Este trabalho foi financiado pelo Instituto Nacional de Distúrbios Neurológicos e Derrame conceder NS081333 (a CMT), concessão Associação NIRG-10-171721 de Alzheimer e Instituto Nacional de Saúde Mental de concessão MH096702 (a UH), e do Instituto Nacional sobre Envelhecimento financiado pela pesquisa da doença de Alzheimer Centro da Universidade de Columbia concessão piloto AG008702 (para YYJ e JB).

Nota: Para toda a experimentação animal, Institucional e diretrizes nacionais para o cuidado e uso de animais de laboratório foram seguidas. 1. Prepare Instrumentos Cirúrgicos e Soluções para Cirurgia <ol><li> Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos de aço inoxidável. </li><li> Preparar etanol a 70% por diluição de 200 proof de etanol absoluto com grau molecular de água desionizada destilada estéril. </li><li> Fixe a agulha G 29 para a seringa Hamilton. Limpe o interior do Hamilton seringa e agulha através da elaboração e da água de ejecção nanopura repetidamente durante 1 min. Repita este procedimento com etanol 70%. <ol><li> Retirar o êmbolo e a agulha da seringa de Hamilton. Ar secar as peças em um fluxo laminar vertical S / N. </li><li> Irradiar a agulha e seringa com luz ultravioleta durante 30 minutos antes da utilização. </li></ol></li><li> Preparar a solução salina através da dissolução de NaCl em água de grau molecular para um peso final a concentração em volume de 0,9%. Esterilização emze a solução filtrando-a através dos poros do filtro 0,2 m. </li></ol> 2. Prepare oligomica Ap 1-42 <ol><li> Monomerize e ressuspender recombinante humana Ap 1-42 em DMSO a 5 mM exactamente como descrito na publicação da Fa &quot;e outros 13. </li><li> Diluir 5 mM Ap 1-42 com estéril (1x) PBS 100 mM na véspera da cirurgia. </li><li> Misture bem a solução por trituração. </li><li> Incubar Ap 1-42 solução durante 12 horas a 4 ° C. Nota: As soluções de controle, tais como a diluição de DMSO em PBS ou mexidos / retrocesso Ap 1-42 deve ser preparado da mesma forma que Ap 1-42. </li></ol> 3. determinar as coordenadas de injeção <ol><li> Use os adultos atlas do cérebro do rato para determinar a exacta ântero-posterior (AP), medial-lateral (ML), e dorso-ventral (DV) coordenadas para a região do cérebro de 14 interesse. Nãote: Para ilustrar a técnica, escolhemos o giro denteado do hipocampo como o alvo com as seguintes coordenadas a partir do bregma: AP, -2,00 mm; ML, ± 1,3 mm; DV, -2,2 mm. O sinal negativo que precede o valor AP indica que ele é de 2,00 mm posterior do bregma. O sinal ± precedendo o valor ML indica a direção esquerda e direita do centro. Por fim, o sinal negativo que precede o DV indica que está em movimento ventral a partir da superfície do cérebro. </li></ol> 4. estereotáxica Setup Moldura <ol><li> Usar uma máscara cirúrgica rosto, jaleco limpo, e luvas cirúrgicas estéreis. </li><li> Limpe instrumento estereotáxico e adaptador de mouse com etanol 70%. </li><li> Deite-campo cirúrgico estéril sobre o balcão. </li><li> Colocar o aparelho estereotáxico com um adaptador do rato no topo da cobertura cirúrgica estéril. </li><li> Limpe a almofada de aquecimento do mouse com etanol 70%. Posicione a almofada de aquecimento sobre a cama quadro estereotáxico. Use labora uso geralfita rotulagem tory a fita para baixo a almofada de aquecimento sobre a cama adaptador de mouse. <ol><li> Fixe a almofada de aquecimento para a bomba de água morna recirculator acordo com as instruções do fabricante. </li><li> Ligue a bomba recirculator água morna e definir a temperatura a 37 ° C, e depois esperar até que ele atinja a temperatura. </li></ol></li><li> Apor o 50 ul seringa Hamilton com uma agulha G 29 sobre a armação estereotáxica aparafusando-o sobre o eixo vertical, motorizada de injecção de acordo com as instruções do fabricante. </li><li> Ligue o esterilizador talão e esperar até atingir a temperatura programada pelo fabricante. Nota: Este é usado para esterilizar instrumentos de aço inoxidável entre os animais. Leva instrumentos de 20 segundos de contacto com os grânulos de esterilização. </li><li> Ligue placa quente e configurá-lo para 42 ° C e coloque uma gaiola vazia limpo no topo. </li><li> Enquanto a seringa Hamilton está fixada no quadro estereotáxico usar o i motorizado estereotáxiconjector para elaborar o 1-42 solução de Ap. Nota: Elaborar mais de 4 mL da solução para a seringa e, em seguida, usar o injector estereotáxico para definir o volume de injecção. Operar o injector de acordo com as instruções do fabricante. </li></ol> 5. Preparação de animais <ol><li> Determinar o peso do rato utilizando a escala de pesagem. </li><li> Anestesiar rato com cetamina / xilazina coquetel a 100 mg / kg de cetamina e 10 mg / kg de xilazina por injecção intraperitoneal (IP). Monitore a profundidade da anestesia com a perda de toe pitada reflexo. </li><li> Após o mouse está sedado tomar a máquina de cortar cabelo e fazer a barba a cabeça para expor a pele ao longo do crânio. </li><li> Colocar o rato no topo da almofada de aquecimento na parte superior do leito estereotáxico. </li><li> Use a espátula para abrir a boca e colocar os dentes incisivos dentro do guarda-dentes. Prenda o porta-objetivas sobre a face do mouse. Apertá-lo com cuidado e não muito apertado. </li><li> Posição as travessas de ouvido bilaterais em conduto auditivo para proteger a cabeça. Mova cada barra transversal até que ela atinge o crânio, e, em seguida, gire o parafuso para prendê-la. <ol><li> Para garantir que a cabeça está garantido usar o dedo indicador para empurrar suavemente para baixo na cabeça. Se a cabeça está devidamente assegurado que não vai dar para fora ou mover quando pressionado. </li></ol></li><li> Aplique uma gota de creme para os olhos ou colírio para os olhos para mantê-los úmidos. Certifique-se de que os olhos são úmido durante todo o procedimento cirúrgico. </li><li> Para desinfectar o local cirúrgico usar cotonetes estéreis para aplicar a solução de betadine para a pele sobre o crânio, seguido de etanol a 70%. Realize o betadine alternada e 70% de etanol limpeza mais 2 vezes. </li></ol> 6. Cirurgia e Infusão <ol><li> Use um bisturi para fazer uma incisão de 2-3 mm na linha média do couro cabeludo, e então usar uma tesoura fina reta para estender a linha de incisão para 1,0-1,5 cm para expor a sutura sagital, bregma e lambda do crânio, marcos as coordenadas estereotáxicas que se baseiam. Use micro grampos para manter a pele separados. Nota: As posições bregma e lambda são explicados no atlas do cérebro do rato &quot;O cérebro do rato em estereotáxica coordenadas&quot; 14. </li><li> Pegue um cotonete, mergulhe-o em solução salina estéril, e usá-lo para limpar o crânio. Em seguida, use um cotonete seco e limpo para secar o crânio. </li><li> Use uma caneta de ponta fina estéril para marcar um ponto no bregma. Utilizar o micromanipulador estereotáxico para posicionar a seringa de Hamilton para que a ponta da agulha apenas toca o ponto no bregma. <ol><li> Grave coordenar a DV. </li><li> Para verificar se o eixo PA do nível do crânio é mover a seringa Hamilton posteriormente de modo a que a ponta da agulha atinge o ponto de lambda. </li><li> Grave a posição DV. Certifique-se coordena o DV para bregma e lambda são de 0,5 mm. Nota: O objectivo é minimizar a diferença entre DV bregma e lambda. </li></ol></li><li> Usa-osicromanipulator para retornar a agulha da seringa Hamilton ponta de volta para o ponto bregma. </li><li> Grave a posição inicial AP. </li><li> Calcular a posição final AP subtraindo 2,00 milímetros a partir da AP a partir de coordenadas. </li><li> Use o micromanipulador para reposicionar a agulha de seringa Hamilton com a AP cota final. </li><li> Grave coordenar o atual ML. </li><li> Calcule a esquerda e direita que termina ML coordena adicionando ou subtraindo 1,3 milímetros a partir da partida ML coordenadas. </li><li> Use o micromanipulador para mover a agulha da seringa Hamilton, quer coordenar a ML terminando. <ol><li> Toque a ponta da agulha para a superfície do crânio em ambos terminam coordenadas ML e gravar as coordenadas DV e certifique-se os valores estão dentro de 0,5 mm. Nota: O objectivo é minimizar a diferença entre os dois DV terminando coordenadas ML. </li><li> Enquanto em um final de coordenadas puxar a agulha para cima 0,5-1 cm sobre o crânio. Pegue uma caneta de ponta fina estéril para marcar um ponto no the a superfície do crânio. Repita este passo para o lado contralateral do crânio. </li></ol></li><li> Balançar a seringa Hamilton clara para fora do caminho. </li><li> Anexar 0,8 milímetros cabeça de perfuração para a broca. Pegue a furadeira com ambas as mãos, defina os cotovelos sobre a superfície da mesa para a estabilidade, e posicionar a cabeça da broca ligeiramente acima do ponto sharpie sobre a esquerda ou direita ML coordenadas. Activa a broca, diminuir a ponta da broca para a superfície do crânio para introduzir um orifício no crânio. Repita este passo para o lado contralateral. Nota: Alguns hemorragia pode ocorrer a partir dos furos recentemente introduzidos. Se houver sangramento, em seguida, use um cotonete limpo e seco para enxugar o sangue. </li><li> Mova a seringa Hamilton de volta para a posição sobre um dos buracos ML recentemente introduzidas. Abaixe a agulha Hamilton apenas após o crânio. Neste ponto, deve ter cuidado para não perfurar o cérebro. Para certificar-se de que a agulha passou o crânio levar o seu dedo indicador e empurre a agulha contra o crânio para fazer sure a agulha não sair do furo. </li><li> Grave coordenar o DV partida. </li><li> Calcule coordenar o DV terminando subtraindo 2,2 milímetros do DV começando coordenadas. </li><li> Abaixe a agulha até o DV terminando coordenadas. </li><li> Activar a bomba injectora estereotáxico para bombear 4 ul de Ap 1-42 no giro dentado, a uma taxa de 0,5 mL / min. </li><li> Quando a conclusão da perfusão deixar a agulha permanecer no lugar durante um 1 minuto adicional de minimizar o refluxo da solução para fora do local de injecção. </li><li> Mover a agulha para o outro lado do cérebro e repetir as etapas de 6,13-6,18. </li></ol> 7. Remoção Animal e Cuidados Pós-Operatórios <ol><li> Soltar os bares de ouvido e proteção para o rosto / nariz. Retirar o mouse do aparelho. </li><li> Use um estudante fórceps padrão normal para puxar fechar o couro cabeludo e, em seguida, selar a ferida com sutura. </li><li> Injectar 1 ml de solução salina estéril para o mouse via IP para a hidratação. </li><li> Emject buprenorfina (0,1 mg / kg) por via subcutânea para aliviar a dor. </li><li> Manter o rato na gaiola vazia limpo situado no topo de 42 ° C chapa quente até que ele acorda, em seguida, devolvê-lo à sua gaiola de habitação com amplo comida e água. </li><li> Administrar buprenorfina, por injecção subcutânea a cada 12 horas durante 3 dias para alívio da dor. </li></ol> Remoção 8. Sutura <ol><li> Anestesiar rato com cetamina / xilazina coquetel a 100 mg / kg de cetamina e 10 mg / kg xlyazine por IP. Nota: Isto é feito 7-10 dias após a cirurgia. </li><li> Use um estudante fórceps padrão standard e uma tesoura fina reta para remover a sutura. </li><li> Injectar 1 ml de solução salina estéril para o mouse via IP para a hidratação. </li><li> Manter o rato em uma gaiola vazia limpo situado no topo de 42 ° C chapa quente até que ele acorda, e, em seguida, devolvê-lo à sua gaiola de habitação com amplo comida e água. </li></ol> 9. sacrifício de animais e processamento de tecidos <ol><li> Anestesiar o mouse e perfuse com paraformaldeído a 4% 15, remover o cérebro, e processá-lo para cryosectioning 16. Nota: O tempo de sacrifício de animais depende do experimentador. No entanto, para os nossos estudos, escolheu 7 e 14 dias após a cirurgia. </li></ol>

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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Para conseguir um sucesso Ap 1-42 injeção do experimentador ou cirurgião deve: 1) utilizar uma técnica asséptica; 2) identificar corretamente a região do cérebro de interesse com coordenadas precisas; 3) ser capaz de garantir adequadamente o mouse no quadro estereotáxico com o cérebro nivelado no eixo AP e ML; 4) tem a capacidade de operar o micromanipulador com precisão; 5) Garantir cuidados pós-operatórios adequada. Se essas etapas principais são seguidos do mouse deve sobreviver à cirurgia se...

Depósitos de placas amilóides, que são compostos de beta-amilóide (Ap 1-42), são um elemento-chave da patologia da doença de Alzheimer (DA). Numerosos estudos têm demonstrado que níveis elevados ou tóxicos de recombinante oligomeric Ap 1-42 provocar a morte neuronal, sináptica distrofia, perda e disfunção; bem como de aprendizagem e memória défices 1-4. Regiões do cérebro afetadas incluem o hipocampo, no córtex e estruturas subcorticais tais como o cérebro anterior basal ea 5,6 amígdala. Até à data, existem vários modelos de camundongos transgênicos que tentam simular o Aâ 1-42 patologia da AD. Dependendo da estirpe estes animais revelar-se útil para examinar seleccione características patológicas da DA. Infelizmente, com a excepção de duas linhas transgénicas, APP23 e 5XFAD, estes ratinhos não replicar completamente a perda neuronal, um aspecto chave da AD. Mesmo com a perda neuronal observada em APP23 e 5XFAD, a obser morte neuronalved foi sutil, dependente da idade, e isolado para algumas regiões selecione 7,8. A infusão direta de oligomeric Ap 1-42 no cérebro do rato do tipo selvagem é um excelente modelo in vivo que replica o aspecto morte neuronal de amyloidopathy 1,9,10. Ao contrário dos modelos de ratinho transgénicos vulgarmente utilizados o modelo de infusão oligomérico Ap 1-42 é ideal para elevar de forma aguda Ap 1-42 níveis de um modo espacial e temporal. A vantagem da utilização de ratinhos de tipo selvagem para este modelo de compensação ou elimina efeitos colaterais potenciais de mutações introduzidas em linhas de ratos transgénicos. Estudos anteriores têm demonstrado que a infusão de níveis tóxicos de Ap 1-42 no hipocampo provoca a morte neuronal na proximidade do local de injecção dentro de 1 semana 1. Além disso, consistente com a observação de que Ap 1-42 é tóxico para os neurónios colinérgicos do prosencéfalo basal 11população colinérgicos neurônio (BFCN) que se projecta para o hipocampo diminui 20-50% no prazo de 7-14 dias após a beta-amilóide infusão 1,10 em camundongos, de forma eficaz permitindo que para os exames de circuitos neuronais isolado no cérebro. Desde projecto BFCN ipsilateralmente ao giro dentado do hipocampo 12, para a maior parte de controlo / veículo e oligoméricos Ap 1-42 soluções podem ser injectados em ambos os lados do cérebro, permitindo que sejam feitas comparações entre os hemisférios direito e esquerdo 1. Neste relatório, iremos fornecer uma metodologia cirúrgica ea injeção detalhado para adultos de tipo selvagem camundongos C57BL / 6J. Esta estirpe do mouse é escolhido por causa de sua ampla utilização na pesquisa. Tecnicamente, qualquer região do cérebro podem ser direcionados para perfusão, no entanto aqui, vamos utilizar o giro denteado do hipocampo como o alvo para ilustrar a técnica.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl (100mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1049007</td>
			<td>100 mg ketamine per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (20mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>not available</td>
			<td>10 mg xylazine per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenex (0.3mg/ml)</td>
			<td>Henry Schein Medical</td>
			<td>1217793</td>
			<td>0.1 mg buprenex per 1 kg animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>David Teplow/UCLA</td>
			<td>not available</td>
			<td>100 &#956;M; This amyloid was used in the paper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>H-1368</td>
			<td>Can be used in place of amyloid from the Teplow lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A&#946;1-42</td>
			<td>American Peptide</td>
			<td>62-0-80B</td>
			<td>Can be used in place of amyloid from the Teplow lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scrambled A&#946;1-42</td>
			<td>American Peptide</td>
			<td>62-0-46B</td>
			<td>Can be used as control peptide for comparing A&#946;1-42</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NU4 Antibody (Oligomeric Amyloid Antibody)</td>
			<td>Gift from William Klein/Northwestern U.</td>
			<td>not available</td>
			<td>1:2000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Amyloid Oligomeric Antibody&#160; (Polyclonal Rabbit)</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>AB9234</td>
			<td>May be used in place of Nu4; needs to&#160; be tested by the end user</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6E10 Antibody (Monoclonal Mouse) (Amyloid Antibody)</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>sig-39320</td>
			<td>1:1000 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ChAT Antibody (Polyclonal Goat)</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AB144P</td>
			<td>1:100 dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeadEnd Fluorometric TUNEL system</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G3250</td>
			<td>Follow manufacturer&#39;s directions for use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Gold Antifade Reagent with DAPI</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>P36935</td>
			<td>Use when coverslipping slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorogold</td>
			<td>Fluorochrome, LLC</td>
			<td>not available</td>
			<td>2% solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute Ethanol (200 proof)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2818-4</td>
			<td>For making 70% ethanol for sanitizing and disinfecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex 10-20% Tricine gel</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>EC6625BOX</td>
			<td>For separating A&#946;1-42</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex Tricine SDS Running Buffer (10X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>LC1675</td>
			<td>For running 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Novex Tris-Glycine Transfer Buffer (25X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>LC3675</td>
			<td>For transferring 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SuperSignal Western Blot Enhancer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>46640</td>
			<td>For enhancing A&#946;1-42 signal; follow manufacturer&#39;s protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protran BA79 Nitrocellulose Blotting Membrane, 0.1 &#956;m</td>
			<td>GE Healthcare Life Sciences</td>
			<td>10402088</td>
			<td>For transferring 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xcell SureLock Mini-Cell</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>EI0001</td>
			<td>Electrophoresis aparatus for running 10-20% Tricine gels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GenTeal Lubricant Eye Gel</td>
			<td>Novartis</td>
			<td>not available</td>
			<td>For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Refresh Optive Lubricant Eye Drops</td>
			<td>Allergan</td>
			<td>not available</td>
			<td>For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores; Can be used in place of GenTeal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50998</td>
			<td>For sanitizing and disinfecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round/Tapered Spatula&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82027-490</td>
			<td>For opening animal mouth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bulldog Serrefines Clamps (Jaw Dims. 9X1.6mm; Length 28mm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18050-28</td>
			<td>Optional; For keeping scalp skin apart during injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Fine Scissors (Cutting edge 25mm; Length 11.5cm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060-11</td>
			<td>For cutting scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#3 Scalpel Handle</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10003-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#11 Surgical Blade</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10011-00</td>
			<td>For making scalp incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Student Standard Pattern Forcep (Tip Dims. 2.5x1.5mm; Length 11.5cm)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91100-12</td>
			<td>For holding scalp closed during suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trimmer Combo Kit</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>CL9990-1201</td>
			<td>For shaving hair</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T/Pump Warm Water Recirculator&#160;</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>TP-700</td>
			<td>For warming animal during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Resusable Warmining Pad (5&#34; x 10&#34;)</td>
			<td>Kent Scientific&#160;</td>
			<td>TPZ-0510FEA</td>
			<td>For attaching it to the T/Pump warm water recirculator to warm the animal during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cordless Micro Drill</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>58610</td>
			<td>Use 0.8mm steel burrs to drill holes in the skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lab Standard Stereotaxic Instrument with Mouse &#38; Neonatal Rat Adaptor</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51615</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Just for Mouse Stereotaxic Instrument</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730</td>
			<td>Can use this in place of Stoelting Cat. #51615</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quintessential Stereotaxic Injector</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>53311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry Glass Bead Sterilizer</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50287</td>
			<td>For sterilizing stainless steel instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Surgical Drape (18&#34; x 26&#34;)</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50981</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton Syringe 50 ml, Model 705 RN SYR, NDL</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7637-01</td>
			<td>For brain injection; use different syringes for different solutions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>29 Gauge Needle, Small Hub RN NDL</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7803-06</td>
			<td>For attaching to the Hamilton syringe for brain injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml BD Tuberculin Syringes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD309659</td>
			<td>For administering anesthesia and saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 Gauge Needle (0.5&#34;)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BD305106</td>
			<td>For administering anesthesia and saline</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Portable Electronic CS Series Scale (Ohaus)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>65500-202</td>
			<td>For weighing animals to determine anesthesia dose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot plate (Top Plate Dims. 7.25x7.25in)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>47751-148</td>
			<td>For warming animals post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sofsilk Silk Suture C-1 Cutting 3/8, 12 mm</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>S1173</td>
			<td>For closing wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetbond Tissue Adhesive (3M)</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td>sc-361931</td>
			<td>Optional: for aiding in wound closure; Use with suture.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-Tipped Wooden-Shaft Sterile Applicators</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>22-029-488</td>
			<td>For cleaning and drying surgical wound</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td>For collecting brain sections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR Micro Cover Glass 24 X 50 mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48393241</td>
			<td>For mounting microscope slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo Scientific Nalgene Syringe Filter 0.2 &#956;m</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>194-2520</td>
			<td>For sterilizing saline solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile dual tip skin markers by Viscot Medical</td>
			<td>Medline</td>
			<td>VIS1422SRL91</td>
			<td>For marking coordinates on the skull</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

stereotaxic infusion of oligomeric amyloid-beta into the mouse hippocampus

A doença de Alzheimer é uma doença neurodegenerativa que afecta o envelhecimento da população. Uma característica neuropatológica chave da doença é a sobre-produção de beta-amilóide e a deposição de placas de amilóide-beta em regiões do cérebro dos indivíduos afectados. Ao longo dos anos, os cientistas têm gerado numerosos modelos de rato da doença de Alzheimer que tentam reproduzir a patologia beta-amilóide. Infelizmente, os modelos de ratinho única imitar selectivamente as características da doença. A morte neuronal, um efeito proeminente nos cérebros de pacientes com doença de Alzheimer, é notoriamente ausente nestes ratinhos. Por isso, nós e outros têm utilizado um método de infundir diretamente espécies oligoméricas solúveis de beta-amilóide - Formas de amilóide-beta que têm sido provada a ser mais tóxico para os neurônios - stereotaxically no cérebro. Neste relatório nós utilizamos camundongos C57BL / 6J para documentar esta técnica cirúrgica de aumentar os níveis de beta-amilóide em uma região do cérebro select. Oinfusão alvo é o giro dentado do hipocampo, porque esta estrutura do cérebro, juntamente com o cérebro anterior basal, que é ligado pelo circuito colinérgico, representa uma das áreas de degeneração na doença. Os resultados de elevação beta-amilóide no giro denteado através de infusão estereotáxico revelam aumentos na perda de neurónios no giro dentado no prazo de 1 semana, enquanto existe um aumento concomitante na morte de células e perda de neurónios colinérgicos no membro vertical da banda diagonal de Broca do prosencéfalo basal. Estes efeitos são observados até 2 semanas. Nossos dados sugerem que o atual modelo de infusão de beta-amilóide fornece um modelo alternativo do mouse para abordar a morte dos neurônios específicos região em uma base de curto prazo. A vantagem deste modelo é que a beta-amilóide pode ser elevada de um modo espacial e temporal.

O presente método de preparação de humano recombinante oligomérico Ap 1-42 produz espécies oligoméricas solúveis constituídos por monómeros, dímeros, trímeros e tetrâmeros (Figura 1A). Estes baixo peso molecular de espécies Aâ 1-42, mas não as fibrilas e placas, foram mostrados em várias configurações para ser mais tóxico para os neurônios 1,4,9,17-19. Para determinar se ou não oligomeric Ap 1-42 induz a morte dos neurônios no cérebro do...

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Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Infusão estereotáxica de oligomica beta-amilóide no ratinho Hippocampus

Alzheimer&#8217;s disease is a neurodegenerative disease affecting the aging population. A key neuropathological feature of the disease is the ...

stereotaxic-infusion-oligomeric-amyloid-beta-into-mouse

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.9K visualizações.  Columbia University Medical Center. Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.