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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

Abstract

Quantificare caratteristiche di flusso respiratorio nelle profondità acinar polmonari e come influenzano il trasporto di aerosol per via inalatoria è critico verso l'ottimizzazione delle tecniche di inalazione droga, così come la previsione modelli di deposizione di particelle in aria potenzialmente tossici negli alveoli polmonari. Qui, le tecniche di soft-litografia vengono utilizzati per fabbricare strutture delle vie aeree acinar simili complessi ai veritiere anatomici lunghezza scale che riproducono fenomeni di flusso acinare fisiologici in un sistema otticamente accessibile. Il dispositivo di microfluidica dispone di 5 generazioni di biforcano condotti alveolati con periodicamente in espansione e le pareti contraenti. azionamento parete è ottenuta modificando la pressione all'interno di camere piene d'acqua che circondano le sottili pareti del canale PDMS acinose sia dai lati e la parte superiore del dispositivo. In contrasto con dispositivi microfluidici multistrato comuni, dove è richiesta la sovrapposizione di diversi PDMS stampi, un metodo semplice è presentato per fabbricare la parte superiorecamera incorporando la sezione canna di una siringa nello stampo PDMS. Questo romanzo impostazione microfluidica garantisce movimenti respiratori fisiologici che a loro volta danno origine a caratteristici acinar flussi d'aria. Nel corso di studio, micro particelle immagine velocimetria (μPIV) con liquidi in sospensione particelle è stato utilizzato per quantificare tale aria flussi sulla base di corrispondenza similitudine idrodinamica. Il buon accordo tra μPIV risultati e fenomeni di flusso acinare attesi suggeriscono che la piattaforma microfluidica può servire in un prossimo futuro, come un interessante strumento in vitro per studiare il trasporto di particelle rappresentante direttamente in volo e la deposizione nelle regioni acinari dei polmoni.

Introduzione

Una quantificazione dettagliata delle dinamiche di flusso respiratorio nel distale, regioni alveolati dei polmoni è di primaria importanza per comprendere il flusso d'aria di miscelazione in acini polmonare e predire il destino di aerosol per via inalatoria nel più profondo vie aeree 1-3. Quest'ultimo aspetto è di particolare importanza quando si affronta un lato i rischi di particelle inquinanti inalate o viceversa nel cercare nuove strategie per una migliore e mirata drug delivery di terapie per via inalatoria a siti localizzati polmone 4, 5 e per la consegna sistemica.

Fino ad oggi, i flussi respiratori nelle regioni profonde acinari polmonari sono stati generalmente indagato in silico utilizzando fluidodinamica computazionale (CFD) o in alternativa in vitro con modelli sperimentali in scala-up seguenti corrispondenza similitudine idrodinamica. Negli ultimi decenni, i metodi CFD sono stati sempre applicati per studiare i fenomeni di flusso acinare, da single modelli alveolari 6, 7 e alveolati condotti 8-12 al più elaborato modelli in silico che cattura anatomicamente-realistica strutture ad albero acinare con più generazioni di dotti alveolati e fino a diverse centinaia di singoli alveoli 13-15.

Insieme, gli sforzi numerici sono stati fondamentale nel mettere in luce il ruolo e l'influenza del movimento della parete durante i movimenti di respirazione sul conseguente modelli acinare flusso d'aria. In assenza di movimento respirazione, statico alveoli funzione ricircolo scorre in loro cavità che presentano alcuno scambio convettivo di aria tra il condotto acinose e l'alveolo 6, 7; in altre parole, flussi alveolari sarebbero completamente isolate dai flussi tra gli alberi acinose e scambio dell'aria comporterebbe esclusivamente da meccanismi diffusivi. Con l'esistenza di espansioni cicliche del dominio alveolari, tuttavia, topologie flusso alveolari sono drasticamente modificati e la resulting modelli di flusso all'interno alveoli sono intimamente legati alla posizione di un alveolo lungo l'albero acinose (ad es., prossimale vs. generazioni distali).

In particolare, è stato ipotizzato nelle simulazioni che i modelli di flusso alveolari sono fortemente influenzate dal rapporto tra alveolare duttale portate tali che generazioni prossimale dell'albero acinari polmonare, dove tale rapporto è relativamente grande seguente conservazione della massa attraverso una struttura ad albero, caratteristica ricircolo complesso scorre all'interno delle cavità alveolari con pathlines fluido irreversibili. Con ogni generazione acinare più profondo, il rapporto tra alveolare portate duttale diminuisce gradualmente in modo che le generazioni acinar distali presentano linee di corrente più radiali simili che ricordano inflazioni semplici e deflazione di un palloncino. Con i progressi nelle moderne tecniche di imaging, i dati di imaging del polmone 16, 17 dei roditori, tra ratto e nel topo, hanno dato origine ad alcuni dei primi simul CFDzioni di flussi acinar anatomicamente-ricostruiti in alveoli ricostruiti. Nonostante tali progressi promettenti, questi studi recenti sono ancora limitati ad affrontare fenomeni di flusso d'aria in sacchi alveolari terminali solo il 18, 19 o pochi alveoli che circondano un unico condotto 20. Di conseguenza, state-of-the-art indagini su fenomeni di flusso respiratorio nei acini rimangono dominate da studi incentrati sulla generici geometrie anatomicamente ispirazione dell'ambiente acinare 2.

Sul lato sperimentale, varie configurazioni caratterizzano una via aerea con uno o più alveoli sono stati sviluppati negli anni 21-24. Tuttavia, non esiste un modello sperimentale di biforcano vie aeree alveolati che sono in grado di mimare la respirazione fisiologica da espandendosi e contraendosi in modo respirazione simile. Data una mancanza di piattaforme sperimentali interessanti a portata di mano, lo studio dei fenomeni di trasporto acinari rimane limitata per quanto riguarda validating studi computazionali e criticamente, ci rimane una carenza di dati sperimentali disponibili. . Negli ultimi anni, Ma et al (2009) hanno costruito un modello rigido parete scala ingrandita di un acinus costituito da tre generazioni acinose; Tuttavia, la mancanza di movimento della parete in questo modello limitato la sua capacità di catturare realistiche schemi di flusso alveolare in condizioni di respirazione.

Altri esperimenti in scala-up, tra cui un modello a parete in movimento sulla base di dati anatomici in ghisa replica sono stati recentemente introdotti 25; tuttavia, dal momento che il modello catturato solo le ultime due generazioni acinar (es., sacche terminali), non è riuscito a catturare i flussi di ricircolo complesse che caratterizzano le generazioni acinari più prossimale. Questi ultimi esempi di esperimenti in scala-up sottolineano ulteriormente le limitazioni in corso con tali approcci. Specificamente, nessun esperimento esistente è finora dimostrato la transizione ipotizzato dal ricircolo di radiale scorre lungoacini e, quindi, confermano le previsioni numeriche di topologie di flusso ipotizzate ad esistere in veri e propri alberi acinar polmonari 7, 15. Forse ancora più critica, esperimenti in scala-up sono estremamente limitate nelle indagini inalato particelle di trasporto e deposito dinamiche 26 a causa di difficoltà di corrispondenza tutto non rilevante parametri -dimensionale (ad es., la diffusione delle particelle, un meccanismo di trasporto critico per particelle sub-micron, è completamente trascurata).

Con sfide sperimentali in corso, nuove piattaforme sperimentali che consentono indagini respiratorio flussi d'aria e le dinamiche delle particelle in pareti mobili complesse sono ricercati reti acinar. Qui, un anatomicamente ispirazione nel modello acinare vitro è introdotto. Questo acinare polmonare microfluidica imita piattaforma fluisce direttamente alla scala rappresentante acinare, e amplia la crescente gamma di modelli microfluidica polmonari 27, tra cui bronchiale liquido plug-floWS 28-30 e la barriera alveolo-capillare 31.

Vale a dire, la presente disegno presenta un albero vie aeree alveolato cinque generazione semplificata con ciclicamente espansione e contrazione pareti, dove movimenti ciclici sono conseguiti dalla pressione di controllo all'interno di una camera di acqua che circonda le pareti laterali PDMS sottili e dove la parete superiore è deformata da un ulteriore acqua camera seduto direttamente sopra la struttura acinare. A differenza dei dispositivi microfluidici multistrato comuni, tale camera viene semplicemente formata incorporando la sezione canna di una siringa all'interno del dispositivo PDMS, e non richiede la preparazione di uno stampo PDMS aggiuntivo.

L'approccio miniaturizzato qui presentata offre un mezzo semplice e versatile per la riproduzione di strutture acinar complesse con pareti in movimento rispetto ai modelli in scala-up durante la cattura le caratteristiche di fondo dell'ambiente flusso acinare. Questa piattaforma può essere utilizzata per flow visualizzazione utilizzando particelle fluide in sospensione all'interno delle vie aeree (vedi Rappresentante dei risultati qui sotto). Nel prossimo futuro, il modello verrà utilizzato con particelle in aria per lo studio delle dinamiche delle particelle acinar per via inalatoria.

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Protocollo

1. Maestro Fabrication

  1. Utilizzare profondo etching ioni reattivi (DRIE) di silicio su isolante (SOI) fetta per fabbricare un wafer di silicio maestro come descritto in lavori precedenti 32, 33.
    NOTA: DRIE si preferisce SU-8 micromachining di serie a causa delle caratteristiche di elevato rapporto di aspetto (40 micron di larghezza e 90 micron trincee profonde).

2. Fusione e di tenuta del dispositivo a microfluidi

  1. Mescolare PDMS e catalizzatore in un rapporto di 10: 1 peso all'interno di un piccolo contenitore pulito, come un piatto di plastica di peso.
  2. Degassare la miscela in un essiccatore sotto vuoto fino a quando tutte le bolle d'aria vengono rimosse.
    NOTA: Preparare un numero sufficiente PDMS per tutte le fasi successive. Qui di seguito, l'acronimo "PDMS" si riferisce sempre alle degassati 10: 1 PDMS: miscela indurimento-agent, che è stata preparata in passi 2.1 e 2.2.
  3. Versare il miscuglio-degasata ad una altezza di circa 1 mm sopra il master wafer. Degas, ancora una volta per almeno40 min per rimuovere tutte le bolle d'aria sopra il wafer e minimizzare le bolle sotto il wafer.
    NOTA: Assicurarsi che il wafer sia il più vicino possibile al fondo della piastra. Se necessario premere il wafer delicatamente verso il basso con 2 bastoni di agitazione e Degas, ancora una volta.
  4. Cuocere in forno a 65 ° C per 20 minuti in un forno a convezione naturale.
    NOTA: Dopo 20 minuti il ​​PDMS è indurito e quasi completamente guarito. Mentre un tempo di cottura più lunga è possibile cottura per 20 min risparmiare tempo e migliora l'aderenza del secondo strato PDMS (vedi sotto) per il primo.
  5. File la sezione canna di una plastica siringa da 2 ml utilizzando una carta abrasiva fine per migliorare l'aderenza al PDMS. Inoltre, utilizzare la carta vetrata per appiattire la base del corpo della siringa posizionando la carta abrasiva su una superficie piana e scorrimento della base del corpo della siringa su di esso. Pulire la siringa con aria pressurizzata.
  6. Posizionare la sezione cilindro della siringa sopra il primo strato PDMS con laapertura rge affacciata alla superficie delle PDMS, e versare un secondo strato di PDMS sopra il primo ad un'altezza di ~ 5 mm e degassare la PDMS nuovamente in un essiccatore.
    NOTA: Il secondo strato PDMS deve essere versato dal piccolo contenitore attorno alla canna, e non deve entrare in esso.
  7. Cuocere la intera configurazione a 65 ° C per almeno 2 ore in un forno a convezione naturale.
    NOTA: Non è necessario tenere la canna in posizione durante i processi di polimerizzazione in quanto il peso dei PDMS premendo contro la base larga della canna tiene saldamente la canna in posizione.
  8. Tagliare lo stampo PDMS intorno alla regione fantasia del wafer master utilizzando un bisturi. Durante il taglio, il bisturi dovrebbe debolmente toccare la superficie del wafer. Quindi, inserire delicatamente uno strumento sottile, come pinze wafer nella tacca creato dal bisturi, e staccare il PDMS espressi dal master wafer.
  9. Posizionare il cast su una superficie morbida coperta con un foglio di alluminio con il lato modellatorivolta verso l'alto (cioè., la canna dovrebbe appendere dal bordo del tavolo), e un buco nel PDMS all'ingresso ingresso e camera di canale utilizzando una biopsia del punzone 1 mm.
  10. Coat un vetrino pulito con un (degassificati) 10: 1 PDMS: miscela indurimento-agente utilizzando un dispositivo a induzione rotazione programmata a 3.000 rpm per 30 secondi, e cuocere per> 1 ora a 65 ° C. Quindi, pulire la diapositiva e PDMS gettato utilizzando nastro adesivo trasparente.
  11. Trattare la superficie dello stampo e PDMS rivestita vetrino PDMS con O 2 al plasma (per esempio, utilizzando un portatile corona treater) per 1 min, e quindi premere delicatamente le superfici insieme e cuocere in forno a 65 ° C per una notte (O / N) .

3. riempimento del dispositivo e di azionamento

  1. Mescolare particelle di polistirene fluorescenti acqua in sospensione con acqua e glicerolo in una fiala di vetro per ottenere un (v / v) miscela di glicerolo / acqua 64/36 con 0,25% (w / w) particelle ..
  2. Mettere una goccia della soluzione di glicerolo sopra l'entrata del canale e una goccia di DI water sull'ingresso camera, quindi posizionare l'apparecchio in un essiccatore e vuoto per ~ 5 min.
    NOTA: Prima di rilasciare il vuoto attesa per le bolle che si formano nelle gocce di soluzione di glicerolo e acqua deionizzata al pop. Al momento del rilascio del vuoto i liquidi vengano risucchiati i vuoti all'interno del dispositivo. Se l'aria residua rimane all'interno dei canali, eliminarla applicando pressione esterna sui fluidi (ad es., Usando una siringa) e consentendo all'aria di diffondere nel PDMS.
  3. Iniettare ~ 2 ml di acqua deionizzata nella camera superiore (cioè, il corpo della siringa, Fig. 2b) finché non è completamente riempito di acqua. Poi coprire la camera superiore con un 19 calibro punta smussata della siringa, tagliare la punta di un altro 19 a scartamento smussato punta della siringa e inserire questo suggerimento per l'ingresso camera laterale. Collegare entrambe le punte siringa ad una siringa da 1 ml con sottili tubi in Teflon e un connettore a forma di T.
    NOTA: Assicurarsi che la siringa da 1 ml, tubi in Teflon, connettore a T e camera superiore (siringa da 2 ml barrEL) sono tutti pieni di acqua senza bolle. Ciò può essere ottenuto aprendo punti di connessione, spingendo l'acqua attraverso sezioni vuote di tubi e ricollegare i punti di collegamento.
  4. Collegare la siringa da 1 ml di una pompa a siringa pre-programmati per simulare, ad esempio una tranquilla ciclo di respirazione di marea (con un periodo di T = 4 sec) costruito con rampe lineari, vale a dire, da zero a 1,8 ml / min in 1 sec, da 1,8 ml / min a -1.8 ml / min a 2 sec e da -1.8 ml / min torna a zero in 1 sec.

4. Flusso di visualizzazione Esperimenti: Micro-Particle Image Velocimetry (μPIV)

  1. Mentre il dispositivo viene azionato, ottenere una serie di 9 - 12, immagini doppio telaio ad aggancio di fase del flusso di particelle testa di serie usando un sistema (μPIV) micro-particelle immagine velocimetry costituito ad esempio da un doppio CCD esposizione frame-multipla fotocamera (ad es., 1.600 × 1.200 pixel per ottenere una risoluzione sufficiente), un doppio pulsato laser Nd-YAG (Lunghezza d'onda: 532 nm, energia di uscita: 400 mJ, durata dell'impulso: 4 nsec), e un microscopio invertito.
    NOTA: Tale sistema è in grado di ottenere coppie telaio con un ritardo di fino a pochi microsecondi tra il primo e secondo telaio. Per ottenere immagini doppio telaio phase-locked, è utile acquisire una serie doppia cornice a es., 10 Hz (coppie telaio sono separati da 0.1 sec l'uno dall'altro). Poi, i dati possono essere riorganizzati in modo che tutte le coppie di frame che sono separati da un tempo di ciclo completo (qui T = 4 sec) formano una nuova serie temporale. Acquisizione immagine deve essere ripetuta più volte durante la modifica il tempo di ritardo tra il primo e il secondo telaio di ciascuna coppia fotogramma (es., 100 msec a 0,1 sec) per risolvere diverse regioni di flusso all'interno della cavità alveolare.
    Nota: configurazioni alternative per quanto riguarda migliori combinazioni di sistemi di acquisizione di immagini (. Cioè, fotocamera) e illuminazione fonti (ad esempio, laser) a un'immagine cosìmicroflussi Sono disponibili anche 34, 35.
  2. Utilizzare un algoritmo di somma di correlazione per calcolare mappe vettore velocità del campo di moto risultante phase-locked dalla serie di immagini per ogni intervallo di tempo utilizzato. Ripetere questa operazione più volte con diversi tempi di ritardo tra il primo e secondo telaio in ciascuna coppia cornice per risolvere diverse regioni di flusso all'interno della cavità alveolare. Successivamente, utilizzare un programma di analisi dei dati per cucire insieme le singole mappe di flusso in una mappa completa e dettagliata alta dei modelli di flusso facendo la media sovrapposti punti dati 33.

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Risultati

Computer-aided design (CAD) e microscopio immagini della piattaforma acinare in vitro sono presentati in Fig. 1. Il modello biomimetico acinare dispone di cinque generazioni di ramificazione canali rettangolari piene di cavità cilindriche alveolari-simile (Fig. 1). Qui, le generazioni di modelli sono numerati da 1 generazione (per la generazione più prossimale) in generazione 5 (per la generazione più distale). Si noti che solo l'imbocco del canale che porta alla generaz...

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Discussione

Una caratteristica fondamentale della piattaforma acinare microfluidica qui presentata è la sua capacità di riprodurre i movimenti di respirazione fisiologicamente-realistici che danno origine a profili di flusso fisiologico e velocità nei condotti acinar e all'interno di alveoli. Poiché i canali microfluidica sono prodotti con un rapporto relativamente basso aspetto (es., W d / h ≈ 3,9, dove w d è la larghezza del condotto ed <...

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Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Riconoscimenti

This work was supported in part by the European Commission (FP7 Program) through a Career Integration Grant (PCIG09-GA-2011-293604), the Israel Science Foundation (Grant nr. 990/12) and the Technion Center of Excellence in Environmental Health and Exposure Science (TCEEH). Microfabrication of microfluidic chips was conducted at the Micro-Nano Fabrication Unit (MNFU) of the Technion and supported by a seed grant from the Russel Berrie Institute of Nanotechnology (RBNI) at Technion. The authors thank Avshalom Shai for assistance during deep reactive ion etching (DRIE) and Molly Mulligan and Philipp Hofemeier for helpful discussions.

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Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
Polydimethylsiloxane (PDMS) and curing agentDow Corning(240)4019862Sylgard® 184 Silicone Elastomer Kit
Plastipak 2 ml syringeBD300185
Norm-Ject Luer slip 1 ml syringeHenke Sass Wolf 4010-200V0
1 mm Biopsy punchKai MedicalBP-10F
Laboratory Corona TreaterElectro-Technic ProductsBD-20AC
PHD Ultra Syringe pumpHarvard apparatus703006
Dyed red rqueous fluorescent particlesThermo-ScientificUncatalloged 0.86 µm beads were used
Glycerin ARGadot830131320
FlowMaster MITAS micro-particle image velocimetry (µPIV) system LaVision1108630

Riferimenti

  1. Kleinstreuer, C., Zhang, Z. Airflow and Particle Transport in the Human Respiratory System. Annu. Rev. Fluid Mech. 42 (1), 301-334 (2010).
  2. Sznitman, J. Respiratory microflows in the pulmonary acinus. J. Biomech. 46 (2), 284-298 (2013).
  3. Tsuda, A., Henry, F. S., Butler, J. P. Gas and aerosol mixing in the acinus. Respir. Physiol. Neurobiol. 163 (1-3), 139-149 (2008).
  4. Kleinstreuer, C., Zhang, Z., Donohue, J. F. Targeted Drug-Aerosol Delivery in the Human Respiratory System. Annu. Rev. Biomed. Eng. 10 (1), 195-220 (2008).
  5. Semmler-Behnke, M., Kreyling, W. G., Schulz, H., Takenaka, S., Butler, J. P., Henry, F. S., Tsuda, A. Nanoparticle delivery in infant lungs. Proc. Natl. Acad. Sci. 109 (13), 5092-5097 (2012).
  6. Sznitman, J., Heimsch, F., Heimsch, T., Rusch, D., Rosgen, T. Three-Dimensional Convective Alveolar Flow Induced by Rhythmic Breathing Motion of the Pulmonary Acinus. J. Biomech. Eng. 129 (5), 658-665 (2007).
  7. Tsuda, A., Henry, F. S., Butler, J. P. Chaotic mixing of alveolated duct flow in rhythmically expanding pulmonary acinus. J. Appl. Physiol. 79 (3), 1055-1063 (1995).
  8. Henry, F. S., Butler, J. P., Tsuda, A. Kinematically irreversible acinar flow: a departure from classical dispersive aerosol transport theories. J. Appl. Physiol. 92 (2), 835-845 (2002).
  9. Kumar, H., Tawhai, M. H., Hoffman, E. A., Lin, C. L. The effects of geometry on airflow in the acinar region of the human lung. J. Biomech. 42 (11), 1635-1642 (2009).
  10. Lee, D. Y., Lee, J. W. Characteristics of particle transport in an expanding or contracting alveolated tube. J. Aerosol Sci. 34 (9), 1193-1215 (2003).
  11. Tsuda, A., Butler, J. P., Fredberg, J. J. Effects of alveolated duct structure on aerosol kinetics. I. Diffusional deposition in the absence of gravity. J. Appl. Physiol. 76 (6), 2497-2509 (1994).
  12. Tsuda, A., Butler, J. P., Fredberg, J. J. Effects of alveolated duct structure on aerosol kinetics. II. Gravitational sedimentation and inertial impaction. J. Appl. Physiol. 76 (76), 2510-2516 (1994).
  13. Ma, B., Darquenne, C. Aerosol bolus dispersion in acinar airways—influence of gravity and airway asymmetry. J. Appl. Physiol. 113 (3), 442-450 (2012).
  14. Ma, B., Darquenne, C. Aerosol deposition characteristics in distal acinar airways under cyclic breathing conditions. J. Appl. Physiol. 110 (5), 1271-1282 (2011).
  15. Heimsch, J., Sznitman, T., Wildhaber, J. H., Tsuda, A., Rösgen, T. Respiratory Flow Phenomena and Gravitational Deposition in a Three-Dimensional Space-Filling Model of the Pulmonary Acinar Tree. J. Biomech. Eng. 131 (3), 031010(2009).
  16. Litzlbauer, H. D., Korbel, K., Kline, T. L., Jorgensen, S. M., Eaker, D. R., Bohle, R. M., Ritman, E. L., Langheinrich, A. C. Synchrotron-Based Micro-CT Imaging of the Human Lung Acinus. Anat. Rec. Adv. Integr. Anat. Evol. Biol. 293 (9), 1607-1614 (2010).
  17. Tsuda, A., Filipovic, N., Haberthür, D., Dickie, R., Matsui, Y., Stampanoni, M., Schittny, J. C. Finite element 3D reconstruction of the pulmonary acinus imaged by synchrotron X-ray tomography. J. Appl. Physiol. 105 (3), 964-976 (2008).
  18. Berg, E. J., Weisman, J. L., Oldham, M. J., Robinson, R. J. Flow field analysis in a compliant acinus replica model using particle image velocimetry (PIV). J. Biomech. 43 (6), 1039-1047 (2010).
  19. Sznitman, J., Sutter, R., Altorfer, D., Stampanoni, M., Rösgen, T., Schittny, J. C. Visualization of respiratory flows from 3D reconstructed alveolar airspaces using X-ray tomographic microscopy. J. Vis. 13 (4), 337-345 (2010).
  20. Henry, F. S., Haber, S., Haberthür, D., Filipovic, N., Milasinovic, D., Schittny, J. C., Tsuda, A. The Simultaneous Role of an Alveolus as Flow Mixer and Flow Feeder for the Deposition of Inhaled Submicron Particles. J. Biomech. Eng. 134 (12), 121001(2012).
  21. Chhabra, S., Prasad, A. K. Flow and Particle Dispersion in Lung Acini: Effect of Geometric and Dynamic Parameters During Synchronous Ventilation. J. Fluids Eng. 133 (7), 071001(2011).
  22. Cinkotai, F. F. Fluid flow in a model alveolar sac. J. Appl. Physiol. 37 (2), 249-251 (1974).
  23. Karl, A., Henry, F. S., Tsuda, A. Low reynolds number viscous flow in an alveolated duct. J. Biomech. Eng. 126 (4), 420-429 (2004).
  24. Tippe, A., Tsuda, A. recirculating flow in an expanding alveolar model: experimental evidence of flow-induced mixing of aerosols in the pulmonary acinus. J. Aerosol Sci. 31 (8), 979-986 (2000).
  25. Berg, E. J., Robinson, R. J. Stereoscopic particle image velocimetry analysis of healthy and emphysemic alveolar sac models. J. Biomech. Eng. 133 (6), 061004(2011).
  26. Ma, B., Ruwet, V., Corieri, P., Theunissen, R., Riethmuller, M., Darquenne, C. CFD simulation and experimental validation of fluid flow and particle transport in a model of alveolated airways. J. Aerosol Sci. 40 (5), 403-414 (2009).
  27. Kumar Mahto, S., Tenenbaum-Katan, J., Sznitman, J. Respiratory Physiology on a Chip. Scientifica. 2012, e364054(2012).
  28. Huh, D., Fujioka, H., Tung, Y. C., Futai, N., Paine, R., Grotberg, J. B., Takayama, S. Acoustically detectable cellular-level lung injury induced by fluid mechanical stresses in microfluidic airway systems. Proc. Natl. Acad. Sci. 104 (48), 18886-18891 (2007).
  29. Song, Y., Baudoin, M., Manneville, P., Baroud, C. N. The air–liquid flow in a microfluidic airway tree. Med. Eng. Phys. 33 (7), 849-856 (2011).
  30. Tavana, H., Huh, D., Grotberg, J. B., Takayama, S. Microfluidics, Lung Surfactant, and Respiratory Disorders. Lab Med. 40 (4), 203-209 (2009).
  31. Huh, D., Matthews, B. D., Mammoto, A., Montoya-Zavala, M., Hsin, H. Y., Ingber, D. E. Reconstituting Organ-Level Lung Functions on a Chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  32. Pihl, J., Sinclair, J., Sahlin, E., Karlsson, M., Petterson, F., J, O. lofsson, Orwar, O. Microfluidic Gradient-Generating Device for Pharmacological Profiling. Anal. Chem. 77 (13), 3897-3903 (2005).
  33. Fishler, R., Mulligan, M. K., Sznitman, J. Acinus-on-a-chip: A microfluidic platform for pulmonary acinar flows. J. Biomech. 46 (16), 2817-2823 (2013).
  34. Lindken, R., Rossi, M., Grosse, S., Westerweel, J. Micro-Particle Image Velocimetry (microPIV): recent developments, applications, and guidelines. Lab. Chip. 9 (17), 2551-2567 (2009).
  35. Wereley, S. T., Meinhart, C. D. Recent Advances in Micro-Particle Image Velocimetry. Annu. Rev. Fluid Mech. 42 (1), 557-576 (2010).
  36. Bruus, H. Theoretical Microfluidics. Oxford Master Series in Condensed Matter Physics. , (2008).
  37. Haefeli-Bleuer, B., Weibel, E. R. Morphometry of the human pulmonary acinus. Anat. Rec. 220 (4), 401-414 (1988).

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