עבודה זו נתמכה על ידי המכון הלאומי להפרעות נוירולוגיות ושבץ להעניק NS081333 (לCMT), NIRG-10-171,721 אלצהיימר מענק האיגוד והמכון הלאומי לבריאות נפש מענק MH096702 (לUH), ומכון לאומי להזדקנות במימון מחקר מחלת אלצהיימר מרכז בAG008702 מענק טייס אוניברסיטת קולומביה (לYYJ וJB).

הערה: כל הניסויים בבעלי החיים, מוסדי והנחיות הלאומיות לטיפול ושימוש בבעלי החיים במעבדה היו במעקב. 1. הכינו מכשירי ניתוח ופתרונות לניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החיטוי כל מכשירי ניתוח הנירוסטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן אתנול 70% על ידי דילול אתנול מוחלט 200 הוכחה עם deionized מים כיתה מולקולרית סטרילי מזוקק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את מחט G 29 למזרק המילטון. נקה את הפנים של מזרק המילטון ומחט על ידי ציור ומים ולהוציא שוב ושוב nanopure דקות 1. חזור על תהליך זה עם 70% אתנול. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הבוכנה ומחט ממזרק המילטון. אוויר יבש החלקים בO מכסה המנוע זרימה למינרית / N. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכשיר את המחט ומזרק עם אור אולטרה סגול למשך 30 דקות לפני השימוש. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן תמיסת מלח על ידי המסת NaCl במי כיתה מולקולריות למשקל סופי לריכוז נפח של 0.9%. SteriliZE את הפתרון על ידי סינונו דרך מסנן 0.2 מיקרומטר נקבובית. </li></ol> 2. הכן Oligomeric Aβ 1-42 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Monomerize וresuspend Aβ 1-42 האנושי רקומביננטי בDMSO ל5 מ&quot;מ בדיוק כפי שמתוארת בפרסום פא &#39;ואחרים 13. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל 5 מ&quot;מ Aβ 1-42 עם סטרילי (1x) PBS ביום 100 מיקרומטר לפני הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים את הפתרון היטב על ידי טחינה דקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה פתרון Aβ 1-42 במשך 12 שעות ב4C. הערה: פתרונות בקרה כגון דילול DMSO ב PBS או מקושקשת / הפוכים Aβ 1-42 פפטיד צריך להיות מוכן באותו אופן כמו Aβ 1-42. </li></ol> 3. לקבוע את קואורדינטות הזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש באטלס מוח עכבר המבוגר כדי לקבוע קדמי, אחורי המדויק (AP), המדיאלי-רוחב (ML), וגב-הגחון (DV) קואורדינטות לאזור במוח של עניין 14. לאטה: כדי להמחיש את הטכניקה שהרמנו gyrus המשונן של ההיפוקמפוס כיעד עם הקואורדינטות מגבחת הבאות: AP, -2.00 מ&quot;מ; ML, ± 1.3 מ&quot;מ; DV, -2.2 מ&quot;מ. הסימן השלילי שקדמו לערך AP מציין שזה 2.00 מ&quot;מ אחורי של גבחת. סימן ± שקדמו לערך ML מצביע על כיוון ימין ועל שמאל מהמרכז. לבסוף, הסימן השלילי שקדמו לDV מציין הוא נע ventrally מפני שטח של המוח. </li></ol> 4. הגדרת מסגרת stereotaxic <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ללבוש מסכה כירורגית פנים, מעבדה מעיל נקי, וכפפות מנתחים סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נגב את מכשיר stereotaxic ומתאם עכבר עם 70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נשכב לעטוף כירורגית סטרילית על הדלפק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את מכשיר stereotaxic עם מתאם עכבר על גבי וילון ניתוח סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נגב את כרית חימום עכבר עם 70% אתנול. מקם את כרית החימום מעל מיטת מסגרת stereotaxic. השתמש labora מטרות הכלליקלטת תיוג הטורים לקלטת את כרית החימום מעל מיטת מתאם עכבר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את כרית החימום למשאבת recirculator מים החמה על פי הוראות יצרן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את משאבת recirculator מים החמה ולהגדיר את הטמפרטורה ל -37 מעלות צלזיוס, ולאחר מכן לחכות עד שזה מגיע לטמפרטורה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להדביק את מזרק המילטון 50 μl עם מחט G 29 על מסגרת stereotaxic ידי הברגה אותו על מוט הזרקה האנכי הממונע על פי הוראות יצרן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל מעקר את החרוז ולחכות עד שהוא מגיע לטמפרטורה שנקבעה מראש של היצרן. הערה: זה משמש לחיטוי מכשירי נירוסטה בין בעלי החיים. זה לוקח 20 שניות מכשירים מגע עם חרוזים לעיקור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל צלחת חמה ולהגדיר אותו 42 מעלות צלזיוס ולמקם את כלוב ריק נקי על גבי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד מזרק המילטון קבוע במסגרת stereotaxic להשתמש אני stereotaxic הממונעnjector לצייר את פתרון Aβ 1-42. הערה: צייר יותר מ 4 μl של הפתרון לתוך המזרק ולאחר מכן להשתמש במזרק stereotaxic להגדיר הזרקת הנפח. הפעל את המזרק לפי הוראות יצרן. </li></ol> 5. הכנת בעלי החיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את המשקל של העכבר באמצעות לשקול בקנה מידה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי עכבר עם קוקטייל קטמין / xylazine על 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין ו -10 מ&quot;ג / קילוגרם xylazine על ידי הזרקת intraperitoneally (IP). צג עומק ההרדמה על ידי האובדן של רפלקס קמצוץ הבוהן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר העכבר מסומם לקחת גוזז השיער ולגלח את ראשו כדי לחשוף את העור מעל הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר על גבי כרית החימום על גבי מיטת stereotaxic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במרית כדי לפתוח את הפה ולמקם את השיניים החותכות בתוך שומר השיניים. Secure מזנקים על פניו של העכבר. הצמד אותו בעדינות ולא חזק מדי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> POSItion crossbars האוזן דו-צדדי לmeatus השמיעתי כדי לאבטח את הראש. העבר כל משקוף בעד שהוא פוגע בגולגולת, ולאחר מכן הפעל את הבורג כדי לנעול אותו. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לוודא את הראש מאובטח להשתמש האצבע שלך לדחוף בעדינות על הראש. אם הראש הוא מאובטח כראוי זה לא ייתן את או להעביר בעת הקשה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל ירידה של קרם עיניים או טיפי עיניים לעיניים כדי לשמור אותם לחים. ודא העיניים לחות לאורך כל ההליך כירורגי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את האתר כירורגית להשתמש צמר גפן סטרילי ליישם פתרון בבטאדין לעור על הגולגולת, ואחריו אתנול 70%. בצע את בטאדין משתנה ואתנול 70% ניקיון פי 2 יותר. </li></ol> 6. ניתוח ועירוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש אזמל לעשות חתך 2-3 מ&quot;מ בקו האמצע של הקרקפת, ולאחר מכן להשתמש במספריים עדינים ישר להאריך את קו החתך ל1.0-1.5 סנטימטר לחשוף את תפר sagittal, גבחת, ומבדה של הגולגולת, אתרים שקואורדינטות stereotaxic מבוססות על. השתמש מהדק מיקרו כדי לשמור על העור בנפרד. הערה: עמדות גבחת ומבדה מוסברות באטלס מוח העכבר &quot;מוח העכבר בStereotaxic קואורדינטות&quot; 14. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח מקלון צמר גפן, לטבול אותו בתמיסת מלח סטרילית, ולהשתמש בו כדי לנקות את הגולגולת. לאחר מכן, השתמש ספוגית נקייה כותנה יבשה לייבש את הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בעט נקודת קנס סטרילי כדי לסמן נקודה על גבחת. השתמש micromanipulator stereotaxic כדי למקם את מזרק המילטון, כך שקצה המחט רק נוגע בנקודה על גבחת. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את DV התיאום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבדוק אם ציר AP של הגולגולת הוא ברמה להזיז את מזרק המילטון בדיעבד, כך שקצה המחט נוגע בנקודה למבדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את עמדת DV. ודא DV קואורדינטות עבור גבחת ומבדה נמצא 0.5 מ&quot;מ. הערה: המטרה היא למזער את ההבדל בין DV גבחת ולמבדה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במ &#39;icromanipulator להחזיר את קצה מחט מזרק המילטון חזר לנקודת גבחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את עמדת AP מתחילה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשב את מיקום AP סיום על ידי הפחתת 2.00 מ&quot;מ מAP מתחיל לתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש micromanipulator כדי למקם את מחט מזרק המילטון לAP הסופי לתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את ML הנוכחי לתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשב את ימין ועל השמאל שהסתיים ML קואורדינטות על ידי הוספה או הפחתה של 1.3 מ&quot;מ ממתחיל ML לתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש micromanipulator להזיז את מחט מזרק המילטון לאו ML הסיום לתאם. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגעת בקצה המחט אל פני השטח של הגולגולת על שני קואורדינטות ML הסתיימו ולהקליט את קואורדינטות DV ולוודא הערכים הם בתוך 0.5 מ&quot;מ. הערה: המטרה היא למזער את ההבדל בין DV שני מסתיימים ML קואורדינטות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד בסיום לתאם למשוך את המחט עד 0.5-1 סנטימטר מעל הגולגולת. קח עט משובח סטרילי כדי לסמן נקודה על המשטח דואר של הגולגולת. חזור על שלב זה לצד הנגדי של הגולגולת. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Swing מזרק המילטון ברור מהדרך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף ראש מקדח 0.8 מ&quot;מ לתרגיל. קח את התרגיל בשתי הידיים, מרפקים להגדיר על פני השטח של השולחן ליציבות, ולמקם את ראש המקדח מעט מעל הנקודה לנוכל על השמאל או ימין ML לתאם. הפעל את התרגיל, להוריד את קצה המקדח על פני הגולגולת להציג חור בגולגולת. חזור על שלב זה לצד הנגדי. הערה: דימום מסוימים עשוי להתרחש מהחורים החדשים הציגו. אם יש דימום ולאחר מכן להשתמש ספוגית נקייה כותנה יבשה להספיג את הדם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את מזרק המילטון בחזרה להגנה על אחד מחורי ML החדשים הציגו. מנמיכים את מחט המילטון רק עבר הגולגולת. בשלב זה להיזהר לא לנקב את המוח. כדי לוודא שהמחט עברה את הגולגולת לקחת האצבע שלך ודחפה בעדינות את המחט נגד הגולגולת לעשות surדואר המחט לא לצאת מהחור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את DV מתחיל לתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשב את DV הסיום לתאם ידי הפחתה של 2.2 מ&quot;מ מDV מתחיל לתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנמיכים את המחט עד לסיום DV לתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את משאבת הזרקת stereotaxic לשאוב 4 μl של Aβ 1-42 לgyrus המשונן בשיעור של 0.5 μl / דקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר העירוי יושלם לתת את המחט להישאר במקום במשך דקות 1 נוספת כדי למזער backflow של פתרון מאתר ההזרקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזיז את המחט לצד השני של המוח האחר וחזור על השלבים 6.13-6.18. </li></ol> 7. הסרת בעלי חיים ולאחר ניתוח טיפול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להתיר את הברים אוזן ושומר פנים / האף. הסר את העכבר מן המנגנון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במלקחיים דפוס סטנדרטיים תלמיד למשוך לסגור את הקרקפת ולאחר מכן לאטום את הפצע עם תפר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 1 מיליליטר של תמיסת מלח סטרילית לעכבר באמצעות IP ללחות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעצירות JECT (0.1 מ&quot;ג / קילוגרם) תת עורי כדי להקל על כאב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על העכבר בכלוב הריק הנקי להגדיר על גבי צלחת חמה 42 מעלות צלזיוס עד שמתעורר, ואז להחזיר אותו לכלוב הדיור שלה עם אוכל ומים בשפע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל עצירות באמצעות הזרקה תת עורית כל 12 שעות במשך 3 ימים להקלה על כאב. </li></ol> הסרת 8. תפר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי עכבר עם קוקטייל קטמין / xylazine על 100 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין ו -10 מ&quot;ג / קילוגרם xlyazine ידי ה- IP. הערה: זה נעשה 7-10 ימים לאחר הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במלקחיים תלמיד סטנדרטיים דפוס ומספריים עדינים ישר להסיר את התפר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 1 מיליליטר של תמיסת מלח סטרילית לעכבר באמצעות IP ללחות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על העכבר בכלוב ריק נקי להגדיר על גבי צלחת חמה 42 מעלות צלזיוס עד שמתעורר, ולאחר מכן להחזיר אותו לכלוב הדיור שלה עם אוכל ומים בשפע. </li></ol> עיבוד קורבן ורקמות 9. בעלי חיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכבר ועמ &#39;erfuse אותו עם 4% paraformaldehyde 15, להסיר את המוח, ולעבד אותו לcryosectioning 16. הערה: התזמון של הקרבת בעלי החיים תלוי בניסוי. עם זאת, ללימודים שלנו בחרנו 7 ו -14 ימים שלאחר ניתוח. </li></ol>

<ol>
	<li>Baleriola, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonally+Synthesized+ATF4+Transmits+a+Neurodegenerative+Signal+across+Brain+Regions.">Axonally Synthesized ATF4 Transmits a Neurodegenerative Signal across Brain Regions.</a> Cell. 158 (5), 1159-1172 (2014).</li><li>Haass, C., Selkoe, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soluble+protein+oligomers+in+neurodegeneration:+lessons+from+the+Alzheimer's+amyloid+beta-peptide.+Nature+reviews.">Soluble protein oligomers in neurodegeneration: lessons from the Alzheimer's amyloid beta-peptide. Nature reviews.</a> Molecular cell biology. 8 (2), 101-112 (2007).</li><li>Knowles, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+p75+neurotrophin+receptor+promotes+amyloid-beta(1-42)-induced+neuritic+dystrophy+in+vitro+and+in+vivo.">The p75 neurotrophin receptor promotes amyloid-beta(1-42)-induced neuritic dystrophy in vitro and in vivo.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29 (34), 10627-10637 (2009).</li><li>Troy, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=beta-Amyloid-induced+neuronal+apoptosis+requires+c-Jun+N-terminal+kinase+activation.">beta-Amyloid-induced neuronal apoptosis requires c-Jun N-terminal kinase activation.</a> Journal of neurochemistry. 77 (1), 157-164 (2001).</li><li>Crews, L., Rockenstein, E., Masliah, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=APP+transgenic+modeling+of+Alzheimer's+disease:+mechanisms+of+neurodegeneration+and+aberrant+neurogenesis.">APP transgenic modeling of Alzheimer's disease: mechanisms of neurodegeneration and aberrant neurogenesis.</a> Brain structure &amp; function. 214 (2-3), 111-126 (2010).</li><li>Gotz, J., Ittner, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+Alzheimer's+disease+and+frontotemporal+dementia.">Animal models of Alzheimer's disease and frontotemporal dementia.</a> Nature reviews. Neuroscience. 9 (7), 532-544 (2008).</li><li>Calhoun, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuron+loss+in+APP+transgenic+mice.">Neuron loss in APP transgenic mice.</a> Nature. 395 (6704), 755-756 (1998).</li><li>Oakley, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraneuronal+beta-amyloid+aggregates,+neurodegeneration,+and+neuron+loss+in+transgenic+mice+with+five+familial+Alzheimer's+disease+mutations:+potential+factors+in+amyloid+plaque+formation.">Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer's disease mutations: potential factors in amyloid plaque formation.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 26 (40), 10129-10140 (2006).</li><li>Jean, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caspase-2+is+essential+for+c-Jun+transcriptional+activation+and+Bim+induction+in+neuron+death.">Caspase-2 is essential for c-Jun transcriptional activation and Bim induction in neuron death.</a> The Biochemical journal. 455 (1), 15-25 (2013).</li><li>Sotthibundhu, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beta-amyloid(1-42)+induces+neuronal+death+through+the+p75+neurotrophin+receptor.">Beta-amyloid(1-42) induces neuronal death through the p75 neurotrophin receptor.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28 (15), 3941-3946 (2008).</li><li>Kar, S., Quirion, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amyloid+beta+peptides+and+central+cholinergic+neurons:+functional+interrelationship+and+relevance+to+Alzheimer's+disease+pathology.">Amyloid beta peptides and central cholinergic neurons: functional interrelationship and relevance to Alzheimer's disease pathology.</a> Progress in brain research. 145, 261-274 (2004).</li><li>Leranth, C., Frotscher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+the+septal+region+in+the+rat+brain:+cholinergic-GABAergic+interconnections+and+the+termination+of+hippocampo-septal+fibers.">Organization of the septal region in the rat brain: cholinergic-GABAergic interconnections and the termination of hippocampo-septal fibers.</a> The Journal of comparative neurology. 289 (2), 304-314 (1989).</li><li>Fa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+oligomeric+beta-amyloid+1-42+and+induction+of+synaptic+plasticity+impairment+on+hippocampal+slices.">Preparation of oligomeric beta-amyloid 1-42 and induction of synaptic plasticity impairment on hippocampal slices.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (41), (2010).</li><li>Paxinos, G., Franklin, K. B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2001).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (65), (2012).</li><li>Currle, D. S., Monuki, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flash+freezing+and+cryosectioning+E12.5+mouse+brain.">Flash freezing and cryosectioning E12.5 mouse brain.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (4), (2007).</li><li>Jin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soluble+amyloid+beta-protein+dimers+isolated+from+Alzheimer+cortex+directly+induce+Tau+hyperphosphorylation+and+neuritic+degeneration.">Soluble amyloid beta-protein dimers isolated from Alzheimer cortex directly induce Tau hyperphosphorylation and neuritic degeneration.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (14), 5819-5824 (2011).</li><li>Lambert, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusible,+nonfibrillar+ligands+derived+from+Abeta1-42+are+potent+central+nervous+system+neurotoxins.">Diffusible, nonfibrillar ligands derived from Abeta1-42 are potent central nervous system neurotoxins.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (11), 6448-6453 (1998).</li><li>Masters, C. L., Selkoe, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemistry+of+amyloid+beta-protein+and+amyloid+deposits+in+Alzheimer+disease.">Biochemistry of amyloid beta-protein and amyloid deposits in Alzheimer disease.</a> Cold Spring Harbor perspectives in medicine. 2 (6), a006262 (2012).</li><li>Chakrabarti, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estrogen+receptor+agonists+for+attenuation+of+neuroinflammation+and+neurodegeneration.">Estrogen receptor agonists for attenuation of neuroinflammation and neurodegeneration.</a> Brain research bulletin. 109C, 22-31 (2014).</li><li>Cirrito, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+assessment+of+brain+interstitial+fluid+with+microdialysis+reveals+plaque-associated+changes+in+amyloid-beta+metabolism+and+half-life.">In vivo assessment of brain interstitial fluid with microdialysis reveals plaque-associated changes in amyloid-beta metabolism and half-life.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 23 (26), 8844-8853 (2003).</li><li>Puzzo, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Picomolar+amyloid-beta+positively+modulates+synaptic+plasticity+and+memory+in+hippocampus.">Picomolar amyloid-beta positively modulates synaptic plasticity and memory in hippocampus.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28 (53), 14537-14545 (2008).</li><li>Puzzo, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endogenous+amyloid-beta+is+necessary+for+hippocampal+synaptic+plasticity+and+memory.">Endogenous amyloid-beta is necessary for hippocampal synaptic plasticity and memory.</a> Annals of. 69 (5), 819-830 (2011).</li><li>Akpan, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+caspase-9+inhibitor+reduces+caspase-6-dependent+axon/neuron+loss+and+improves+neurological+function+after+stroke.">Intranasal delivery of caspase-9 inhibitor reduces caspase-6-dependent axon/neuron loss and improves neurological function after stroke.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 31 (24), 8894-8904 (2011).</li><li>Fulmer, C. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Astrocyte-derived+BDNF+supports+myelin+protein+synthesis+after+cuprizone-induced+demyelination.">Astrocyte-derived BDNF supports myelin protein synthesis after cuprizone-induced demyelination.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 34 (24), 8186-8196 (2014).</li><li>Thakker-Varia, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neuropeptide+VGF+is+reduced+in+human+bipolar+postmortem+brain+and+contributes+to+some+of+the+behavioral+and+molecular+effects+of+lithium.">The neuropeptide VGF is reduced in human bipolar postmortem brain and contributes to some of the behavioral and molecular effects of lithium.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 30 (28), 9368-9380 (2010).</li><li>Greferath, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enlarged+cholinergic+forebrain+neurons+and+improved+spatial+learning+in+p75+knockout+mice.">Enlarged cholinergic forebrain neurons and improved spatial learning in p75 knockout mice.</a> The European journal of neuroscience. 12 (3), 885-893 (2000).</li><li>Brashear, H. R., Zaborszky, L., Heimer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distribution+of+GABAergic+and+cholinergic+neurons+in+the+rat+diagonal+band.">Distribution of GABAergic and cholinergic neurons in the rat diagonal band.</a> Neuroscience. 17 (2), 439-451 (1986).</li><li>Clarke, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+innervation+of+the+rat+dentate+gyrus:+an+immunocytochemical+and+electron+microscopical+study.">Cholinergic innervation of the rat dentate gyrus: an immunocytochemical and electron microscopical study.</a> Brain research. 360 (1-2), 349-354 (1985).</li><li>Garcia-Osta, A., Alberini, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amyloid+beta+mediates+memory+formation.">Amyloid beta mediates memory formation.</a> Learning &amp; memory. 16 (4), 267-272 (2009).</li></ol>

המחברים מצהירים שאין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.

כדי להשיג הזרקת Aβ 1-42 מוצלחת הנסיין או המנתח חייב: 1) להשתמש בטכניקה האספטי; 2) בצורה נכונה לזהות את האזור במוח של עניין עם קואורדינטות מדויקות; 3) להיות מסוגל לאבטח את העכבר כראוי במסגרת stereotaxic עם המוח המפולס בציר AP וML; 4) יש את היכולת להפעיל את micromanipulator עם דיוק; 5) להב...

פיקדונות עמילואיד פלאק, אשר מורכבים של עמילואיד-ביתא (Aβ 1-42), הם תכונה מרכזית של הפתולוגיה של מחלת אלצהיימר (AD). מחקרים רבים הראו כי רמות גבוהות או רעילות של Aβ oligomeric רקומביננטי 1-42 לעורר מוות עצבי, ניוון הסינפטי, אובדן וחוסר תפקוד; וכן את גירעונות למידה וזיכרון 1-4. אזורים במוח המושפעים כוללים את ההיפוקמפוס, קליפת המוח, ומבנים קורטיקליים כגון המוח הקדמי הבסיסי ו5,6 האמיגדלה. נכון להיום, יש מודלים עכבר מהונדסים מרובים המנסים לדמות את הפתולוגיה Aβ 1-42 של הספירה. בהתאם לזן בעלי חיים אלה להוכיח להיות שימושיים בבדיקה פתולוגית תכונות נבחרות של הספירה. למרבה הצער, למעט 2 קווים מהונדסים, APP23 ו5XFAD, עכברים אלה לא לשכפל באופן מלא איבוד עצבי, היבט מרכזי של הספירה. אפילו עם האובדן העצבי שנצפה בAPP23 ו5XFAD, obser המוות העצביved היה עדין, גיל תלוי, ומבודד לאזורים נבחרים כמה 7,8. העירוי הישיר של Aβ oligomeric 1-42 לתוך מוח עכבר wild-type מספק מצוין במודל vivo שמשכפל את היבט המוות העצבי של amyloidopathy 1,9,10. בניגוד למודלי העכבר המהונדס הנפוצה ניצלו את מודל עירוי oligomeric Aβ 1-42 הוא אידיאלי עבור חריפות הרמת Aβ 1-42 רמות באופן מרחב ובזמן. היתרון של שימוש בעכברי wild-type עבור דגם זה מבטל השפעות פיצוי או צד פוטנציאל מהמוטציות הציגו בקווי עכבר מהונדסים. מחקרים קודמים הראו כי רמות רעילות של יציקת Aβ 1-42 להיפוקמפוס מעוררת מות נוירון בקרבת אתר ההזרקה בתוך השבוע 1 1. יתר על כן, עולה בקנה אחד עם התצפית שAβ 1-42 הוא רעיל לתאי עצב כולינרגית 11 המוח הקדמי הבסיסיאוכלוסיית כולינרגית נוירון (BFCN) שמקרינה להיפוקמפוס היא ירד 20-50% בתוך 7-14 ימים הבאים עירוי בטא-עמילואיד בעכברי 1,10, ביעילות ומאפשרת לבחינות של מעגלים עצביים במוח מבודד. מאז פרויקט BFCN ipsilaterally לgyrus המשונן של 12 היפוקמפוס, לשליטה חלק / הרכב וAβ 1-42 פתרונות oligomeric ביותר ניתן להזריק בכל צד של המוח ומאפשר השוואות שנעשו בין האונות ימנית והשמאלי 1. בדוח זה אנו מספקים מתודולוגיה ניתוח והזרקה מפורטת לC57BL / 6J עכברים בוגרים wild-type. זן עכבר זה נבחר בשל השימוש הרחב שלה במחקר. מבחינה טכנית, כל אזור במוח יכול להיות ממוקד לעירוי, אולם כאן אנו משתמשים ברכס המשונן של ההיפוקמפוס כמטרה להמחיש את הטכניקה.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl (100mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1049007</td>
			<td>100 mg ketamine per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (20mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>not available</td>
			<td>10 mg xylazine per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenex (0.3mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1217793</td>
			<td>0.1 mg buprenex per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>David Teplow/UCLA</td>
			<td>not available</td>
			<td>100 &#956;M; This amyloid was used in the paper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>H-1368</td>
			<td>Can be used in place of amyloid from the Teplow lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>American Peptide</td>
			<td>62-0-80B</td>
			<td>Can be used in place of amyloid from the Teplow lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scrambled A&#946;1-42</td>
			<td>American Peptide</td>
			<td>62-0-46B</td>
			<td>Can be used as control peptide for comparing A&#946;1-42</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NU4 Antibody (Oligomeric Amyloid Antibody)</td>
			<td>Gift from William Klein/Northwestern U.</td>
			<td>not available</td>
			<td>1:2000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Amyloid Oligomeric Antibody&#160; (Polyclonal Rabbit)</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>AB9234</td>
			<td>May be used in place of Nu4; needs to&#160; be tested by the end user</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6E10 Antibody (Monoclonal Mouse) (Amyloid Antibody)</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>sig-39320</td>
			<td>1:1000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ChAT Antibody (Polyclonal Goat)</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AB144P</td>
			<td>1:100 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeadEnd Fluorometric TUNEL system</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G3250</td>
			<td>Follow manufacturer&#39;s directions for use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Gold Antifade Reagent with DAPI</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>P36935</td>
			<td>Use when coverslipping slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorogold</td>
			<td>Fluorochrome, LLC</td>
			<td>not available</td>
			<td>2% solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute Ethanol (200 proof)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2818-4</td>
			<td>For making 70% ethanol for sanitizing and disinfecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex 10-20% Tricine gel</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>EC6625BOX</td>
			<td>For separating A&#946;1-42</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex Tricine SDS Running Buffer (10X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>LC1675</td>
			<td>For running 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex Tris-Glycine Transfer Buffer (25X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>LC3675</td>
			<td>For transferring 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperSignal Western Blot Enhancer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>46640</td>
			<td>For enhancing A&#946;1-42 signal; follow manufacturer&#39;s protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protran BA79 Nitrocellulose Blotting Membrane, 0.1 &#956;m</td>
			<td>GE Healthcare Life Sciences</td>
			<td>10402088</td>
			<td>For transferring 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xcell SureLock Mini-Cell</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>EI0001</td>
			<td>Electrophoresis aparatus for running 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GenTeal Lubricant Eye Gel</td>
			<td>Novartis</td>
			<td>not available</td>
			<td>For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Refresh Optive Lubricant Eye Drops</td>
			<td>Allergan</td>
			<td>not available</td>
			<td>For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores; Can be used in place of GenTeal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50998</td>
			<td>For sanitizing and disinfecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round/Tapered Spatula&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82027-490</td>
			<td>For opening animal mouth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog Serrefines Clamps (Jaw Dims. 9X1.6mm; Length 28mm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18050-28</td>
			<td>Optional; For keeping scalp skin apart during injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Fine Scissors (Cutting edge 25mm; Length 11.5cm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060-11</td>
			<td>For cutting scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#3 Scalpel Handle</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#11 Surgical Blade</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10011-00</td>
			<td>For making scalp incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Student Standard Pattern Forcep (Tip Dims. 2.5x1.5mm; Length 11.5cm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91100-12</td>
			<td>For holding scalp closed during suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trimmer Combo Kit</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>CL9990-1201</td>
			<td>For shaving hair</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T/Pump Warm Water Recirculator&#160;</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>TP-700</td>
			<td>For warming animal during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Resusable Warmining Pad (5&#34; x 10&#34;)</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>TPZ-0510FEA</td>
			<td>For attaching it to the T/Pump warm water recirculator to warm the animal during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cordless Micro Drill</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>58610</td>
			<td>Use 0.8mm steel burrs to drill holes in the skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab Standard Stereotaxic Instrument with Mouse &#38; Neonatal Rat Adaptor</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51615</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Just for Mouse Stereotaxic Instrument</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730</td>
			<td>Can use this in place of Stoelting Cat. #51615</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quintessential Stereotaxic Injector</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>53311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry Glass Bead Sterilizer</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50287</td>
			<td>For sterilizing stainless steel instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Surgical Drape (18&#34; x 26&#34;)</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50981</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton Syringe 50 ml, Model 705 RN SYR, NDL</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7637-01</td>
			<td>For brain injection; use different syringes for different solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>29 Gauge Needle, Small Hub RN NDL</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7803-06</td>
			<td>For attaching to the Hamilton syringe for brain injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml BD Tuberculin Syringes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD309659</td>
			<td>For administering anesthesia and saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 Gauge Needle (0.5&#34;)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD305106</td>
			<td>For administering anesthesia and saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Portable Electronic CS Series Scale (Ohaus)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>65500-202</td>
			<td>For weighing animals to determine anesthesia dose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate (Top Plate Dims. 7.25x7.25in)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>47751-148</td>
			<td>For warming animals post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sofsilk Silk Suture C-1 Cutting 3/8, 12 mm</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>S1173</td>
			<td>For closing wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetbond Tissue Adhesive (3M)</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td>sc-361931</td>
			<td>Optional: for aiding in wound closure; Use with suture.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-Tipped Wooden-Shaft Sterile Applicators</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>22-029-488</td>
			<td>For cleaning and drying surgical wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td>For collecting brain sections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR Micro Cover Glass 24 X 50 mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48393241</td>
			<td>For mounting microscope slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo Scientific Nalgene Syringe Filter 0.2 &#956;m</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>194-2520</td>
			<td>For sterilizing saline solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile dual tip skin markers by Viscot Medical</td>
			<td>Medline</td>
			<td>VIS1422SRL91</td>
			<td>For marking coordinates on the skull</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

stereotaxic infusion of oligomeric amyloid-beta into the mouse hippocampus

מחלת אלצהיימר היא מחלה ניוונית של מערכת עצבים המשפיעה על הזדקנות האוכלוסייה. תכונת נוירו מפתח של המחלה היא ייצור היתר של עמילואיד-ביתא והתצהיר של לוחות עמילואיד-ביתא באזורים במוח של האנשים הנגועים. לאורך שנות מדענים יצרו מודלים עכבר מחלת אלצהיימר רבים המנסים לשכפל את הפתולוגיה עמילואיד-ביתא. למרבה הצער, המודלים העכבר רק באופן סלקטיבי לחקות את תכונות המחלה. מוות עצבי, השפעה בולטת במוחם של החולים במחלת האלצהיימר, חסר ניכר בעכברים אלו. לפיכך, אנו ואחרים מועסקים שיטה של ​​יציקת ישירות מינים מסיסים oligomeric של עמילואיד-ביתא - צורות של עמילואיד-ביתא שהוכחו כרעילים ביותר לתאי עצב - stereotaxically לתוך המוח. בדוח זה אנו מנצלים זכר C57BL / 6J לתעד טכניקה ניתוחית זו של הגדלת רמות עמילואיד-ביתא באזור במוח בחר.יעד עירוי הוא gyrus המשונן של ההיפוקמפוס בגלל מבנה המוח הזה, יחד עם המוח הקדמי הבסיסי שמחובר על ידי מעגל כולינרגית, מייצג את אחד מהאזורים של ניוון במחלה. התוצאות של הרמת עמילואיד-ביתא ברכס המשונן באמצעות עירוי stereotaxic לחשוף עלייה באובדן תא עצב ברכס המשונן בתוך השבוע 1, בעוד שיש עלייה במקביל במוות של תאים ואובדן תא עצב כולינרגית באיבר האנכי של הלהקה האלכסונית של ברוקה של המוח הקדמי הבסיסי. תופעות אלה נצפו עד 2 שבועות. הנתונים שלנו מצביעים על כך שמודל עירוי עמילואיד-ביתא הנוכחי מספק מודל עכבר חלופי לטיפול במות נוירון ספציפי אזור בבסיס לטווח קצר. היתרון של מודל זה הוא שעמילואיד-ביתא יכול להיות מורם באופן מרחב ובזמן.

השיטה הנוכחית של הכנת Aβ 1-42 oligomeric רקומביננטי האנושי מניבה מיני oligomeric מסיסים בהיקף של מונומרים, הדימרים, trimers, וtetramers (איור 1 א). מינים אלה נמוכים משקל מולקולרי Aβ 1-42, אבל לא את הסיבים ושלטים, הוכחו בהגדרות רבות להיות רעיל ביותר לתאי עצב 1,4,9,17-19. כ?...

Watch this Scientific Journal Video about Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus at JoVE.com

Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

עירוי stereotaxic של Oligomeric עמילואיד-ביתא להיפוקמפוס העכבר

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

stereotaxic-infusion-oligomeric-amyloid-beta-into-mouse

Research

JoVE Journal

Neuroscience

18.1K Views.  Columbia University Medical Center. Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Video: Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. However, because the uterine wall is opaque during early embryogenesis, the ability to target specific parts of the embryo for microinjection is greatly limited. Fortunately, high-frequency ultrasound imaging permits the generation of images that can be used in real time to guide a microinjection needle into the embryonic region of interest. Here we describe the use of such imaging to guide the injection of retroviral vectors into the ventricular system of the mouse forebrain at embryonic day (E) 9.5. This method uses a laparotomy to permit access to the uterine horns, and a specially designed plate that permits host embryos to be bathed in saline while they are imaged and injected. Successful surgeries often result in most or all of the injected embryos surviving to any subsequent time point of interest (embryonically or postnatally). The principles described here can be used with slight modifications to perform injections into the amnionic fluid of E8.5 embryos (thereby permitting infection along the anterior posterior extent of the neural tube, which has not yet closed), or into the ventricular system of the brain at E10.5/11.5. Furthermore, at mid-neurogenic ages (~E13.5), ultrasound imaging can be used direct injection into specific brain regions for viral infection or cell transplantation. The use of ultrasound imaging to guide in utero injections in mice is a very powerful technique that permits the molecular and cellular manipulation of mouse embryos in ways that would otherwise be exceptionally difficult if not impossible.

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. Here we describe the use of high-frequency ultrasound imaging to guide the injection of retroviral vectors into the mouse brain at embryonic day (E) 9.5.

אולטרסאונד מונחה Microinjection לתוך forebrain העכבר בתוך הרחם ב E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development.  However, because the uterine wall is opaque ...

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

ניתוח Stereotaxic על הנגע Excitotoxic של אזורי מוח ספציפיים עכברוש למבוגרים בלבד

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

Visualization and Genetic Manipulation of Dendrites and Spines in the Mouse Cerebral Cortex and Hippocampus using In utero Electroporation

In utero electroporation (IUE) has become a powerful technique to study the development of different regions of the embryonic nervous system 1-5. To date this tool has been widely used to study the regulation of cellular proliferation, differentiation and neuronal migration especially in the developing cerebral cortex 6-8. Here we detail our protocol to electroporate in utero the cerebral cortex and the hippocampus and provide evidence that this approach can be used to study dendrites and spines in these two cerebral regions.
Visualization and manipulation of neurons in primary cultures have contributed to a better understanding of the processes involved in dendrite, spine and synapse development. However neurons growing in vitro are not exposed to all the physiological cues that can affect dendrite and/or spine formation and maintenance during normal development. Our knowledge of dendrite and spine structures in vivo in wild-type or mutant mice comes mostly from observations using the Golgi-Cox method 9. However, Golgi staining is considered to be unpredictable. Indeed, groups of nerve cells and fiber tracts are labeled randomly, with particular areas often appearing completely stained while adjacent areas are devoid of staining. Recent studies have shown that IUE of fluorescent constructs represents an attractive alternative method to study dendrites, spines as well as synapses in mutant / wild-type mice 10-11 (Figure 1A). Moreover in comparison to the generation of mouse knockouts, IUE represents a rapid approach to perform gain and loss of function studies in specific population of cells during a specific time window. In addition, IUE has been successfully used with inducible gene expression or inducible RNAi approaches to refine the temporal control over the expression of a gene or shRNA 12. These advantages of IUE have thus opened new dimensions to study the effect of gene expression/suppression on dendrites and spines not only in specific cerebral structures (Figure 1B) but also at a specific time point of development (Figure 1C).
Finally, IUE provides a useful tool to identify functional interactions between genes involved in dendrite, spine and/or synapse development. Indeed, in contrast to other gene transfer methods such as virus, it is straightforward to combine multiple RNAi or transgenes in the same population of cells. 
In summary, IUE is a powerful method that has already contributed to the characterization of molecular mechanisms underlying brain function and disease and it should also be useful in the study of dendrites and spines.

Visualization and Genetic Manipulation of Dendrites and Spines in the Mouse Cerebral Cortex and Hippocampus using In utero Electroporation

This article describes in detail a protocol to electroporate in utero the cerebral cortex and the hippocampus at E14.5 in mice. We also show that this is a valuable method to study dendrites and spines in these two cerebral regions.

להדמיה מניפולציה גנטית של דנדריטים עם קוצים בקליפת עכבר היפוקמפוס מוחין באמצעות<em&gt; ברחם</em&gt; Electroporation

In utero electroporation (IUE) has become a powerful technique to study the development of different regions of the embryonic nervous system 1-5. To date ...

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central nervous system. We demonstrate a stereotaxic injection technique that allows targeted gene expression or silencing in the dorsal horn of the mouse spinal cord. The surgical procedure is brief. It requires laminectomy of a single vertebra, providing for quick recovery of the animal and unimpaired motility of the spine. Controlled injection of a small vector suspension volume at low speed and use of a microsyringe with beveled glass cannula minimize the tissue lesion. The local immune response to the vector depends on the intrinsic properties of the virus employed; in our experience, it is minor and short-lived when a recombinant adeno-associated virus is used. A reporter gene such as enhanced green fluorescent protein facilitates monitoring spatial distribution of the vector, and the efficacy and cellular specificity of the transfection.

Viral vectors allow for targeted gene manipulation. We demonstrate a method for conditional gene expression or ablation in the mouse spinal cord, using stereotaxic injection of a viral vector into the dorsal horn, a prominent site of synaptic contact between primary somatosensory afferents and neurons of the central nervous system.

הזרקת Stereotaxic של וקטור ויראלי למניפולציה גנטית מותנית בחוט השדרה המאוס

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Building An Open-source Robotic Stereotaxic Instrument

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for around $1,000 (excluding a drill), using industry standard stepper motors and CNC controlling software. Each axis has variable speed control and may be operated simultaneously or independently. The robot&#39;s flexibility and open coding system (g-code) make it capable of performing custom tasks that are not supported by commercial systems. Its applications include, but are not limited to, drilling holes, sharp edge craniotomies, skull thinning, and lowering electrodes or cannula. In order to expedite the writing of g-coding for simple surgeries, we have developed custom scripts that allow individuals to design a surgery with no knowledge of programming. However, for users to get the most out of the motorized stereotax, it would be beneficial to be knowledgeable in mathematical programming and G-Coding (simple programming for CNC machining).
The recommended drill speed is greater than 40,000 rpm. The stepper motor resolution is 1.8&#176;/Step, geared to 0.346&#176;/Step. A standard stereotax has a resolution of 2.88 &#956;m/step. The maximum recommended cutting speed is 500 &#956;m/sec. The maximum recommended jogging speed is 3,500 &#956;m/sec. The maximum recommended drill bit size is HP 2.

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (computer numeric controlled; CNC) stereotaxic instrument for around $1,000 (excluding a drill).

בניית קוד פתוח רובוטית Stereotaxic Instrument

This protocol includes the designs and software necessary to upgrade an existing stereotaxic instrument to a robotic (CNC) stereotaxic instrument for ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

טכניקה אינפוזיה Microsurgery עכבר למשלוח ואלכוהול ממוקד לתוך מערכת העצבים המרכזית<i&gt; דרך</i&gt; עורק התרדמה הפנימי

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

ניתוח stereotaxic מניפולציה גנטית בתאים Striatal של מוח העכבר Neonatal

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

הקלטה במרחב מוגבל תנודות בהיפוקמפוס מתנהגים באופן עכברים

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Transplantation of Chemogenetically Engineered Cortical Interneuron Progenitors into Early Postnatal Mouse Brains

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is a complicated task, which is particularly difficult in regards to the development of &#947;-aminobutyric acid (GABA)ergic cortical interneurons (CIs). CIs are the main inhibitory neurons in the cerebral cortex, and they play key roles in neuronal networks, by regulating both the activity of individual pyramidal neurons, as well as the oscillatory behavior of neuronal ensembles. They are generated in transient embryonic structures (medial and caudal ganglionic eminences -&#160;MGE and CGE) that are very difficult to efficiently target using in utero electroporation approaches. Interneuron progenitors migrate long distances during normal embryonic development, before they integrate in the cortical circuit. This remarkable ability to disperse and integrate into a developing network can be hijacked by transplanting embryonic interneuron precursors into early post-natal host cortices. Here, we present a protocol that allows genetic modification of embryonic interneuron progenitors using focal ex vivo electroporation. These engineered interneuron precursors are then transplanted into early post-natal host cortices, where they will mature into easily identifiable CIs. This protocol allows the use of multiple genetically encoded tools, or the ability to regulate the expression of specific genes in interneuron progenitors, in order to investigate the impact of either genetic or environmental variables on the maturation and integration of CIs.

Here we present a protocol, designed to use chemogenetic tools to manipulate the activity of cortical interneuron progenitors transplanted into the cortex of early postnatal mice.

השתלת כימוגנטית מהונדס בקליפת המוח ושלתי לתוך המוחות המוקדמים של העכבר לנטאל

Neuronal development is regulated by a complex combination of environmental and genetic factors. Assessing the relative contribution of each component is ...

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Marmosets (Callithrix jacchus) are small non-human primates that are gaining popularity in biomedical and preclinical research, including the neurosciences. Phylogenetically, these animals are much closer to humans than rodents. They also display complex behaviors, including a wide range of vocalizations and social interactions. Here, an effective stereotaxic neurosurgical procedure for implantation of recording electrode arrays in the common marmoset is described. This protocol also details the pre- and postoperative steps of animal care that are required to successfully perform such a surgery. Finally, this protocol shows an example of local field potential and spike activity recordings in a freely behaving marmoset 1 week after the surgical procedure. Overall, this method provides an opportunity to study the brain function in awake and freely behaving marmosets. The same protocol can be readily used by researchers working with other small primates. In addition, it can be easily modified to allow other studies requiring implants, such as stimulating electrodes, microinjections, implantation of optrodes or guide cannulas, or ablation of discrete tissue regions.

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset Callithrix jacchus

This work presents a protocol to perform a stereotaxic, neurosurgical implantation of&#160;microelectrode arrays in the common marmoset. This method specifically enables electrophysiological recordings in freely behaving animals but can be easily adapted to any other similar neurosurgical intervention in this species (e.g., cannula for drug administration or electrodes for brain stimulation).

עירוי stereotaxic של Oligomeric עמילואיד-ביתא להיפוקמפוס העכבר

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video