The authors acknowledge continued funding the Natural Sciences and Engineering Council of Canada (NSERC) to MBS.

1. הכינו צלחות ענבים בקבוקים Holding לגביית הזחלים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להפוך בקבוקים מחזיקים, לחתוך חורים בצד אחד של בקבוקי תרבות 6 עוז לטוס, גדולים מספיק כדי להתאים תקע בקבוקון זבוב לאספקת אוויר (איור. 1D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להפוך צלחות ענבים, להכין 250 מ&quot;ל של מדיום מיץ ענבים (אגר 1.8%, 45% מיץ ענבים, 2.5% חומצה אצטית, 2.5% אתנול) על ידי הרתחת אגר, מיץ ענבים רוב המים, להתקרר עד 70 ºC ( מערבבים תוך צינון), ולאחר מכן להוסיף חומצה אצטית ואתנול ולהביא עד נפח עם מים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מזרק (בלי מחט) כדי למלא 35 x 10 מ&quot;מ מכסים בצלחת פטרי עד פני השטח של המדיום מיץ ענבים עושה כיפה מעל השפה של המכסה (איור. 1A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חנות צלחות ענבים במיכל לח אטום ב 4 ºC עד השימוש (עד למקסימום של 2 שבועות). </li></ol> 2. הכנת צלחות מזון <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן מתכון אוכל לטוס סטנדרטי. הערה: ל- Test גידול מזון אפקטים באיכות על-אורך הדרך השתמשנו אוכל לטוס מזין נמוך: 10% סוכרוז, 1.3% אגרו, 0.8% tartrate אשלגן נתרן, 0.1% פוספט monopotassium, 0.05% נתרן כלורי, 0.05% סידן כלורי, 0.05% מגנזיום כלוריד, 0.05% סולפט ferric, 5% שמרים 0.5% חומצה propionic במים; ואוכל לטוס תזונתי גבוה: 1.5% סוכרוז, 1.4% אגר, 3% גלוקוז, 1.5% קמח תירס, 1% נבט חיטה, 1% קמח סויה, 3 מולסה%, שמרים 3.5%, 0.5% חומצה propionic, 0.2% Tegosept ו 1 אתנול% במים. עבור שני מזונות חיטוי הפתרון ומצנן עד 50 מעלות צלסיוס לפני הוספת חומצת propionic, Tegosept ואתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים 40 מ&quot;ל של אוכל לטוס לתוך 100 x 15mm צלחות פטרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מזון חנות צלחות במיכל לח אטום ב 4 ºC עד השימוש (עד למקסימום של 2 שבועות). </li></ol> 3. להכין צלחות מבחן <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן 58 x 25 סנטימטר, 6 מ&quot;מ צלחות פרספקס שחור עבות עם 10, בארות עגולות עמוקות 1 מ&quot;מ, 10 סנטימטרי קוטר ומסודר ד 2 x 5esign (איור. 1C) כדי לבדוק על הזחלים. הערה: עד 30 זחלים ניתן לבדוק בכל פעם אם 3 או יותר של צלחות פרספקס לעיל זמינים. לחלופין, הזחלים ניתן לבדוק בצלחות פטרי, 10 ס&quot;מ קוטר. אפשרות זו היא הרבה יותר מייגעת ומאפשרת מספרים נמוכים יותר של זחלים להיבדק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השג מפזר 8 ס&quot;מ שחור 39 x, 6 מ&quot;מ פרספקס עבה להפצת להדביק שמרים על צלחות מבחן פרספקס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 100 x 15 מ&quot;מ מכסים בצלחת פטרי להקלטת אורכי נתיב הזחל על ידי הפרדת מכסים מ תחתית מראש. </li></ol> 4. הגדרת אוכלוסיות הורים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור תנאי גידול קבועים לאורך כל assay כולו (למשל, 25 ºC, לחות 60% ואור 00:12: מחזור כהה על אוכל לטוס סטנדרטי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תרי אוכלוסיית הורים באותו תנאי גידול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוף 100 - 150 נשים ו 50 - 75 זכרים מתבגרים אותם במשך 5 ± 1 ימים עבור פוריות אופטימלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר females וזכרים להזדווג לילה בבקבוק תרבות זבוב 6 גר עם אוכל לטוס סטנדרטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת זבובים לתוך בקבוק האחזקה ולאבטח צלחת ענבים (כמות קטנה של רסק שמרים טריים על צלחת ענבים תקדם ההטלה;. איור 1B) מעל בנייר דבק (. איור 1E). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאירו בקבוקי עומד במהופך (איור. 1F), עם צלחת ענבים בתחתית לאפשר מבוגרים להטיל ביצים על צלחת ענבים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחק את צלחת הענבים הראשונה לאחר 24 שעות ומניח צלחת ענבים חדשה בבקבוק ההחזקה. זו תהיה צלחת הענבים שממנו הזחלים נאספים למחרת. הערה: צלחות ענבים תצטרכנה להיות מסומנות של זחלי 22 שעות לאחר בשלבי קמה, להגדיר צלחות כדי שיוכלו להיות מסומנים מוקדם למחרת (. למשל, להגדיר צלחת בשעה 12 וברורות בשעה 10 בבוקר למחרת). רצוי לבטל את צלחת הענבים הראשונה, כדי למנוע כל ביצים שנקבות שאולי היו הלנה ו that אולי קודם בפיתוח. </li></ol> 5. איסוף L1 (ראשון Instar) הזחלים מן צלחות ענבים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סר צלחות ענבים מהבקבוקים 22 שעות אחרי שהם הוקמו ומניחים בצלחת 60 x 15 מ&quot;מ פטרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח צלחת ענבים חדשה עם רסק שמרים טרי על בקבוק ההחזקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה וזורק כל הזחלים מהצלחת הענבים זרע באמצעות בדיקה לנתח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירת פינת צלחות ענבים עבור 4 שעות בתנאים סטנדרטיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 4 שעות, לאסוף 100 זחלי L1 לכל זן מהצלחות הענבים ומניחים על צלחות אוכל. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח זחלים על המזון בעדינות (ללא ניקוב המזון לקבור את הזחלים) ולהימנע צפיפות על ידי הפצת הזחלים פני הצלחת מזון. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירת צלחות אוכל עד חי בדיקה כ 10 שעות לפני תחילת נדודים. הערה: בגיל 25 ºC, 10 שעות לפני נדודים מתאים בדרך כלל עד 72 - 96 שעות לאחר הבקיעה. exacסכום t זמן דגירה צריך להיקבע לפני תחילת הניסוי על ידי איסוף קבוצה ראשונית של זחלים עבור כל זן והקלטת מספר השעות עד תחילת נדודים (זחלי נדודים יעברו מתוך האוכל על הצדדים ואת המכסה של המזון צלחות). הערה: במידת הצורך, אותם הורים יכולים לשמש כדי לאסוף הזחלים 3 - 4 ימים של בדיקות על ידי חזרה על שלבים 4.7 עד 5.5. שנה את הסדר שבו זנים מוגדרים ונבדקו על פני ימים, כדי למנוע השפעה כדי הבדיקה על-אורך הדרך. בדוק את אותו זן &quot;שליטה&quot; / זנים בכל יום של בדיקות כדי לשלוט על תופעות יום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם זנים רבים נבדקים, להתנודד פעמים להגדיר אוסף של הזחלים כדי לאפשר בדיקה של כל זן בנקודת הזמן המתאים בהמשך. </li></ol> 6. מבחן נתיב באורך זחל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממסי שמרי אופה יבשים פעילים במים ביחס של 1: יחס 2 (משקל והנפח). המשחה שמרים סיימה צריכה להיות רזה יותר paבלילת ncake, באופן שכאשר הרמת כף מתוך העיסה, מטפטף ומשאיר מאחורי סרטים על פני השטח של הדבק כי במהירות להתמוסס. הערה: העקביות של רסק שהמרים חשובה וצריכה להיות קבוע לאורך כל הניסוי. השמרים המדויק: יחס המים כאמור עלול צריך להיות מותאם בהתאם למותג ו אצווה של שמרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות להרים זחלים של המתח הראשון להיבדק מהצלחת המזון באמצעות מברשת צבע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוף זחלים בצלחת פטרי לשטוף בעדינות עם מים כדי להסיר את כל האוכל. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהירות לשטוף זחלים עם 1 - 2 מיליליטר של מים ויבשת זחלי טיפה בעדינות עם מעבדה לנגב כדי למנוע העברה של מים בעת ביצוע הזחלים על צלחת הבדיקה. כדי למנוע לחץ, לשמור זחלים לחים אך לא טבל במים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מסדרים שלושה לוחות מבחן זה לצד זה להגדיר טיימר 5 דקות עבור כל צלחת הבדיקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל שמרי משחה זו על גבי צלחות הבדיקה באמצעות המפזר, מורח עליו שכבה דקהאה של רסק שמרים על כל צלחת בדיקה, כך שכל יש הבארות אפילו שכבה של שמרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות במקום זחל אחד במרכז כל טוב, החל טיימר 5 דקות לאחר צבת הזחלים הראשונים על כל צלחת. הערה: שלוש צלחות יכול להיעשות בכל פעם, מניב גודל מדגם של יום 30 / זן / בדיקה, עד לסך של 500 זחלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחי מכסת צלחת פטרי על גבי כל טוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר שעון העצר שנגמר, מבלי להסיר את הזחלים מהצלחת, להתחיל לעקוב אחר נתיב האורכים שהושארו השמרים באמצעות סמן קבע. נתיב-אורכי עקבות באותו סדר כמו זחלים הונחו על צלחות הבדיקה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע מעקב באותה המהירות כמו זחלים הונחו על הצלחות. לקבלת עקביות ניתוח נתונים מאוחר יותר, להשתמש באותו סמן את כל אורכי הנתיב. סמן קבוע מומלץ. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 6.2 ל 6.8.1 עבור כל זן להיבדק. פיק כל זן מהמזון מייד לפני הבדיקות כדי למנוע תופעות רעבות על רשותבאורך ה. </li></ol> 7. מניעת מזון <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם זחלים להיות מקופח מזון לפני הבדיקה, לאסוף זחלים כמתוארים בשלבי 6.2 ל 6.3, אבל פרק הזמן הרצוי מזון חסך מוקדם (למשל., אם זחלים הוא להיות משולל מזון עבור 4 שעות, לאסוף זחלי 4 שעות לפני בזמן הבדיקה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקי זחלים שטפו לשתי קבוצות ומקום הקבוצה מקופח מזון בצלחת 60 x 15 מ&quot;מ פטרי עם אגר 5 מיליליטר 1% לבין קבוצת הביקורת בצלחת פטרי עם 5 מיליליטר מזון רגיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחי משקל על גבי המכסה ההפוכה של צלחות פטרי (זחלים אחרת מסוגלים לזחול החוצה כאשר הוא מחפש מזון). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה לתקופה מניעת מזון הוקמה בעבר והמשך עם בדיקה כמתואר בשלבים 6.2 כדי 6.9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם זנים רבים להיבדק, להתנודד מניעת מזון להתחיל פעמים כדי לאפשר בדיקה של כל זן בנקודת הזמן המתאים. </li></ol> ניתוח 8. נתונים הערה: סעיף זה מתאר שיטה לניתוח נתונים באמצעות ImageJ 7 או 8 פיג&#39;י לעיבוד של אורכי נתיב, למרות שניתן להשתמש בהם תוכנות אחרות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש שולחן האור כדי להעביר את כל נתיב-אורכי לייחס מן מכסים בצלחת פטרי נייר לבן (העפעפיים ניתן לכבס עם אתנול ולעשות בהם שימוש חוזר עבור הקלטה נתיב באורך נוספת). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עקוב אחר קו הפניה ישר 50 מ&quot;מ על אחד גיליונות נייר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סרוק את אורכי הנתיב ברזולוציה של 300 dpi ולשמור כמו קבצי תמונת מפה סיביים או TIFF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את קובץ התמונה, בחר את הכרטיסייה &quot;תהליך&quot;&gt; &quot;בינארי&quot;&gt; &quot;הפוך בינארי&quot;. ואז תחת הלשונית &quot;תהליך&quot;, בחר &quot;בינארי&quot;&gt; &quot;Skeletonize&quot;. זה מייצר קו רוחב פיקסל אחד, ללא תלות בעובי של עקבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שכל באורך נתיב מופיע בשורה האחת רציפה ללא הצלבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד כל הצמתים באמצעות &quot;li ישרכלי ne &quot;וצביעה לבנת קו (להמשך קיומו של הנתיב ניתן לבדוק עם&quot; כלי מטה &quot;(התחקות), השביל כולו צריך להיות מודגש בצהוב (איור. 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר בכרטיסייה &quot;נתח&quot;&gt; מדידות סט ובחר &quot;היקפית&quot; ו &quot;תווית תצוגה&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר בכרטיסייה &quot;נתח&quot;&gt; &quot;סולם הגדר&quot; ובחר &quot;הסר סולם&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על התמונה, בחר את שורת העיון בלבד, בחר את הכרטיסייה &quot;הנתח&quot;&gt; &quot;חלקיקי נתח&quot; ובחר &quot;צג: מתאר&quot;, &quot;צג תוצאות&quot; ו &quot;טבלת תוצאות מנקות&quot;. הערה: התפוקה תציג את מספר הפיקסלים התואמים את קו מידת 50 מ&quot;מימ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר &quot;נתח&quot; הכרטיסייה&gt; &quot;סולם הגדר&quot; ומלא את מספר הפיקסלים &quot;מרחק בפיקסלים&quot; ואת המרחק המתאים (50 מ&quot;מ) ב &quot;המרחק ידוע&quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבסוף, בחר את כל הציורים באורך נתיב של גנוטיפ אחדזמן ת&quot;א, בחר את הכרטיסייה &quot;הנתח&quot;&gt; &quot;חלקיקי נתח&quot; ובחר &quot;תכנית: קווי מתאר&quot;, &quot;צג תוצאות&quot; ו &quot;טבלת תוצאות מנקות&quot;. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את כל תוויות בכתב או סימונים זרים ברורים (הם יוכרו-אורכי נתיב) בתוך האזור הנבחר על ידי בחירת האזור וממלא אותו לבן. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראייה לבדוק את קובץ הפלט &quot;מתאר&quot; כדי להבטיח את היקפה היו הוברר כראוי. התפוקה תציג אורך נתיב במ&quot;מ לכל ציור נתיב באורך בבחירה. זה ניתן לייצא בקלות גיליון אלקטרוני לנתח אותם באמצעות כל תוכנה סטטיסטית. </li></ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Behavioral+Genetics+of+the+Fly+%28Drosophila+melanogaster%29%22">Behavioral Genetics of the Fly (Drosophila melanogaster)</a>. Dubnau, J. , Cambridge University Press. New York. 173(2014).</li>
<li>Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Foraging+strategies+of+Drosophila+melanogaster%3A+a+chromosomal+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Genet%22%5BJournal%5D)">Foraging strategies of Drosophila melanogaster: a chromosomal analysis.</a> Behav Genet. 10, 291-302 (1980).</li>
<li>de Belle, J. S., Hilliker, A. J., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+localization+of+foraging+%28for%29%3A+A+major+gene+for+larval+behavior+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Genetic localization of foraging (for): A major gene for larval behavior in Drosophila melanogaster.</a> Genetics. 123, 157-164 (1989).</li>
<li>Osborne, K. A., Robichon, A., Burgess, E., Butland, S., Shaw, R. A., Coulthard, A., Pereira, H. S., Greenspan, R. J., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+behavior+polymorphism+due+to+a+cGMP-dependent+protein+kinase+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Natural behavior polymorphism due to a cGMP-dependent protein kinase of Drosophila.</a> Science. 277, 834-836 (1997).</li>
<li>Kalderon, D., Rubin, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cGMP-dependent+protein+kinase+genes+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">cGMP-dependent protein kinase genes in Drosophila.</a> J Biol Chem. 264 (18), 10739-10748 (1989).</li>
<li>Reaume, C. J., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cGMP-dependent+protein+kinase+as+a+modifier+of+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Handb+Exp+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">cGMP-dependent protein kinase as a modifier of behavior.</a> Handb Exp Pharmacol. 191, 423-443 (2009).</li>
<li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Image+to+ImageJ%3A+25+years+of+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat Methods. 9, 671-675 (2012).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Pereira, H. S., MacDonald, D. E., Hilliker, A. J., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chaser+%28Csr%29%2C+a+new+gene+affecting+larval+foraging+behavior+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Chaser (Csr), a new gene affecting larval foraging behavior in Drosophila melanogaster.</a> Genetics. 140, 263-270 (1995).</li>
<li>Shaver, S. A., Riedl, C. A. L., Parkes, T. L., Sokolowski, M. B., Hilliker, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+larval+behavioral+mutants+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurogenet%22%5BJournal%5D)">Isolation of larval behavioral mutants in Drosophila melanogaster.</a> J Neurogenet. 14, 193-205 (2000).</li>
<li>Graf, S. A., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rover%2Fsitter+Drosophila+foraging+polymorphism+as+a+function+of+larval+development%2C+food+patch+quality+and+starvation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">The rover/sitter Drosophila foraging polymorphism as a function of larval development, food patch quality and starvation.</a> J Insect Behav. 2, 301-313 (1989).</li>
<li>Gonzalez-Candelas, F., Mensua, J. L., Moya, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Larval+competition+in+Drosophila+melanogaster%3A+effects+on+development+time%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Larval competition in Drosophila melanogaster: effects on development time.</a> Genetics. 82, 33-44 (1990).</li>
<li>Durisko, Z., Kemp, R., Mubasher, R., Dukas, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+social+behavior+in+fruit+fly+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Dynamics of social behavior in fruit fly larvae.</a> PLoS One. 9 (4), e95495(2014).</li>
<li>Sawin, E. P., Harris, L. R., Campos, A. R., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensorimotor+transformation+from+light+reception+to+phototactic+behavior+in+Drosophila+larvae+%28Diptera%3A+Drosophilidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">Sensorimotor transformation from light reception to phototactic behavior in Drosophila larvae (Diptera: Drosophilidae).</a> J Insect Behav. 7, 553-567 (1994).</li>
<li>de Belle, J. S., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heredity+of+rover%2Fsitter%3A+alternative+foraging+strategies+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Heredity%22%5BJournal%5D)">Heredity of rover/sitter: alternative foraging strategies of Drosophila melanogaster.</a> Heredity. 59, 73-83 (1987).</li>
<li>de Belle, J. S., Sokolowski, M. B., Hilliker, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+of+the+foraging+microregion+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Genome%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis of the foraging microregion of Drosophila melanogaster.</a> Genome. 36, 94-101 (1993).</li>
<li>Sokolowski, M. B., Pereira, H. S., Hughes, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+foraging+behavior+in+Drosophila+by+density+dependent+selection%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Evolution of foraging behavior in Drosophila by density dependent selection.</a> PNAS. 94, 7373-7377 (1997).</li>
</ol>

The authors have nothing to disclose.

את assay-אורך הדרך המפורט כאן מציע מידה חזקה ופשוט של התנהגות שיחור מזון של זחלים תסיסנית. הפרוטוקול כדלקמן המתודולוגיה הכללית המתוארת סוקולובסקי 2, אבל מאז שופר ביחס ליעילות ובקרות ניסיוני. למיטב ידיעתנו שיטה זו היא השיטה הזמינה רק למדידת נתיב באורך זחל. הנו...

מאז גילוי הגן הלבן במעבדתו של תומאס הנט מורגן בשנת 1910, זבוב הפרות, תסיסנית (ד melanogaster), נעשה שימוש כמודל לחקר את הבסיס המולקולרי ופיסיולוגי של תהליכים ביולוגיים שונים. הפופולריות של ד melanogaster נובעת במידה רבה את כמות מגוון רב של כלים גנטיים. גודלו הקטן של תסיסנית, הקלות היחסית של זמן טיפול קצר הדור להבהיר את זה מודל אידיאלי עבור מחקרים בגנטיקה. לא פחות חשוב הוא היכולת של תסיסנית להפגין רב של פנוטיפים שהביעו אורגניזמים מורכבים יותר כולל יונקים. זה כולל פנוטיפים מורכבים כגון התנהגות העומדים בקו התפר שבין האורגניזם וסביבתו. כפי מחקרים כאלה, התנהגותיים על זבוב הפירות תרמו משמעותית להבנתנו כיצד גנים ואיכות הסביבה מתווכים התנהגות1. אחד המחקרים הראשונים של ד התנהגות זחל melanogaster נחקרה הבדלים אינדיבידואליים אסטרטגיות ליקוט זחל על ידי מדידת הנתיב-האורכים של זחלים 2 בזמן ההאכלה. נתיב באורך הוגדר כמרחק הכולל נסע ידי זחל אחד על השמרים, תוך פרק זמן של חמש דקות. שני זני המעבדה וזבובים מאוכלוסייה טבעית בטורונטו מגוונות בהתנהגויות הליקוט שלהם ולא היה מרכיב גנטי להבדלים אינדיבידואליים-אורך דרך. שני morphs ליקוט הזחל תואר מן הפצות נתיב באורך כמותית והם נקראו רובר ודוגמנית. רוברס להפגין נתיב-אורכים כבר בעוד חוצי שטח גדול יותר ואילו על מצע מזון מאשר יושבים. שימוש assay הנתיב הארוך הזה, דה בל ואח &#39;. 3 מיפה את ליקוט (עבור) הגן שבבסיס ההבדלים ההתנהגותיים הנפרדים כדי במיקום דיסקרטי על chromosome- 2 (24A3-24C5). ד Melanogaster עבור הגן שובט מאוחר 4 וגילה להיות חלבון קינאז תלוי cGMP 5, מאפנן של הפיזיולוגיה וההתנהגות תסיסנית ואורגניזמים אחרים 6. כאן נתאר את הפרוטוקול הנוכחי עבור assay נתיב באורך הזחל פותח במקור סוקולובסקי 2. למרות היבטים מסוימים של assay השתנו לאורך השנים, הרעיון מאחורי העיצוב לא. כמו כן אנו מספקים נתונים כדי להמחיש את הפוטנציאל של assay להעריך תרומות גנטיות וסביבתיות להבדלים אינדיבידואליים התנהגות השיחור של זחלים תסיסנית. את assay נתיב באורך הזחל הוא פשוט, יעיל עדיין חזקים. אדם יחיד יכול לבדוק עד 500 זחלים בקלות בארבע שעות ניתן להשיג תוצאות עם רמה גבוהה של שחזור. פותח במקור כדי לבצע לוקליזציה עבור, זה יכול לשמש מסך גנטי, מיפוי מוקד תכונה כמותית, ובמחקריםשל גן אחר בסביבה אינטראקציות (GxE). יתר על כן, פשטות השחזור שלו הופכים אותו משאב נהדר עבור הוראה לתואר ראשונה.

<table><tbody><tr><td>6 oz&amp;nbsp;fly culture bottles&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>AS355&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Fly vial plugs</td><td>Droso-Plugs</td><td>59-201</td><td></td></tr><tr><td>35 x 10 mm Petri dishes&amp;nbsp;</td><td>Falcon</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>100 x 15 mm Petri dishes&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>875712</td><td></td></tr><tr><td>60 x 15 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-168&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting probes</td><td>Almedic</td><td>2325-58-5300&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Yeast</td><td>Lab Scientific</td><td>FLY-8040-20F</td><td></td></tr></tbody></table>

foraging path-length protocol for drosophila melanogaster larvae

פנוטיפ באורך נתיב הזחל תסיסנית הוא צעד הוקם לשמש כדי לחקור את התרומות הגנטיות וסביבתיות וריאציה התנהגותי. את assay נתיב באורך הזחל פותח כדי למדוד הבדלים אישיים התנהגות שיחור מזון, שחוברו ביניהם מאוחר יותר אל הגן מחפש מזון. נתיב באורך זחל הוא תכונה בקיע המאפשר גביית מדגמים גדולים, בעלות מינימאלית, עבור מסך גנטי. כאן אנו מספקים תיאור מפורט של הפרוטוקול הנוכחי עבור assay נתיב באורך הזחל בשימוש לראשונה על ידי סוקולובסקי. הפרוטוקול מפרט כיצד לטפל reproducibly חיות הבדיקה, לבצע את assay התנהגותיים ולנתח את הנתונים. דוגמה לאופן שבו assay יכול לשמש כדי למדוד פלסטיות התנהגותית בתגובה שינוי סביבתי, על ידי מניפולציה האכלה הסביבה לפני ביצוע assay, הוא גם סיפק. לבסוף, עיצוב הבדיקה המתאימה, כמו גם גורמים סביבתיים שיכולים לשנותנתיב באורך זחל כגון איכות מזון, גיל התפתחותית ואפקטי יום נדון.

<html> הבדלים נתיב באורך של רובר והדוגמנית עבור זנים והשפעת מניעת מזון על-אורך הדרך מומחשים באיור. . 3 נתונים שנאספו במשך שלושה ימים רצופים של בדיקות הראתה שפעת זן משמעותית (F (1,421) = 351.89, p &lt;2.20 x 10 -16;. איור 3 א), עם ?...

Watch this Scientific Journal Video about Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae at JoVE.com

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

פרוטוקול נתיב באורך שארגן לעצמו<em&gt; תסיסנית</em&gt; זחלים

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

foraging-path-length-protocol-for-drosophila-melanogaster-larvae

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

9.3K Views.  University of Toronto. We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Video: Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

ברזולוציה גבוהה מדידה של התנהגות ריח מונחה על הזחלים תסיסנית

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biology

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

למידה אסוציאטיבית הרחה באפטטיבית<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

יחיד לטוס Assay עבור התנהגות שיחור מזון ב<em&gt; דרוזופילה</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

ניתוח פונקציונלי של מעגל האכלת הזחל ב דרוזופילה</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

<meta charset="utf8"></head><body>פלטפורמה "תוצרת בית" משתלמת ויעילה למחקרי התנהגות של דרוזופילה, ופרוטוקול נלווה לרספירומטריה מיטוכונדריאלית של זחלים

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

פלטפורמה "תוצרת בית" משתלמת ויעילה למחקרי התנהגות של דרוזופילה , ופרוטוקול נלווה לרספירומטריה מיטוכונדריאלית של זחלים

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

Behavior

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

שימוש בערוצי Agarose לינארית ללמוד<em&gt; תסיסנית</em&gt; התנהגות זחל זחילה

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

מעקב אחר התנהגות זחל דרוזופילה בתגובה Optogenetic גירוי של חוש הריח נוירונים

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

שיטת האור המבוססת על ספוט לניתוח דרוזופילה זחל פוטומוניות

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Lifespan Protocol for Drosophila melanogaster: Generating Survival Curves to Identify Differences in Fly Longevity

Source: Bovier, T. F., et al. <a href="https://www.jove.com/video/59535/" target="_blank">Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
Scientists use the Drosophila lifespan protocol to measure how different experimental conditions affect flies&#39; longevity and generate survival curves in the process to quantify the experimental outcomes. The sample protocol features the assay being applied to study the effects on longevity from exposure to varying concentrations of endocrine disruptor chemicals, or EDCs, such as 17-&#945;-ethinylestradiol (EE2).

פרוטוקול תוחלת חיים עבור Drosophila melanogaster: יצירת עקומות הישרדות לזיהוי הבדלים בתוחלת החיים של זבובים

Source: Bovier, T. F., et al. Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
Scientists use the Drosophila lifespan ...

פרוטוקול נתיב באורך שארגן לעצמו

Summary

Explore More Videos

ברזולוציה גבוהה מדידה של התנהגות ריח מונחה על הזחלים תסיסנית

למידה אסוציאטיבית הרחה באפטטיבית

יחיד לטוס Assay עבור התנהגות שיחור מזון ב

ניתוח פונקציונלי של מעגל האכלת הזחל ב דרוזופילה

פלטפורמה "תוצרת בית" משתלמת ויעילה למחקרי התנהגות של דרוזופילה , ופרוטוקול נלווה לרספירומטריה מיטוכונדריאלית של זחלים

פלטפורמה "תוצרת בית" משתלמת ויעילה למחקרי התנהגות של דרוזופילה , ופרוטוקול נלווה לרספירומטריה מיטוכונדריאלית של זחלים

שימוש בערוצי Agarose לינארית ללמוד

מעקב אחר התנהגות זחל דרוזופילה בתגובה Optogenetic גירוי של חוש הריח נוירונים

שיטת האור המבוססת על ספוט לניתוח דרוזופילה זחל פוטומוניות

פרוטוקול תוחלת חיים עבור Drosophila melanogaster: יצירת עקומות הישרדות לזיהוי הבדלים בתוחלת החיים של זבובים