This work was supported by National Institutes of Health (National Institute of Neurological Disorders and Stroke) Grant 1R01NS060757-01 and by the E.L. Lindseth endowed chair to Dominique M. Durand. We thank Dr. Andrew M. Rollins&#8217; laboratory for the help on the OCT imaging.

הערה: בעלי חיים פרוטוקולי ניסוי נבדקו ואושרו על ידי ועדת הטיפול ושימוש בבעלי חיים המוסדיים באוניברסיטה. עכברי CD1 של שני מינים בגיל P10 P20 למשמשים במחקר זה. 1. פתרונות לכירורגיה והקלטה ניסויית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן חיץ נורמלי מלאכותי נוזל השדרתי (aCSF) המכיל (מ&quot;מ): 124 NaCl, KCl 3.75, 1.25 KH 2 PO 4, 4 MgSO 2, NaHCO 3 26, דקסטרוז 10, וCaCl 2 2. השתמש aCSF הנורמלי הזה לשחזור רקמות לאחר נתיחה, כמו גם עבור מערכת שטיפה בתחילת הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן aCSF סוכרוז המשמש במהלך נתיחת ההיפוקמפוס ומכיל (מ&quot;מ): 220 סוכרוז, KCl 2.95, Nah 2 1.3 PO4, 4 MgSO 2, NaHCO 3 26, דקסטרוז 10, וCaCl 2 2. כדי לגרום לפעילות epileptiform בהכנת הרקמה בהיפוקמפוס בשלמות, להוסיף 4-aminopyridine (4-AP) לaCSF הנורמלי בהריכוז של 100 מיקרומטר. </li></ol> 2. נוהל כירורגי לHippocampus הכנת השלמים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זרוק isoflurane (1 מיליליטר) לתוך התא בתחתית צנצנת זכוכית ייבוש (מס &#39;1 בחומרים ספציפיים וציוד) ולהשתמש במגבת נייר רגילה כדי לכסות את פני השטח של השלב התחתון כל כך החיה לא מקבלת במגע עם הנוזל. לאחר מכן, הנח את עכבר CD1 לתוך הצנצנת ולסגור את המכסה. לשמור על בעלי החיים בצנצנת הסגורה לדקות על 1 עד 2 דקות. כאשר תדירות נשימה היא אחד לשנייה בערך, להסיר את העכבר מהצנצנת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר על הבמה הניתוח ולערוף עם מספריים מתאימים. מייד לאחר עריפת הראש, הנח את הראש ל( 3-4 מעלות צלזיוס) קר כקרח, aCSF סוכרוז מחומצן לכ -30 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במספריים עדינים (מס &#39;5 בחומרים וציוד ספציפיים) כדי להסיר את העור בחלקו העליון של הגולגולת ולחתוך את הגולגולת לאורך קו האמצע של הראש, כמו גם בשני קצוות ליד הטמפואונת RAL. מלקחיים שימוש (מס &#39;6 בחומרים וציוד ספציפיים) לקלף את גולגולת החתך כלפי כל צד של הראש כדי לחשוף את המוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס מרית מעבדה מיקרו (מס &#39;8 בחומרים ספציפיים וציוד) לפער בין האונות הקודקודית של המוח והגולגולת לקלף בזהירות את המוח מהחלק התחתון של הגולגולת ולאחר מכן שחרר אותו על גבי מוכן (קר כקרח 3 -4 ° C) שלב כירורגית מכוסים בנייר רטוב מסנן (מס &#39;2 בחומרים ספציפיים וציוד). הסר את המוח הקטן עם להב קרח צונן ולהפריד בין שתי ההמיספרות על ידי חיתוך קו האמצע של המוח. ואז, במקום שתי ההמיספרות מופרדות לכוס מלאה aCSF סוכרוז קר כקרח מבעבע עם 95% O CO 2/5% 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח מחצית מחצי הכדור ומניחים על הבמה נייר סינון קר כקרח. מניחים מגבות נייר רגילות או נייר סינון סביב המוח למצוץ פתרון הנוסף. השתמש בשני כלים פיפטה זכוכית אש מלוטשת (מס &#39;10 בחומרים וציוד) כדי להפריד את הקליפה משאר חלק במוח המרכזי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר היפוקמפוס חשוף מהחלק הפנימי של קליפת המוח ולשים על הבמה קרה כקרח, מקום שתיים או שלוש טיפות של aCSF סוכרוז קר כקרח על הרקמה ולאחר מכן להסיר את פתרון נוסף סביב היפוקמפוס. חותך את הקשרים עם הקליפה בשני קצוות של ההיפוקמפוס. לאחר מכן, לנתח את ההיפוקמפוס מתוך המוח עם כלים מזכוכית מלוטש אש ולהסיר את החלק הנותר של המוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את כל ההיפוקמפוס עם צד alveus פונה כלפי מעלה ומענית בהיפוקמפוס פונה כלפי מטה. מהירות שחרר שתיים או שלוש טיפות של aCSF סוכרוז קר כקרח על הרקמה שוב ולהסיר את הפתרון הנוסף סביב הרקמות באמצעות פיסת מגבת נייר. השתמש בכלי זכוכית מלוטש אש להתהפך כל ההיפוקמפוס כדי לחשוף את מענית (איור 1 ב, ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תחת מיקרוסקופ אופטי רגיל, להכניס מחט מחוייט זכוכית (מס &#39;11 בMateri ספציפיals וציוד) לקצה אחד של מענית ולחתוך את חיבורי סיבים, מgyrus המשונן (DG) לsubiculum או שדה CA1, לאורך הכיוון של מענית (איור 1 ג). החל להב קר כקרח לקצץ את הקצוות במחיצה ובזמן של ההיפוקמפוס במידת צורך. הכנס לולאה מותאמת אישית עשה חוט מתכת (מס &#39;12 בחומרים ספציפיים וציוד) למענית הקיצוץ ולעצור בצד דרך DG מן הרקמה תוך החזקת סוף subiculum / CA1 של ההיפוקמפוס בכלי זכוכית מלוטשת אש (1D איור) . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהמשך להליך התגלגלות לעיל, להוסיף שתיים או שלוש טיפות נוספות של aCSF סוכרוז קר כקרח על הרקמות ולהסיר את הפתרון הנוסף סביב הרקמה. לאחר מכן, חתוך את ההיפוקמפוס פרש עם הלהב קר כקרח בקצוות (איור 1E) ולמקם את ההכנה על ידי מרית לתוך התא מתאושש מלא aCSF הנורמלי ומבעבע עם 95% O 2/5% CO 2 בRT (כ 25 ° C). השאררקמת ההיפוקמפוס פרש להתאושש על 1 שעות לפני הצבתו בתא ההקלטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את חצי הכדור האחר במוח ולהשתמש בו כדי לעבור את שלבים 2.5-2.9. בדרך כלל, לוקח על 1 עד 2 דקות כדי לסיים את ההליך כולו להתגלות היפוקמפוס אחת ושחרר aCSF סוכרוז קר כקרח ברציפות כדי לשמור על הרקמה מחומצן והתייבשות. </li></ol> הגדרת מערכת הניסויית 3. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דבק PMEA מפוברק מותאם אישית על חבילת מערך רשת סיכה (PGA) ולהשתמש מליטה חוט מיקרו לחיבור כל משטח מmicroelectrode יחיד לכרית של סיכה על האריזה (איור 3). לאחר מכן, הכנס את החבילה לתוך השקע בלוח מעגלים מותאם אישית 13. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בנפרד להתחבר כל microelectrode למסננים שלה עם תדרים חתוכים לעבור להקה מרץ 1 עד 4 קילוהרץ ומגברים עם רווח של 100 על המנהג עשה המעגלים 13. עבר דיגיטציה היציאה האנלוגית מהמעגלים על ידי / המרה Derting מערכת, ולרכוש ולאחסן את הנתונים במחשב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דבק תא הקלטת פלסטיק מחוייט סביב המערך עם כניסה וצינורות לשקע לזרימת הפתרון (איור 4 א). השתמש בלפחות שני בקבוקים כדי לשמור על פתרונות שונים במערכת, ולהצטרף ולשלוט בצינורות הפלט של הבקבוקים על ידי תלת-סתום. חבר את הפלט של תלת-השסתום למערכת צינורות עם תא עירוי המנחה את הפתרון לתא ההקלטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בין שלושה שסתום והכניסה של חדר ההקלטה, להוסיף מחמם חשמלי כדי לחמם את הפתרון לטמפרטורה מבוקרת (35 ° C) לפני הפתרון מודרך לתא ההקלטה. צרף את היציאה של תא ההקלטה לצינור ואקום כדי לאסוף את הפתרון לתוך בקבוק מחובר צינור ואקום. לא ממחזר כל פתרון בכל ניסוי במחקר זה. </li></ol> 4. הצבת Hippocampus מצב הפרישה על PMEA כדי להקליט את הפעילות עצבית </p&gt; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להכין את ההתקנה הניסיונית, למלא בקבוק אחד עם aCSF הנורמלי ועוד בקבוק עם 4-AP aCSF. בשני הבקבוקים, בועה 95% O 2/5% CO 2 מתחילת כל ניסוי מאוד. השתמש במחבר תלת-סתום לשלוט בי הפתרון ייבחר במהלך ניסוי. חבר צינור ואקום ביציאה של החדר לשאוב הפתרון למכל אבק. מחממים את הצינור לפני מסירתו לחדר ההקלטה ולשמור על הפתרון ברמת טמפרטורה מבוקרת (35 מעלות צלזיוס). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר הכניסה והיציאה של הקלטת תא סגורות, להשתמש טפטפתי טפטפת זכוכית מותאמת אישית כדי להעביר ולמקם את ההיפוקמפוס המקופל לתוך תא ההקלטה. מתחת למיקרוסקופ, מקם את ההיפוקמפוס פרש בעזרת מברשת צבע קטנה רגילה תוך הרקמה צף בפתרון. הנח את ההיפוקמפוס פרש עם צד alveus פונה כלפי מטה, אזור CA3 מצביע משם, ושדה CA1 והצביע לעבר החוקר. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> למצוץ בזהירות הפתרון בתא באמצעות פיפטה ואקום מהקצה של חדר ההקלטה להוריד את רמת הפתרון עד הקאמרית הוא מיובש והרקמה היא הורידה על גבי המערך. ואז, בזהירות במקום עוגן רקמה מותאמת אישית (איור 4) (מס &#39;14 בחומרים ספציפיים וציוד) על גבי הרקמה להחזיק היפוקמפוס פרש על גבי המערך. לשים כמה טיפות של תמיסה לתוך תא ההקלטה כדי למלא אותו, ובהדרגה לפתוח את הכניסה ויציאה להתאים קצב זרימה לכשתי טיפות לשנייה בתא טפטוף IV. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה הרקמה בחדר ההקלטה עם aCSF הנורמלי כ 1 דקות כדי להתאושש, ולאחר מכן לעבור את אספקת הפתרון ל4-AP aCSF המומס ולהתאים את קצב הזרימה כראוי. דגירה הרקמה ב 4-AP מומסת aCSF לכ -5 עד 10 דקות ולאחר מכן החוקר יכול להפעיל את התוכנה כדי להקליט את האות כאשר פעילות ספונטנית מופיעה. </li></ol> 5. הסרתרקמה מPMEA לאחר ניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשלוט עוגן הרקמה על ידי micromanipulator ולהרים רקמות מתא ההקלטה בהדרגה. כבה את שניהם כניסה ויציאה להפסקת הזרימה בתא ההקלטה. חדר ההקלטה צריך להיות מלא עם פתרון או להוסיף כמה טיפות של פתרון ללמלא את התא אם תא ההקלטה אינו מלא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במברשת צבע קטנה כדי להרים כל פינה של הרקמה. אם הרקמה לא צף בפתרון, ואז להעסיק את השפופרת הריק לייבוש קאמרי בזהירות עם הרקמה עדיין יושבת על המערך. לאחר מכן, פתח בזהירות את הכניסה כדי למלא בהדרגה את החדר וסגר את הכניסה כדי לעצור את הזרם כאשר תא ההקלטה מלא. החל מברשת הצבע הקטנה כדי להרים כל פינה של הרקמה שוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלב 5.2 עד הרקמה מנותק מהמערך וצף בפתרון. אם הרקמה צף בפתרון, ולאחר מכן להשתמש צינור הוואקום למצוץ את הרקמה משם. t הפתוחהוא זורם בכניסה ולפתוח את הוואקום בשקע. לשטוף את המערכת עם מים מזוקקים ולייבש אותו. </li></ol>

<ol>
	<li>Richardson, K. A., Schiff, S. J., Gluckman, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+traveling+waves+in+the+Mammalian+cortex.">Control of traveling waves in the Mammalian cortex.</a> Phys Rev Lett. 94 (2), 028103-028112 (2005).</li><li>Luhmann, H. J., Dzhala, V. I., Ben-Ari, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+and+propagation+of+4-AP-induced+epileptiform+activity+in+neonatal+intact+limbic+structures+in+vitro.">Generation and propagation of 4-AP-induced epileptiform activity in neonatal intact limbic structures in vitro.</a> Eur J Neurosci. 12 (8), 2757-2768 (2000).</li><li>Grinvald, A., Manker, A., Segal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+the+spread+of+electrical+activity+in+rat+hippocampal+slices+by+voltage-sensitive+optical+probes.">Visualization of the spread of electrical activity in rat hippocampal slices by voltage-sensitive optical probes.</a> J Physiol. 333, 269-291 (1982).</li><li>Gloveli, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+arrangement+of+rhythm-generating+microcircuits+in+the+hippocampus.">Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 102 (37), 13295-13300 (2005).</li><li>Amaral, D. G., Witter, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+three-dimensional+organization+of+the+hippocampal+formation:+a+review+of+anatomical+data.">The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data.</a> Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).</li><li>Albani, S. H., McHail, D. G., Dumas, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+studies+of+the+hippocampus+and+hippocampal-dependent+behaviors:+insights+from+interdisciplinary+studies+and+tips+for+new+investigators.">Developmental studies of the hippocampus and hippocampal-dependent behaviors: insights from interdisciplinary studies and tips for new investigators.</a> Neurosci Biobehav Rev. 43, 183-190 (2014).</li><li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propagation+of+Epileptiform+Activity+Can+Be+Independent+of+Synaptic+Transmission,+Gap+Junctions,+or+Diffusion+and+Is+Consistent+with+Electrical+Field+Transmission.">Propagation of Epileptiform Activity Can Be Independent of Synaptic Transmission, Gap Junctions, or Diffusion and Is Consistent with Electrical Field Transmission.</a> J Neurosci. 34 (4), 1409-1419 (2014).</li><li>Kibler, A. B., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+wave+propagation+of+epileptiform+activity+in+the+planar+mouse+hippocampus+in+vitro.">Orthogonal wave propagation of epileptiform activity in the planar mouse hippocampus in vitro.</a> Epilepsia. 52 (9), 1590-1600 (2011).</li><li>Wang, D., McMahon, S., Zhang, Z., Jackson, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+voltage+sensor+imaging+of+electrical+activity+from+neurons+in+hippocampal+slices+from+transgenic+mice.">Hybrid voltage sensor imaging of electrical activity from neurons in hippocampal slices from transgenic mice.</a> J Neurophysiol. 108 (11), 3147-3160 (2012).</li><li>Wingenfeld, K., Wolf, O. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+,+memory,+the+hippocampus.">Stress , memory, the hippocampus.</a> Front Neurol Neurosci. 34, 109-121 (2014).</li><li>Liu, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+high-K+-induced+epileptiform+discharges+in+hippocampal+slice+and+the+effects+of+valproate.">Spatiotemporal dynamics of high-K+-induced epileptiform discharges in hippocampal slice and the effects of valproate.</a> Neurosci Bull. 29 (1), 28-36 (2013).</li><li>Oka, H., Shimono, K., Ogawa, R., Sugihara, H., Taketani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+planar+multielectrode+array+for+extracellular+recording:+application+to+hippocampal+acute+slice.">A new planar multielectrode array for extracellular recording: application to hippocampal acute slice.</a> J Neurosci Methods. 93, 61-68 (1999).</li><li>Kibler, A. B., Jamieson, B. G., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+aspect+ratio+microelectrode+array+for+mapping+neural+activity+in+vitro.">A high aspect ratio microelectrode array for mapping neural activity in vitro.</a> J Neurosci Methods. 204 (2), 296-305 (2012).</li><li>Schechter, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+potassium+channel+blockers+4-aminopyridine+and+tetraethylammonium+increase+the+spontaneous+basal+release+of+[3H]5-hydroxytryptamine+in+rat+hippocampal+slices.">The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices.</a> J Pharmacol Exp Ther. 282 (1), 262-270 (1997).</li><li>Perreault, P., Avoli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-aminopyridine-induced+epileptiform+activity+and+a+GABA-mediated+long-lasting+depolarization+in+the+rat+hippocampus.">4-aminopyridine-induced epileptiform activity and a GABA-mediated long-lasting depolarization in the rat hippocampus.</a> J Neurosci. 12 (1), 104-115 (1992).</li><li>Chesnut, T. J., Swann, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epileptiform+activity+induced+by+4-aminopyridine+in+immature+hippocampus.">Epileptiform activity induced by 4-aminopyridine in immature hippocampus.</a> Epilepsy Res. 2 (3), 187-195 (1988).</li><li>Nam, Y., Wheeler, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vitro+Microelectrode+Array+Technology+and+Neural+Recordings.">In Vitro Microelectrode Array Technology and Neural Recordings.</a> Crit Rev Biomed Eng. 39 (1), 45-62 (2011).</li><li>Gonzalez-Sulser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+neuron+firing+and+local+field+potentials+in+the+in+vitro+4-aminopyridine+epilepsy+model.">Hippocampal neuron firing and local field potentials in the in vitro 4-aminopyridine epilepsy model.</a> J Neurophysiol. 108 (9), 2568-2580 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

הפיתוח של תכשיר היפוקמפוס המקופל, שבו צירי האורך ורוחב של ההיפוקמפוס נשמרים בשילוב עם מערך microelectrode חודר, מספק כלי רב עוצמה כדי לחקור את קשרי האנטומיה או התפשטות עצבית בהיפוקמפוס 7. הליך התגלגלות גם לגבי ללימוד היפוקמפוס בעכברים בוגרים. מחקרים שנעשה לאחרונה עם ה...

הבנת ההולכה או התפשטות העצבית של אותות עצביים היא קריטית לקביעת המנגנון של תקשורת עצבית בשני התפקוד הנורמלי ומצבים פתולוגיים במוח 1-3. ההיפוקמפוס הוא אחד המבנים הנחקרים ביותר בהרחבה במוח מאז שהיא ממלאת תפקיד בסיסי בכמה תפקודי מוח כגון זיכרון, ומעקב במרחב ובמעורב במספר שינויים פתולוגיים באופן דרמטי את ההשפעה על התנהגות, כמו גם 1,6. אמנם, ההיפוקמפוס מציג ארגון מורכב, האלמנטים השונים של המבנה שלו ניתן לזהות בקלות והגישה בהכנת פרוסה 4-6. בכיוון הרוחבי של ההיפוקמפוס, פעילות עצבית ידועה להפיץ דרך המסלול תלת-סינפטי המרכיב את המשונן gyrus (DG), CA3, CA1 andsubiculum 4,5. הוא האמין כי שידור סינפטי והולכת axonal לשחק תפקיד מרכזי לcommunicatiבמעגל רוחבי זה 4,6. עם זאת, התפשטות של אות עצבית מתרחשת בשני כיוונים רוחביים ואורך 4,6. משמעות הדבר הוא כי ההיפוקמפוס לא יכול להיחקר באופן מלא על ידי שימוש בהכנות פרוסה המגבילות את התצפית לכיוון מסוים של התפשטות 4. פרוסה האורך פותחה כדי לחקור את מסלולי axonal לאורך ציר אורך 5. חוקרים הבחינו תנודות גמא ותטא התנהגות ספציפית בעיקר לאורך רוחבי וצירה אורך בהתאמה 6. התנהגויות אלו נחקרו בנפרד, אך גישה בו זמנית לשני הכיוונים היא חיונית כדי להבין התנהגויות אלו. אפילו עם הפיתוח של תכשיר ההיפוקמפוס שלם, שקשה לפקח על ההתפשטות בכל רחבי הרקמה בשל מקופל המבנה של ההיפוקמפוס 4. ההיפוקמפוס פרש מספק גישה לתאי העצב ארוזבצורה של 7,8 שכבת תאים דו-ממדי שטוחה. על ידי התגלגלות gyrus המשונן (DG) (איור 1), ההיפוקמפוס מאמץ צורה שטוחה עם תצורה מלבנית שבשני רוחבי וחיבורי אורך להישאר שלמים עם שכבת תאי הפירמידה מסודרת בגיליון דו-ממדי המכיל את שני CA3 וCA1, משאיר פיסת הרקמה עצבית שיכול לשמש כדי לחקור התפשטות עצבית שטוחה (איור 2) 8. פעילות עצבית אז יכולה להיות במעקב עם טפטפות פרט זכוכית, מערכי microelectrode, אלקטרודות גירוי, כמו גם צבעי מתח רגישים (VSD) 3,7,8. בנוסף, מחוון מתח מקודד גנטי מעכברים הטרנסגניים ניתן להשתמש כדי לעקוב אחר התפשטות הדפוס 9. התצורה שטוחה של הרשת בהיפוקמפוס המקופלת היא גם מתאימה להקלטת שיטה אופטית אלא גם למערך microelectrode. Most של המערכים הזמינים המסחרית מיוצר עם אלקטרודות פרופיל שטוח או נמוך והוא יכול להקליט פעילות עצבית בשתי פרוסות רקמה ונוירונים בתרבית 10-12. עם זאת, יחס אות לרעש (SNR) יורד כאשר האותות המתקבלים מרקמה שלמה מאז סומה של תאי העצב ממוקמים עמוקה יותר לתוך הרקמה. מערכי אלקטרודה microelectrode עם יחס רוחב-גובה גבוה נדרשים כדי לשפר את יחס האות לרעש. ברוח זו, מערך microelectrode חודר (PMEA) פותח במעבדה שלנו, ומספק את היכולת לחקור ישירות לתוך הרקמות על ידי הוספת 64 קוצים בקוטר של 20 מיקרומטר וגובה של 200 מיקרומטר להיפוקמפוס פרש 7,13 . יש מערך microelectrode זה SNR גבוה יותר בהשוואה להדמית הצבע רגישה המתח ויחס האות לרעש נותר יציבה במהלך ניסוי 7,13. השילוב של ההכנה בהיפוקמפוס המקופלת וPMEA מספק דרך חדשה להשקיעIgate ההתפשטות העצבית על מטוס דו-ממדי. ניסויים באמצעות טכניקה זו כבר הניבו תוצאות משמעותיות על המנגנונים של התפשטות אות עצבית בהיפוקמפוס לפי פעילות עצבית יכולה להפיץ באופן עצמאי של סינפסות הסינפטי או חשמלית 7.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>desiccator jar</td>
			<td>LABRECYCLERS Inc.</td>
			<td>5410</td>
			<td>Place regular paper towels at the bottome of the jar for animal anesthesia use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A blade and Custome made surgical stage for unfolding hippocampus</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A petri dish is place upside down (in the center) in the ice with a wet filter paper place on top of it.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue recovery chamber</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Plastic tubes were glued with plastic mesh at the bottom and bubbled with 95% O2/ 5% CO2 in the aCSF.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Operating&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S17336B&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Medco Instruments No.:81995&#160;</td>
			<td>This scissors is used to&#160;&#160; decapitate the mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Integra Miltex Goldman-Fox&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-460-517&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; MILTEX INC&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; No.:5-SC-320</td>
			<td>This scissors is used to cut the skull of the mice.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miltex 
			Hysterectomy Forceps</td>
			<td>Claflin Medical equipment</td>
			<td>CESS-722033-00001</td>
			<td>This Forceps is used to peel the cut skull to expose the brain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>This micro spatula is used to tranfer the whole brain of a semisphere into the recorering chamber.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frey Scientific Stainless Steel Semi-Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>this semi micro spatula is used to tranfer the unfolded hippocampus into the glucose aCSF in the recovering chamber.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small paint brush</td>
			<td>Lowe&#39;s</td>
			<td>tem #:&#160;105657&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Model #:&#160;90219</td>
			<td>The one with the smallest size in a normal paint brush package</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fire polished glass help tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass needle</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass tool with a metal wire loop</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes with a reshaped metal wire loop.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass solution dropper</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was&#160; made from the regular Pasteur glass pipettes with its tips cut and a rubber head attached with the cut end.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue anchor</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Nylon fiber mesh was glued on a insulated copper wire ring. The tissue anchor was hold by an micromanipulator.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom fabricated microelectrode array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made filter and amplifiers circuits for the array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition processor 3400a</td>
			<td>Microstar Laboratories</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This is a complete data acquisition system with A/D converter.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural activity propagation in an unfolded hippocampal preparation with a penetrating micro-electrode array

פרוטוקול זה מתאר שיטה להכנה חדשה בהיפוקמפוס ההכנה השטוח מבחנה בשילוב עם מערך מיקרו-במכונה כדי למפות פעילות עצבית בהיפוקמפוס. ההכנה הפרוסה בהיפוקמפוס רוחבית היא הכנת רקמה הנפוצה ביותר ללמוד אלקטרופיזיולוגיה היפוקמפוס. פרוסה בהיפוקמפוס אורך פותח גם כדי לחקור קשרים אורך בהיפוקמפוס. ניתן גם לשמור על ההיפוקמפוס העכבר שלם במבחנה בגלל עוביו מאפשר דיפוזיה חמצן נאותה. עם זאת, שלושת תכשירים אלה אינם מספקים גישה ישירה להתפשטות עצבית שכן חלק מהרקמה חסר או מקופל. ההיפוקמפוס שלם המקופל מספק הן רוחבי וקשרים ארוכי טווח בתצורה שטוחה לגישה ישירה לרקמות לנתח את מלוא היקף התפשטות אות בהיפוקמפוס במבחנה. על מנת לפקח על הפעילות העצבית מt ביעילותהוא שכבת תאים, מנהג עשה חודר מערך מיקרו-אלקטרודה (PMEA) היה מפוברק ופנה להיפוקמפוס פרש. PMEA עם 64 אלקטרודות של 200 מיקרומטר בגובה יכול להקליט פעילות עצבית עמוק בתוך ההיפוקמפוס העכבר. שילוב הייחודי של הכנה בהיפוקמפוס מקופלת וPMEA מספק כלי חוץ הגופייה חדש ללמוד את המהירות וכיוון של התפשטות של פעילות עצבית באזורי CA1-CA3 דו-ממדיים של ההיפוקמפוס עם אות גבוהה יחס רעש.

הנתונים המוצגים בדמויות כאן נרשמו בהכנת היפוקמפוס פרש עם 4-AP (100 מיקרומטר) aCSF הוסיף במהלך הדגירה של הרקמה בחדר ההקלטה ב RT (25 ° C). בדרך כלל פעילות מתחילה תוך 5 דקות, אבל בכמה רקמות בהיפוקמפוס מבעלי החיים המבוגרים זה עלול לקחת זמן רב יותר. הירי העצבי הנגרם על-4-AP נצפה עם PMEA הו...

Watch this Scientific Journal Video about Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array at JoVE.com

Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

פיתחנו היפוקמפוס פרש במבחנה השומר מערך CA1-CA3 של נוירונים. בשילוב עם מערך מיקרו-אלקטרודה החודרת, פעילות עצבית יכולה להיות במעקב בשתי אוריינטציות אורכי ורוחביות. שיטה זו מספקת יתרונות על פני הכנות פרוסה בהיפוקמפוס כמו ההתפשטות בכל היפוקמפוס ניתן להקליט בו זמנית.

עצבי פעילות הרבייה בהיפוקמפוס הכנה פרש בחודר מיקרו-אלקטרודה Array

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in ...

neural-activity-propagation-an-unfolded-hippocampal-preparation-with

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.3K Views.  Case Western Reserve University.  פיתחנו היפוקמפוס פרש במבחנה השומר מערך CA1-CA3 של נוירונים. בשילוב עם מערך מיקרו-אלקטרודה החודרת, פעילות עצבית יכולה להיות במעקב בשתי אוריינטציות אורכי ורוחביות. שיטה זו מספקת יתרונות על פני הכנות פרוסה בהיפוקמפוס כמו ההתפשטות בכל היפוק...

Video: Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Growth and Differentiation of Adult Hippocampal Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These animals also resist ischemic injury to the brain in vivo 2,3 and oxygen-glucose deprivation in vitro 4,5. These unique qualities provided the impetus to isolate AGS neurons to examine inherent neuronal characteristics that could account for the capacity of AGS neurons to resist injury and cell death caused by ischemia and extremely cold temperatures. Identifying proteins or gene targets that allow for the distinctive properties of these cells could aid in the discovery of effective therapies for a number of ischemic indications and for the study of cold tolerance. Adult AGS hippocampus contains neural stem cells that continue to proliferate, allowing for easy expansion of these stem cells in culture. We describe here methods by which researchers can utilize these stem cells and differentiated neurons for any number of purposes. By closely following these steps the AGS neural stem cells can be expanded through two passages or more and then differentiated to a culture high in TUJ1-positive neurons (~50%) without utilizing toxic chemicals to minimize the number of dividing cells. Ischemia induces neurogenesis 6 and neurogenesis which proceeds via MEK/ERK and PI3K/Akt survival signaling pathways contributes to ischemia resistance in vivo7 and in vitro 8 (Kelleher-Anderson, Drew et al., in preparation). Further characterization of these unique neural cells can advance on many fronts, using some or all of these methods.

Neural stem cells were prepared from the hippocampus of adult non-hibernating yearling Arctic ground squirrels (AGS). These neural stem cells can be expanded through numerous passages, differentiated and maintained as a nearly 50:50 neuron to glial culture.

גדילה והתמיינות של מבוגרים בהיפוקמפוס סנאי הארקטי קרקע תאים גזע עצביים

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These ...

Neural-Colony Forming Cell Assay: An Assay To Discriminate Bona Fide Neural Stem Cells from Neural Progenitor Cells

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). Furthermore, this serum-free culture system has also been employed to expand stem cells and determine their frequency from a variety of tumors and normal tissues. It has been shown recently that a one-to-one relationship does not exist between neurosphere formation and NSCs. This suggests that the NSA as currently applied, overestimates the frequency of NSCs in a mixed population of neural precursor cells isolated from both the embryonic and adult mammalian brain. This video practically demonstrates a novel collagen based semi- solid assay, the neural-colony forming cell assay (N-CFCA), which has the ability to discriminate stem from progenitor cells based on their long-term proliferative potential, and thus provides a method to enumerate NSC frequency. In the N-CFCA, colonies &ge;2 mm in diameter are derived from cells that meet all the functional criteria of a NSC, while colonies &lt; 2mm are derived from progenitors. The N-CFCA procedure can be used for cells prepared from different sources including primary and cultured adult or embryonic mouse CNS cells. Here we use cells prepared from passage one neurospheres generated from embryonic day 14 mice brain to perform N-CFCA. The cultures are replenished with proliferation medium every seven days for three weeks to allow the plated cells to exhibit their full proliferative potential and then the frequency of neural progenitor and bona fide neural stem cells is calculated respectively by counting the number of colonies that are &lt; 2mm and the ones that are &ge;2mm in reference to the number of cells that were initially plated.

This video protocol demonstrates how to discriminate and enumerate bona fide neural stem cells in a mixed population of neural precursor cells using the neural colony-forming cell assay.

עצבית, המושבה יצירת Assay נייד: Assay להפלות בונה תאים בתום גזע עצביים מן ובתאים עצבית

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

הכנת עכבר ער להקלטת תגובות עצביות והזרקת קליעים נותבים

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

הקלטה אופטית של פעילות עצבית suprathreshold עם רזולוצית תא בודד ויחיד ספייק

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

שיטות הקלטה בעל מספר יחידות לאפיין את הפעילות עצבית בארבה (<em&gt; Schistocerca אמריקנה</em&gt;) מעגלי ריח

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

הפרעות optogenetic של פעילות עצבית עם תאורת לייזר בחצי ללא פגע<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים בתנועה

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Immunohistochemical Visualization of Hippocampal Neuron Activity After Spatial Learning in a Mouse Model of Neurodevelopmental Disorders

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we describe a pERK immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. Specifically, we used pERK immunostaining to study neuronal activation following Morris water maze (MWM, a classical hippocampal-dependent learning task) in Engrailed-2 knockout (En2-/-) mice, a model of autism spectrum disorders (ASD). As compared to wild-type (WT) controls, En2-/- mice showed significant spatial learning deficits in the MWM. After MWM, significant differences in the number of pERK-positive neurons were detected in specific hippocampal subfields of En2-/- mice, as compared to WT animals. Thus, our protocol can robustly detect differences in pERK-positive neurons associated to hippocampal-dependent learning impairment in a mouse model of ASD. More generally, our protocol can be applied to investigate the profile of hippocampal neuron activation in both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

We describe an immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. This protocol can be applied to both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

ויזואליזציה immunohistochemical של היפוקמפוס Neuron פעילות לאחר מרחבי למידה במודל עכבר של הפרעות נוירו-התפתחותי

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we ...

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the gold-standard experimental model to study basic neurophysiological mechanisms involved in the formation and maintenance of neuronal cell assemblies. However, in vitro studies have been limited to the recording of the electrophysiological activity generated by bi-dimensional (2D) neural networks. Nonetheless, given the intricate relationship between structure and dynamics, a significant improvement is necessary to investigate the formation and the developing dynamics of three-dimensional (3D) networks. In this work, a novel experimental platform in which 3D hippocampal or cortical networks are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are realized by seeding neurons in a scaffold constituted of glass microbeads (30-40 &#181;m in diameter) on which neurons are able to grow and form complex interconnected 3D assemblies. In this way, it is possible to design engineered 3D networks made up of 5-8 layers with an expected final cell density. The increasing complexity in the morphological organization of the 3D assembly induces an enhancement of the electrophysiological patterns displayed by this type of networks. Compared with the standard 2D networks, where highly stereotyped bursting activity emerges, the 3D structure alters the bursting activity in terms of duration and frequency, as well as it allows observation of more random spiking activity. In this sense, the developed 3D model more closely resembles in vivo neural networks.

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

In this work, a novel experimental model in which 3D neuronal cultures are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are built by seeding neurons in a scaffold made up of glass microbeads on which neurons grow and form interconnected 3D structures.

התממשקות תרבויות 3D הנדסה עצבית למערכי מיקרו-אלקטרודה: חדשני<em&gt; במבחנה</em&gt; דגם ניסיוני

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

גירוי ישיר שוטף הקלטת מערך רבה-אלקטרודה של פעילות כמו-תפיסת עכברי הכנת פרוסת המוח

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

הקלטה תאית של העצבית פעילות משולבת עם Microiontophoretic יישום של חומרי Neuroactive עכברי Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...