נתמך על ידי DK065872 (ENP), קרן משפחת סמית פרס הצטיינות במחקר ביו (ENP), F31 DA023760.

תקציר שני בן חודש ממוצע C57BL/6J גיל עכברים או שווה ערך או שלושה חודשים הישן הגיל הממוצע חולדות Sprague Dawley או שווה ערך מורדמים עם קטמין (60 מ&quot;ג / ק&quot;ג ה-IP של חולדות: 100 מ&quot;ג / ק&quot;ג ip עבור עכברים) ו xylazine (10 מ&quot;ג / kg, ip גם עבור מינים). הרגעה היא לנטר באמצעות קמצוץ הבוהן עדין לסגת רפלקס הפגינו <a href="/index/details.stp?ID=236">Walantus et al.</a> (יופיטר, 6, 2007) ו <a href="/index/details.stp?ID=404">Szot et al.</a> (יופיטר, 9, 2007). Thermoregulation ניתן לספק באמצעות כרית חימום thermostatregulated (ALA מכשירים בע&quot;מ) וכן פיקוח באמצעות מדחום רקטלי. ראש מגולח הוא פרווה וניקה עם יוד לפני החתך. לאחר חיתוך העור (2 ס&quot;מ על חולדות, 1 ס&quot;מ על עכברים) והסרה של כל רקמות רכות מפני השטח של הגולגולת, המיקום של צינורית מדריך נקבעת ביחס גבחת. חור 6 מ&quot;מ הוא קדח דרך הגולגולת עם הקודח המופעל באמצעות סוללה נטענת המיועד לניתוח מכרסם (כלים המדע פיין, Inc). טיפול נלקחת כך המקדח אינו לחדור דרך ממברנות קרום המוח או כלי הדם. גולגולת הוא מושתל עם הבילטרליים 5 21 מ&quot;מ מד נירוסטה פירים המדריך המוביל בגרעין הנסמך האחורי, בסטריאטום הגבי או קליפת המוח הקדם חזיתית. הקואורדינטות stereotaxic נקבעים לפי פרנקלין Paxinos, 1997 (המוח עכבר קואורדינטות Stereotaxic, Academic Press) או Paxinos ווטסון, 2006 (המוח עכברוש בקואורדינטות Stereotaxic, לחץ האקדמית). שתלים מובטחות מלט שיניים. בולוס של האצבעות Lactated של תמיסת מלח 0.9% ניתנת בסוף הניתוח (5mls SC בחולדות 1 מ&quot;ל SC בעכברים לאחר נוזלים הם חיממו את טמפרטורת הגוף הרגילה) כדי למנוע התייבשות. עצירות (0.1-0.5mg/kg SC) ניתנת פעמיים ביום, ולאחר מכן, על בסיס במידת הצורך, אם בעל החיים נראה סובל מכאבים. טיפול אנטיביוטי מקומי (משחת bacitracin) וטיפול אנטיביוטי מערכתית (פניצילין 100,000 IU / kg IM כל 12 שעות במשך 48 השעות הראשונות שלאחר הניתוח) מנוהלים אם שלאחר הניתוח זיהומים להתרחש. בעקבות הניתוח, בעלי חיים הם שוכנו בנפרד עם מזון זמין כרצונך מים המודעה. לפחות שבוע מותרת להתאוששות לפני microdialysis ו המתת חסד. לאחר התאוששות מניתוח, החיות מועברים לכלוב microdialysis ו בדיקות microdialysis מוכנסים ו ביצרו את פירים מדריך שהותקנו במהלך הניתוח. בדיקה הכניסה אינו גורם כאב או אי נוחות כי החללית היא עקיפת רקמות, עור שרירים קרום המוח דרך הפיר מדריך. לכן, הכניסה בדיקה נעשית ללא הרדמה וכל הרדמה-Induced ההשפעות על התנהגות הנוירוכימיה או נמנעים. אנחנו נותנים בדיקות לייצב במשך 12 שעות ואז אנחנו מתחילים דגימה כל 30 דקות למשך 8-12 שעות, תלוי בניסוי. אנחנו עוקבים אחר התנהגות של תנועה של בעל החיים באמצעות שתאי או הקלטה ידנית של התנועה על ידי הנסיין. דגימות Microdialysate מוזרקים כרומטוגרפיה נוזלית ביצועים גבוהים עם זיהוי אלקטרוכימי (HPLC-EC) מכשיר לגילוי ניתוח neurochemical ו. אנחנו מחפשים השפעות על הנוירוכימיה הבסיס והתנהגות של תנועה. בסוף הניסוי בבעלי חיים הוא מורדמים באמצעות מנת יתר של קטאמין מערכתית (200 מ&quot;ג / ק&quot;ג IP) xylazine (20 מ&quot;ג / ק&quot;ג, ip). ואז הלב perfused עם מלח 0.9% ואחריו paraformaldehyde 4%. המוח מוסרים, קפוא לחתוך לאורך דרכי microdialysis בדיקה כדי לוודא מיקום מדויק בדיקה. נוהל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את מכשיר stereotaxic ואת כל החומרים הדרושים. ודא אזור ומכשירים מנקים ו מעוקרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את הפרווה עם מכונת גילוח חשמלית. עבור מהאוזניים רק ב-בין העיניים, להעביר תער לכיוונים שונים ביעילות לנקות שטח של פרווה. החל povidine / יוד לאזור מגולח אבל להגן על העיניים ממנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר חיה על המנגנון stereotaxic ידי הצבת הסורגים האוזן לתוך תעלת האוזן והידוק למקומו. ראשית הר חטיף אוזן בתעלת האוזן, ואז להחזיקו במקום והחלק בבר האוזן אחרים. אתה יודע שאתה נמצא במיקום הנכון כאשר הראש כבר לא יכול להיות עבר מצד לצד. אבטח את הפה עם הר הקדמי של stereotaxic ולוודא כי הראש הוא רמה עם סרגל. שים את שליט במצב אנכי לגבי פלטפורמת מכשיר stereotaxic ולבדוק בזווית של 90 מעלות בין השליט לבין האמצעי של הקרקפת של החיה). אישור זה דרך המכשיר stereotaxic אם הוא מציע יכולת כזו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע חתך קדמית / אחורית על הקרקפת עם אזמל סטרילי המשתרעת למבדה רק ב-בין העיניים של החיה. השתמש hemostats מעוקרים לצבוט את העור, לשמור על החתך פתוח. באמצעות כמה צמר גפן סטרילי, יבש את המשטח גולגולת חשופה. <li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכניסים את הצינורית מדריך על הר שלה, למצוא גבחת על הגולגולת, ואת המיקום הנכון צינורית מדריך על מיקום זה. רשמו את הקואורדינטות קדמית / אחורית וצדדית. מ גבחת, למצוא את הקואורדינטות הנכונות הדרושות המיקום של החללית שלך בעזרת האטלס stereotaxic. מקם את הצינורית מדריך קואורדינטות הנכון ידי הוספה או הפחתה של גבחת. הביאו צינורית המדריך שלך למטה עד שהוא נוגע בגולגולת, ולאחר מכן להקליט את זה לתאם הגחון. הפוך את סימן העיפרון בעיפרון סטרילי במיקום זה על הגולגולת, זה הוא המקום שבו אתה תהיה קידוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הצינורית מדריך לעקר המקדח שלכם. בזהירות לקדוח חור על סימן העיפרון עד שאתה מקבל דרך רוחב הגולגולת. בדוק עם צינורית מדריך כדי לראות אם זה היה לנקות את החור בלי לגעת בצדדים. שמור קידוח ובדיקת עד צינורית יכול ברורה בנתיב ישר. לאחר חור הוא עשה, להשתמש במחט סטרילית בעדינות האגרוף קרומי המוח כדי לאפשר החדרה של צינורית בלא הפרעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, בעזרת מקדחה ידנית, להפוך שישה חורים עבור הברגים בגולגולת: שני קדמי אל החור הצינורית, שני לרוחב לחור הצינורית, ושני האחוריים לצדדים. לעקר six ברגים ומניחים אותם על גבי הגולגולת עד שהם מעוגנים היטב על. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקו את צינורית מדריך עם אתנול מלוחים, הר, ולהפחית את זה לאט כדי לתאם את הגחון הנכון. ודא כי הצדדים לא נוגעים וכי הוא הולך אנכי לחלוטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הבורג עוגן מדיאלית מאחורי הברגים הגולגולת האחורי והחזק אותו במקום עם פינצטה. מערבבים אצווה דקה של דבק דנטלי נוזלי לכסות את הצינורית מדריך, ברגים, ואת שאר הגולגולת עם מרית סטרילית. בצע אחר אצווה, עבה הפעם, לכסות לחלוטין את האזור את הבורג ואת הצינורית עוגן מספיק כדי לאבטח אותו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו מלט הופך עבה לפני שהוא מתקשה, מפרידים את העור מן הכוס מלט עובש כוס מלט עם מרית כדי לוודא את מכסה בטון חלקה מסביב לא לגרות את העור לאחר מכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר מלט שיניים יבש לחלוטין לפני הסרת חיה מן המנגנון. הסר את hemostats. החל bacitracin כל הדרך סביב כובע הבטון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר החיה כבוי המכשיר stereotaxic, להזריק אותו עם 0.25 מ&quot;ל של פניצילין IM (תוך שרירי) ואחריו 1 מ&quot;ל של תמיסת מלח SC (תת עורי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את חיה בכלוב משלו לפקח על זה עד שזה הופך להיות מודע לפני החזרתו לחדר שלו להתאושש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג חיות עד שהם להתאושש מן ההרדמה ביום הניתוח מנותחות מדי יום, עד לסוף הניסוי, סימנים של דלקת והערכה של כאב / מצוקה. זה כולל סופי שבוע וחגים. תנועה ספונטנית נמוכה, הניקוד מצוקה על טיפול, יציבה כפופה, שלשולים, נפיחות והפרשות בתחום headmount, ואת חוסר האכלה / שתייה הם כולם סימנים של כאב ומצוקה. עצירות (0.1-0.5mg/kg SC) ניתנת פעמיים ביום, ולאחר מכן, במידת הצורך, אם בעל החיים נראה סובל מכאבים. טיפול אנטיביוטי מקומי (משחת bacitracin) וטיפול אנטיביוטי מערכתית (פניצילין 100,000 IU / kg IM כל 12 שעות במשך 48 השעות הראשונות שלאחר הניתוח) מנוהלים אם שלאחר הניתוח זיהומים להתרחש. אם כל התופעות הללו נמשכות בעקבות ניהול עצירות, נוזל משלימה, וטיפול אנטיביוטי תוך 12 שעות ניתוח, החיה מורדמים. </li></ol>

<ol>
	<li>Bungay, P. M., Newton-Vinson, P., Isele, W., Garris, P. A., Justice, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microdialysis+of+dopamine+interpreted+with+quantitative+model+incorporating+probe+implantation+trauma.">Microdialysis of dopamine interpreted with quantitative model incorporating probe implantation trauma.</a> J. Neurochem. 86, 932-946 (2003).</li><li>Chen, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+tissue+trauma+on+the+characteristics+of+microdialysis+zero-net-flux+method+sampling+neurotransmitters.">Effects of tissue trauma on the characteristics of microdialysis zero-net-flux method sampling neurotransmitters.</a> Journal of Theor. Biology. 238, 863-881 (2006).</li><li>Geiger, B. M., Behr, G. G., Frank, L., Caldera-Siu, A. D., Beinfeld, M. C., Kokkotou, E. G., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+defective+mesolimbic+dopamine+exocytosis+in+obesity-prone+rats.">Evidence for defective mesolimbic dopamine exocytosis in obesity-prone rats.</a> FASEB Journal. 8, 2740-2746 (2008).</li><li>Pothos, E. N., Creese, I., Hoebel, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restricted+eating+with+weight+loss+selectively+decreases+extracellular+dopamine+in+the+nucleus+accumbens+and+alters+dopamine+response+to+amphetamine,+morphine+and+food+intake.">Restricted eating with weight loss selectively decreases extracellular dopamine in the nucleus accumbens and alters dopamine response to amphetamine, morphine and food intake.</a> The Journal of Neuroscience. 15, 6640-6650 (1995).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

בשנת vivo microdialysis היא הכלי המועדף למדידת נוירוטרנסמיטרים מרובים מטבוליטים באתרים שונים של המוח החי. עם זאת, רק מפקחת רמות של תאי neurochemicals וזה לא מציעים את הפתרון זמן כדי לפקח exocytosis נוירוטרנסמיטר בזמן אמת. באמצעות גרסה של טכניקה המכונה &quot;נטו השטף&quot;, ריכוז הנוירוטרנסמיטר בפועל באתר נתון יכול להיות מחושב, אשר בתורו יכול לתת מדידות מדויקות של קצב ספיגה חוזרת של מוליך עצבי באמצעות מובילי פלזמה הממברנה. Microdialysis אידיאלי להמחשת ההבדלים הבסיסיים רמות הנוירוטרנסמיטר תאיים בין קבוצות שונות של בעלי חיים (גנוטיפים שונים כלומר) ו בפענוח את ההשפעות של תרופות או מניפולציות אחרות על שחרור הנוירוטרנסמיטר. המבוא של מבחני חלופה HPLC-EC כמו אלקטרופורזה אזור נימי (CZE) יחד עם זיהוי פלורסנט הגדילה את הרזולוציה של פעם ב microdialysis vivo תוך דקות ספורות לדגימה.

חומרים מתוארות במסמך הפרוטוקול

survivable stereotaxic surgery in rodents 

היכולת למדוד את רמות הבסיס תאיים של נוירוטרנסמיטורים במוח של חיות ער מאפשר לקביעת ההשפעות של אתגרים מערכתיים שונים (תרופתי או פיזיולוגי) של מערכת העצבים המרכזית. לדוגמה, ניתן למדוד ישירות איך הדופמין במוח התיכון של החיה תחזיות להגיב דופמין שחרור תרופות כמו גירויים d-אמפטמין או טבעיים כמו מזון. בסרטון הזה, אנו מראים לך איך שתל cannulas מדריך מיקוד לאתרים ספציפיים במוח חולדה, איך להוסיף שתל בדיקה microdialysis וכיצד להשתמש ביצועים גבוהים כרומטוגרפיה נוזלית בשילוב עם זיהוי אלקטרוכימי (HPLC-EC) כדי למדוד רמות של תאי נוירוטרנסמיטורים oxidizable ומטבוליטים. מבוא מדויק מקומי של תרופות באמצעות החללית microdialysis מאפשר עבודה מעודן על סגוליות האתר מנגנון של מתחם הפעולה. טכניקה זו אנטומי מעולה ברזולוציה כימיים אבל רק ברזולוציה זמן צנוע כמו דגימות microdialysis מעובדים בדרך כלל כל 20-30 דקות כדי להבטיח רמות הנוירוטרנסמיטר לזיהוי. כלים משלימים לשעבר vivo (כלומר, פרוסה והתרבות תא electrophysiology) יכול לסייע עם ניטור בזמן אמת עצבית.

Watch this Scientific Journal Video about Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents at JoVE.com

Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents

ניטור של רמות הנוירוטרנסמיטר תאי מוח באזורים שונים של בעלי חיים באופן חופשי לנוע מציע תובנות על הקשר בין שחרור הנוירוטרנסמיטר והתנהגות. בשנת vivo microdialysis יחד עם זיהוי אלקטרוכימי מספק אנטומי מעולה ברזולוציה כימיים ומידע איך עצבית הבסיס משתנה על ידי מניפולציות תרופתי או פיזיולוגי.

כירורגיה Stereotaxic לשרוד במכרסמים

The ability to measure extracellular basal levels of neurotransmitters in the brain of awake animals allows for the determination of effects of different ...

survivable-stereotaxic-surgery-in-rodents

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents 

68.3K Views.  Tufts University. ניטור של רמות הנוירוטרנסמיטר תאי מוח באזורים שונים של בעלי חיים באופן חופשי לנוע מציע תובנות על הקשר בין שחרור הנוירוטרנסמיטר והתנהגות. בשנת vivo microdialysis יחד עם זיהוי אלקטרוכימי מספק אנטומי מעולה ברזולוציה כימיים ומידע איך עצבית הבסיס משתנה על ידי מניפולציות תרו...

Video: Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents

A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an extremely useful method, because it allows the study of the live intact brain. With appropriate preparations, this technique allows the observation of the same cortical area chronically, from minutes to months. In this video, we show a preparation for chronic in vivo imaging of the brain using two-photon microscopy. This technique was initially pioneered by Dr. Karel Svoboda, who is now a Howard Hughes Medical Institute Investigator at Janelia Farm. Preparations like the one shown here can be used for imaging of neocortical structure (e.g., dendritic and axonal dynamics),  to record neuronal activity using calcium-sensitive dyes, to image cortical blood flow dynamics, or for intrinsic optical imaging studies. Deep imaging of the neocortex is possible with optimal cranial window surgeries. Operating under the most sterile conditions possible to avoid infections, together with using extreme care to do not damage the dura mater during the surgery, will result in successful and long-lasting glass-covered cranial windows.


This video and protocol demonstrate how to implant a glass-covered cranial window in rodents. These preparations can be used for chronic in vivo two-photon imaging of the neocortex over time scales of months. It may also be used for other types of imaging, including optical intrinsic signal imaging.

כירורגיה Craniotomy נוהל הדמיה מוחית כרונית

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an ...

Dissecting the Non-human Primate Brain in Stereotaxic Space

The use of non-human primates provides an excellent translational model for our understanding of developmental and aging processes in humans1-6. In addition, the use of non-human primates has recently afforded the opportunity to naturally model complex psychiatric disorders such as alcohol abuse7. Here we describe a technique for blocking the brain in the coronal plane of the vervet monkey (Chlorocebus aethiops sabeus) in the intact skull in stereotaxic space. The method described here provides a standard plane of section between blocks and subjects and minimizes partial sections between blocks. Sectioning a block of tissue in the coronal plane also facilitates the delineation of an area of interest. This method provides manageable sized blocks since a single hemisphere of the vervet monkey yields more than 1200 sections when slicing at 50&mu;m. Furthermore by blocking the brain into 1cm blocks, it facilitates penetration of sucrose for cyroprotection and allows the block to be sliced on a standard cryostat.

The non-human primate is an important translational species for our understanding of the normal processing of the brain. The anatomical organization of the primate brain can provide important insights into normal and pathological conditions in humans.

בניתוח מוח בלתי אנושי הפרימאטים בחלל Stereotaxic

The use of non-human primates provides an excellent translational model for our understanding of developmental and aging processes in humans1-6. In ...

Establishing Primary Adult Fibroblast Cultures From Rodents

The importance of using primary cells, rather than cancer cell lines, for biological studies is becoming widely recognized. Primary cells are preferred in studies of cell cycle control, apoptosis, and DNA repair, as cancer cells carry mutations in genes involved in these processes. Primary cells cannot be cultured indefinitely due to the onset of replicative senescence or aneuploidization. Hence, new cultures need to be established regularly. The procedure for isolation of rodent embryonic fibroblasts is well established, but isolating adult fibroblast cultures often presents a challenge. Adult rodent fibroblasts isolated from mouse models of human disease may be a preferred control when comparing them to fibroblasts from human patients. Furthermore, adult fibroblasts are the only available material when working with wild rodents where pregnant females cannot be easily obtained. Here we provide a protocol for isolation and culture of adult fibroblasts from rodent skin and lungs. We used this procedure successfully to isolate fibroblasts from over twenty rodent species from laboratory mice and rats to wild rodents such as beaver, porcupine, and squirrel.

This article describes a protocol for isolation and maintenance of primary fibroblast cultures from skin and lung tissue of wild rodents.

הקמת ראשיים פיברובלסטים תרבויות למבוגרים מאת מכרסמים

The importance of using primary cells, rather than cancer cell lines, for biological studies is becoming widely recognized.  Primary cells are preferred ...

Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon

For both scientific and animal welfare reasons, training in basic surgical concepts and techniques should be undertaken before ever seeking to perform surgery on a rodent. Students, post-doctoral scholars, and others interested in performing surgery on rodents as part of a research protocol may not have had formal surgical training as part of their required coursework. Surgery itself is a technical skill, and one that will improve with practice. The principles of aseptic technique, however, often remain unexplained or untaught. For most new surgeons, this vital information is presented in piecemeal fashion or learned on the job, neither of which is ideal. It may also make learning how to perform a particular surgery difficult, as the new surgeon is learning both a surgical technique and the principles of asepsis at the same time. This article summarizes and makes recommendations for basic surgical skills and techniques necessary for successful rodent surgery. This article is designed to supplement hands-on training by the user's institution.

Before attempting surgery, a new surgeon should have training in basic surgical techniques and concepts. This article will present basic surgical considerations with an emphasis on rodents.

עקרונות של ניתוח מכרסמים למנתח חדש

For both scientific and animal welfare reasons, training in basic surgical concepts and techniques should be undertaken before ever seeking to perform ...

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. Rodents are employed by many studies to research the physiology/pathology of erectile function. Erectile function in rodents can be evaluated by measuring the intracavernosal pressure (ICP). In practice, ICP can be monitored following electrical stimulation of the cavernous nerves (CNs). The arterial pressure of the carotid artery (the mean arterial pressure) is used as the reference for ICP. Using ICP recording protocols, many key parameters of erectile function can be measured from the ICP response curve. The ICP measurement provides more information than the apomorphine-induced penile erection test, and is cheaper than telemetric monitoring of the corpus spongiosum penis, making this method the most popular one to evaluate erectile function. However, compared to the easily-performed APO-induced erectile function test, successful ICP recordings require attention to detail, practice, and adherence to the operation method. In this work, an introduction to ICP recording in rats is provided to complement the procedure efficiently.

Intracavernosal pressure recording (ICP) is an important method to evaluate the erectile function of experimental animals. Here, a detailed protocol is demonstrated for the recording procedure of ICP by catheterizing the crura penis and then electrically stimulating the cavernous nerves in rats.

הקלטה Intracavernosal לחץ כדי להעריך את תפקוד זיקפה אצל מכרסמים

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and disease. EIM is obtained by applying a low-intensity, directionally focused, electrical current to a muscle of interest across a range of frequencies (i.e., from 1 kHz to 10 MHz) and recording the resulting voltages. From these, several standard impedance components, including the reactance, resistance, and phase, are obtained. When performing ex vivo measurements on excised muscle, the inherent passive electrical properties of the tissue, namely the conductivity and relative permittivity, can also be calculated. EIM has been used extensively in animals and humans to diagnose and track muscle alterations in a variety of diseases, in relation to simple disuse atrophy, or as a measure of therapeutic intervention. Clinically, EIM offers the potential to track disease progression over time and to assess the impact of therapeutic interventions, thus offering the opportunity to shorten the clinical trial duration and reduce sample size requirements. Because it can be performed noninvasively or minimally invasively in living animal models as well as humans, EIM offers the potential to serve as a novel translational tool enabling both preclinical and clinical development. This article provides step-by-step instructions on how to perform in vivo and ex vivo EIM measurements in mice and rats, including approaches to adapt the techniques to specific conditions, such as for use in pups or obese animals.

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

This article details how to perform in vivo (using surface and needle electrode arrays) and ex vivo (using a dielectric cell) electrical impedance myography on the rodent gastrocnemius muscle. It will demonstrate the technique in both mice and rats and detail the modifications available, (i.e., obese animals, pups).

ביצוע מיוגרפיה של עכבה חשמלית In Vivo ו - Ex Vivo במכרסמים

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and ...

כימות חדירת שומן בשרירי השלד באמצעות דה-צלולריזציה

Decellularization-Based Quantification of Skeletal Muscle Fatty Infiltration

Fatty infiltration is the accumulation of adipocytes between myofibers in skeletal muscle and is a prominent feature of many myopathies, metabolic disorders, and dystrophies. Clinically in human populations, fatty infiltration is assessed using noninvasive methods, including computed tomography (CT), magnetic resonance imaging (MRI), and ultrasound (US). Although some studies have used CT or MRI to quantify fatty infiltration in mouse muscle, costs and insufficient spatial resolution remain challenging. Other small animal methods utilize histology to visualize individual adipocytes; however, this methodology suffers from sampling bias in heterogeneous pathology. This protocol describes the methodology to qualitatively view and quantitatively measure fatty infiltration comprehensively throughout intact mouse muscle and at the level of individual adipocytes using decellularization. The protocol is not limited to specific muscles or specific species and can be extended to human biopsy. Additionally, gross qualitative and quantitative assessments can be made with standard laboratory equipment for little cost, making this procedure more accessible across research laboratories.

מחבר זרקור: כימות מבוסס דה-צלולריזציה של חדירת שומן בשרירי השלד  

The present study describes decellularization-based methodologies for visualizing and quantifying intramuscular adipose tissue (IMAT) deposition through intact muscle volume, as well as quantifying metrics of individual adipocytes that comprise IMAT.

כימות מבוסס דה-צלולריזציה של חדירת שומן בשרירי השלד

Fatty infiltration is the accumulation of adipocytes between myofibers in skeletal muscle and is a prominent feature of many myopathies, metabolic ...

גידול צרעות נסוניה , נטולות חיידקים

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

מחבר זרקור: אופטימיזציה של הליך הגידול של צרעות ללא חיידקים  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

אופטימיזציה של הליך הגידול של צרעות נטולות חיידקים

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...