The authors thank Kerstin Glensk for preparing the MTases M.BseCI and Set7/9 and gratefully acknowledge funding by the Excellence Initiative of the German Federal and State Governments and RWTH Aachen University. The authors are happy to provide 6BAz and SeAdoYn or other cofactor analogues for collaborative research.

1. הוראות כלליות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקו-פקטור aziridine חנות 6BAz (בDMSO) וחלבון MTase Set7 / 9 ב -80 ° C וכל חומרים כימיים האחרים, כולל קו-פקטור מופעל כפול SeAdoYn וDNA MTase M.BseCI (ב- 50% גליצרול) ב -20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבע את הריכוז של 6BAz וSeAdoYn באמצעות / Vis ספקטרוסקופיה באמצעות UV 269nm מקדמי ε ההכחדה (6BAz) = 16,000 -1 סנטימטר M -1 וε 260nm (SeAdoYn) = 15,400 -1 סנטימטר M -1 במים ללא יונים. קבע את הריכוז של MTases ידי assay ברדפורד או, אם מקדם ההכחדה נגיש, באמצעות קליטה ישירה ב 280 ננומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נסה להימנע מיצירת בועות על ידי pipetting או vortexing האינטנסיביים על מנת למנוע אובדן של פעילות אנזים. במקום זאת, לערבב בעדינות על ידי pipetting מעלה ומטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעת הוספת קו-פקטורי aziridine מפתרונות מניות בDMSO לוודא שריכוז DMSO הסופי בassay הוא פחותמ -5%. תמיד כולל 10 מ&quot;מ יוני מגנזיום במאגר assay כדי למנוע תגובות שאינן ספציפיות עם DNA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעת הוספת קו-פקטורים כפולים מופעלים מפתרונות מניות חומצי להשתמש בנפחים קטנים (פתרונות מניות מרוכזים מאוד), כדי למנוע שינויי pH ולוודא כי pH של תמיסת assay אינו משתנה באופן משמעותי. הימנע thiols, למשל, β-mercaptoethanol או dithiothreitol (DTT), במאגר assay כי הם יכולים להפריע לתגובה לחץ על ידי complexation של יוני הנחושת הנדרש. </li></ol> 2. תיוג צעד אחד של DNA באמצעות קו-פקטורי Aziridine <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ing Label-מושרה Methyltransferase רצף ספציפי (מחייך) של ה- DNA פלסמיד עם M.BseCI DNA MTase והקו-פקטורי aziridine 6BAz. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפשיר את פתרון הקו-הפקטור של 20 מעלות צלזיוס ולהכין את תערובות תגובה על קרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בנוסף לassay לבצע שליטה &quot;קו-פקטור&quot;, כדי לחזות כל שינוי שאינו ספציפי, ו&amp; #8220; אנזים &quot;שליטה, לוודא כי הכנת MTase היא ללא AdoMet cofactor הטבעית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתערובת 2 μl assay של חיץ שינוי 10x (המכיל 100 מ&quot;מ טריס-HCl, 100 מ&quot;מ MgCl 2, 20 מ&quot;מ β-mercaptoethanol, pH 7.4), 2 μl של pBR322 (0.5 מיקרוגרם / μl), 10 EQ. M.BseCI לרצף הכרה בDNA (רצף הכרה 1 בpBR322) והקו-פקטורי aziridine 6BAz לריכוז סופי של 60 מיקרומטר בתוך נפח כולל של 20 μl. הוספת קו-פקטור וDNA MTase אחרון. הערה: β-mercaptoethanol הוא רעיל ומאכל ומזיק לסביבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשליטה &quot;קו-הפקטור&quot; להוסיף מים ללא יונים במקום M.BseCI ולשליטה &quot;אנזים&quot; להוסיף מים ללא יונים במקום 6BAz. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים את הפתרונות על ידי pipetting בעדינות מעלה ומטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה הצינורות על 55 מעלות צלזיוס במשך שעה 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בקצרה צנטריפוגות כדי לאסוף את כל הנוזל בתחתית הצינורות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> assay Restriction-השינוי כדי לוודא שינוי DNA. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון על ידי ערבוב 10 μl 10x חיץ R.TaqI (המכיל 100 מ&quot;מ טריס-HCl, 50 מ&quot;מ MgCl 2, 1 M NaCl, 1 מ&quot;ג / מיליליטר אלבומין בסרום שור, pH 8.0), מים ללא יוני 80 μl 3.3 μl של endonuclease הגבלה (REase) מThermus aquaticus (R.TaqI, 10 U / μl). הקפד להוסיף REase בשלב האחרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על צינור אחד מ2.1.7 להוסיף 2 μl של 10x ר &#39;תקי חיץ ו -28 μl של הפתרון מלמעלה (2.2.1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים את הפתרונות על ידי pipetting בעדינות מעלה ומטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה הצינורות על 65 מעלות צלזיוס למשך 30 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בקצרה צנטריפוגות כדי לאסוף את כל הנוזל בתחתית הצינורות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> assay משמרת electromobility (Emsa) עם streptavidin לאמת שינוי פונקציונלי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר 25 μl מצינור אחד (2.2.5) ולהוסיף 2.4 μl של פתרון streptavidin (1 מ&quot;מ ביחס למ &#39;streptavidinonomer במאגר streptavidin מכיל 100 מ&quot;מ Na 2 4 HPO, 100 מ&quot;מ NaCl, pH 7.5; 4 שווה של ביוטין בסך הכל). להוסיף 2.4 μl של חיץ streptavidin לצינורות הנותרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה כל הצינורות על 37 מעלות צלזיוס במשך שעה 1. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח באמצעות ג&#39;ל אלקטרופורזה agarose. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 5 μl של חיץ טעינת 6x (bromophenol 0.25% הכחולים, גליצרול 30%) על צינור אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים בעדינות את הפתרונות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען 10 μl של כל דגימה לתוך הבארות של ג&#39;ל agarose (agarose 1% במאגר TBE 0.5x מכיל 1x GelRed מפתרון 10,000x מלאי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את הג&#39;ל במאגר TBE 0.5x עם 80 V לכ. שעה 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דמיינו להקות DNA על שולחן UV (312 ננומטר) עם מצלמת CCD מצויד במסנן (540 ± 50 ננומטר). הערה: אור UV מזיק לעיניים ועור. </li></ol></li></ol> 3. תיוג חלבון שני שלבים באמצעות קו-פקטורים הופעל זוגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Methyltransfלמחוק-בימוי העברת קבוצות הופעל (mTAG) עם Set7 / 9 וקו-פקטורים מופעלים כפולים SeAdoYn לתיוג ליזין 4 H3 היסטון (שלב שינוי). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפשיר את הרכיבים ולהכין את תערובות תגובה על קרח. הערה: שמור תמיד SeAdoYn מקורר כדי למנוע השפלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בנוסף לassay לבצע שליטה &quot;קו-פקטור&quot;, כדי לחזות כל שינוי ספציפי שאינו, ושליטה &quot;אנזים&quot;, שלא לכלול את תגובות הלא ספציפיות של הבדיקה הניאון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון assay (20 μl) המכיל מאגר שינוי (50 מ&quot;מ טריס-HCl, גליצרול 5%, pH 8.5), 10 מיקרומטר H3 היסטון, 10 מיקרומטר Set7 / 9 ו -600 מיקרומטר SeAdoYn (תערובת של שניהם epimers בסלניום). בשלבים האחרונים להוסיף קו-פקטור ולאחר מכן MTase. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשליטה &quot;קו-הפקטור&quot; להכין פתרון assay כמו ב3.1.3 ולהוסיף 60 מ&quot;מ AdoMet להתחרות בקו-פקטור הסינתטי. לשליטה &quot;האנזים&quot; להוסיף מים ללא יונים במקום SeAdoYn.</li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים את הפתרונות על ידי pipetting לאט למעלה ולמטה. בדוק את ה- pH על ידי הוספת 1 μl של כל פתרון לשדה העליון של רצועת pH (טווח pH 5 - 10). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדגור על 37 מעלות צלזיוס במשך שעה 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בג&#39;ל בינתיים להכין 12% ג&#39;ל polyacrylamide SDS (ריצה: 357 Bis-טריס pH 6.5-6.8 מ&quot;מ, 0.1% (w APS / v), 0.04% (V / V) TEMED ו -12% acrylamide / bisacrylamide 37.5: 1 ; ג&#39;ל טעינה: 357 מ&quot;מ Bis-טריס pH 6.5-6.8, 0.1% (w / v) APS, 0.04% (V / V) acrylamide TEMED ו 5% / bisacrylamide 37.5: 1). הערה: Acrylamide / bisacrylamide הוא רעיל ומסוכן לבריאות. ללבוש כפפות במהלך הליך זה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תיוג כימי של ליזין alkinylated 4 בהיסטון H3 באמצעות cycloaddition אזיד-alkyne (שלב תיוג)-זרז נחושת (CuAAC). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רגע לפני סוף תגובת השינוי להכין תערובת 5x לחץ מכילה 3 מ&quot;מ 4 CuSO, 3 טריס מ&quot;מ (3-hydroxypropyl-triazolylmethyl) האמין (THPTA), ascorbate נתרן 250 מ&quot;מ ו 6 מ&quot;מ אזיד טמרה עםנפח כולל של 20 μl. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 5 μl של תמהיל לחץ 5x מוכן הטרי על צינור אחד להתחיל CuAAC ולהרוות את תגובת השינוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים בעדינות על ידי pipetting מעלה ומטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגן על כל הצינורות בנייר אלומיניום מהאור, כדי למנוע צילום הלבנה של fluorophore. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדגור על 20 מעלות צלזיוס במשך שעה 1. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממטרים חלבון כדי להסיר את העודפים של fluorophore טמרה החופשי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להימנע מoutshining של היסטון H3 הניאון שכותרתו על ידי אינטנסיבי הקרינה בג&#39;ל של fluorophore טמרה החופשי, להסיר fluorophore העודף על ידי משקעים של חלבונים (3.3.2 - 3.3.4) 34. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 75 מתנול μl, כלורופורם 18.8 μl ו -50 μl deionized מים על צינור אחד ובקצרה מערבולת לאחר כל ההוספה. צנטריפוגה XG ב 16,000 במשך 5 דקות. הסר את השלב העליון מבלי להפריע את שכבת הממשק, המכילה את החלבון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף 56.3 מתנול μl לשלב שנותר in צינור אחד, מערבולת ו צנטריפוגות ב16,000 XG במשך 5 דקות עד גלולה החלבון. הסר את supernatant. חזור על שלב זה לשטוף את גלולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכסות את הצינורות הפתוחים עם רקמה נטולה מוך ולתת להם להתייבש במשך 15 - 30 דקות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח באמצעות עמוד SDS. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממיסים את החלבונים זירז מ3.3.4 ב -20 חיץ μl SDS טעינה (50 מ&quot;מ טריס-HCl, 2.5% (w / v) SDS, 10% (V / V) גליצרול, 320 מ&quot;מ β-mercaptoethanol ו 0.05% (w / v) bromophenol כחול, pH 6.8). הקפד לפזר את גלולה לחלוטין על ידי שטיפת הקירות של הצינורות עם טפטפת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה הדגימות ב 95 מעלות צלזיוס למשך 10 דקות ולתת להם להתקרר לטמפרטורה של 20 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בקצרה צנטריפוגות כדי לאסוף את כל הנוזל בתחתית הצינורות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את כל הסכום של כל דגימה לתוך הבארות של ג&#39;ל SDS polyacrylamide (3.1.7). השתמש 50 מגבי מ&quot;מ, 50 מ&quot;מ טריס-X (טריס-בסיס), 5 מ&quot;מ EDTA, 0.1% (w / v) SDS כחיץ פועל אלקטרופורזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl">הפעל את הג&#39;ל עם 120 V לכ. 90 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דמיין את הקרינה על שולחן UV (ננומטר 312) בג&#39;ל עם מצלמת CCD מצויד במסנן (540 ננומטר ± 50 ננומטר). הערה: אור UV מזיק לעיניים ועור. </li></ol></li></ol>

The authors disclose the following competing financial interest: E.W. is inventor on related patents.

תיוג צעד אחד של DNA עם MTases DNA וקו-פקטורי aziridine (DNA מחייך) הוא שיטה חזקה אבל כמה היבטים יש לשקול בעת תכנון הניסוי. קו-פקטור Aziridine: ריכוז 6BAz לתיוג DNA עם M.BseCI היה 60 מיקרומטר. בעת השימוש בMTases DNA האחר ריכוז הקו-הפקטור צריך להיות מותאם, ריכו...

תיוג ספציפי של חומצות גרעין וחלבוני 1,2 3,4 הוא עניין גדול לאפיונים פונקציונליים, אבחון רפואי וביוטכנולוגיה (ננו). כאן אנו מציגים שיטת תיוג האנזימטית לbiopolymers אלה המבוסס על -adenosyl-l-מתיונין S (AdoMet או SAM) methyltransferases + התלוי (MTases). המעמד הזה של אנזימים (EC 2.1.1.) מיועד לעמדות פרט nucleophilic (חנקן, חמצן, גופרית ואטומה פחמן) בתוך שאריות ספציפיות של חומצות גרעין וחלבונים ובאופן טבעי מעביר את הקבוצה מתיל מופעלת של AdoMet cofactor (איור 1 א) 5. בנוסף, MTases יכול לנצל אנלוגים cofactor סינטטיים לתיוג ספציפי עם תגי זיקה, fluorophores או תוויות אחרות (איור 1) 6. שתי כיתות של אנלוגים AdoMet פותחו: קו-פקטורי Aziridine לי ethyltransferase- M S equence ספציפי </strong&gt; הבל nduced L ing (מחייך) 7 ואנלוגים כפולים מופעלים AdoMet לransfer T מ &#39;מכוון ethyltransferase של roups G ctivated (mTAG) 8. <img alt="איור 1" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52014/52014fig1highres.jpg" width="700" /> איור 1: תגובות זרזו ידי methyltransferases (MTases) העברת א תיל קבוצה מהקו-הפקטורים הטבעיים AdoMet (SAM) למצעים שונים, כולל DNA, RNA, חלבונים ומולקולות ביולוגיים קטנות B. התיוג / functionalization של חומצות גרעין וחלבונים (לעדכונו =.. זוגות בסיסים לDNA, נוקלאוטידים לחומצות אמינו RNA וחלבונים; XXXXX = רצף הכרה בMTase עם שאריות יעד בירוק) עם אנלוגים cofactor סינטטיים. קו-פקטורי Aziridine המכילים קבוצת כתב (כדור הכחול)מצורף לטבעת אדנין הם הרצף במיוחד בשילוב עם שאריות היעד (משמאל) ואנלוגים מופעלים כפולים AdoMet להוביל להעברת חלק מרשתות אלקיל הוארכו ביצוע Y כתב כימי (מימין) שיכול להיות מתויג בתגובה לחץ bioorthogonal בשלב שני. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52014/52014fig1highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> קו-פקטורי Aziridine יעבדו הכי טוב עם MTases DNA. הם מכילים טבעת membered שלוש עם אטום חנקן 9 (או N -mustard 10,11) במקום מרכז sulfonium קבוצה תגובתי כ. Protonation של אטום חנקן זה מפעיל את טבעת aziridine להתקפת nucleophilic ידי נוקלאוטיד היעד שמוביל לקוולנטיים צימוד של כל הקו-הפקטור עם DNA. על ידי הצמדת קבוצות כתב לטבעת אדנין הקו-פקטורי aziridine ניתן להשתמש בשילוב עם MTases DNA לתייג DNA בשלב אחד ( <stron<html> g&gt; איור 1, משמאל) 7,12. זו באה לידי הביטוי בפירוט לbiotinylation של DNA עם 13 6BAz - 15 (קו-פקטור aziridine עם ביוטין מצורף לעמדת 6 של טבעת אדנין) ואדנין הספציפי DNA MTase מstearothermophilus Bacillus (M.BseCI) 16 (איור 2, ראה פרוטוקול סעיף 2: תיוג צעד אחד של DNA באמצעות aziridine קו-פקטורים). בנוסף לM.BseCI (&quot;רצף ההכרה, MTases DNA מThermus aquaticus (M.TaqI, 5&#39;-TCG -3 5&#39;-ATCG T-3)&quot;), מheamolyticus Haemophilus (M.HhaI, 5 &quot;-G C GC-3 &#39;) ומספירופלסמה (M.SssI, 5&#39;- C G-3&quot;) שימשו בהצלחה לbiotinylate DNA עם 6BAz 17. יתר על כן, יכול להיות מועסק קו-פקטורי aziridine לתיוג DNA הקרינה צעד אחד 18,19. ontent &quot;fo: לשמור-together.within-page =&quot; תמיד &quot;&gt; <img alt="איור 2" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52014/52014fig2highres.jpg" width="700" /> איור 2:. Biotinylation צעד אחד ספציפי רצף של DNA עם M.BseCI ו6BAz DNA MTase M.BseCI מכיר את רצף פעמיים תקועים DNA 5&#39;-ATCG T-3 &quot;ובאופן טבעי methylates קבוצת אמינו של אדנין השני שאריות (ירוק) באמצעות AdoMet. עם הקו-פקטור aziridine 6BAz במהלך התגובה משתנה וM.BseCI מוביל לרצף biotinylation DNA הספציפי על ידי צימוד כל cofactor כולל ביוטין (כחול) עם אדנין היעד. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52014/52014fig2highres.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> אנלוגים AdoMet מופעלים זוגי מכילים הוארכו שרשרות צד בלתי רוויות במקום קבוצה מתיל במרכז sulfonium (איור 1 </strong&gt;, מימין) 20. הקשר כפול או משולש בלתי רווי בβ-עמדה למרכז sulfonium אלקטרוני מפצה אפקטים סטרית שליליים בתוך מדינת המעבר על ידי ייצוב conjugative. מאחר ששני מרכז sulfonium והקשר בלתי רווי להפעיל את שרשרת הצד להעברה האנזימטית, הקו-הפקטורים הללו בשם אנלוגים AdoMet כפול הופעלו. בדרך כלל, הם משמשים להעברת רשתות בצד עם קבוצות ייחודיות כימיות (כתבים כימיים), כמו קבוצות אמינו, alkyne ויזיד, לתיוג הכימותרפיה סלקטיבי בשלב שני 8,21. באופן כללי, אנלוגים מופעלים כפולים AdoMet לא יכולים לתפקד רק כקו-פקטורים לDNA MTases 8,20,21 אלא גם לRNA MTases 22,23 וMTases חלבון 24-28 המאפשרים תיוג נוסף של RNA וחלבונים. עם זאת, בצד הרשתות המורחבות הן sterically תובעניים יותר מקבוצה מתיל והרחבת האתרים הפעילים MTase על ידי חלבון הנדסה היא לעתים קרובותen נדרש כדי להשיג קצבי העברה יעילה. פתרון נוסף לבעיה זו הוא להשתמש אנלוגי AdoMet עם קבוצה קטנה propargyl (שלושה פחמנים) שבו alkyne המסוף משרת שתי פונקציות: 1. ייצוב של מצב המעבר בעת ההעברה האנזימטית ו2. ידית תגובה לשינויים כימיים הבאים על ידי נחושת cycloaddition אזיד-alkyne זרז (CuAAC) לחץ כימיה. התברר כי propargylic כתוצאה האנלוגית AdoMet 29 הוא די יציב בתנאים ניטראליים או מעט בסיסיים ושימוש מוגבל בלבד. חסרון זה יכול להיות קבוע על ידי החלפת אטום הגופרית עם סלניום. הקו-פקטור תוצאת 5 &#39;- [(Se) [(3 S) -3-אמינו-3-carboxypropyl] אבזר-2-ynylselenonio] -5&#39;-deoxyadenosine (SeAdoYn, איור 3) מתקבל על ידי DNA wild-type, RNA וMTases חלבון 30-32 שיבטלו את הצורך בהנדסת חלבונים במקרים רבים. זה בא לידי ביטוי על ידי הקרינה פרו<html> תיוג חלבון עם ליזין H3 היסטון 4 (H3K4) MTase Set7 / 9 33 (איור 3, ראה סעיף פרוטוקול 3: תיוג חלבון שני שלבים באמצעות קו-פקטורים כפולים מופעלים). <img alt="איור 3" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52014/52014fig3highres.jpg" width="700" /> איור 3:. תיוג הקרינה שני שלבי רצף ספציפי של היסטון H3 עם Set7 / 9, אזיד SeAdoYn וטמרה החלבון MTase Set7 / 9 באופן טבעי methylates קבוצת אמינו של ליזין 4 בH3 היסטון (H3K4, הירוקה) באמצעות AdoMet. עם הקו-הפקטור מופעל הכפול SeAdoYn MTase מעביר קבוצה קטנה propargyl (אדום) לשאריות ליזין. הקשר משולש, המסוף המצורף מכן שונו באופן סלקטיבי בתגובת לחץ bioorthogonal (cycloaddition אזיד-alkyne-זרז נחושת, CuAAC) עם (tetramethylrhodamine, כחול) fluorophore-derivatized אזיד טמרה.עומס / 52,014 52014fig3highres.jpg &quot;target =&quot; / _ blank &quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="669">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">6BAz</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Synthesized according to Weinhold et al., Patent number US 8,129,106, published March 6, 2012.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">&#946;-Mercaptoethanol</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">28625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Acetic acid</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:119px;">10304980</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Acrylamide/Bis Solution, 37.5:1</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">10688</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">UltraPure Agarose</td>
			<td style="width:139px;">Invitrogen</td>
			<td align="right" style="width:119px;">16500100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Ammonium persulfate (APS)</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">13375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Bis-Tris</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Boric acid</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1115</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Bromophenol blue Na salt</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right">15375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Copper(II) sulfate</td>
			<td style="width:139px;">Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">C1297</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Chloroform</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right">10020090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Coomassie Brilliant Blue</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">17525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">EDTA disodium salt</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Ethanol</td>
			<td style="width:139px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">100983</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">GelRed (10000x in water)</td>
			<td style="width:139px;">Biotium</td>
			<td align="right" style="width:119px;">41003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Glycerol (99.5%)</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">2006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">FastRuler Low Range DNA Ladder</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">SM1103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Histone H3</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Expressionplasmid obtained from Dr. Philipp Voigt and Prof. Danny Reinberg; expression and isolation according to T. J. Richmond et al., J. Mol. Biol. 1997, 272, 301-311.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">M.BseCI</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Expressionplasmid obtained from Dr. Michael Kokkinidis; expression and isolation according to Kapetaniou et al., Acta Cryst. 2006, F63, 12-14.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Methanol</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:119px;">10675112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Magnesiumchloride&#160; hexahydrate</td>
			<td style="width:139px;">J.T. Baker</td>
			<td align="right" style="width:119px;">4003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">MOPS</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Sodium chloride</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">pH strip (Neutralit)</td>
			<td style="width:139px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1,095,330,001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">pBR322</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">SD0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">R.TaqI (10u/&#181;l)</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td>ER0671</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">SeAdoYn</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Synthesized according to Willnow et al., ChemBioChem 2012, 13, 1167-1173.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Set7/9</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Expressionplasmid obtained from Prof. Danny Reinberg, expression and isolation according to D. Reinberg et al., Genes Dev.2002, 16, 479-489.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Streptavidin</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">3058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">(+)-Sodium L-ascorbate</td>
			<td style="width:139px;">Sigma Life Science</td>
			<td style="width:119px;">A7631</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">SDS Granular</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1833</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">di-Sodiumhydrogenphosphat</td>
			<td style="width:139px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">106,586</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">TAMRA-azide</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">TaqI buffer (10x)</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">B28</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:245px;">N,N,N&#39;,N&#39;-Tetramethylethylenediamine (TEMED)</td>
			<td style="width:139px;">Acros Organics</td>
			<td align="right" style="width:119px;">42058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Tris-HCl</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Tris-X (TRIS-base)</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:245px;">Tris(3-hydroxypropyltriazolyl-methyl)amine (THPTA)</td>
			<td style="width:139px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:119px;">762342</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sequence-specific labeling of nucleic acids and proteins with methyltransferases and cofactor analogues

S -Adenosyl-l-מתיונין (AdoMet או SAM) methyltransferases + התלוי (MTase) לזרז את העברת הקבוצה מתיל מופעלת מAdoMet לתפקידים מסוימים בדנ&quot;א, רנ&quot;א, חלבונים ומולקולות ביולוגיים קטנות. תגובת מתילציה טבעית זה יכול להיות מורחב למגוון רחב של תגובות אלקילציה באמצעות אנלוגים cofactor סינטטיים. החלפה של מרכז sulfonium תגובה של AdoMet עם טבעת aziridine מובילה לקו-פקטורים שיכולים להיות בשילוב עם ה- DNA על ידי MTases DNA השונים. יכול להיות מצויד קו-פקטורי aziridine אלה עם קבוצות כתב בעמדות שונות של מחצית אדנין ומשמשים לM equence הספציפי S ethyltransferase- אני nduced ing הבל L של DNA (DNA מחייך). כדוגמא טיפוסית שאנו נותנים לפרוטוקול biotinylation של פלסמיד דנ&quot;א pBR322 ברצף 5&#39;-ATCG &#39;T-3 עם DNA MTase M.BseCI והקו-פקטורי aziridine 6BAz בצעד אחד. סיומת של קבוצה מתיל מופעלת עם תוצאות קבוצות אלקיל בלתי רוויות בסוג אחר של אנלוגים AdoMet המשמשים לransfer T מ &#39;מכוון ethyltransferase של roups ctivated G (mTAG). הואיל וצד הרשתות המורחבות מופעלות על ידי מרכז sulfonium וקשר בלתי רווי, קו-פקטורים אלה נקראים אנלוגים AdoMet כפולים הופעלו. אנלוגים אלה לא רק פונקציה כקו-פקטורים לMTases DNA, כמו הקו-פקטורי aziridine, אלא גם לRNA, חלבונים וMTases מולקולה קטנה. הם משמשים בדרך כלל לשינוי האנזימטית של מצעי MTase עם קבוצות פונקציונליות ייחודיות אשר כותרתו עם קבוצות כתב בצעד כימי שני. זה בא לידי ביטוי בפרוטוקול לתיוג הקרינה חלבון היסטון H3 של. קבוצת propargyl קטנה מועברת מSeAdoYn האנלוגי cofactor לחלבון על ידי ליזין H3 היסטון 4 (H3K4) MTase Set7 / 9 ואחריו תיוג לחיצהH3 היסטון alkynylated עם אזיד טמרה. תיוג בתיווך MTase עם אנלוגים cofactor הוא טכנולוגיה המאפשרת ליישומים מרגשים רבים כוללים זיהוי ומחקר פונקציונלי של מצעי MTase כמו גם genotyping DNA וגילוי מתילציה.

תיוג צעד אחד של DNA באמצעות קו-פקטורי Aziridine תגובת דוגמא זו מתבצעת עם DNA MTase M.BseCI, אשר משנה את שאריות אדנין השניה בתוך רצף פעמיים תקועים 5&#39;-ATCG T-3 &quot;ויש לו אתר הכרה אחד על פלסמיד pBR322 (איור 4 א). כדי לבדוק תיוג פלסמיד, pBR322 הוא...

Watch this Scientific Journal Video about Sequence-specific Labeling of Nucleic Acids and Proteins with Methyltransferases and Cofactor Analogues at JoVE.com

Sequence-specific Labeling of Nucleic Acids and Proteins with Methyltransferases and Cofactor Analogues

DNA וחלבונים-במיוחד רצף שכותרתו עם זיקה או קבוצות כתב ניאון באמצעות methyltransferases DNA או חלבון ואנלוגים cofactor סינטטיים. בהתאם לסגולי כקו-הפקטורים של האנזימים, aziridine או אנלוגים cofactor מופעלים כפולים מועסקים תיוג אחת או שני שלבים.

תיוג רצף ספציפי של חומצות גרעין וחלבונים עם Methyltransferases ואנלוגים כקו-פקטורים

S-Adenosyl-l-methionine (AdoMet or SAM)-dependent methyltransferases (MTase) catalyze the transfer of the activated methyl group from AdoMet to specific ...

sequence-specific-labeling-nucleic-acids-proteins-with

Research

JoVE Journal

Biology

13.9K Views.  RWTH Aachen University.  DNA וחלבונים-במיוחד רצף שכותרתו עם זיקה או קבוצות כתב ניאון באמצעות methyltransferases DNA או חלבון ואנלוגים cofactor סינטטיים. בהתאם לסגולי כקו-הפקטורים של האנזימים, aziridine או אנלוגים cofactor מופעלים כפולים מועסקים תיוג אחת או שני שלבים. 

Video: Sequence-specific Labeling of Nucleic Acids and Proteins with Methyltransferases and Cofactor Analogues

Immunofluorescent Detection of Two Thymidine Analogues (CldU and IdU) in Primary Tissue

Accurate measurement of cell division is a fundamental challenge in experimental biology that becomes increasingly complex when slowly dividing cells are analyzed. Established methods to detect cell division include direct visualization by continuous microscopy in cell culture, dilution of vital dyes such as carboxy&#64258;uorescein di-aetate succinimidyl ester (CFSE), immuno-detection of mitogenic antigens such as ki67 or PCNA, and thymidine analogues. Thymidine analogues can be detected by a variety of methods including radio-detection for tritiated thymidine, immuno-detection for bromo-deoxyuridine (BrdU), chloro-deoxyuridine (CldU) and iodo-deoxyuridine (IdU), and chemical detection for ethinyl-deoxyuridine (EdU). We have derived a strategy to detect sequential incorporation of different thymidine analogues (CldU and IdU) into tissues of adult mice. Our method allows investigators to accurately quantify two successive rounds of cell division. By optimizing immunostaining protocols our approach can detect very low dose thymidine analogues administered via the drinking water, safe to administer to mice for prolonged periods of time. Consequently, our technique can be used to detect cell turnover in very long-lived tissues. Optimal immunofluoresent staining results can be achieved in multiple tissue types, including pancreas, skin, gut, liver, adrenal, testis, ovary, thyroid, lymph node, and brain. We have also applied this technique to identify oncogenic transformation within tissues. We have further applied this technique to determine if transit-amplifying cells contribute to growth or renewal of tissues. In this sense, sequential administration of thymidine analogues represents a novel approach for studying the origins and survival of cells involved in tissue homeostasis.

Immunofluorescent Detection of Two Thymidine Analogues CldU and IdU in Primary Tissue

We have derived a strategy to detect sequential incorporation of thymidine analogues (CldU and IdU) into tissues of adult mice to quantify two successive rounds of cell division. This strategy is useful to detect cell turnover of long-lived tissues, oncogenic transformation, or transit-amplifying cells.

איתור Immunofluorescent של שני אנלוגים Thymidine (CldU ו IdU) ברקמה ראשי

Accurate measurement of cell division is a fundamental challenge in experimental biology that becomes increasingly complex when slowly dividing cells are ...

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry (CCMS)

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity chromatography 1 or Activity Based Protein Profiling 2. Trifunctional Capture Compounds (CCs, Figure 1A) 3 are the basis for a generic approach, in which the initial equilibrium-driven interaction between a small molecule probe (the selectivity function, here S-adenosyl-L-homocysteine, SAH, Figure 1A) and target proteins is irreversibly fixed upon photo-crosslinking between an independent photo-activable reactivity function (here a phenylazide) of the CC and the surface of the target proteins. The sorting function (here biotin) serves to isolate the CC - protein conjugates from complex biological mixtures with the help of a solid phase (here streptavidin magnetic beads). Two configurations of the experiments are possible: "off-bead" 4 or the presently described "on-bead" configuration (Figure 1B). The selectivity function may be virtually any small molecule of interest (substrates, inhibitors, drug molecules).
S-Adenosyl-L-methionine (SAM, Figure 1A) is probably, second to ATP, the most widely used cofactor in nature 5, 6. It is used as the major methyl group donor in all living organisms with the chemical reaction being catalyzed by SAM-dependent methyltransferases (MTases), which methylate DNA 7, RNA 8, proteins 9, or small molecules 10. Given the crucial role of methylation reactions in diverse physiological scenarios (gene regulation, epigenetics, metabolism), the profiling of MTases can be expected to become of similar importance in functional proteomics as the profiling of kinases. Analytical tools for their profiling, however, have not been available. We recently introduced a CC with SAH as selectivity group to fill this technological gap (Figure 1A).
SAH, the product of SAM after methyl transfer, is a known general MTase product inhibitor 11. For this reason and because the natural cofactor SAM is used by further enzymes transferring other parts of the cofactor or initiating radical reactions as well as because of its chemical instability 12, SAH is an ideal selectivity function for a CC to target MTases. Here, we report the utility of the SAH-CC and CCMS by profiling MTases and other SAH-binding proteins from the strain DH5&alpha; of Escherichia coli (E. coli), one of the best-characterized prokaryotes, which has served as the preferred model organism in countless biochemical, biological, and biotechnological studies. Photo-activated crosslinking enhances yield and sensitivity of the experiment, and the specificity can be readily tested for in competition experiments using an excess of free SAH.

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry CCMS

Capture Compounds are trifunctional small molecules to reduce the complexity of the proteome by functional reversible small molecule-protein interaction followed by photo-crosslinking and purification. Here we use a Capture Compound with S-adenosyl-L-homocysteine-binding as selectivity function to isolate methyltransferases from an Escherichia coli whole cell lysate and identify them by MS.

פרופיל של Methyltransferases ועל אחרים S-Adenosyl- L-הומוציסטאין מחייב חלבונים על ידי ספקטרומטריית מתחם המיסה לכידה (CCMS)

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity ...

NanoDrop Microvolume Quantitation of Nucleic Acids

Biomolecular assays are continually being developed that use progressively smaller amounts of material, often precluding the use of conventional cuvette-based instruments for nucleic acid quantitation for those that can perform microvolume quantitation.
The NanoDrop microvolume sample retention system (Thermo Scientific NanoDrop Products) functions by combining fiber optic technology and natural surface tension properties to capture and retain minute amounts of sample independent of traditional containment apparatus such as cuvettes or capillaries. Furthermore, the system employs shorter path lengths, which result in a broad range of nucleic acid concentration measurements, essentially eliminating the need to perform dilutions. Reducing the volume of sample required for spectroscopic analysis also facilitates the inclusion of additional quality control steps throughout many molecular workflows, increasing efficiency and ultimately leading to greater confidence in downstream results.
The need for high-sensitivity fluorescent analysis of limited mass has also emerged with recent experimental advances. Using the same microvolume sample retention technology, fluorescent measurements may be performed with 2 &mu;L of material, allowing fluorescent assays volume requirements to be significantly reduced. Such microreactions of 10 &mu;L or less are now possible using a dedicated microvolume fluorospectrometer.
Two microvolume nucleic acid quantitation protocols will be demonstrated that use integrated sample retention systems as practical alternatives to traditional cuvette-based protocols. First, a direct A260 absorbance method using a microvolume spectrophotometer is described. This is followed by a demonstration of a fluorescence-based method that enables reduced-volume fluorescence reactions with a microvolume fluorospectrometer. These novel techniques enable the assessment of nucleic acid concentrations ranging from 1 pg/ &mu;L to 15,000 ng/ &mu;L with minimal consumption of sample.

The use of NanoDrop microvolume systems as practical and efficient alternatives to traditional nucleic acid quantitation methodology is described through the demonstration of two microvolume nucleic acid quantitation protocols.

NanoDrop Microvolume quantitation של חומצות גרעין

Biomolecular assays are continually being developed that use progressively smaller amounts of material, often precluding the use of conventional ...

Examining the Conformational Dynamics of Membrane Proteins in situ with Site-directed Fluorescence Labeling

Two electrode voltage clamp electrophysiology (TEVC) is a powerful tool to investigate the mechanism of ion transport1 for a wide variety of membrane proteins including ion channels2, ion pumps3, and transporters4. Recent developments have combined site-specific fluorophore labeling alongside TEVC to 
concurrently examine the conformational dynamics at specific residues and function of these proteins on the surface of single cells.
We will describe a method to study the conformational dynamics of membrane proteins by simultaneously monitoring fluorescence and current changes using voltage-clamp fluorometry. This approach can be used to examine the molecular motion of membrane proteins site-specifically following cysteine replacement and site-directed fluorophore labeling5,6. Furthermore, this method provides an approach to determine distance constraints between specific residues7,8. 
This is achieved by selectively attaching donor and acceptor fluorophores to two mutated cysteine residues of interest.
In brief, these experiments are performed following functional expression of the desired protein on the surface of Xenopus leavis oocytes. The large surface area of these oocytes enables facile functional measurements and a robust fluorescence signal5. It is also possible to readily change the extracellular conditions such as pH, ligand or cations/anions, which can provide further information on the mechanism of membrane proteins4. Finally, recent developments 
have also enabled the manipulation of select internal ions following co-expression with a second protein9.
Our protocol is described in multiple parts. First, cysteine scanning mutagenesis proceeded by fluorophore labeling is completed at residues located at the interface of the transmembrane and extracellular domains. Subsequent experiments are designed to identify residues which demonstrate large changes in fluorescence intensity (&lt;5%)3 upon a conformational change of the protein. Second, these changes in fluorescence intensity are compared to the kinetic parameters of 
the membrane protein in order to correlate the conformational dynamics to the function of the protein10. This enables a rigorous biophysical analysis of the molecular motion of the target protein. Lastly, two residues of the holoenzyme can be labeled with a donor and acceptor fluorophore in order to determine distance constraints using donor photodestruction methods. It is also possible to monitor the relative movement of protein subunits following labeling with a donor and acceptor fluorophore.

Examining the Conformational Dynamics of Membrane Proteins in situ with Site-directed Fluorescence Labeling

We will describe a method which measures the kinetics of ion transport of membrane proteins alongside site-specific analysis of conformational changes using fluorescence on single cells. This technique is adaptable to ion channels, transporters and ion pumps and can be utilized to determine distance constraints between protein subunits.

בחינת Dynamics קונפורמציה של חלבונים בממברנה באתרו עם תיוג, האתר מכוון פלואורסצנטי

Two electrode voltage clamp electrophysiology (TEVC) is a powerful tool to investigate the mechanism of ion transport1 for a wide variety of membrane ...

Lineage Labeling of Zebrafish Cells with Laser Uncagable Fluorescein Dextran

A central problem in developmental biology is to deduce the origin of the myriad cell types present in vertebrates as they arise from undifferentiated precursors. Researchers have employed various methods of lineage labeling, such as DiI labeling1 and pressure injection of traceable enzymes2 to ascertain cell fate at later stages of development in model systems. The first fate maps in zebrafish (Danio rerio) were assembled by iontophoretic injection of fluorescent dyes, such as rhodamine dextran, into single cells in discrete regions of the embryo and tracing the labeled cell's fate over time3-5. While effective, these methods are technically demanding and require specialized equipment not commonly found in zebrafish labs. Recently, photoconvertable fluorescent proteins, such as Eos and Kaede, which irreversibly switch from green to red fluorescence when exposed to ultraviolet light, are seeing increased use in zebrafish6-8. The optical clarity of the zebrafish embryo and the relative ease of transgenesis have made these particularily attractive tools for lineage labeling and to observe the migration of cells in vivo7. Despite their utility, these proteins have some disadvantages compared to dye-mediated lineage labeling methods. The most crucial is the difficulty we have found in obtaining high 3-D resolution during photoconversion of these proteins. In this light, perhaps the best combination of resolution and ease of use for lineage labeling in zebrafish makes use of caged fluorescein dextran, a fluorescent dye that is bound to a quenching group that masks its fluorescence9. The dye can then be "uncaged" (released from the quenching group) within a specific cell using UV light from a laser or mercury lamp, allowing visualization of its fluorescence or immunodetection. Unlike iontophoretic methods, caged fluorescein can be injected with standard injection apparatuses and uncaged with an epifluorescence microscope equipped with a pinhole10. In addition, antibodies against fluorescein detect only the uncaged form, and the epitope survives fixation well11. Finally, caged fluorescein can be activated with very high 3-D resolution, especially if two-photon microscopy is employed 12,13. This protocol describes a method of lineage labeling by caged fluorescein and laser uncaging. Subsequenctly, uncaged fluorescein is detected simultaneously with other epitopes such as GFP by labeling with antibodies.

This protocol delineates a way to label and trace the fate of small groups of cells zebrafish embryos using UV-uncaging of caged fluorescein, followed by whole mount immunolabeling to amplify the signal from the uncaged fluorescein.

Lineage תיוג של תאים דג הזברה עם לייזר Uncagable והעמסת dextran

A central problem in developmental biology is to deduce the origin of the myriad cell types present in vertebrates as they arise from undifferentiated ...

Concentration Determination of Nucleic Acids and Proteins Using the Micro-volume Bio-spec Nano Spectrophotometer

Nucleic Acid quantitation procedures have advanced significantly in the last three decades. More and more, molecular biologists require consistent small-volume analysis of nucleic acid samples for their experiments. The BioSpec-nano provides a potential solution to the problems of inaccurate, non-reproducible results, inherent in current DNA quantitation methods, via specialized optics and a sensitive PDA detector. The BioSpec-nano also has automated functionality such that mounting, measurement, and cleaning are done by the instrument, thereby eliminating tedious, repetitive, and inconsistent placement of the fiber optic element and manual cleaning.
In this study, data is presented on the quantification of DNA and protein, as well as on measurement reproducibility and accuracy. Automated sample contact and rapid scanning allows measurement in three seconds, resulting in excellent throughput. Data analysis is carried out using the built-in features of the software. The formula used for calculating DNA concentration is:
Sample Concentration = DF &middot; (OD260-OD320)&middot; NACF (1)
Where DF = sample dilution factor and NACF = nucleic acid concentration factor.
The Nucleic Acid concentration factor is set in accordance with the analyte selected1.
Protein concentration results can be expressed as &mu;g/ mL or as moles/L by entering e280 and molecular weight values respectively. When residue values for Tyr, Trp and Cysteine (S-S bond) are entered in the e280Calc tab, the extinction coefficient values are calculated as e280 = 5500 x (Trp residues) + 1490 x (Tyr residues) + 125 x (cysteine S-S bond). The e280 value is used by the software for concentration calculation.
In addition to concentration determination of nucleic acids and protein, the BioSpec-nano can be used as an ultra micro-volume spectrophotometer for many other analytes or as a standard spectrophotometer using 5 mm pathlength cells.

This communication presents data on the accuracy and reproducibility of the BioSpec-nano UV-VIS spectrophotometer for dsDNA and protein quantitation. Even with ultra-small volumes (1 to 2 L), reproducibility is excellent, while the automated wiping function improves throughput and results in minimal carryover for more precise results.

קביעת ריכוז חומצות גרעין וחלבונים שימוש Micro בנפח Bio-spec ספקטרופוטומטר Nano

Nucleic Acid quantitation procedures have advanced significantly in the last three decades.  More and more, molecular biologists require consistent ...

ReAsH/FlAsH Labeling and Image Analysis of Tetracysteine Sensor Proteins in Cells

Fluorescent proteins and dyes are essential tools for the study of protein trafficking, localization and function in cells. While fluorescent 
proteins such as green fluorescence protein (GFP) have been extensively used as fusion partners to proteins to track the properties of a protein of interest1, recent 
developments with smaller tags enable new functionalities of proteins to be examined in cells such as conformational change and protein-association 2, 3. One small 
tag system involves a tetracysteine motif (CCXXCC) genetically inserted into a target protein, which binds to biarsenical dyes, ReAsH (red fluorescent) and FlAsH 
(green fluorescent), with high specificity even in live cells 2. The TC/biarsenical dye system offers far less steric constraints to the host protein than 
fluorescent proteins which has enabled several new approaches to measure conformational change and protein-protein interactions 4-7. We recently developed 
a novel application of TC tags as sensors of oligomerization in cells expressing mutant huntingtin, which when mutated aggregates in neurons in Huntington 
disease 7. Huntingtin was tagged with two fluorescent dyes, one a fluorescent protein to track protein location, and the second a TC tag which only 
binds biarsenical dyes in monomers. Hence, changes in colocalization between protein and biarsenical dye reactivity enabled submicroscopic oligomer 
content to be spatially mapped within cells. Here, we describe how to label TC-tagged proteins fused to a fluorescent protein (Cherry, GFP or CFP) 
with FlAsH or ReAsH in live mammalian cells and how to quantify the two color fluorescence (Cherry/FlAsH, CFP/FlAsH or GFP/ReAsH combinations).

The biarsenical dyes FlAsH and ReAsH bind specifically to tetracysteine motifs in proteins and can selectively label proteins in live cells. Recently this labeling strategy has been used to develop sensors for different protein conformations or oligomeric states. We describe the labeling approach and methods to quantitatively analyze binding.

ReAsH / פלאש סימון ניתוח מקדימה של חלבונים בתאים חיישן Tetracysteine

Fluorescent proteins and dyes are essential tools for the study of protein trafficking, localization and function in cells.  While fluorescent 
proteins ...

Metabolic Pathway Confirmation and Discovery Through 13C-labeling of Proteinogenic Amino Acids

Microbes have complex metabolic pathways that can be investigated using biochemistry and functional genomics methods. One important technique to examine cell central metabolism and discover new enzymes is 13C-assisted metabolism analysis 1. This technique is based on isotopic labeling, whereby microbes are fed with a 13C labeled substrates. By tracing the atom transition paths between metabolites in the biochemical network, we can determine functional pathways and discover new enzymes. 
As a complementary method to transcriptomics and proteomics, approaches for isotopomer-assisted analysis of metabolic pathways contain three major steps 2. First, we grow cells with 13C labeled substrates. In this step, the composition of the medium and the selection of labeled substrates are two key factors. To avoid measurement noises from non-labeled carbon in nutrient supplements, a minimal medium with a sole carbon source is required. Further, the choice of a labeled substrate is based on how effectively it will elucidate the pathway being analyzed. Because novel enzymes often involve different reaction stereochemistry or intermediate products, in general, singly labeled carbon substrates are more informative for detection of novel pathways than uniformly labeled ones for detection of novel pathways3, 4. Second, we analyze amino acid labeling patterns using GC-MS. Amino acids are abundant in protein and thus can be obtained from biomass hydrolysis. Amino acids can be derivatized by N-(tert-butyldimethylsilyl)-N-methyltrifluoroacetamide (TBDMS) before GC separation. TBDMS derivatized amino acids can be fragmented by MS and result in different arrays of fragments. Based on the mass to charge (m/z) ratio of fragmented and unfragmented amino acids, we can deduce the possible labeled patterns of the central metabolites that are precursors of the amino acids. Third, we trace 13C carbon transitions in the proposed pathways and, based on the isotopomer data, confirm whether these pathways are active 2. Measurement of amino acids provides isotopic labeling information about eight crucial precursor metabolites in the central metabolism. These metabolic key nodes can reflect the functions of associated central pathways.
13C-assisted metabolism analysis via proteinogenic amino acids can be widely used for functional characterization of poorly-characterized microbial metabolism1. In this protocol, we will use Cyanothece 51142 as the model strain to demonstrate the use of labeled carbon substrates for discovering new enzymatic functions.

Metabolic Pathway Confirmation and Discovery Through 13C-labeling of Proteinogenic Amino Acids

13C-isotope labeling is a useful technique for determining the cell central metabolism for various types of microorganisms. After cells have been cultured with a specific labeled substrate, GC-MS measurement can reveal functional metabolic pathways based on unique labeling patterns in proteinogenic amino acids.

מסלול אישור דיסקברי מטבולית ודרך 13 C-תיוג של חומצות אמינו Proteinogenic

Microbes have complex metabolic pathways that can be investigated using biochemistry and functional genomics methods. One important technique to examine ...

Measuring Cell Cycle Progression Kinetics with Metabolic Labeling and Flow Cytometry

Precise control of the initiation and subsequent progression through the various phases of the cell cycle are of paramount importance in proliferating cells. Cell cycle division is an integral part of growth and reproduction and deregulation of key cell cycle components have been implicated in the precipitating events of carcinogenesis 1,2. Molecular agents in anti-cancer therapies frequently target biological pathways responsible for the regulation and coordination of cell cycle division 3. Although cell cycle kinetics tend to vary according to cell type, the distribution of cells amongst the four stages of the cell cycle is rather consistent within a particular cell line due to the consistent pattern of mitogen and growth factor expression. Genotoxic events and other cellular stressors can result in a temporary block of cell cycle progression, resulting in arrest or a temporary pause in a particular cell cycle phase to allow for instigation of the appropriate response mechanism. 
The ability to experimentally observe the behavior of a cell population with reference to their cell cycle progression stage is an important advance in cell biology. Common procedures such as mitotic shake off, differential centrifugation or flow cytometry-based sorting are used to isolate cells at specific stages of the cell cycle 4-6. These fractionated, cell cycle phase-enriched populations are then subjected to experimental treatments. Yield, purity and viability of the separated fractions can often be compromised using these physical separation methods. As well, the time lapse between separation of the cell populations and the start of experimental treatment, whereby the fractionated cells can progress from the selected cell cycle stage, can pose significant challenges in the successful implementation and interpretation of these experiments.
Other approaches to study cell cycle stages include the use of chemicals to synchronize cells. Treatment of cells with chemical inhibitors of key metabolic processes for each cell cycle stage are useful in blocking the progression of the cell cycle to the next stage. For example, the ribonucleotide reductase inhibitor hydroxyurea halts cells at the G1/S juncture by limiting the supply of deoxynucleotides, the building blocks of DNA. Other notable chemicals include treatment with aphidicolin, a polymerase alpha inhibitor for G1 arrest, treatment with colchicine and nocodazole, both of which interfere with mitotic spindle formation to halt cells in M phase and finally, treatment with the DNA chain terminator 5-fluorodeoxyridine to initiate S phase arrest 7-9. Treatment with these chemicals is an effective means of synchronizing an entire population of cells at a particular phase. With removal of the chemical, cells rejoin the cell cycle in unison. Treatment of the test agent following release from the cell cycle blocking chemical ensures that the drug response elicited is from a uniform, cell cycle stage-specific population. However, since many of the chemical synchronizers are known genotoxic compounds, teasing apart the participation of various response pathways (to the synchronizers vs. the test agents) is challenging. 
Here we describe a metabolic labeling method for following a subpopulation of actively cycling cells through their progression from the DNA replication phase, through to the division and separation of their daughter cells. Coupled with flow cytometry quantification, this protocol enables for measurement of kinetic progression of the cell cycle in the absence of either mechanically- or chemically- induced cellular stresses commonly associated with other cell cycle synchronization methodologies 10. In the following sections we will discuss the methodology, as well as some of its applications in biomedical research.

Tracking subtle changes in the progression and kinetics of cell cycle stages can be accomplished by use of a combination of metabolic labeling of nucleic acids with BrdU and total genomic DNA staining via Propidium Iodide. This method avoids the need of chemical synchronization of cycling cells, thereby preventing the introduction of non-specific DNA damage, which in turn affects cell cycle progression.

מדידת מחזור התא קינטיקס התקדמות עם סימון מטבוליות cytometry זרימה

Precise control of the initiation and subsequent progression through the various phases of the cell cycle are of paramount importance in proliferating ...

Analyzing and Building Nucleic Acid Structures with 3DNA

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic acid structures. This article presents detailed protocols for a subset of new and popular features available in 3DNA, applicable to both individual structures and ensembles of related structures. Protocol 1 lists the set of instructions needed to download and install the software. This is followed, in Protocol 2, by the analysis of a nucleic acid structure, including the assignment of base pairs and the determination of rigid-body parameters that describe the structure and, in Protocol 3, by a description of the reconstruction of an atomic model of a structure from its rigid-body parameters. The most recent version of 3DNA, version 2.1, has new features for the analysis and manipulation of ensembles of structures, such as those deduced from nuclear magnetic resonance (NMR) measurements and molecular dynamic (MD) simulations; these features are presented in Protocols 4 and 5. In addition to the 3DNA stand-alone software package, the w3DNA web server, located at <a href="http://w3dna.rutgers.edu" target="_blank">http://w3dna.rutgers.edu</a>, provides a user-friendly interface to selected features of the software. Protocol 6 demonstrates a novel feature of the site for building models of long DNA molecules decorated with bound proteins at user-specified locations.

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic acid structures. This article presents detailed protocols for a subset of new and popular features available in 3DNA, applicable to both individual structures and ensembles of related structures.

ניתוח ובניית מבני חומצות גרעין עם 3DNA

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic ...