Supported by grants from CIHR (MOP231122) and NSERC (RGPIN-2014-06503). We would like to thank Genevi&#232;ve Cyr for her help preparing experiments and supervising laboratory work. MAL received a scholarship from The Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC).

הערה: כל הנהלים בוצעו בהתאם להנחיות של המועצה הקנדית להגנה על בעלי חיים והמועצה לביקורת האתיקה של אוניברסיטת מונטריאול. 1. אסיפה של פיפטה הקלטת ההזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך נימים כ 7 סנטימטר ארוכות זכוכית (קוטר חיצוני 1 מ&quot;מ) באמצעות חולץ פיפטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשבור את הקצה של הנימים ולבדוק את הצמצם תחת מיקרוסקופ אור. ודא שהקוטר הפנימי הוא בין 30 מיקרומטר עד 40 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס חוט כסף ארוך 7 סנטימטרים לתוך נימי זכוכית עם כ 1 סנטימטר הבולט מהקצה הלא המחודד של פיפטה הזכוכית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכופף את החוט העודף orthogonally לנימי הזכוכית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל טיפה של דבק פלסטי גמיש בפיר של מחט מזרק 30 G. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס מזרק 30 G בפיפטה הזכוכית לפי השרטוטים מוצגים באיור 1 </strong&gt;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף ציפוי שני של דבק על מנת להבטיח חותם ראוי מהצומת בין פיפטה הזכוכית והמזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאר את פיפטה לייבוש עם הקצה פונה כלפי מעלה לכ -12 שעות על מנת להבטיח ריפוי תקין של הדבק. התוצאה המוגמרת מוצגת באיור 2. </li></ol> הערה: הליך זה נעשה על ניסויים ועיקור של קצה פיפטה חריפים לא נדרשה. 2. הכנת בעלי החיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החולדה בתיבת הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרום להרדמה באמצעות isoflurane 4% במשך 5 עד 10 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה על שולחן stereotaxic עם כרית חימום ובדיקה רקטלית כדי לשמור על טמפרטורת גוף של 37 מעלות צלזיוס. השתמש חרטום כדי לשמור על הרדמה עם isoflurane 2%. Secure ראשו של העכברוש באמצעות מוטות אוזן ובעל שיניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל טיפות משחה או עין עיניים, הכוללות% 1 אטרופין טיפות כדי לסייע בהרחבת אישון. כדי למנוע יובש, תחול ירידת הסיכהזה בערך כל 30 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את הראש ולנקות אותו עם 10% povidone- יוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדמה מקומית, להזריק 0.5 מיליליטר של לידוקאין 2% מתחת לקרקפת במקומות 2-3 על ידי הרמת העור והחדרת קצה המחט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אשר רמה נאותה של הרדמה על ידי ביצוע קמצוץ הבוהן והתבוננות חוסר התנועה. בנוסף, לפקח על קצב הלב כדי לוודא שהוא נמצא בערכים נורמלים (300 עד 400 פעימות / דקה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך את הקרקפת בקו ישר לאורך החציון עם להב 10 אזמל # לחשוף שני תפרי עטרה ועל sagittal. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את הנקודות למבדה וגבחת על ידי לחיצה בצד את הרקמה שמכסה את הגולגולת עם מרית כירורגית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רמת הגולגולת כך שעמדות גבחת וLambda נמצאות על אותו המישור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להגדיר את נקודת ההתייחסות, להשתמש בהתקן stereotaxic עם שפופרת זכוכית רכובה להגדיר אותו ממש מעל גבחת. זה יהיה &quot;אפס&quot; ולAntero-אחורי medמדידות ial-רוחב קואורדינטות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את נקודת העניין על ידי הזזת stereotaxic הר לקואורדינטות הנדרשות, לציין את קואורדינטות stereotaxic ולצייר ריבוע מסביב לאזור היעד שמסמן בי craniotomy יבוצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש תרגיל כירורגית עם תרגיל מעוקר לאורך הכיכר המסומנת לאט בלי לחץ כדי להסיר את חומר העצם לאט. היזהר שלא לקדוח יותר מדי זמן באותו האזור, כפי שהוא יפיק חום ולגרום לנגעים בקליפת המוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר עצם תיחום craniotomy הפך דק מספיק, להסיר בזהירות את סעיף הגולגולת עם פינצטה כדי לחשוף את הקליפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעתים קרובות להשקות את הקליפה החשופה עם נוזל השדרה מוחין מלאכותי כדי למנוע התייבשות רקמה. הערה: הסרת מאטר דורה היא מיותרת על העכברוש כמו הקצה של injectrode הוא יציב מספיק כדי לחדור. </li></ol> 3. מילוי והרכבה של מערכת ההזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא5-10 microsyringe μl על ידי שאיפה עם שמן מינרלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא את המזרק עם פיפטה הזכוכית קבועה עם תמיסה של 0.5% שמיים כחולים שיקגו (CSB) וחומצת 300 מיקרומטר γ-aminobutyric (GABA) או פתרון של לידוקאין 2% עם 0.5% 9 CSB. לדלל את כל הפתרונות עם מי מלח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במקרה של חומר בשפע, למלא באמצעות מזרק רגיל ולהשתמש בטכניקות הזהירות הרגילות, כדי למנוע ההיווצרות של בועות אוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במקרה של חומרים יקרים יותר, להשתמש בשמן מינרלים כדי למלא את injectrode והסוכן הכימי אז יכול להיות שהוצג על ידי שאיפה. כהפרש בין צפיפות נפט ומים מינרליים הוא יחסית גבוה, חומר זה הוא מועמד טוב להזרקה של תמיסות מימיות. הערה: צבע ניתן להוסיף כדי לאשר את ההפרדה בין שני הנוזלים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי למלא את פיפטה ההזרקה, למלא מזרק 1 מיליליטר עם הפתרון על ידי שאיפה ולאחר מכן להזריק את הפתרון לאטלפיפטה ההזרקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים לב זהיר להדלפות באזורים שצוינו באיור 1 על ידי שטיפת אזורים אלה נקיים והתבוננות דליפות על ידי הזרקת הפתרון לאט עם המזרק נוסף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מזרק 1 מיליליטר. כאשר עושים זאת, כדי להיות בטוח לשמור על לחץ קל על הבוכנה כך שהוואקום אינו מסיר את הפתרון מפיפטה ההזרקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא את microsyringe עם שמן מינרלים על ידי שאיפה ולצרף אותו בחוזקה לפיפטה ההזרקה המלא, ולאחר מכן לנגב בזהירות כל פתרון עודף מinjectrode התאסף עם גזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהקצה אינו חסום על ידי הזרקת נפח קטן מאוד, מספיק לראות טיפה קטנה ויוצרת בקצה של פיפטה הזכוכית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר injectrode על מערכת micropump ולוודא שהוא קבוע גם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם בזהירות את קצה injectrode בקואורדינטות היעד ולהוריד את הקצה אל פני השטח של קליפת המוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט להוריד את injectrשיר הלל באמצעות המנגנון stereotaxic למבנה היעד (colliculus מעולה במקרה זה) באמצעות קואורדינטות אנטומי המתאימות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את הקליפה החשופה עם אגר חם כדי למנוע התייבשות רקמה. </li></ol> 4. הזרקה ואיון הפיך <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את משאבת microinjection להזריק 400 עד 800 NL ב 40 / הפעלת דקות ועיתונות NL להתחיל ההזרקה. שים לב ששיעור ספייק יציג ירידה בהזרקה. הערה: בהגדרת הניסוי, פעילות עצבית התאוששה תוך שעה לאחר תום מסירת GABA. כל מכשיר מכאני מכויל ניתן להשתמש כדי להפעיל לחץ על מזרק microinjection כדי לנהל את הזריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר רכישת נתונים אלקטרו, להרדים בשיטה אושרה על ידי בעלי החיים האתיקה הקהילה המקומית. </li></ol>

<ol><li>Martin, J. H., Ghez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+inactivation+in+the+analysis+of+the+central+control+of+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Pharmacological inactivation in the analysis of the central control of movement.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 145-159 (1999).</li>
<li>Ponce, C. R., Hunter, J. N., Pack, C. C., Lomber, S. G., Born, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+indirect+pathways+to+visual+response+properties+in+macaque+middle+temporal+area+MT%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+Of+Neuroscience+The+Official+Journal+Of+The+Society+For+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Contributions of indirect pathways to visual response properties in macaque middle temporal area MT.</a> The Journal Of Neuroscience The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 31 (10), 3894-3903 (2011).</li>
<li>Lomber, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+advantages+and+limitations+of+permanent+or+reversible+deactivation+techniques+in+the+assessment+of+neural+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 109-117 (1999).</li>
<li>Malpeli, J., Schiller, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+reversible+inactivation+of+small+regions+of+brain+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A method of reversible inactivation of small regions of brain tissue.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 1 (2), 143-151 (1979).</li>
<li>Lomber, S. G., Payne, B. R., Horel, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cryoloop%3A+an+adaptable+reversible+cooling+deactivation+method+for+behavioral+or+electrophysiological+assessment+of+neural+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The cryoloop: an adaptable reversible cooling deactivation method for behavioral or electrophysiological assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 179-194 (1999).</li>
<li>Gonzalez-Perez, O., Guerrero-Cazares, H., Quiñones-Hinojosa, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+of+deep+brain+structures+with+microinjections+for+delivery+of+drugs%2C+viral+vectors%2C+or+cell+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Targeting of deep brain structures with microinjections for delivery of drugs, viral vectors, or cell transplants.</a> Journal Of Visualized Experiments. (46), (2010).</li>
<li>Hupé, J., Chouvet, G., Bullier, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+and+temporal+parameters+of+cortical+inactivation+by+GABA%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Spatial and temporal parameters of cortical inactivation by GABA.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 129-143 (1999).</li>
<li>Casanova, C., McKinley, P., Molotchnikofff, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responsiveness+of+Reorganized+Primary+Somatosensory+%28SI%29+Cortex+after+Local+Inactivation+of+Normal+SI+Cortex+in+Chronic+Spinal+Cats%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+%26+Motor+Research%22%5BJournal%5D)">Responsiveness of Reorganized Primary Somatosensory (SI) Cortex after Local Inactivation of Normal SI Cortex in Chronic Spinal Cats.</a> Somatosensory & Motor Research. 8 (1), 65-76 (1991).</li>
<li>Malpeli, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+inactivation+of+subcortical+sites+by+drug+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Reversible inactivation of subcortical sites by drug injection.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 119-128 (1999).</li>
<li>Minville, K., Casanova, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+frequency+processing+in+posteromedial+lateral+suprasylvian+cortex+does+not+depend+on+the+projections+from+the+striate-recipient+zone+of+the+cat%E2%80%99s+lateral+posterior-pulvinar+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Spatial frequency processing in posteromedial lateral suprasylvian cortex does not depend on the projections from the striate-recipient zone of the cat’s lateral posterior-pulvinar complex.</a> Neuroscience. 84 (3), 699-711 (1998).</li>
<li>Diao, Y., Wang, Y., Xiao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Representation+of+the+binocular+visual+field+in+the+superior+colliculus+of+the+albino+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Representation of the binocular visual field in the superior colliculus of the albino rat.</a> Experimental Brain Research. 52 (1), 67-72 (1983).</li>
</ol>

We have nothing to disclose.

הפרוטוקול המוצע נועד לפתור את האתגרים הנובעים משיטות איון הפיכים הנוכחיות. באופן ספציפי, הפרויקט הזה במטרה לשכלל את השיטות המשמשות לmicroinjections הכימי של חומרי ויסות פעילות עצבית, במיוחד במבני מוח עמוקים. אתגר טכני המתעוררים מסוג זה של התקנה הוא את הצורך בשני הבדיקות שcol...

איון של אזורים בקליפת המוח וגרעינים תת-קליפת המוח הוא חשוב בחקר יחסים פונקציונליים בין מבנים השונים במוח 2-4. הספרות האחרונה העסיקה כימית או טכניקות קריוגני פסד של פונקציה כדי ללמוד את התפקיד של מבני מוח 2,5. בהקשר לmicroinjections התרופתי, בנפחים קטנים של תרופות יכולים להינתן לאזור במוח בקצב מבוקר תוך מזעור הנזקים נלווים ל6,7 הרקמה הסובבת. טכניקה זו יכולה לשמש כדי לספק אגוניסטים ספציפיים, אגוניסטים הפוך או יריבים כדי לחקור את ההשפעה של מטרות תרופתיות שונות על פעילות עצבית. יכולים להיות גם למדו אפקטים כגון על ידי מדידת שינויים בתגובות עצביות ממקומות מרוחקים, המאפשרת לחוקרים ללמוד את היחסים בין מבנים בקליפת המוח וקורטיקליים שונים. הנה, אנחנו מדגימים את ההרכבה של מכשיר, injectrode, מסוגל boה הקלטת אותות אלקטרו ומתן כמויות קטנות של סמים במיקום היעד. אנחנו מדגימים את היכולות של מערכת זו על ידי הזרקת GABA, מעכב משותף של פעילות עצבית, בcolliculus מעולה החולדה. אזור זה הוא רגיש לגירוי חזותי, אשר אפשר לנו להשתמש בפעילות multiunit עוררה חזותי כדי לאשר לוקליזציה injectrode. ההפיכות של איון הוערכו על ידי ההתאוששות של פעילות עצבית נורמלית לאחר תום הזרקת GABA. היכולת לעקוב אחר פעילות יחידה רבת מאתר ההזרקה מאפשרת כוונון העדין של שיעורי ההזרקה וכרכים דרושים כדי להשיג את התגובה הפרמקודינמית הרצויה. לכן, יתרון של שיטה זו הוא פוטנציאל הגבלה של נזק לרקמות שנגרמו על ידי microperfusion, מאז הכרכים היעילים הקטנים מוזרקים. הפרוטוקול המוצע מספק שיטה יעילה עלות ליצירת necessar החומרה חד פעמיy לניסויי ניהול שבו משלוח סמים והקלטת פעילות עצבית המקומית הוא רצויה.

<table><tbody><tr><td>Injection pump (UltraMicroPump III)</td><td>WPI</td><td>#UMP3</td><td></td></tr><tr><td>Injection console (Micro4 Controller)</td><td>WPI</td><td>#SYS-MICRO4</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton syringe</td><td>Hamliton</td><td>(80301) 701LT 10 &amp;micro;L SYR</td><td>Syringes between 5 and 10 &amp;mu;l used</td></tr><tr><td>Flexible plastic adhesive</td><td>Lepage</td><td>393915</td><td>The gel form is easier to apply to the shaft of the 30&amp;nbsp;G hypodermic needle forming a waterproof seal when dry.</td></tr><tr><td>Glass pipettes</td><td>WPI</td><td>#TW100F-4</td><td>Thin wall, 1&amp;nbsp;mm OD, 0.75&amp;nbsp;mm ID with filament pipettes used</td></tr><tr><td>720 Needle Pipette Puller</td><td>Kopf</td><td>720</td><td></td></tr><tr><td>Silver wire</td><td>A-M Systems, Inc.</td><td>782500</td><td>Bare 0.010&amp;rdquo;</td></tr></tbody></table>

simultaneous electrophysiological recording and micro-injections of inhibitory agents in the rodent brain

כאן אנו מתארים שיטה לבניית &quot;injectrode&quot; שימוש יחיד באמצעות חלקים מסחריים נגישים ובמחיר סבירים. מערכת חיטוט פותחה המאפשרת להזרקה של תרופה בעת הקלטת אותות אלקטרו מהאוכלוסייה העצבית הפגועה. שיטה זו מספקת אלטרנטיבה פשוטה וחסכונית לפתרונות מסחריים. פיפטה זכוכית שונה על ידי שילוב שלו עם מזרק ונימת כסף. Injectrode מחובר למשאבת microsyringe מסחרית עבור משלוח סמים. התוצאה היא טכניקה המספקת משוב פרמקודינמיקה בזמן אמת באמצעות אותות תאיים רבת יחידה שמקורם מהאתר של אספקת סמים. כהוכחה של מושג, הקלטנו פעילות עצבית מcolliculus מעולה שהושרו על ידי הבזקי אור בחולדות, במקביל עם משלוח של תרופות דרך injectrode. קיבולת הקלטת injectrode מאפשרת אפיון הפונקציונלי של injאתר שיקוף העדפת שליטה מדויקת הלוקליזציה של אספקת סמים. יישום של שיטה זו גם חורג הרבה מעבר למה שהפגין כאן, כבחירה של חומר כימי נטענה לתוך injectrode היא עצומה, כולל איתור סמנים לניסויים אנטומיים.

הבנייה של injectrode מתוארת באיור 1. חוט כסף (C) מוזנת לתוך פיפטה זכוכית (ד &#39;) עם חלק מהכפוף התיל ובולט החוצה מהפתיחה. מחט 30 G (B) מצורף ואטום לפתיחת פיפטה הזכוכית עם דבק. לאחר פיפטה כבר מלאה בחומר ההזרקה, מזרק מיקרו זכוכית () מחובר למחט. חשוב שיש חותם טוב בי מזרק מיקרו מ...

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain at JoVE.com

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

אלקטרו הקלטה בו זמנית ומייקרו-הזרקות של סוכנים מעכבים במוח מכרסם

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

simultaneous-electrophysiological-recording-micro-injections

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.1K Views.  Université de Montréal. Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Video: Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Simultaneous fMRI and Electrophysiology in the Rodent Brain

To examine the neural basis of the blood oxygenation level dependent (BOLD) magnetic resonance imaging (MRI) signal, we have developed a rodent model in which functional MRI data and in vivo intracortical recording can be performed simultaneously. The combination of MRI and electrical recording is technically challenging because the electrodes used for recording distort the MRI images and the MRI acquisition induces noise in the electrical recording. To minimize the mutual interference of the two modalities, glass microelectrodes were used rather than metal and a noise removal algorithm was implemented for the electrophysiology data. In our studies, two microelectrodes were separately implanted in bilateral primary somatosensory cortices (SI) of the rat and fixed in place. One coronal slice covering the electrode tips was selected for functional MRI. Electrode shafts and fixation positions were not included in the image slice to avoid imaging artifacts. The removed scalp was replaced with toothpaste to reduce susceptibility mismatch and prevent Gibbs ringing artifacts in the images. The artifact structure induced in the electrical recordings by the rapidly-switching magnetic fields during image acquisition was characterized by averaging all cycles of scans for each run. The noise structure during imaging was then subtracted from original recordings. The denoised time courses were then used for further analysis in combination with the fMRI data. As an example, the simultaneous acquisition was used to determine the relationship between spontaneous fMRI BOLD signals and band-limited intracortical electrical activity. Simultaneous fMRI and electrophysiological recording in the rodent will provide a platform for many exciting applications in neuroscience in addition to elucidating the relationship between the fMRI BOLD signal and neuronal activity.

We have developed a method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and electrophysiological recording in the rodent brain, providing a platform for the investigation of the relationship between neural activity and the blood oxygenation level dependent (BOLD) MRI signal.

FMRI Electrophysiology סימולטני במוח מכרסמים

To examine the neural basis of the blood oxygenation level dependent (BOLD) magnetic resonance imaging (MRI) signal, we have developed a rodent model in ...

Simultaneous Electroencephalography, Real-time Measurement of Lactate Concentration and Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity in the Rodent Cerebral Cortex

Although the brain represents less than 5% of the body by mass, it utilizes approximately one quarter of the glucose used by the body at rest1. The function of non rapid eye movement sleep (NREMS), the largest portion of sleep by time, is uncertain. However, one salient feature of NREMS is a significant reduction in the rate of cerebral glucose utilization relative to wakefulness2-4. This and other findings have led to the widely held belief that sleep serves a function related to cerebral metabolism. Yet, the mechanisms underlying the reduction in cerebral glucose metabolism during NREMS remain to be elucidated.
	One phenomenon associated with NREMS that might impact cerebral metabolic rate is the occurrence of slow waves, oscillations at frequencies less than 4 Hz, in the electroencephalogram5,6. These slow waves detected at the level of the skull or cerebral cortical surface reflect the oscillations of underlying neurons between a depolarized/up state and a hyperpolarized/down state7. During the down state, cells do not undergo action potentials for intervals of up to several hundred milliseconds. Restoration of ionic concentration gradients subsequent to action potentials represents a significant metabolic load on the cell8; absence of action potentials during down states associated with NREMS may contribute to reduced metabolism relative to wake.
	Two technical challenges had to be addressed in order for this hypothetical relationship to be tested. First, it was necessary to measure cerebral glycolytic metabolism with a temporal resolution reflective of the dynamics of the cerebral EEG (that is, over seconds rather than minutes). To do so, we measured the concentration of lactate, the product of aerobic glycolysis, and therefore a readout of the rate of glucose metabolism in the brains of mice. Lactate was measured using a lactate oxidase based real time sensor embedded in the frontal cortex. The sensing mechanism consists of a platinum-iridium electrode surrounded by a layer of lactate oxidase molecules. Metabolism of lactate by lactate oxidase produces hydrogen peroxide, which produces a current in the platinum-iridium electrode. So a ramping up of cerebral glycolysis provides an increase in the concentration of substrate for lactate oxidase, which then is reflected in increased current at the sensing electrode. It was additionally necessary to measure these variables while manipulating the excitability of the cerebral cortex, in order to isolate this variable from other facets of NREMS.
	We devised an experimental system for simultaneous measurement of neuronal activity via the elecetroencephalogram, measurement of glycolytic flux via a lactate biosensor, and manipulation of cerebral cortical neuronal activity via optogenetic activation of pyramidal neurons. We have utilized this system to document the relationship between sleep-related electroencephalographic waveforms and the moment-to-moment dynamics of lactate concentration in the cerebral cortex. The protocol may be useful for any individual interested in studying, in freely behaving rodents, the relationship between neuronal activity measured at the electroencephalographic level and cellular energetics within the brain.

A procedure is described for manipulating the activity of cerebral cortical pyramidal neurons optogenetically while the electroencephalogram, electromyogram, and cerebral lactate concentration are monitored. Experimental recordings are performed on cable-tethered mice while they undergo spontaneous sleep/wake cycles. Optogenetic equipment is assembled in our laboratory; recording equipment is commercially available.

Electroencephalography סימולטני, מדידה בזמן אמת של הריכוז לקטט ומניפולצית Optogenetic של פעילות עצבית בקליפת המוח המכרסמת

Although the brain represents less than 5% of the body  by mass, it utilizes approximately one quarter of the glucose used by the body  at rest1. The ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

הקלטה תאית של העצבית פעילות משולבת עם Microiontophoretic יישום של חומרי Neuroactive עכברי Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

חַד<em&gt; בויבו</em&gt; הקלטות אלקטרו של הפוטנציאל שדה מקומי פעילות מרובת יחידות מן מסלול Hyperdirect ב חולדות הרדמה

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Concurrent Recording of Co-localized Electroencephalography and Local Field Potential in Rodent

Although electroencephalography (EEG) is widely used as a non-invasive technique for recording neural activities of the brain, our understanding of the neurogenesis of EEG is still very limited. Local field potentials (LFPs) recorded via a multi-laminar microelectrode can provide a more detailed account of simultaneous neural activity across different cortical layers in the neocortex, but the technique is invasive. Combining EEG and LFP measurements in a pre-clinical model can greatly enhance understanding of the neural mechanisms involved in the generation of EEG signals, and facilitate the derivation of a more realistic and biologically accurate mathematical model of EEG. A simple procedure for acquiring concurrent and co-localized EEG and multi-laminar LFP signals in the anesthetized rodent is presented here. We also investigated whether EEG signals were significantly affected by a burr hole drilled in the skull for the insertion of a microelectrode. Our results suggest that the burr hole has a negligible impact on EEG recordings.

This protocol describes a simple method for concurrent recording of co-localized electroencephalography (EEG) and multi-laminar local field potential in an anesthetized rat. A burr hole drilled in the skull for the insertion of a microelectrode is shown to produce negligible distortion of the EEG signal.

הקלטה בו זמנית של שותף מקומי אלקטרואנצפלוגרם ופוטנציאל שדה מקומי במכרסם

Although electroencephalography (EEG) is widely used as a non-invasive technique for recording neural activities of the brain, our understanding of the ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

הקלטה של אפנון של הפעילות פרוסות המוח מכרסמים מצמידים מערכים Microelectrode

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Microinjectrode System for Combined Drug Infusion and Electrophysiology

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes and nanosensors, optimized for repeated use in awake, behaving animals. The microinjectrode system can be configured for multiple purposes: (1) simple arrangement of the cannula for placement of an experimental probe that would otherwise be too fragile to penetrate the dura mater, (2) microfluidic infusion of a drug, either independently or coupled to a cannula containing an experimental probe (i.e., microelectrode, nanosensor). In this protocol we explain the step by step construction of the microinjectrode, its coupling to microfluidic components, and the protocol for use of the system in vivo. The microfluidic components of this system allow for delivery of volumes on the nanoliter scale, with minimal penetration damage. Drug infusion can be performed independently or simultaneously with experimental probes such as microelectrodes or nanosensors in an awake, behaving animal. Applications of this system range from measuring the effects of a drug on cortical electrical activity and behavior, to understanding the function of a specific region of cortex in the context of behavioral performance based on probe or nanosensor measurements. To demonstrate some of the capabilities of this system, we present an example of muscimol infusion for reversible inactivation of the frontal eye field (FEF) in rhesus macaque during a working memory task.

We present a microinjectrode system designed for electrophysiology and assisted delivery of experimental probes (i.e., nanosensors, microelectrodes), with optional drug infusion. Widely available microfluidic components are coupled to a cannula containing the probe. A step-by-step protocol for microinjectrode construction is included, with results during muscimol infusion in macaque cortex.

מערכת microinjectrode לטיפול בתרופות אינפוזיה ואלקטרופיזיולוגיה של התרופה

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes ...

Drug Microinjection with Electrophysiological Recording in a Rat Brain

Source: Lai, J., et al. <a href="https://app.jove.com/v/52271">Simultaneous electrophysiological recording and micro-injections of inhibitory agents in the rodent brain.</a> J. Vis. Exp. (2015)
This protocol outlines the assembly and use of an injectrode for precise drug delivery into targeted brain regions of an anesthetized rat, followed by monitoring of neuronal activity through recorded electrical signals.

מיקרו-הזרקה של תרופות עם רישום אלקטרופיזיולוגי במוח של חולדה

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

In Vivo Electrophysiological Recordings of Brain Activities from Multiple Sites in Rats

Source: Haumesser, J. K., et al. <a href="https://app.jove.com/v/55940">Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats.</a> J. Vis. Exp.(2017).
This video demonstrates the detailed procedure for preparing an anesthetized rat for electrophysiological recordings of brain activity from multiple sites. The scalp is dissected to access the skull, and holes are drilled at precise locations to install and secure electrodes. Tungsten microwire electrodes are then inserted into the targeted location to record the data.

In Vivo רישומים אלקטרופיזיולוגיים של פעילויות מוחיות מאתרים מרובים בחולדות

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

A Micro-drive Array Method for Electrophysiological Recording from Multiple Brain Regions

Source: Shikano, Y., et al. <a href="https://app.jove.com/v/56980">Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat.</a> J. Vis. Exp. (2018).
The video demonstrates simultaneous electrophysiological recording from multiple brain regions in a rat using an integrative micro-drive array. Recording electrodes are placed in the olfactory bulb, reference electrodes in the frontal cortex, and micro-drive array electrodes in the hippocampus. The rat is allowed to forage freely, and simultaneous recording from all the implanted electrodes is recorded using the array.