This work was supported by National Institutes of Health (National Institute of Neurological Disorders and Stroke) Grant 1R01NS060757-01 and by the E.L. Lindseth endowed chair to Dominique M. Durand. We thank Dr. Andrew M. Rollins&#8217; laboratory for the help on the OCT imaging.

참고 : 동물 실험 프로토콜을 검토하고 대학에서 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. P20에 P10의 나이에 하나의 섹스 CD1 마우스는이 연구에 사용됩니다. 수술 및 실험 녹화 1. 솔루션 <ol><li> 염화나트륨 (124)의 KCl 3.75, KH 2 PO4 1.25, 황산 2의 NaHCO3 (26), 포도당 (10), 및 CaCl2를 2 : (MM)를 포함하는 일반 인공 뇌척수액 (ACSF) 버퍼를 준비합니다. 실험의 처음에 세척 시스템뿐만 아니라, 박리 후의 조직이 정상 복구 ACSF 사용. </li><li> 해마 해부하는 동안 사용 과달 자당 ACSF 준비 (MM) : 자당 (220)의 KCl 2.95,의 NaH 2 PO 4 1.3, 황산 2의 NaHCO3 (26), 포도당 (10), 및 염화칼슘 2 2. 그대로 해마 조직 준비 간질 활성을 유도하기 위해, 정상인 ACSF에 4- 아미노 피리딘 (4-AP)를 추가100 μM의 농도. </li></ol> 본래 해마 준비 2. 수술 <ol><li> 건조기 유리 항아리 (특정 재료 및 장비 1 위)의 하단에있는 챔버로 이소 플루 란 (1 ml)에 드롭하고 동물과 접촉하지 않도록 하단부의 표면을 커버하기 위해 정기적 종이 타월을 사용하여 액체. 그런 다음, 항아리에 CD1 마우스를 넣고 뚜껑을 닫습니다. 약 1 분 ~ 2 분 동안 닫힌 항아리에 동물을 유지합니다. 숨 주파수가 약 1 초 당을 때, 항아리에서 마우스를 제거합니다. </li><li> 수술 단계에 마우스를 올려 놓고 적절한 가위로 목을 베다. 즉시 참수 한 후, 약 30 초 동안 얼음처럼 차가운 (3-4 ° C에서)로 머리, 산소 자당 ACSF을 배치합니다. </li><li> 두개골의 상단에있는 피부를 제거하고 템포에 가까운 두 끝에서뿐만 아니라 머리의 중간 선을 따라 두개골을 잘라 미세 가위 (특정 재료 및 장비에 5 호)를 사용하여RAL 로브. 사용 포셉 (특정 재료 및 장비에 번호 6) 뇌를 노출하기 위해 머리의 양쪽으로 절단 된 두개골을 벗겨합니다. </li><li> 조심스럽게 두개골의 바닥에서 머리를 떼어 다음에 그것을 드롭 뇌와 두개골의 두정엽 사이의 간격에 마이크로 랩 주걱 (특정 재료 및 장비에 8 번)를 삽입 준비된 얼음처럼 차가운 (3 특정 재료 및 장비)에 젖은 종이 필터 (2 번으로 덮여 -4 ° C) 수술 단계. 얼음 냉각 블레이드와 소뇌를 제거하고 뇌의 중간 선을 절단하여 두 개의 반구를 분리합니다. 그런 다음, 95 %, O2 / 5 % CO 2와 버블 얼음처럼 차가운 자당 ACSF 가득 비커에 분리 된 2 개의 반구를 배치합니다. </li><li> 얼음처럼 차가운 필터 종이 무대에 반구과 장소의 절반을 가져 가라. 추가 솔루션을 빨아 뇌 주위가 일반 종이 타월이나 종이 필터를 놓습니다. 재료에 두 화재 연마 유리 피펫 도구 (제 10 호를 사용하여장비) 뇌의 중앙 부분의 나머지 부분에서 피질을 분리한다. </li><li> 해마는 대뇌 피질의 내부에서 노출과 얼음처럼 차가운 무대에 배치 된 후, 조직에 얼음처럼 차가운 자당 ACSF의 두 세 방울을 위치하게 한 후, 해마 주변에 여분의 용액을 제거. 해마의 두 끝에서 대뇌 피질로 연결을 잘라. 그런 다음, 불을 연마 유리 도구를 사용하여 뇌에서 해마를 해부 뇌의 나머지 부분을 제거합니다. </li><li> 그 alveus면이 위를 향하게하고 해마 고랑이 아래로 향하도록하여 전체 해마를 분리합니다. 신속하게 다시 조직에 얼음처럼 차가운 자당 ACSF의 두 세 방울을 떨어 뜨리고 종이 타월의 조각을 사용하여 조직의 주위에 여분의 용액을 제거. 고랑 (그림 1B, C)를 노출 전체 해마를 넘겨 화재 연마 유리 도구를 사용합니다. </li><li> 일반 광학 현미경, 특정 Materi에서 사용자 지정으로 만든 유리 바늘 (11 호를 삽입루게릭 병 및 고랑의 한쪽 끝으로 장비)과 고랑의 방향 (그림 1C)을 따라, 치아 subiculum 할 이랑 (DG) 또는 CA1 필드에서 광섬유 연결을 잘라. 필요한 경우 해마의 중격 및 시간 끝 트림 얼음처럼 차가운 칼날을 적용합니다. 절단 고랑에 (특정 재료 및 장비에 번호 12) 사용자 정의 만든 금속 와이어 루프를 삽입하고 화재 광택 유리 도구에 의해 해마의 subiculum / CA1 끝을 잡고 조직에서 떨어져 DG 세워 (그림 1D) . </li><li> 위의 전개 과정에 따라, 조직에 얼음처럼 차가운 자당 ACSF의 또 다른 두 세 방울을 추가하고 조직의 주위에 여분의 용액을 제거. 그리고, 에지 (도 1E)에 빙냉 블레이드 펼친 해마 트림 및 약 (RT에서 정상 ACSF 채운 95 %, O2 / 5 % CO 2로 버블 회수 챔버로 주걱 의해 제제를 배치 25 ° C). 휴가펼친 해마 조직은 기록 챔버로 배치하기 전에 약 1 시간을 복구한다. </li><li> 다른 뇌 반구를 타고 2.5-2.9 단계를 진행하는 데 사용. 일반적으로, 하나의 해마를 전개하고 산소와 수화 조직을 유지하기 위해 지속적으로 얼음처럼 차가운 자당 ACSF을 드롭 모든 절차를 완료하는 데 약 1 ~ 2 분을. </li></ol> 3. 실험 시스템 설치 <ol><li> 핀 그리드 어레이 (PGA) 패키지에 맞춤 제작 PMEA 접착제 및 패키지 (도 3B)에 대한 핀의 패드로 단일 미세 전극으로부터 각 패드를 연결하는 마이크로 와이어 본딩을 사용한다. 그런 다음, 사용자 정의 - 만든 회로 기판 (13)의 소켓에 패키지를 삽입합니다. </li><li> 개별적으로 맞춤 제작 한 회로 기판 (13)에 100의 이득과 4 kHz와 앰프에 1 Hz에서에서 대역 통과 차단 주파수와의 필터에 각각의 미세 전극을 연결합니다. A / D 전환 수에 의해 회로 보드로부터의 아날로그 출력을 디지털화erting 시스템을 포함하고, 컴퓨터에 데이터를 수집 및 저장한다. </li><li> 용액의 흐름 (도 4A)에 대한 입구 및 출구 튜브 어레이와 주변 주문품 플라스틱 기록 챔버를 붙인다. 시스템에서 다른 솔루션을 유지하고, 결합하고 트라이 밸브에 의해 병의 출력 튜브를 제어하기 위해 적어도 두 병을 사용. 기록 챔버로 안내되는 용액 IV 드립 챔버와 배관 시스템 트라이 밸브의 출력을 연결한다. </li><li> 트라이 - 밸브 및 기록 챔버의 입구 사이에, 용액 기록 챔버로 안내되기 전에 제어 된 온도 (35 ° C)의 해결책을 가열하는 전기 히터를 추가한다. 진공관 접속 플라스크에 용액을 수집 진공관에 기록 챔버의 출구를 연결. 이 연구에서 어떤 실험에서 모든 솔루션을 재활용하지 마십시오. </li></ol> 4. PMEA에 펼친 해마를 배치하면 신경 활동을 기록합니다 </p&gt; <ol><li> 실험 장치를 준비하려면, 하나의 정상 ACSF 병, 4-AP ACSF 또 다른 병을 채 웁니다. 두 병, 거품, 95 % O, 각 실험의 처음 2 / 5 % CO 2. 실험 기간 동안 선택 될 솔루션을 제어하는​​ 트라이 밸브 커넥터를 사용합니다. 먼지통으로 용액을 펌핑 챔버의 출구에 진공 튜브를 연결한다. 상기 기록 챔버로 전달하기 전에 파이프 라인을 가열하고 조절 된 온도 레벨 (35 ° C)에서 용액을 유지한다. </li><li> 기록 챔버의 입구 및 출구가 폐쇄되는 경우, 상기 기록 챔버로 펼친 해마 옮기고 배치 주문품 유리 피펫 드롭퍼를 사용한다. 현미경, 조직이 솔루션에 떠있는 동안 정기적 작은 페인트 붓을 사용하여 전개 된 해마를 놓습니다. 그 alveus 측이 멀리 가리키는, CA3 영역을 아래로 향하게하고, CA1 필드가 연구자를 가리키는 펼친 해마를 놓습니다. </lI&gt; <li> 조심스럽게 건조 챔버 및 조직이 배열 될 때까지 하강하여 액면을 낮출 기록 챔버의 에지로부터 진공 피펫을 이용하여 챔버 내의 용액을 얻어 빨아. 그런 다음, 조심스럽게 배열에 펼쳐진 해마를 개최 조직의 상단에 사용자 정의 만든 조직 앵커 (그림 4) (특정 재료 및 장비의 제 14 호)를 배치합니다. IV 드립 챔버에서 초당 약 2 방울로 유량을 조정하는 입구 및 출구를 리필하고 서서히 열고 기록 챔버 내로 용액 몇 방울을 넣어. </li><li> 복구하기 위해 약 1 분 동안 정상으로 기록 ACSF 챔버 내의 조직을 인큐베이션 한 후 4-AP ACSF에 용해 액 공급 전환 적절히 유량을 조정한다. 약 5 내지 10 분 동안 용해 된 ACSF 4-AP의 조직을 인큐베이션 한 후 연구원 운동량이 나타나면 신호를 기록하는 소프트웨어를 시작할 수있다. </li></ol> 5. 제거실험 후 PMEA에서 조직 <ol><li> 미세 조작기에 의해 조직을 제어하고 앵커 서서히 기록 챔버로부터 조직을 들어 올려. 녹화 실의 흐름을 중지 입구와 출구를 모두 종료합니다. 기록 액 챔버는 가득이거나 기록 챔버는 가득 차지 않은 경우에 챔버를 채우기 위해 용액의 몇 방울을 추가한다. </li><li> 조직의 각 모서리를 들어 올리려면 작은 페인트 브러시를 사용합니다. 조직이 용액에 떠 있지 않으면, 조직은 여전히​​ 어레이에 앉아 신중 챔버 건조 진공관을 채용한다. 그런 다음 조심스럽게 점진적으로 챔버를 채우고 기록 챔버가 가득 차면 흐름을 중지 입구를 종료 입구를 엽니 다. 다시 조직의 각 모서리를 들어 올려 작은 페인트 브러시를 적용합니다. </li><li> 조직까지 단계를 반복 5.2 배열에서 분리하고, 용액에 떠있다. 조직이 용액에 떠있는 경우, 거리 티슈 빨아 진공 튜브를 사용한다. 열기 t그는 입구에 흘러 출구에서 진공을 엽니 다. 증류수로 시스템을 세척하고 건조. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

해마의 종 방향 및 횡 방향 축이 관통하는 미세 전극 배열과 조합 보존 펼친 해마 제제의 개발은, 해마 7 해부학 신경 연결 또는 전파를 조사하는 강력한 도구를 제공한다. 이 전개 절차는 성인 쥐에서 해마를 공부에 적용됩니다. 이러한 준비와 최근의 연구는 4-AP에 의한 간질 활동이 펼쳐진 해마의 전체 영역에 걸쳐 대각선 파면 (그림 6) 7,8로 전파 할 수 있음을 보여 주었다. 이러한 연구들은 평평한 해마 신경망 신경 전파 (도 6)를 조사 할 때 그대로 펼친 해마 횡 또는 종 중 조각에 비해 상당한 이점을 제공한다는 것을 보여 주었다. 미세 관통 기존 마일 비해 상당한 장점을 제공한다평평한 표면 11,12,17 위에 위치 여러 연락처로 구성 croelectrode 배열 (MEA). 셀 층이 약 250-300 μm의 거리 표면 (그림 2)에서 위치하고 있기 때문에 평면 전극 MEA는 펼쳐진 해마와 함께 사용하기 어렵다. 여기에 설명 PMEA는 7,13 깊숙한 조직에 도달하는 200 ㎛의 높이가 신경 전달을 연구하기에 적합한 관통 전극 (64)으로이 문제를 해결하기 위해 설계되었다. 또한, 이러한 피질 슬라이스와 같은 임의의 평면 티슈 제조에서 PMEA에도 적용, 해마 등 횡단면 이 PMEA를 사용하는 또 다른 이점은 개선 된 SNR이다. 이 PMEA의 시제품​​ 연구 이전 연구가 표시된 이후이 PMEA 의해 기록 신경 신호의 SNR 비율은 VSD 기록에 비해 훨씬 더 높고 안정 19.4 ± 3dB의 평균값을 갖는다 보여준다 독성VSD의 포토 블리치 명확 데이터 8을 기록 할 수있는 능력을 손상. 함께 그 평탄화 전극 배열에 비해 더 높은 SNR을 갖는 20dB 정도 내지 30의 범위로, 본 연구에서 (도 5) PMEA 증가로부터 기록의 SNR을 티슈 앵커를 사용하여 개선 된 실험 프로토콜을 가진 10 - 15 dB 11,18의 값입니다. 해마 펼치는 능력 순서로 기록 평면 어레이 심문 수 뉴런 (CA1-CA3)의 층을 얻기 필수적이다. 실리콘 어레이는 투명 기판 상에 내장하기 때문에, 전압 감응 염료 영상 법은 8 해마 신경 활동의 전파를 연구 PMEA 시스템에 통합 될 수있다. 형광 표시기가있는 전압 감응 트랜스 제닉 마우스는 또한 pharmacologi 의해 유도 기원과 생리 학적 조건 하에서 전파 신호뿐만 아니라 변화를 조사하기 위하여 사용될 수있다칼 에이전트 또는 다양한 동물 모델 (9)에서 유전자 변형 조직. 고품질의 녹음을 보장하기 위해 몇 가지 중요한 단계가 있습니다. 첫째 조직 생존을 보장하기 위해, 수술은 가능한 빨리 수행되어야한다. 일반적으로, 그것은 2.10에 2.1의 모든 단계))를 통해 이동하는 데 약 1 ~ 2 분 걸립니다. 실제 실험 수술을 실시하기 전에 몇 가지 샘플 동물의 전개 과정의 연습은 매우 좋습니다. 둘째, 유동 속도 요구는 기록 챔버 내의 관류 액의 레벨 중 변동을 방지하기 위해 일정하게 유지되어야한다. 더욱이, 조직을 배열 조직의 이동을 방지하기 위해 아래로 고정되어야한다. 여기에 설명 PMEA가 펼친 해마 신경 전달을 모니터링하는데 유용 신호를 제공 할 수 있지만, 기록이 방법에는 몇 가지 단점과 한계가있다. 첫째로, 미소 전극 (그림 5D, E) 그들에 배치 된 기계적인 힘으로 인해 손상 될 수 있습니다. 조직의 배치 및 제거의 과정 동안, 작은 페인트 브러시 및 배열 사이의 접촉 사고는 미소 전극이 휘거나 고장 날 수 있습니다. 티슈 앵커 미세 조작기에 의해 하강 될 때, 상기 챔버의 바닥을 따라 조직의 수평 이동은 굽힘 또는 전극의 파손으로 이어질 수있는 전단력을 만들 수있다. 미래 설계에서, 마이크로 전극 그들을 강하게 만들 수있는 약간 두꺼운베이스로 재편되어야한다. 이 PMEA의 현재 버전에서, 상기 기록 전극은 폭이 좁은베이스함으로써 전극 (도 3A)을 약화 직경 (13)에 비해서. 세정 절차는 적절하게 배열 달아서 잔여 조직 및 섬유를 제거하도록 개선되어야한다. 각 실험 후, 작은 조각조직의 미세 전극에 부착 된 상태를 유지하고 있었다 전극에 남아있는 잔여 조직이 제거되어야한다. 이러한 잔여 조직이 제거되지 않으면, 전극의 임피던스와 레코딩의 SNR이 영향을받을 가능성이있다. 프로토콜 부분의 일부 5에 표시된대로 증류수로 시스템의 플러싱은 좋습니다. 또한, 사용자는 시스템을 손상시키지 않고 조직을 용해 할 수있는 일부 약산 용액으로 세척 시스템을하는 것이 좋다 이 프로토콜의 또 다른 단점은 전개 과정 동안,이 펼쳐진 해마 있으며, perforant 경로 DG에서 해마의 다른 층에 전파 가능한 신경 신호의 조사를 방지, 절단 점이다. 결론적으로 펼친 해마 tissu와 높은 종횡비 미세 전극 배열을 조합하여 해마 내의 신경 활동의 전파를 조사하는 여기 신규 방법론을 설명했다전자. 방법은 두 종 방향 및 횡 방향으로 전파 할 수있는 방법을 신경 활성의 이해로 이어질 않았다. 이 기술은 어레이의 상부에 유사한 방식으로 배치 피질 조직에 적용될 수있다. 어레이는 투명하고, 또한 신경 조직에 신호 전달에 대한 중요한 결과로 이어질 수 있기 때문에 또한,이 제제와 광 기록 기술을 결합하는 것이 가능하다.

신경 신호의 신경 전도 또는 전파를 이해하는 것은 뇌 1-3의 정상적인 기능 및 병리학 적 조건 모두에서 신경 통신의기구의 결정에 매우 중요하다. 해마는 메모리, 및 공간 추적 같은 몇몇 뇌 기능에 중요한 역할을 극적 행동뿐만 아니라 1,6- 영향 여러 병리학 적 변화에 관여하기 때문에 뇌에서 가장 광범위하게 연구 한 구조이다. 해마가 복잡한 조직을 나타내고 있지만, 그 구조의 다른 요소가 용이하게 식별되고 슬라이스 제조 4-6에 액세스 할 수있다. 해마의 횡단 방향으로, 신경 활동은 치아 이랑 (DG), CA3, CA1 andsubiculum 4,5-를 포함 트라이 시냅스 경로를 통해 전파하는 것으로 알려져있다. 이 시냅스 전달 축삭 전도의 대화를 위해 중요한 역할 것으로 여겨진다이 가로 회로 4,6에에. 그러나, 신경 신호의 전달 종횡 4,6 모두에서 발생한다. 이 해마가 완전히 전파 (4)의 특정 방향으로의 관찰을 제한 조각 제제를 사용하여 조사 할 수 없다는 것을 의미한다. 세로 슬라이스 종축을 따라 5 축삭 경로를 조사하기 위해 개발되었다. 연구자들은 주로 가로 및 세로 축에 각각 6 함께 행동 별 감마 세타 진동을 관찰했다. 이러한 동작은 개별적으로 연구되고있다, 아직 두 방향에 대한 동시 접근이 이러한 행동을 이해하는 것이 중요하다. 심지어 그대로 해마 제제의 발달로 인한 해마 (4)의 절첩 구조로 조직 전체에 걸쳐 전파를 모니터하는 것은 곤란하다. 펼쳐진 해마는 포장 뉴런에 대한 액세스를 제공합니다이차원 평면 셀 7,8 층의 형태 일 수있다. 치아 이랑 (DG) (도 1)을 전개함으로써, 해마, 종횡 연결 모두 CA3 및 CA1이 모두 함유 이차원 시트에 배치 된 피라미드 전지 층으로 그대로 유지되는 직사각형 구성으로 편평한 형상을 채용 신경 전달을 조사하기 위해 이용 될 수 신경 조직의 평평한 부분을 이탈 (도 2) 8. 신경 활동이어서 개별 유리 피펫, 미세 전극 배열, 자극 전극뿐만 아니라, 전압 감응 염료 (VSD) -3,7,8-으로 모니터링 할 수있다. 또한, 트랜스 제닉 마우스에서 유전자 부호화 전압 표시기 전파 패턴 (9)을 추적하는 데 사용될 수있다. 펼친 해마 네트워크의 평면 구성은 광 기록 방법뿐만 아니라 미세 전극 배열에 매우 적합하다. M시중에서 판매하는 배열의 OST는 평면 또는 로우 프로파일 전극을 제조하고 조직 슬라이스 배양 신경 세포 10-12 모두에서 신경 활동을 기록 할 수 있습니다. 뉴런의 소마가 조직으로 깊은 위치 보낸 신호가 그대로 조직으로부터 수득되는 경우에는, 신호 대 잡음비 (SNR)가 감소한다. 고 종횡비 미세 전극 배열은 SNR을 향상시키기 위해 필요하다. 이러한 취지, 관통 미세 전극 배열 (PMEA)은 실험실에서 개발되었으며, 펼친 해마 7,13으로 20 ㎛, 직경 200 ㎛, 높이 64 스파이크를 삽입하여 조직으로 조사 할 수있는 기능을 제공한다 . 미세 전극이 배열은 전압 감응 염료 촬상에 비해 더 높은 SNR을 가지고 있으며, SNR은 실험 7,13 동안 안정적으로 유지. 해마 펼친 준비 및 PMEA의 조합은 투자 할 수있는 새로운 방법을 제공한다2 차원 평면 위에 신경 전달을 igate. 이 기술을 사용하는 실험들은 이미 신경 활동 독립적 시냅스 또는 전기 시냅스 (7)의 전파 될 수있다 해마에서 신경 신호 전달 기전에 대한 의미있는 결과를 수득했다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>desiccator jar</td>
			<td>LABRECYCLERS Inc.</td>
			<td>5410</td>
			<td>Place regular paper towels at the bottome of the jar for animal anesthesia use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A blade and Custome made surgical stage for unfolding hippocampus</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A petri dish is place upside down (in the center) in the ice with a wet filter paper place on top of it.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue recovery chamber</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Plastic tubes were glued with plastic mesh at the bottom and bubbled with 95% O2/ 5% CO2 in the aCSF.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Operating&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S17336B&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Medco Instruments No.:81995&#160;</td>
			<td>This scissors is used to&#160;&#160; decapitate the mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Integra Miltex Goldman-Fox&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-460-517&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; MILTEX INC&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; No.:5-SC-320</td>
			<td>This scissors is used to cut the skull of the mice.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miltex 
			Hysterectomy Forceps</td>
			<td>Claflin Medical equipment</td>
			<td>CESS-722033-00001</td>
			<td>This Forceps is used to peel the cut skull to expose the brain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>This micro spatula is used to tranfer the whole brain of a semisphere into the recorering chamber.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frey Scientific Stainless Steel Semi-Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>this semi micro spatula is used to tranfer the unfolded hippocampus into the glucose aCSF in the recovering chamber.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small paint brush</td>
			<td>Lowe&#39;s</td>
			<td>tem #:&#160;105657&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Model #:&#160;90219</td>
			<td>The one with the smallest size in a normal paint brush package</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fire polished glass help tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass needle</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass tool with a metal wire loop</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes with a reshaped metal wire loop.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass solution dropper</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was&#160; made from the regular Pasteur glass pipettes with its tips cut and a rubber head attached with the cut end.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue anchor</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Nylon fiber mesh was glued on a insulated copper wire ring. The tissue anchor was hold by an micromanipulator.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom fabricated microelectrode array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made filter and amplifiers circuits for the array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition processor 3400a</td>
			<td>Microstar Laboratories</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This is a complete data acquisition system with A/D converter.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural activity propagation in an unfolded hippocampal preparation with a penetrating micro-electrode array

이 프로토콜은 해마 신경 활동에 매핑하는 마이크로 머신 어레이와 결합 체외 플랫 해마 준비 새로운 제조 방법을 설명한다. 가로 해마 슬라이스 준비는 해마의 전기 생리학을 연구하는 가장 일반적인 조직의 준비입니다. 길이 해마 슬라이스는 해마 연결 길이를 조사하기 위하여 개발되었다. 그 두께가 충분한 산소 확산을 허용하기 때문에 본래 마우스 해마는 시험관 내에서 유지 될 수있다. 조직의 일부가 누락되거나 접혀 하나이기 때문에, 이러한 세 가지 제제는 신경 전달에 대한 직접 액세스를 제공하지 않는다. 펼쳐진 그대로 해마는 가로와 체외에서 해마의 신호 전파의 전체 범위를 분석 할 수있는 조직에 직접 액세스를위한 평면 구성의 종 방향 연결을 모두 제공합니다. 효과적으로 t에서 신경 활동을 모니터하기 위해서그 세포층, 정의를 제조 하였다 마이크로 전극 어레이 (PMEA)을 만들어 관통 펼친 해마인가. 높이 200 μm의 64 전극 PMEA 깊은 마우스 해마 내부의 신경 활동을 기록 할 수있다. 펼친 해마 준비 및 PMEA의 독특한 조합 잡음비 높은 신호 해마의 이차원 CA1-CA3 영역의 속도 및 신경 활동의 전파 방향을 연구하는 새로운 시험관 도구를 제공한다.

여기서 도면에 도시 된 데이터는 4-AP (100 μM) RT에서 기록 챔버 내의 조직 배양 동안 첨가 ACSF (25 ° C)로 펼친 해마 제제에 기록 하였다. 일반적으로 활동은 5 분 이내에 시작되지만 나이가 동물에서 일부 해마 조직에서 시간이 더 오래 걸릴 수 있습니다. 이전에보고 된 14,15 PMEA 관찰 4-AP 유도 된 신경 소성 동일하다. 전극이 200 ㎛의 높이를 가지기 때문에, 전극 팁은 단지 밖으로 전지 층 (도 3c) 전지 층은 보통 250 해마 alveus 상술 내지 300㎛이기 때문에 (도 2), 녹화 (57 아래에 위치되고 다른 채널에서 샘플 실험)에서 64 주로 긍정적 인 편향이있다. 그러나, 이러한 양의 녹화뿐만 아니라 일부 (도 5b), 기록 전극의 끝은 셀 층에 충분히 가까이있는 경우에는 작은 음의 굴절을 표시 할 수있다.전극의 끝이 세포 층의 수준에서 오른쪽에 있으면 기록은 긍정적 인 변화하거나 부정적인 스파이크 (그림 5C) (16)와 매우 날카로운 부정적인 스파이크를해야합니다. 여기에 표시된 데이터 샘플에서 57 녹음 중 5 채널은 부정적인 스파이크가 있습니다. 모든 채널 (64)로부터 데이터를 획득 한 후, 개개의 정규화 방법 (도 6B)는 기록 (7)의 시간축에서 2-D 평면에서 신경 전달을 매핑하도록 적용된다. PMEA 및 펼친 해마의 조합으로, 신경 전달 맵핑하고 (도 6) 해마의 전체 영역을 넘어, CA3의 일측에 주로 개시하고 파면 대각선 길이 방향으로 이동하는 것으로 관찰된다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52601/52601fig1.jpg" /> 펼쳐진 해마 그림 1. 수술<html> . (A) 두 해마 중 하나가 마우스 뇌 측두엽 해부된다. (B) 해마가 고랑을 노출 화재 광택 유리 피펫으로 뒤집히고 중격 및 종축을 따라 시간적 터미네이션. (C). 해마의 양단을 트림하고 유리 바늘 DG 및 종축을 따라 CA1 또는 subiculum 사이의 연결을 차단하기 위해 사용된다. (D) 해마가 주문품 금속 와이어 루프에 의해 전개된다. (E)와 펼친 해마 subiculum 및 DG 트리밍. (F) 펼쳐진 해마의 최종 조직 준비. 이 실험에서 어레이에 배치 될 때이 위치 해마의 방향을 나타낸다. 펼쳐진 해마 해부학에 대한 자세한 내용은 이전에 발행 된 원고 (7)의 실험 방법을 참조하십시오.g1large.jpg &quot;대상 =&quot;_ 빈 &quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52601/52601fig2.jpg" /> 펼친 해마의도 2. 조직학 횡단면. 크리스탈 바이올렛 염색하여 오른쪽 세포층 아래 미소 전극을 위치 alveus 상기 250 내지 300 ㎛의 레벨 펼친 해마 내 CA1-CA3 피라미드 전지 층의 위치를 나타낸다 (그림 3C 참조). 해마가 펼쳐진 후 크리스탈 바이올렛으로 염색 섹션을 얻으려면 조직 포스트 고정했다. 펼친 해마는 4 % PFA의 O / N의에 넣었다. 그런 다음, 조직은 드라이 아이스의 C ° -35까지 냉각하는 자전거 타는 포함 이소 펜탄 (2- 메틸 부탄)에 스냅인을 동결 이전 48 시간 동안 자당 용액 (30 %)에 보관하고, 이어졌습니다. 동결 절편 후 크리오에서 잘라 냈다피라미드 세포 층의 위치를 공개하는 (그림 2 참조) 횡단면에 20 μm의 두께 섹션. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/52601/52601fig3.jpg" /> 그림 PMEA 3. 펼친 해. (A) 각 금 금속 트레이스의 끝에있는 미소 전극을 가진 새로운 PMEA의 상위 뷰입니다. 오른쪽에 삽입 200 ㎛, 높이 20 ㎛의 7,13 직경 전자 현미경 하에서 단일 미세 전극을 나타내고있다. (B) 미세 전극 어레이상의 미소 전극 주위 플라스틱 기록 챔버와 PGA 패키지에 접착된다 유리 기판. 오른쪽에 삽입 미세 전극의 도착에 배치 펼쳐진 해마를 보여줍니다AY 왼쪽 중간. (C)에서, 광학 결맞음 단층 촬영 영상은 다른 실험에서 어레이의 상부에 위치 펼친 조직을 도시한다. 오른쪽에서 왼쪽에있는 OCT의 영상에서 얻은 두 종 슬라이스 이미지는 바로 세포체 층 아래의 영역에 도달 (흰색 도트가 화살표가 가리키는) 미세 전극 팁을 보여줍니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오 .</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/52601/52601fig4.jpg" /> 4. 실험 설정 그림. (A) 나사와 플라스틱 커버 뚜껑은 가능한 물 손상으로부터 보호 할 수있는 회로를 통해 배치됩니다. 기록 챔버는 용액 흐름을 수행하는 입구 및 출구 관을 모두 갖는다. 나일론 섬유 메쉬 접착 사용자 정의 만든 조직 앵커, 담배 마는를 고정하는 데 사용됩니다실험 동안 UE. (B) 픽쳐가 실험 기간 동안 샘플 조각을 들고 조직 앵커를 도시 PMEA의 유리 기판의 아래쪽에서 찍은. 만곡 와이어는 조직의 상부에 가압로부터 메시 나일론 섬유이다. 라운드 점은 미세 전극의 기지입니다. 화살표는 여러 실험 후 손상되었다 전극을 가리 킵니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/52601/52601fig5.jpg" /> 펼쳐진 해마에서 PMEA에 의해 기록 된 그림 5. 원시 데이터. 패널을 왼쪽 : 하나의 미세 전극에서 기록 간질 활동을 4-AP-유도 오른쪽 패널 :. 왼쪽에있는 시간 창에 표시된 신호의 확대 버전을. (A) 운동량의 예에서의 10 초 구간100 μM 4-AP ACSF 의해 선보였 34.9 dB의 SNR을 가진 신호의 극성에 기초하여 기저 수지상 영역에 위치 미소 전극 중 하나에 대해 획득. (B) 원 데이터를 SNR과 세포체쪽에 위치하고, 다른 미세 전극으로부터 체세포 층 내에 위치하는 전극에서 얻은 기록의 27.2 dB. (C) 예 중. 이 예에서, SNR은 여전히 전도하지만 조직 내로 침투하지 절곡 전극으로부터 얻어지는 dB 18.53. (D) 기록이다. 구부러진 전극은 그 본래 전극 (이 예에서는 1.5 dB)에 비해 크게 낮은 SNR있다. 미세 전극에서 기록 (E) 기준 잡음. 기준은 일반적으로 최대 150에서 200 μV에서 가치와 하나의 전극의 임피던스 피크가 약 1 MΩ 2입니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a><html><img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/52601/52601fig6.jpg" /> 2-D 맵 전파로 신경 기록 데이터도 6의 전환. (A) 170 밀리 초 시간 윈도우는 각각의 채널은 단일 신경 스파이크 PMEA의 사진에 그려 잘라내. 원시 데이터는 100 Hz에서 로우 패스 필터에 의해 필터링된다. 깨진 전극으로부터 신호는 주변의 녹음으로 보간됩니다. 이 예제에서는, 스파이크는 긍정적이다. (B) (A)의 적색 화소에서 하나의 신경 스파이크 개별 정상화에 대한 사용자 지정 개발 방법 컬러 바 (자세한 내용은 이전의 출판물을 참조하십시오에 정규화 정규화 7). (C)에 대해 개개의 정규화에 의해 작성된 컬러 맵은 상이한 시점에서 펼쳐진 해마의 전체 영역에 걸쳐 그 전파 움직임을 나타낸다.www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig6large.jpg &quot;대상 =&quot;_ 빈 &quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

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Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

우리는 뉴런의 CA1-CA3 배열을 유지 체외 펼쳐진 해마를 개발했다. 관통 마이크로 전극 배열과 결합하여 신경 활동 모두 종 방향 및 횡 방향으로 모니터링 할 수있다. 전체 해마 전파를 동시에 기록 할 수 있으므로이 방법은 해마 슬라이스 제제에 비해 많은 장점을 제공한다.

관통 마이크로 전극 배열을 펼친 해마 준비에 신경 활동 전파

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in ...

neural-activity-propagation-an-unfolded-hippocampal-preparation-with

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.3K 조회수.  Case Western Reserve University.  우리는 뉴런의 CA1-CA3 배열을 유지 체외 펼쳐진 해마를 개발했다. 관통 마이크로 전극 배열과 결합하여 신경 활동 모두 종 방향 및 횡 방향으로 모니터링 할 수있다. 전체 해마 전파를 동시에 기록 할 수 있으므로이 방법은 해마 슬라이스 제제에 비해 많은 장점을 제공한다. 

비디오: Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

신경 응답을 녹음하고 추적하는 주사에 대한 깨어 마우스의 작성

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

연구

신경과학

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

단일 셀 및 단일 스파이크 해상도 suprathreshold 신경 활동의 광 기록

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

메뚜기에 신경 활동을 특성화하기 위해 다중 단위 기록 방법 (<em&gt; Schistocerca 아메리카나</em&gt;) 강한 회로

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

세미 그대로의 레이저 조명과 신경 활동의 Optogenetic 섭동<em&gt; 초파리</em모션&gt; 유충

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Immunohistochemical Visualization of Hippocampal Neuron Activity After Spatial Learning in a Mouse Model of Neurodevelopmental Disorders

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we describe a pERK immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. Specifically, we used pERK immunostaining to study neuronal activation following Morris water maze (MWM, a classical hippocampal-dependent learning task) in Engrailed-2 knockout (En2-/-) mice, a model of autism spectrum disorders (ASD). As compared to wild-type (WT) controls, En2-/- mice showed significant spatial learning deficits in the MWM. After MWM, significant differences in the number of pERK-positive neurons were detected in specific hippocampal subfields of En2-/- mice, as compared to WT animals. Thus, our protocol can robustly detect differences in pERK-positive neurons associated to hippocampal-dependent learning impairment in a mouse model of ASD. More generally, our protocol can be applied to investigate the profile of hippocampal neuron activation in both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

We describe an immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. This protocol can be applied to both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

신경 발달 장애의 마우스 모델에서 공간 학습 후 해마 신경 세포 활동의 면역 시각화

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we ...

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the gold-standard experimental model to study basic neurophysiological mechanisms involved in the formation and maintenance of neuronal cell assemblies. However, in vitro studies have been limited to the recording of the electrophysiological activity generated by bi-dimensional (2D) neural networks. Nonetheless, given the intricate relationship between structure and dynamics, a significant improvement is necessary to investigate the formation and the developing dynamics of three-dimensional (3D) networks. In this work, a novel experimental platform in which 3D hippocampal or cortical networks are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are realized by seeding neurons in a scaffold constituted of glass microbeads (30-40 &#181;m in diameter) on which neurons are able to grow and form complex interconnected 3D assemblies. In this way, it is possible to design engineered 3D networks made up of 5-8 layers with an expected final cell density. The increasing complexity in the morphological organization of the 3D assembly induces an enhancement of the electrophysiological patterns displayed by this type of networks. Compared with the standard 2D networks, where highly stereotyped bursting activity emerges, the 3D structure alters the bursting activity in terms of duration and frequency, as well as it allows observation of more random spiking activity. In this sense, the developed 3D model more closely resembles in vivo neural networks.

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

In this work, a novel experimental model in which 3D neuronal cultures are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are built by seeding neurons in a scaffold made up of glass microbeads on which neurons grow and form interconnected 3D structures.

마이크로 전극 배열에 3D 엔지니어링의 연결을 문화의 인터페이스 : 혁신을<em&gt; 체외</em&gt; 실험 모델

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

마우스 뇌 조각 준비에서 발작 같은 활동의 직류 자극 및 다중 전극 배열 기록

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

깨어 마우스의 신경 활성 물질의 Microiontophoretic 응용 프로그램과 결합하여 신경 활동의 세포 외 기록

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Time-dependent Increase in the Network Response to the Stimulation of Neuronal Cell Cultures on Micro-electrode Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network dynamics in neuronal cultures. In contrast with more traditional methods, such as patch-clamping, which can only record activity from a single cell, MEAs can record simultaneously from multiple sites in a network, without requiring the arduous task of placing each electrode individually. Moreover, numerous control and stimulation configurations can be easily applied within the same experimental setup, allowing for a broad range of dynamics to be explored. One of the key dynamics of interest in these in vitro studies has been the extent to which cultured networks display properties indicative of learning. Mouse neuronal cells cultured on MEAs display an increase in response following training induced by electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neuronal cells on MEAs; successfully record from over 95% of the plated dishes; establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation; and sort, plot, and interpret the results from such experiments. The use of a proprietary system for stimulating and recording neuronal cultures is demonstrated. Software packages are also used to sort neuronal units. A custom-designed graphical user interface is used to visualize post-stimulus time histograms, inter-burst intervals, and burst duration, as well as to compare the cellular response to stimulation before and after a training protocol. Finally, representative results and future directions of this research effort are discussed.

Mouse neuronal cells cultured on multi-electrode arrays display an increase in response following electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neurons, how to record activity, and how to establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation.

미세 전극 배열에서 신경 세포 배양의 자극에 대한 네트워크 반응의 시간 의존적 증가

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network ...

Analyzing Neural Activity and Connectivity Using Intracranial EEG Data with SPM Software

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive neuroscience. Intracranial electroencephalography (EEG) can directly record electrical neural activity and has the unique potential to accomplish this goal. Traditionally, averaging analysis has been applied to analyze intracranial EEG data; however, several new techniques are available for depicting neural activity and intra- and inter-regional connectivity. Here, we introduce two analytical protocols we recently applied to analyze intracranial EEG data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency SPM analysis for neural activity and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity. We report our analysis of intracranial EEG data during the observation of faces as representative results. The results revealed that the inferior occipital gyrus (IOG) showed gamma-band activity at very early stages (110 ms) in response to faces, and both the IOG and amygdala showed rapid intra- and inter-regional connectivity using various types of oscillations. These analytical protocols have the potential to identify the neural mechanisms underlying cognitive functions with high spatial and temporal profiles.

We present two analytical protocols that can be used to analyze intracranial electroencephalography data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency statistical parametric mapping analysis for neural activity, and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity.

신경 활동과 연결 Intracranial 뇌 파 데이터를 사용 하 여 SPM 소프트웨어 분석

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive ...