This work was supported by National Institutes of Health (National Institute of Neurological Disorders and Stroke) Grant 1R01NS060757-01 and by the E.L. Lindseth endowed chair to Dominique M. Durand. We thank Dr. Andrew M. Rollins&#8217; laboratory for the help on the OCT imaging.

تم استعراض الحيوان البروتوكولات التجريبية التي وافقت عليها لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي في الجامعة: ملاحظة. وتستخدم الفئران CD1 من كلا الجنسين في سن P10 P20 لفي هذه الدراسة. 1. حلول لجراحة وتسجيل التجريبي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الطبيعي السائل النخاعي الاصطناعي (ACSF) العازلة التي تحتوي على (مم): كلوريد الصوديوم 124، بوكل 3.75، KH 2 PO4 1.25، MgSO 4 2، NaHCO 3 26، سكر العنب 10، وCaCl 2 2. استخدام هذا ACSF العادي للانتعاش بعد تشريح الأنسجة، وكذلك لغسل النظام في بداية التجربة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد ACSF السكروز الذي يتم استخدامه أثناء تشريح الحصين ويحتوي على (مم): 220 السكروز، بوكل 2.95، ناه 2 PO4 1.3، MgSO 4 2، NaHCO 3 26، سكر العنب 10، وCaCl 2 2. من أجل حمل النشاط صرعي في إعداد الأنسجة قرن آمون سليمة، إضافة 4-Aminopyridine (4-AP) لACSF العادي فيتركيز 100 ميكرومتر. </li></ol> 2. إجراء العمليات الجراحية لإعداد الحصين سليمة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إسقاط الأيزوفلورين (1 مل) في غرفة في الجزء السفلي من وعاء زجاجي مجفف (No.1 في مواد محددة والمعدات) واستخدام منشفة ورقية العادية لتغطية سطح مرحلة القاع حتى الحيوان لا تحصل على اتصال مع السائل. ثم، ضع الماوس CD1 في جرة وإغلاق الغطاء. حفاظ على الحيوانات في جرة مغلقة لمدة 1 دقيقة لمدة 2 دقيقة. عندما تردد التنفس حوالي واحد في الثانية الواحدة، وإزالة الماوس من الجرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على مرحلة الجراحة وقطع رأس مع مقص مناسبة. مباشرة بعد قطع الرأس، ووضع الرأس في الجليد الباردة (3-4 ° C)، المؤكسج السكروز ACSF لمدة 30 ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مقص غرامة (NO.5 في مواد محددة والمعدات) لإزالة الجلد في أعلى الجمجمة وقطع الجمجمة على طول خط الوسط من الرأس وكذلك في طرفي بالقرب من وتيرةالفص راؤول. استخدام ملقط (رقم 6 في مواد محددة والمعدات) لقشر الجمجمة قطع نحو كل جانب من الرأس من أجل فضح الدماغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ملعقة مختبر الدقيقة (رقم 8 في مواد محددة والمعدات) إلى الفجوة بين الفصوص الجدارية من الدماغ والجمجمة لقشر بعناية الدماغ من الجزء السفلي من الجمجمة ثم بإفلاته على الجليد الباردة استعداد (3 -4 درجة مئوية) مرحلة جراحية مغطاة رقة الترشيح الرطب (NO.2 في مواد محددة والمعدات). إزالة المخيخ مع شفرة الجليد المبردة وفصل نصفي الكرة الأرضية عن طريق قطع خط الوسط من الدماغ. ثم، ضع نصفي فصل في كوب مليئة ACSF السكروز الجليد الباردة فقاعات مع 95٪ O 05/02٪ CO 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خذ نصف الكرة الأرضية ومكان على المسرح ورق الترشيح الجليد الباردة. وضع المناشف الورقية العادية أو ورق الترشيح في جميع أنحاء الدماغ لامتصاص حل اضافي. استخدام اثنين من الأدوات الزجاجية ماصة مصقول النار (رقم 10 في المواد والمعدات) لفصل القشرة عن بقية الجزء الأوسط من المخ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تعرض الحصين من داخل القشرة وضعت على المسرح المثلج، ضع اثنين أو ثلاث قطرات من الجليد الباردة ACSF السكروز على النسيج ثم قم بإزالة حل إضافية حول الحصين. قطع الاتصالات مع القشرة في طرفي الحصين. ثم، تشريح الحصين من المخ مع الحريق مصقول الأدوات الزجاجية وإزالة الجزء المتبقي من الدماغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل الحصين كله مع الجانب شكوة لها تواجه صعودا وقرن آمون تلم أسفل. إسقاط بسرعة مرتين أو ثلاث قطرات من الثلج الباردة السكروز ACSF على النسيج مرة أخرى وإزالة الحل إضافية حول الأنسجة باستخدام قطعة من منشفة ورقية. استخدام النار مصقول أداة الزجاج لتسليم الحصين كله لفضح تلم (الشكل 1B، C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت المجهر الضوئي العادي، اضافة الى وجود إبرة الزجاج العرف (رقم 11 في الماطري محددةالمرض والمعدات) في واحدة من نهاية التلم وقطع الاتصالات الألياف، من التلفيف المسنن (DG) إلى مرفد أو مجال CA1، على طول اتجاه تلم (الشكل 1C). تطبيق شفرة الجليد الباردة لتقليم نهايات الحاجز والزمانية للالحصين إذا لزم الأمر. اضافة الى وجود العرف الأسلاك المعدنية حلقة (رقم 12 في المواد المحددة والمعدات) في خفض التلم وسحب أكثر من DG بعيدا عن الأنسجة في حين عقد نهاية مرفد / CA1 من الحصين بواسطة أداة النار الزجاج المصقول (1D الشكل) . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وبعد إجراء تتكشف أعلاه، إضافة اثنين أو ثلاث قطرات آخر من السكروز ACSF الجليد الباردة على الأنسجة وإزالة حل إضافية حول الأنسجة. ثم، وتقليم الحصين تكشفت مع شفرة الجليد الباردة في حواف (الشكل 1E) ووضع بإعداد ملعقة في غرفة يتعافى مليئة ACSF العادي وفقاعات مع 95٪ O 05/02٪ CO 2 في RT (حوالي 25 ° C). تركالأنسجة الحصين كشفها لاسترداد حوالي 1 ساعة قبل وضعه في غرفة تسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خذ نصف الكرة المخ الأخرى واستخدامه للذهاب من خلال خطوات 2،5-2،9. عادة، يستغرق حوالي 1 إلى 2 دقيقة لإنهاء الإجراء بأكمله تتكشف في الحصين واحد وإسقاط الجليد الباردة السكروز ACSF باستمرار للحفاظ على الأنسجة بالأكسجين والمائية. </li></ol> الإعداد 3. نظام التجريبية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الغراء PMEA مخصصة ملفقة على حزمة مجموعة دبوس شبكة (PGA) واستخدام الربط الأسلاك الصغيرة لتوصيل كل لوحة من مسرى مكروي واحد للوحة دبوس على الحزمة (الشكل 3B). ثم، تضاف حزمة في المقبس على لوحة الدوائر حسب الطلب (13). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط بشكل فردي كل مسرى مكروي لمرشحات مع تمريرة الفرقة قطع تردد من 1 هرتز إلى 4 كيلو هيرتز ومكبرات الصوت مع زيادة 100 على العرف وحة الدوائر (13). رقمنة الناتج التناظرية من لوحات الدوائر الالكترونية من قبل A / D التحويلنظام erting، واكتساب وتخزين البيانات على الكمبيوتر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الغراء تسجيل البلاستيك غرفة مصنوعة خصيصا حول مجموعة مع مدخل ومخرج أنابيب لتدفق الحل (الشكل 4A). استخدام اثنين على الأقل زجاجات للحفاظ على حلول مختلفة في النظام، والانضمام إليها والسيطرة على أنابيب انتاج الزجاجات التي كتبها a-صمام ثلاثي. وصل الناتج من صمام ثلاثي إلى نظام الأنابيب مع غرفة بالتنقيط الرابع الذي توجيه الحل في غرفة تسجيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بين صمام ثلاثي ومدخل للغرفة تسجيل، إضافة سخان كهربائي لتسخين حل لدرجات الحرارة للرقابة (35 ° C) قبل ويسترشد الحل إلى غرفة تسجيل. إرفاق منفذ للغرفة تسجيل لأنبوب فراغ لجمع الحل في أنبوب فراغ متصل القارورة. لا تدوير أي حل في أي تجربة في هذه الدراسة. </li></ol> 4. وضع كشف الحصين على PMEA لتسجيل النشاط العصبي </p&gt; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لإعداد الإعداد التجريبية، وملء زجاجة واحدة مع ACSF العادي وزجاجة أخرى مع 4-AP ACSF. في كل زجاجات، فقاعة 95٪ O 05/02٪ CO 2 من بداية كل تجربة. استخدام موصل ثلاثي صمام للتحكم في الحل وسيتم اختيار أثناء التجربة. توصيل أنبوب فراغ عند مخرج غرفة لضخ الحل في وعاء الغبار. تسخين خط الأنابيب قبل تسليمه إلى غرفة تسجيل والحفاظ على حل على مستوى درجة الحرارة للرقابة (35 ° C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عندما يتم إغلاق مدخل ومخرج من غرفة تسجيل، واستخدام العرف الزجاج ماصة بالقطارة لنقل ووضع الحصين تكشفت في غرفة تسجيل. تحت المجهر، ضع الحصين تكشفت باستخدام فرشاة الدهان الصغيرة العادية في حين أن الأنسجة يعوم في الحل. ضع الحصين تكشفت مع الجانب شكوة من أسفل، منطقة CA3 مشيرا بعيدا، وحقل CA1 مشيرا تجاه الباحث. </lI&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمتص بعناية بعيدا الحل في الغرفة باستخدام ماصة الفراغ من على حافة غرفة تسجيل لخفض مستوى حل حتى يتم تجفيفها الغرفة ويخفض الأنسجة على صفيف. ثم، ضع بعناية مرساة الأنسجة العرف (الشكل 4) (رقم 14 في المواد المحددة والمعدات) على الجزء العلوي من الأنسجة لعقد الحصين تكشفت على صفيف. وضع بضع قطرات من محلول إلى غرفة تسجيل لإعادة ملء ذلك، وتدريجيا فتح مدخل ومخرج لضبط معدل تدفق إلى حوالي قطرتين في الثانية الواحدة في غرفة IV بالتنقيط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان الأنسجة في غرفة تسجيل مع ACSF العادي لمدة 1 دقيقة لاستعادة، ثم التبديل إمدادات حل ل4-AP ACSF المنحل وضبط معدل تدفق بشكل صحيح. احتضان الأنسجة في 4-AP حل ACSF لمدة 5 إلى 10 دقيقة ثم الباحث يمكن أن يبدأ البرنامج لتسجيل إشارة عندما يظهر النشاط العفوي. </li></ol> 5. إزالةالأنسجة من PMEA بعد تجربة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السيطرة على مرساة الأنسجة من قبل مياداة مجهرية ورفع تدريجيا الأنسجة من غرفة تسجيل. إيقاف كل من مدخل ومخرج لوقف تدفق في غرفة تسجيل. وينبغي أن تكون غرفة تسجيل كامل مع حل أو إضافة بضع قطرات من محلول لملء الغرفة إذا كانت غرفة تسجيل ليست كاملة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام فرشاة الدهان الصغيرة لرفع كل زاوية من الأنسجة. إذا كان النسيج لا يتحرك في الحل، ثم توظيف فراغ أنبوب لتجف الغرفة بعناية مع النسيج لا يزال جالسا على صفيف. ثم فتح بعناية مدخل لإعادة ملء تدريجيا الغرفة وأغلقت مدخل لوقف تدفق عندما غرفة تسجيل ممتلئة. تطبيق فرشاة الدهان الصغيرة لرفع كل زاوية من النسيج مرة أخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم فصل كرر الخطوة 5.2 حتى الأنسجة من مجموعة ويتحرك في الحل. إذا كانت الأنسجة يعوم في الحل، ثم استخدام فراغ أنبوب لامتصاص الأنسجة بعيدا. مفتوحة رانه تتدفق في مدخل وفتح الفراغ في منفذ. يغسل النظام مع الماء المقطر وتجفيف بها. </li></ol>

<ol>
	<li>Richardson, K. A., Schiff, S. J., Gluckman, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+traveling+waves+in+the+Mammalian+cortex.">Control of traveling waves in the Mammalian cortex.</a> Phys Rev Lett. 94 (2), 028103-028112 (2005).</li><li>Luhmann, H. J., Dzhala, V. I., Ben-Ari, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+and+propagation+of+4-AP-induced+epileptiform+activity+in+neonatal+intact+limbic+structures+in+vitro.">Generation and propagation of 4-AP-induced epileptiform activity in neonatal intact limbic structures in vitro.</a> Eur J Neurosci. 12 (8), 2757-2768 (2000).</li><li>Grinvald, A., Manker, A., Segal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+the+spread+of+electrical+activity+in+rat+hippocampal+slices+by+voltage-sensitive+optical+probes.">Visualization of the spread of electrical activity in rat hippocampal slices by voltage-sensitive optical probes.</a> J Physiol. 333, 269-291 (1982).</li><li>Gloveli, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+arrangement+of+rhythm-generating+microcircuits+in+the+hippocampus.">Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 102 (37), 13295-13300 (2005).</li><li>Amaral, D. G., Witter, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+three-dimensional+organization+of+the+hippocampal+formation:+a+review+of+anatomical+data.">The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data.</a> Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).</li><li>Albani, S. H., McHail, D. G., Dumas, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+studies+of+the+hippocampus+and+hippocampal-dependent+behaviors:+insights+from+interdisciplinary+studies+and+tips+for+new+investigators.">Developmental studies of the hippocampus and hippocampal-dependent behaviors: insights from interdisciplinary studies and tips for new investigators.</a> Neurosci Biobehav Rev. 43, 183-190 (2014).</li><li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propagation+of+Epileptiform+Activity+Can+Be+Independent+of+Synaptic+Transmission,+Gap+Junctions,+or+Diffusion+and+Is+Consistent+with+Electrical+Field+Transmission.">Propagation of Epileptiform Activity Can Be Independent of Synaptic Transmission, Gap Junctions, or Diffusion and Is Consistent with Electrical Field Transmission.</a> J Neurosci. 34 (4), 1409-1419 (2014).</li><li>Kibler, A. B., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+wave+propagation+of+epileptiform+activity+in+the+planar+mouse+hippocampus+in+vitro.">Orthogonal wave propagation of epileptiform activity in the planar mouse hippocampus in vitro.</a> Epilepsia. 52 (9), 1590-1600 (2011).</li><li>Wang, D., McMahon, S., Zhang, Z., Jackson, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+voltage+sensor+imaging+of+electrical+activity+from+neurons+in+hippocampal+slices+from+transgenic+mice.">Hybrid voltage sensor imaging of electrical activity from neurons in hippocampal slices from transgenic mice.</a> J Neurophysiol. 108 (11), 3147-3160 (2012).</li><li>Wingenfeld, K., Wolf, O. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+,+memory,+the+hippocampus.">Stress , memory, the hippocampus.</a> Front Neurol Neurosci. 34, 109-121 (2014).</li><li>Liu, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+high-K+-induced+epileptiform+discharges+in+hippocampal+slice+and+the+effects+of+valproate.">Spatiotemporal dynamics of high-K+-induced epileptiform discharges in hippocampal slice and the effects of valproate.</a> Neurosci Bull. 29 (1), 28-36 (2013).</li><li>Oka, H., Shimono, K., Ogawa, R., Sugihara, H., Taketani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+planar+multielectrode+array+for+extracellular+recording:+application+to+hippocampal+acute+slice.">A new planar multielectrode array for extracellular recording: application to hippocampal acute slice.</a> J Neurosci Methods. 93, 61-68 (1999).</li><li>Kibler, A. B., Jamieson, B. G., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+aspect+ratio+microelectrode+array+for+mapping+neural+activity+in+vitro.">A high aspect ratio microelectrode array for mapping neural activity in vitro.</a> J Neurosci Methods. 204 (2), 296-305 (2012).</li><li>Schechter, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+potassium+channel+blockers+4-aminopyridine+and+tetraethylammonium+increase+the+spontaneous+basal+release+of+[3H]5-hydroxytryptamine+in+rat+hippocampal+slices.">The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices.</a> J Pharmacol Exp Ther. 282 (1), 262-270 (1997).</li><li>Perreault, P., Avoli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-aminopyridine-induced+epileptiform+activity+and+a+GABA-mediated+long-lasting+depolarization+in+the+rat+hippocampus.">4-aminopyridine-induced epileptiform activity and a GABA-mediated long-lasting depolarization in the rat hippocampus.</a> J Neurosci. 12 (1), 104-115 (1992).</li><li>Chesnut, T. J., Swann, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epileptiform+activity+induced+by+4-aminopyridine+in+immature+hippocampus.">Epileptiform activity induced by 4-aminopyridine in immature hippocampus.</a> Epilepsy Res. 2 (3), 187-195 (1988).</li><li>Nam, Y., Wheeler, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vitro+Microelectrode+Array+Technology+and+Neural+Recordings.">In Vitro Microelectrode Array Technology and Neural Recordings.</a> Crit Rev Biomed Eng. 39 (1), 45-62 (2011).</li><li>Gonzalez-Sulser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+neuron+firing+and+local+field+potentials+in+the+in+vitro+4-aminopyridine+epilepsy+model.">Hippocampal neuron firing and local field potentials in the in vitro 4-aminopyridine epilepsy model.</a> J Neurophysiol. 108 (9), 2568-2580 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

تطوير إعداد الحصين تكشفت، حيث يتم الاحتفاظ المحاور الطولية والعرضية للقرن آمون في تركيبة مع مجموعة ومسرى مكروي اختراق، يوفر أداة قوية للتحقيق في صلات التشريح أو انتشار العصبية في الحصين 7. هذا الإجراء تتكشف ينطبق على دراسة الحصين في فئران بالغة أيضا. وأظهرت ال?...

فهم التوصيل العصبي أو انتشار الإشارات العصبية من الأهمية بمكان لتحديد آلية التواصل العصبي في كل من الوظيفة العادية والحالات المرضية في الدماغ 1-3. الحصين هو واحد من الهياكل الأكثر درس على نطاق واسع في الدماغ لأنه يلعب دورا أساسيا في العديد من وظائف المخ مثل الذاكرة، وتتبع المكاني وتشارك في العديد من التغيرات المرضية التي تؤثر على السلوك بصورة جذرية فضلا 1،6. وعلى الرغم من الحصين يسلك منظمة معقدة، وعناصر مختلفة من هيكلها يمكن التعرف بسهولة والوصول إليها في إعداد شريحة 4-6. في الاتجاه العرضي للقرن آمون، ومن المعروف النشاط العصبي لنشر من خلال مسار ثلاثي متشابك التي تشكل التلفيف المسنن (DG)، CA3، CA1 andsubiculum 4،5. ويعتقد أن انتقال متشابك والتوصيل المحاور تلعب دورا رئيسيا لcommunicatiعلى في هذه الدائرة عرضية 4،6. ومع ذلك، والإكثار من الإشارة العصبية يحدث في كل من عرضية وطولية 4،6 الاتجاهات. وهذا يعني أن الحصين لا يمكن تحقيق كامل عن طريق استخدام مستحضرات شريحة التي تحد من المراقبة لاتجاه معين من نشر 4. تم تطوير شريحة طولية للتحقيق في مسارات محور عصبي على طول المحور الطولي 5. وقد لاحظ الباحثون جاما وثيتا التذبذبات سلوك معين في الغالب على طول عرضية وطولية محاور على التوالي 6. وقد تم دراسة هذه السلوكيات على حدة، حتى الآن الدخول في وقت واحد لكلا الاتجاهين أمر بالغ الأهمية لفهم هذه السلوكيات. حتى مع تطور إعداد الحصين سليمة، فمن الصعب رصد انتشار في جميع أنحاء الأنسجة كامل بسبب هيكل مطوية من الحصين 4. يوفر الحصين تكشفت الوصول إلى الخلايا العصبية معبأةفي شكل طبقة الخلايا ثنائية الأبعاد 7،8 مسطح. التي تتكشف التلفيف المسنن (DG) (الشكل 1)، وقرن آمون يعتمد شكل بالارض مع تكوين مستطيل فيه كلا عرضية وطولية الاتصالات لا تزال سليمة مع طبقة الخلايا الهرمية مرتبة في ورقة ثنائية الأبعاد تحتوي على كل CA3 وCA1، ترك شقة قطعة من الأنسجة العصبية التي يمكن استخدامها لتحقيق انتشار العصبي (الشكل 2) 8. ويمكن بعد ذلك النشاط العصبي يمكن رصدها مع ماصات الفردية والزجاج، والمصفوفات مسرى مكروي، تحفيز كهربائي، وكذلك الأصباغ الحساسة الجهد (VSD) 3،7،8. وبالإضافة إلى ذلك، المشفرة وراثيا مؤشر الجهد من الفئران المعدلة وراثيا يمكن أن تستخدم لتتبع نمط انتشار 9. التكوين المسطح من شبكة الحصين المطوية هي مناسبة تماما لتسجيل طريقة البصرية ولكن أيضا لمجموعة ومسرى مكروي. Mهي ملفقة معاهدة الفضاء الخارجي للصفائف المتاحة تجاريا مع أقطاب الملف الشخصي شقة أو منخفضة ويمكن تسجيل النشاط العصبي في كل من شرائح الأنسجة والخلايا العصبية مثقف 10-12. ومع ذلك، فإن نسبة الإشارة إلى الضوضاء (SNR) تنخفض عندما يتم الحصول على إشارات من لأنسجة سليمة منذ سوما من الخلايا العصبية تقع في عمق الأنسجة. مطلوبة صفائف مسرى مكروي الكهربائي مع الجانب نسب عالية لتحسين SNR. لهذا الغرض، تم وضع اختراق مجموعة مسرى مكروي (PMEA) في المختبر لدينا، ويوفر القدرة على تحقيق مباشرة في الأنسجة عن طريق إدراج 64 المسامير التي يبلغ قطرها 20 ميكرومتر وارتفاع 200 ميكرون في قرن آمون تكشفت 7،13 . هذه المجموعة مسرى مكروي ديها SNR أعلى بالمقارنة مع الجهد حساسة التصوير صبغ وSNR لا تزال مستقرة خلال تجربة 7،13. مزيج من إعداد الحصين تكشفت وPMEA يوفر طريقة جديدة للاستثمارآي جيت نشر العصبي على طائرة ثنائية الأبعاد. التجارب باستخدام هذه التقنية قد أسفرت بالفعل عن نتائج هامة حول آليات انتشار الإشارة العصبية في الحصين حيث النشاط العصبي يمكن أن تنتشر بشكل مستقل من نقاط الاشتباك العصبي متشابك أو الكهربائية 7.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>desiccator jar</td>
			<td>LABRECYCLERS Inc.</td>
			<td>5410</td>
			<td>Place regular paper towels at the bottome of the jar for animal anesthesia use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A blade and Custome made surgical stage for unfolding hippocampus</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A petri dish is place upside down (in the center) in the ice with a wet filter paper place on top of it.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue recovery chamber</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Plastic tubes were glued with plastic mesh at the bottom and bubbled with 95% O2/ 5% CO2 in the aCSF.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Operating&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S17336B&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Medco Instruments No.:81995&#160;</td>
			<td>This scissors is used to&#160;&#160; decapitate the mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Integra Miltex Goldman-Fox&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-460-517&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; MILTEX INC&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; No.:5-SC-320</td>
			<td>This scissors is used to cut the skull of the mice.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miltex 
			Hysterectomy Forceps</td>
			<td>Claflin Medical equipment</td>
			<td>CESS-722033-00001</td>
			<td>This Forceps is used to peel the cut skull to expose the brain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>This micro spatula is used to tranfer the whole brain of a semisphere into the recorering chamber.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frey Scientific Stainless Steel Semi-Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>this semi micro spatula is used to tranfer the unfolded hippocampus into the glucose aCSF in the recovering chamber.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small paint brush</td>
			<td>Lowe&#39;s</td>
			<td>tem #:&#160;105657&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Model #:&#160;90219</td>
			<td>The one with the smallest size in a normal paint brush package</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fire polished glass help tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass needle</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass tool with a metal wire loop</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes with a reshaped metal wire loop.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass solution dropper</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was&#160; made from the regular Pasteur glass pipettes with its tips cut and a rubber head attached with the cut end.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue anchor</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Nylon fiber mesh was glued on a insulated copper wire ring. The tissue anchor was hold by an micromanipulator.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom fabricated microelectrode array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made filter and amplifiers circuits for the array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition processor 3400a</td>
			<td>Microstar Laboratories</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This is a complete data acquisition system with A/D converter.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural activity propagation in an unfolded hippocampal preparation with a penetrating micro-electrode array

يصف هذا البروتوكول وسيلة لإعداد جديدة في المختبر إعداد الحصين شقة جنبا إلى جنب مع مجموعة تشكيله الدقيقة لرسم خريطة النشاط العصبي في قرن آمون. من عرضية إعداد شريحة الحصين هو إعداد الأنسجة الأكثر شيوعا لدراسة الحصين الكهربية. وقد تم تطوير شريحة الحصين طولية أيضا من أجل التحقيق في وصلات طولية في قرن آمون. ويمكن أيضا أن يستمر الحصين الماوس سليمة في المختبر بسبب سمكه يسمح انتشار الأوكسجين الكافي. ومع ذلك، لا هذه التحضيرات ثلاثة لا توفر الوصول المباشر إلى نشر العصبي منذ بعض الأنسجة إما مفقود أو مطوية. يوفر الحصين سليمة تكشفت كل من عرضية وطولية اتصالات في تكوين شقة للوصول المباشر إلى الأنسجة لتحليل المدى الكامل لانتشار الإشارة في قرن آمون في المختبر. من أجل مراقبة النشاط العصبي من ر فعالانه طبقة الخلايا، أدلى مخصص اختراق مجموعة صغيرة القطب (PMEA) كانت ملفقة وتطبيقها على الحصين تكشفت. وPMEA مع أقطاب 64 من 200 ميكرومتر في الطول يمكن تسجيل النشاط العصبي في عمق الحصين الماوس. مزيج فريد من إعداد الحصين تكشفت وPMEA يوفر أداة جديدة في المختبر لدراسة سرعة واتجاه الانتشار من النشاط العصبي في مناطق CA1-CA3 ثنائية الأبعاد من الحصين مع إشارة إلى ارتفاع نسبة الضوضاء.

تم تسجيل البيانات التي تظهر في الأرقام هنا في إعداد الحصين تكشفت مع 4-AP (100 ميكرومتر) ACSF وأضاف خلال حضانة الأنسجة في غرفة تسجيل في RT (25 ° C). عادة يبدأ النشاط خلال 5 دقائق، ولكن في بعض الأنسجة قرن آمون من الحيوانات القديمة قد يستغرق وقتا أطول. إطلاق الخلايا العصبية 4-AP التي ?...

Watch this Scientific Journal Video about Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array at JoVE.com

Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

قمنا بتطوير الحصين تكشفت في المختبر الذي يحافظ CA1-CA3 مجموعة من الخلايا العصبية. جنبا إلى جنب مع اختراق مجموعة الكهربائي الصغير، النشاط العصبي يمكن رصدها في كل من التوجهات الطولي والعرضي. يوفر هذا الأسلوب المزايا على الاستعدادات شريحة الحصين كما نشر في قرن آمون كلها يمكن تسجيلها في وقت واحد.

العصبية آخر نشر في إعداد الحصين تكشفت مع اختراق الصغرى، والقطب صفيف

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in ...

neural-activity-propagation-an-unfolded-hippocampal-preparation-with

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.3K Views.  Case Western Reserve University.  قمنا بتطوير الحصين تكشفت في المختبر الذي يحافظ CA1-CA3 مجموعة من الخلايا العصبية. جنبا إلى جنب مع اختراق مجموعة الكهربائي الصغير، النشاط العصبي يمكن رصدها في كل من التوجهات الطولي والعرضي. يوفر هذا الأسلوب المزايا على الاستعدادات شريحة ?...

Video: Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Growth and Differentiation of Adult Hippocampal Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These animals also resist ischemic injury to the brain in vivo 2,3 and oxygen-glucose deprivation in vitro 4,5. These unique qualities provided the impetus to isolate AGS neurons to examine inherent neuronal characteristics that could account for the capacity of AGS neurons to resist injury and cell death caused by ischemia and extremely cold temperatures. Identifying proteins or gene targets that allow for the distinctive properties of these cells could aid in the discovery of effective therapies for a number of ischemic indications and for the study of cold tolerance. Adult AGS hippocampus contains neural stem cells that continue to proliferate, allowing for easy expansion of these stem cells in culture. We describe here methods by which researchers can utilize these stem cells and differentiated neurons for any number of purposes. By closely following these steps the AGS neural stem cells can be expanded through two passages or more and then differentiated to a culture high in TUJ1-positive neurons (~50%) without utilizing toxic chemicals to minimize the number of dividing cells. Ischemia induces neurogenesis 6 and neurogenesis which proceeds via MEK/ERK and PI3K/Akt survival signaling pathways contributes to ischemia resistance in vivo7 and in vitro 8 (Kelleher-Anderson, Drew et al., in preparation). Further characterization of these unique neural cells can advance on many fronts, using some or all of these methods.

Neural stem cells were prepared from the hippocampus of adult non-hibernating yearling Arctic ground squirrels (AGS). These neural stem cells can be expanded through numerous passages, differentiated and maintained as a nearly 50:50 neuron to glial culture.

نمو وتمايز الخلايا القطب الشمالي الأرضي الكبار السنجاب الجذعية العصبية الحصين

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These ...

Neural-Colony Forming Cell Assay: An Assay To Discriminate Bona Fide Neural Stem Cells from Neural Progenitor Cells

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). Furthermore, this serum-free culture system has also been employed to expand stem cells and determine their frequency from a variety of tumors and normal tissues. It has been shown recently that a one-to-one relationship does not exist between neurosphere formation and NSCs. This suggests that the NSA as currently applied, overestimates the frequency of NSCs in a mixed population of neural precursor cells isolated from both the embryonic and adult mammalian brain. This video practically demonstrates a novel collagen based semi- solid assay, the neural-colony forming cell assay (N-CFCA), which has the ability to discriminate stem from progenitor cells based on their long-term proliferative potential, and thus provides a method to enumerate NSC frequency. In the N-CFCA, colonies &ge;2 mm in diameter are derived from cells that meet all the functional criteria of a NSC, while colonies &lt; 2mm are derived from progenitors. The N-CFCA procedure can be used for cells prepared from different sources including primary and cultured adult or embryonic mouse CNS cells. Here we use cells prepared from passage one neurospheres generated from embryonic day 14 mice brain to perform N-CFCA. The cultures are replenished with proliferation medium every seven days for three weeks to allow the plated cells to exhibit their full proliferative potential and then the frequency of neural progenitor and bona fide neural stem cells is calculated respectively by counting the number of colonies that are &lt; 2mm and the ones that are &ge;2mm in reference to the number of cells that were initially plated.

This video protocol demonstrates how to discriminate and enumerate bona fide neural stem cells in a mixed population of neural precursor cells using the neural colony-forming cell assay.

العصبية تشكيل مستعمرة الفحص الخلوي : إن الفحص تميز بحسن نية الخلايا الجذعية العصبية من الخلايا العصبية السلف

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

إعداد الفأر استيقظ لتسجيل الردود العصبية وحقن الراسمات

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

بصري تسجيل النشاط العصبي للقرار suprathreshold وحيدة الخلية واحد مسمار-

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

طرق تسجيل متعددة الوحدات لوصف النشاط العصبي في الجراد (<em&gt; الجراد الصحراوي أمريكانا</em&gt;) الدوائر الشم

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetic اضطراب النشاط العصبي مع إضاءة الليزر في شبه سليمة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; اليرقات في الحركة

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Immunohistochemical Visualization of Hippocampal Neuron Activity After Spatial Learning in a Mouse Model of Neurodevelopmental Disorders

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we describe a pERK immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. Specifically, we used pERK immunostaining to study neuronal activation following Morris water maze (MWM, a classical hippocampal-dependent learning task) in Engrailed-2 knockout (En2-/-) mice, a model of autism spectrum disorders (ASD). As compared to wild-type (WT) controls, En2-/- mice showed significant spatial learning deficits in the MWM. After MWM, significant differences in the number of pERK-positive neurons were detected in specific hippocampal subfields of En2-/- mice, as compared to WT animals. Thus, our protocol can robustly detect differences in pERK-positive neurons associated to hippocampal-dependent learning impairment in a mouse model of ASD. More generally, our protocol can be applied to investigate the profile of hippocampal neuron activation in both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

We describe an immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. This protocol can be applied to both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

التصور المناعى من الحصين العصبية آخر بعد المكانية التعلم في نموذج الفأر من الاضطرابات العصبية النمائية

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we ...

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the gold-standard experimental model to study basic neurophysiological mechanisms involved in the formation and maintenance of neuronal cell assemblies. However, in vitro studies have been limited to the recording of the electrophysiological activity generated by bi-dimensional (2D) neural networks. Nonetheless, given the intricate relationship between structure and dynamics, a significant improvement is necessary to investigate the formation and the developing dynamics of three-dimensional (3D) networks. In this work, a novel experimental platform in which 3D hippocampal or cortical networks are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are realized by seeding neurons in a scaffold constituted of glass microbeads (30-40 &#181;m in diameter) on which neurons are able to grow and form complex interconnected 3D assemblies. In this way, it is possible to design engineered 3D networks made up of 5-8 layers with an expected final cell density. The increasing complexity in the morphological organization of the 3D assembly induces an enhancement of the electrophysiological patterns displayed by this type of networks. Compared with the standard 2D networks, where highly stereotyped bursting activity emerges, the 3D structure alters the bursting activity in terms of duration and frequency, as well as it allows observation of more random spiking activity. In this sense, the developed 3D model more closely resembles in vivo neural networks.

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

In this work, a novel experimental model in which 3D neuronal cultures are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are built by seeding neurons in a scaffold made up of glass microbeads on which neurons grow and form interconnected 3D structures.

تفاعل الثقافات 3D المهندسة العصبية لمايكرو الكهربائي صالحة: مبتكر<em&gt; في المختبر</em&gt; نموذج تجريبي

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

تحفيز التيار المباشر ومتعدد القطب تسجيل صفيف من مثل الاستيلاء آخر في الفئران إعداد شريحة الدماغ

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

خارج الخلية تسجيل النشاط العصبية جنبا إلى جنب مع Microiontophoretic تطبيق المواد Neuroactive في الفئران مستيقظا

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...