיעור התמותה של הליך זה הוא קרוב ל20%, שרובו נגרמו על ידי שטף דם באתר PV ההשתלה וההשקה באב העורקים התורם לאב העורקים בבטן של הנמען. ברוב המקרים, שיעור התמותה יורד באופן משמעותי 48 הודעה שעה ניתוח. עכברי ההישרדות הראו פעימות לב חזקות וזרימת דם דרך PV המושתל. התהליך כולו לוקח ארבע שעות למנתח מיקרו מנוסה. זה ייקח בערך 250 עכברים להשתלט על הטכניקה. השתלת לב heterotopic היא יחסית ישרה קדימה בהשוואה להשתלת PV ללב התורם. אחד השלבים הקריטיים ביותר להשתלת HV מוצלחת הוא קציר של מבנה PV מעכבר תורם. מבנה PV צריך להיות transected סביב 1-2 מ&quot;מ מתחת לשסתום. אם הרקמה שנותרה היא קצרה מדי, ההשקה תהיה מאתגרת. אם הרקמה מתחת לPV היא ארוכה מדי (כלומר. הרשות הפלסטינית תהיה ארוכה מדי בהשוואה לAscending אב העורקים לאחר השתלה), הרשות הפלסטינית המושתלת יכולה לסובב או שריטה. עוד צעד קריטי הוא ההשקה בין הרשות הפלסטינית המושתלת ונמען IVC. מאז IVC הוא דק מאוד, זה מאוד קל לקרוע במהלך תפירה. במודל זה, את דם אב העורקים מגיע דרך אב העורקים, זורם דרך העורקים הכליליים, ואז יוצא דרך הסינוס כלילית לRA התורם. אז נפח הדם לעבור PV המושתל הוא 5% מכלל נפח הדם להערכת, שהיא המגבלה המשמעותית ביותר של מודל זה בלימוד TEHV. כדי להגדיל את זרימת הדם אם כי PV, שלושה דגמים נוספים נוצרו. ראשית, השקה שלישית נוצרה מקרווני התורם למקבל IVC. ההשקה השלישית יכולה להגביר את זרימת דם על ידי 10% ל50% מכלל נפח דם. שנית, כדי להגביר עוד יותר את זרימת הדם, לאחר הצבת ההשקה השלישית, IVC היה ligated הפרוקסימלי להשקה השלישית. שיטה זו מבוטחת 50% מזרימת דם דרךPV המושתל. שלישית, על מנת להגביר את הזרימה דרך PV המושתל ולשמור על זרימת פיזיולוגית יותר, הלב הושתל עם הריאות. שיטה זו יכולה להגביר את הזרימה עד 50% בסך הכל זרימת דם וחשוב יותר, החדר השמאלי והפרוזדור שמאלי לשמור על מחזור הדם שלהם. זרימת מודלים פיסיולוגיים שונים אלו מאפשרים לנו ללמוד איך ההבדל בתנאי זרימה פיסיולוגיים משפיע על התפתחות neotissue והיצרות בשסתום לב מושתל. לאחרונה, נערך מחקר פיילוט לHV השתלת decellularized ללא זריעת תאים תוך שימוש בטכניקה שתוארה במאמר זה. PV המושתל הראה זרימת דם מאפיינים דומים כמו השליטה, predecellularized PV המושתל. בעתיד, סוגים שונים של תאים יהיו זרע ללמוד היווצרות neotissue ופיתוח היצרות של HV המושתל. יתר על כן, שימוש בעכברים מהונדסים, כגון חלבון פלואורסצנטי ירוק עכברים (GFP) או mouדגם se של מחלת HV, התהליך של היווצרות neotissue ניתן ללמוד באופן מכניסטי על ידי לימוד המקור של תאי אכלוס סתום decellularized או חולה הלב באמצעות אימונוהיסטוכימיה, אשר יסייע בפיתוח של יותר נועדו באופן רציונלי, מסתמי לב רקמות מהונדסות דור השני. האפשרות של שימוש בתנאים שונים זרימה פיזיולוגית, עכברים הטרנסגניים, השתלות PV decellularized, וצירופים אפשריים של כל שלוש להראות את הרבגוניות ושירות קליני פוטנציאלי חשוב של מודל השתלת HV זה.

מומי לב וכלי דם מולדים הם אחד הגורמים המובילים לתמותת תינוקות ב1,2 העולם המערבי. ביניהם, היצרות של המסתם pulmonic ופגמי שסתום אב העורקים bicuspid הם צורה שכיחה 3. ניתוח החלפה מסתם בלב הוא בחירה שגרתית של ניתוחים שיקומיים; עם זאת, סיבוכים כוללים היצרות והסתיידות של שסתום הלב, ותלות לכל החיים בתרופות נגד קרישת דם הם מקור משמעותי של בריאות לקויה כרונית ומוות 4-7. יתר על כן, חוסר פוטנציאל צמיחה דורש ניתוחי תיקון, דבר המגדיל את התמותה של חולים צעירים אלו 4,8,9 נוספים. בניסיון לפתח שסתום לב החלפה פונקציונלי עם פוטנציאל צמיחה, Shinoka et al. תאים עצמיים זורעים על לב שסתום סינטטי מתכלה 8. השסתום הסינתטי הפך לשסתום לב ילידים כמו מבנה עם potenti הצמיחהאל. מחקרים בבעלי חיים גדולים ראשוניים הוכיחו את הכדאיות של שימוש במתודולוגיה זו כדי ליצור שסתום לב פונקציונלי 10. עם זאת, מחקרי השתלה לטווח ארוך הוכיחו עמידות ירודה עקב עיבוי הדרגתי של neotissue הסתום וכתוצאה מכך הצמצום של שסתום הלב. לעבוד מSodian et al. משמש את המתודולוגיה Shinoka, אבל סופו של דבר החליף את מטריצת PGA עם אלסטומר מתכלה, אשר נתן את מאפייני יומכנית של שסתום הרקמות המהונדס לבנות פרופיל פיסיולוגי יותר 9,11,12. במחקר in vivo, למרות ההצלחה של ההשתלה, רירית תא האנדותל מחוברות לא נוצרה שעלול להגביל את ההצלחה לטווח הארוך של פיגום זה 12. כדי לעצב דור השני שסתום לב סינטטי משופר באופן רציונלי, מודל עכברי של השתלת שסתום לב נוצר כדי לחקור את המנגנונים התאיים ומולקולריים underlyinהיווצרות neotissue גרם, עיבוי שסתום, ופיתוח היצרות. מודלים עכבריים מציעים מגוון רחב של חומרים כימיים מולקולריים, כוללים transgenics, אשר אינם זמינים במינים אחרים 7. במודל השתלת שסתום הלב הזה, vivo לשעבר החלפת שסתום לב הריאה syngeneic בוצעה לראשונה; ולאחר מכן הלב עם שסתום לב המושתל הושתל heterotopically למארח syngeneic באמצעות טכניקת microsurgical. מודל זה מאפשר החלפה מסתם לב ללא הצורך במעקפי cardiopulmonary. במאמר זה, הסבר מפורט על קציר שסתום לב, הכנות לב תורם, השתלת שסתום לב, והשתלת לב heterotopic מתוארת. התוצאות הראו דופק רציף מהלב התורם, שלא היה תלוי בקצב לב הנמען. זרימת הדם דרך שסתום ריאתי הושתל נמדדה באמצעות מערכת אולטרסאונד בתדירות גבוהה עם גל פעם האםppler.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="644">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">DPBS</td>
			<td style="width:167px;">gibco</td>
			<td style="width:133px;">14190-144</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:176px;">Microscope</td>
			<td style="width:167px;">Leica</td>
			<td style="width:133px;">M80</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:176px;">C57BL/6J (H-2b), Female</td>
			<td style="width:167px;">Jackson Laboratories&#160;</td>
			<td style="width:133px;">664</td>
			<td style="width:168px;">8-12 weeks</td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">Ketamine Hydrochloride Injection</td>
			<td style="width:167px;">Hospira Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0409-2053</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Xylazine Sterile Solution</td>
			<td style="width:167px;">Akorn Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NADA# 139-236</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:176px;">ketoprofen</td>
			<td style="width:167px;">Fort Dodge Animal Health</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0856-4396-01</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:176px;">Ibuprofen</td>
			<td style="width:167px;">PrecisionDose</td>
			<td style="width:133px;">NDC 68094-494-59</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;width:176px;">Heparin Sodium</td>
			<td style="width:167px;">Sagent Pharmaceticals</td>
			<td style="width:133px;">NDC 25021-400</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">Saline solution (Sterile 0.9% Sodium Chloride)</td>
			<td style="width:167px;">Hospira Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0409-0138-22</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">0.9% Sodium Chloride Injection</td>
			<td style="width:167px;">Hospira Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0409-4888-10</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:176px;">Petrolatum Ophthalmic Ointment</td>
			<td style="width:167px;">Dechra Veterinary Products</td>
			<td style="width:133px;">NDC 17033-211-38</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Iodine Prep Pads</td>
			<td style="width:167px;">Triad Disposables, Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 50730-3201-1</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Alcohol Prep Pads</td>
			<td style="width:167px;">McKesson Corp.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 68599-5805-1</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Cotton tipped applicators</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Sientific</td>
			<td style="width:133px;">23-400-118</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:176px;">Fine Scissor</td>
			<td style="width:167px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">14028-10</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Micro-Adson Forcep</td>
			<td style="width:167px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11018-12</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:176px;">Clamp Applying Forcep</td>
			<td style="width:167px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">00072-14</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">S&#38;T Vascular Clamp</td>
			<td style="width:167px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">00396-01</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">Spring Scissors</td>
			<td style="width:167px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">15008-08</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Colibri Retractors</td>
			<td style="width:167px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">17000-04</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Dumont #5 Forcep</td>
			<td style="width:167px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11251-20&#160;</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Dumont #7 - Fine Forceps</td>
			<td style="width:167px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11274-20</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Dumont #5/45 Forceps</td>
			<td style="width:167px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11251-35</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Tish Needle Holder/Forceps</td>
			<td style="width:167px;">Micrins</td>
			<td style="width:133px;">MI1540</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:176px;">Black Polyamide Monofilament Suture, 10-0</td>
			<td style="width:167px;">AROSurgical Instruments Corporation</td>
			<td style="width:133px;">TI638402</td>
			<td style="width:168px;">For sutureing the graft</td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;width:176px;">Black Polyamide Monofilament Suture, 6-0</td>
			<td style="width:167px;">AROSurgical Instruments&#160;</td>
			<td style="width:133px;">SN-1956</td>
			<td style="width:168px;">For musculature and skin closure</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Non-Woven Songes</td>
			<td style="width:167px;">McKesson Corp.</td>
			<td style="width:133px;">94442000</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Absorbable hemostat</td>
			<td style="width:167px;">Ethicon</td>
			<td style="width:133px;">1961</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:176px;">1 ml Syringe</td>
			<td style="width:167px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">309659</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:176px;">3 ml Syringe</td>
			<td style="width:167px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">309657</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:176px;">10 ml Syringe</td>
			<td style="width:167px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">309604</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">18G 1 1/2 in, Needle</td>
			<td style="width:167px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">305190</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">25G 1 in., Needle</td>
			<td style="width:167px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">305125</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">30G 1 in., Needle</td>
			<td style="width:167px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">305106</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Warm Water Recircultor</td>
			<td style="width:167px;">Gaymar</td>
			<td style="width:133px;">TP-700</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Warming Pad</td>
			<td style="width:167px;">Gaymar</td>
			<td style="width:133px;">TP-22G</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Trimmer</td>
			<td style="width:167px;">Wahl</td>
			<td style="width:133px;">9854-500</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="53">
			<td height="53" style="height:53px;width:176px;">VEVO2100 HIGH-FREQUENCY ULTRASOUND</td>
			<td>VisualSonics</td>
			<td style="width:133px;"><a href="http://www.visualsonics.com/vevo2100">http://www.visualsonics.com/vevo2100</a></td>
			<td style="width:168px;">The catalog number and pricing can be acquired from the sales representatives.</td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:176px;">Ultrasound transmission gel</td>
			<td style="width:167px;">PARKER LABORATORIES, 
			&#160;INC.</td>
			<td style="width:133px;">01-02</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:176px;">Table Top Laboratory Animal Anesthesia System</td>
			<td style="width:167px;">VetEquip, INC.</td>
			<td style="width:133px;">901806&#160;</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:176px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:167px;">Baxter</td>
			<td style="width:133px;">1001936060</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transplantation of pulmonary valve using a mouse model of heterotopic heart transplantation

שסתומי רקמות מהונדסות לב, שסתומים decellularized במיוחד, מתחילים לצבור תאוצה בשימוש הקליני של ניתוח שחזור עם תוצאות מעורבות. עם זאת, המנגנונים התאיים ומולקולריים של התפתחות neotissue, עיבוי שסתום, ופיתוח היצרות לא נחקרו בהרחבה. כדי לענות על השאלות לעיל, פיתחנו מודל עכברי heterotopic לב שסתום השתלה. שסתום לב היה שנקטפו מן עכבר תורם סתום ולהשתיל לעכבר תורם לב. הלב עם שסתום חדש הושתל heterotopically לעכבר נמען. הלב המושתל הראה דופק משלו, ללא תלות בקצב הלב של הנמען. זרימת הדם הייתה לכמת באמצעות מערכת אולטרסאונד בתדירות גבוהה עם דופלר גל פעם. הזרימה דרך המסתם הריאתי המושתל הראתה קדימה זרימה עם regurgitation המינימלי וזרימת השיא הייתה קרובה ל100 מ&quot;מ / שנייה. מודל עכברי זה של השתלת שסתום לב הוא highly צדדי, כך שזה יכול להיות שונה ומותאם לספק סביבות המודינמית שונות ו / או יכול להיות בשימוש עם עכברים הטרנסגניים שונים ללמוד פיתוח neotissue בשסתום לב רקמות מהונדסות.

איור 1 מדגים את השרטוטים של מודל ההשתלה שסתום לב באמצעות השתלת לב heterotopic. שסתום הלב היה שנקטפו מן לב תורם ומושתל אל לב מעכבר תורם שני. אז הלב עם שסתום הלב החדש הושתל בבטן של עכבר נמען. איור 2 מראה איור של הלב המושתל בחלל הבטן (א &#39;), מייד לאחר השתלת לב (ב&#39;), ו -5 דקות לאחר השתלה. לאחר הסרת תפרים בשני הצדדים של אב העורקים וIVC, הלב מתחיל להכות 1-2 דקות מאוחר יותר והופך להיות ורוד יותר עם יותר זרימת דם. שים לב שהעלייה הימנית היא יותר מורחב ב( C) מ (ב &#39;). הלב פועם בהדרגה לחזק יותר ויציב לאחר 24 שעות. זרימת הדם דרך שסתום ריאתי הושתל נמדדה percutaneously 10 ימים לאחר ההשתלה באמצעותמערכת בתדירות גבוהה עם אולטרסאונד דופלר המצב פעמו גל (איור 3). המיקומים של אב העורקים, חדר ימין (RV), מושתלים המסתם הריאתי (PV), ועורק ריאה (PA) בB מצב שמוצג באיור 3 (א). מדגם כיסוי הנפח הצהוב ממוקם בPV המושתל. איור 3 (ב) מראה תרשים של האנטומיה ומיקום שכבת נפח דגימה. כפי שניתן לראות באיור 3 (ג), גל QRS לב התורם זוהה בקצב ועצמאי של גל לב נמען. סיסטולי ודיאסטולי נמדד נפח הדם בPV המושתל תאמו את גל הלב התורם. מהירות השיא הייתה בסביבות 100 מ&quot;מ / שנייה. <img alt="איור 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51695/51695fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51695/51695fig1.jpg" /> איור 1.60; סכמטי של השתלת שסתום לב שסתום לב ריאתי היה שנקטפו מן עכבר תורם ראשון ומושתל לתוך לב מעכבר תורם שני.. אז הלב עם השסתום החדש הושתל heterotopically לעכבר נמען. <img alt="איור 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51695/51695fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51695/51695fig2.jpg" /> איור 2. הלב המושתל.) תרשים של לב עם שסתום לב חדש הושתל בחלל בטן (ב &#39;) מייד לאחר ההשתלה, ו (ג) 5 דקות לאחר השתלה. <img alt="איור 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51695/51695fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51695/51695fig3.jpg" /> איור 3. זרימת דם מדידה בimplanted המסתם הריאתי.) תמונת B-מצב המציינת את מיקומם של אב העורקים, חדר ימין (RV), שסתום מושתל ריאה (PV) ועורק ריאה (הרשות הפלסטינית). B) תרשים של האנטומיה ומיקום שכבת נפח דגימה. ג) מדידת מהירות בPV המושתל עם גל אק&quot;ג.

Watch this Scientific Journal Video about Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation at JoVE.com

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

על מנת להבין את המנגנונים התאיים ומולקולריים שבבסיס neotissue היווצרות והתפתחות היצרות במסתמי לב רקמה מהונדסת, מודל עכברי של השתלת שסתום לב heterotopic פותח. שסתום לב ריאה הושתל לנמען באמצעות טכניקת השתלת לב heterotopic.

השתלה של הריאה Valve שימוש במודל עכבר של Heterotopic לב והשתלות

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

transplantation-pulmonary-valve-using-mouse-model-heterotopic-heart

Google

Research

JoVE Journal

Medicine

18.8K Views.  Nationwide Children's Hospital.  על מנת להבין את המנגנונים התאיים ומולקולריים שבבסיס neotissue היווצרות והתפתחות היצרות במסתמי לב רקמה מהונדסת, מודל עכברי של השתלת שסתום לב heterotopic פותח. שסתום לב ריאה הושתל לנמען באמצעות טכניקת השתלת לב heterotopic. 

Video: Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

במודל עכבר של בתוך הרחם השתלה

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

עכברי צוואר הרחם לב השתלת דגם שימוש בטכניקת חפתים השתנה

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

טכניקת השתלות Murine Heterotopic לב

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

עכברוש Heterotopic בטן לב / השתלת ריאה בודדת בתצורה טעונה נפח

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic צוואר הרחם לב השתלה בעכברים

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Microsurgical דגם חדשני לHeterotopic, כמקשה אחת בחזה קיר, קורנית, ולב השתלה בעכברים

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

מודל הפרה-קליני של השתלת לב אורתוטופית

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

מודל פשוט להשתלת מסתם לב הטרוטופי במכרסמים

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

פרוטוקול השתלת לב הטרוטופית חזירית להעברת טיפולים לאלוגרפט לבבי

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

טכניקת שרוול שונה למודל השתלת לב הטרוטופי של עכבר צוואר הרחם

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...