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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

In passato, piccolo animale irradiazione solitamente è stato effettuato senza la possibilità di indirizzare un volume del tumore ben delineati. L'obiettivo era quello di imitare il trattamento del glioblastoma umano in ratti. Utilizza una piattaforma piccola irradiazione degli animali, abbiamo effettuato MRI-guida 3D conformal irradiazione con PET-base sub-volume d'amplificazione in un ambiente preclinico.

Abstract

Per decenni, ricerca di piccolo animale radiazione principalmente è stato effettuato usando abbastanza grezzi messe a punto sperimentali applicando semplici tecniche di una trave senza la possibilità di indirizzare un volume del tumore specifico o ben delineati. La consegna di radiazione è stata realizzata utilizzando sorgenti di radiazioni fisso o acceleratori lineari, producendo raggi x megavoltage (MV). Questi dispositivi sono in grado di raggiungere sub-millimetrica precisione richiesta per piccoli animali. Inoltre, le dosi elevate consegnato alla valutazione della risposta sana circostante tessuto ceste. Per aumentare la traduzione tra piccoli studi sugli animali e gli esseri umani, il nostro obiettivo era quello di imitare il trattamento del glioblastoma umano in un modello del ratto. Per attivare un'irradiazione più accurata in un ambiente preclinico, recentemente, piattaforme di ricerca guidata da immagini piccolo animale radiazione di precisione sono stati sviluppati. Simile a umani sistemi di pianificazione, pianificazione su queste micro-irradiatori del trattamento si basa su tomografia computata (CT). Tuttavia, basso contrasto dei tessuti molli sul CT rende molto difficile da localizzare bersagli in alcuni tessuti, come il cervello. Di conseguenza, incorporando la risonanza magnetica (MRI), che ha un eccellente contrasto di molli rispetto al CT, consentirebbe una delineazione più precisa dell'obiettivo per irradiazione. Nelle ultime tecniche decennio di imaging anche biologici, come la tomografia a emissione di positroni (PET) ha riscosso interesse orientativa trattamento terapia di radiazioni. PET consente la visualizzazione di ad es., consumo del glucosio, trasporto dell'amminoacido o ipossia, presente nel tumore. Targeting quelle parti altamente proliferative o radio-resistente del tumore con una dose più elevata potrebbe dare un vantaggio di sopravvivenza. Questa ipotesi ha condotto all'introduzione del volume del tumore biologico (BTV), oltre il volume di destinazione lordo convenzionale (GTV), volume bersaglio clinico (CTV) e volume bersaglio pianificato (PTV).

Presso il laboratorio di imaging preclinico dell'Università di Gand, un micro-irradiatore, un piccolo animale PET e un animale di piccola T 7 MRI sono disponibili. L'obiettivo era di incorporare irradiazione MRI-guidato e animale-guida sub-volume d'amplificazione in un modello del ratto di glioblastoma.

Introduzione

Glioma di alto grado è il tumore cerebrale maligno più comune e più aggressivo in adulti con una sopravvivenza mediana di 1 anno nonostante le modalità correnti di trattamento. Lo standard di cura comprende maximal resezione chirurgica seguita da radioterapia esterna del fascio combinato (RT) e temozolomide (TMZ), seguita da manutenzione TMZ1,2,3. Sin dall'introduzione di TMZ ora più di 15 anni fa, non sono stati apportati miglioramenti significativi nel trattamento di questi tumori. Di conseguenza, l'implementazione di nuove strategie terapeutiche è urgente ma dovrebbe essere esaminato in primo luogo nei modelli di terapia del cancro di animali piccoli (per lo più topi e ratti). Modelli del roditore del tumore-cuscinetto possono essere utilizzati per studiare l'efficacia dei protocolli di radiazione nuovi e complessi, possibilmente combinato con altri agenti di trattamento (nuovo), per valutare la risposta di radiazione o per ricercare agenti radio-protettivi. Dei principali vantaggi della ricerca preclinica di radiazione è la capacità di lavorare in condizioni sperimentali controllate utilizzando larghe coorti conseguente resa dati accelerata a causa le durate della vita più breve dei roditori. I risultati preclinici quindi dovrebbero essere tradotta in una sperimentazione clinica in un modo molto più veloce e più efficiente rispetto all'attuale prassi4.

Esperimenti di piccolo animale radiazioni negli ultimi decenni sono stati raggiunti in genere utilizzando radiazione fisso fonti5,6,7, ad esempio, 137Cs e 60Co, isotopi, o lineare acceleratori destinato ad uso clinico umano, l'applicazione di un campo di radiazione singolo con raggi x MV6,8,9,10,11. Tuttavia, questi dispositivi non raggiungono sub-millimetrica precisione, che è richiesto per animali di piccola taglia12. Inoltre, i raggi x MV hanno caratteristiche inadatte per irradiare piccoli bersagli, come un accumulo di dose all'interfaccia aria-tessuto della regione di ingresso del fascio con un limite nell'ordine l'animale stesso misura4,6 ,8,9,10,11. Quest'ultima rende molto impegnativo per trasportare una dose uniforme ad un tumore risparmiando che circonda il cervello normale tessuto4,8,9,10,11. Quindi, non è chiaro in quali gli studi sugli animali corrente di misura sono ancora rilevanti per moderno RT pratica12. A questo proposito, recentemente sviluppati tridimensionale (3D) conformal piccolo animale micro-irradiatori sono promettenti per colmare il divario tecnologico tra 3D immagine-guida RT tecniche avanzate, quali la radioterapia ad intensità modulata (IMRT) o conformi archi utilizzati in esseri umani ed attuale piccolo animale irradiazione4,13. Queste piattaforme fanno uso di una sorgente di raggi x di kilovoltage (kV) per ottenere penumbras tagliente e per evitare l'accumulo di dose. Queste piattaforme includono una fase comandata da calcolatore per animale posizionamento, un kV sorgente di raggi x per immagini e radioterapia, un assembly di rotazione gantry per consentire la consegna di radiazione da varie angolazioni e un sistema di collimazione per modellare il fascio di radiazioni 4. nel 2011, un micro-irradiatore è stato installato presso il laboratorio di imaging preclinico dell'Università di Gand (Figura 1). Questo sistema è simile alla pratica moderna radioterapia umano e consente una grande varietà di esperimenti preclinici, come la sinergia di radiazione con altre terapie, combinazioni di radiazione complessi e studi di spinta di immagine-guida sub-target.

Pianificazione su queste micro-irradiatori del trattamento si basa sul CT, che equivale a umano pianificazione sistemi14,15. Per formazione immagine di CT, un rivelatore di raggi x a bordo è usato in combinazione con il tubo radiogeno kV stesso che viene utilizzato durante il trattamento. Formazione immagine di CT viene utilizzata in quanto consente per un posizionamento accurato degli animali e fornisce le informazioni necessarie per il calcolo della dose individuale radiazione tramite segmentazione. Tuttavia, a causa del basso contrasto del morbido-tessuto in CT imaging, tumori nel cervello di animali di piccole taglia, come il glioma di prima scelta, non possono essere facilmente delineati. L'incorporazione di imaging multi-modalità è pertanto necessario per una delineazione del volume target preciso. Rispetto al CT, MRI fornisce il contrasto morbido-tessuto notevolmente superiore. Questo lo rende molto più facile visualizzare i confini della lesione che si tradurrà in una molto migliore delineazione del volume bersaglio, contribuendo a meglio irradiare la lesione ed evitare che circonda il tessuto, come illustrato Figura 24, 16. Un ulteriore vantaggio è che la risonanza magnetica utilizza radiazioni non-ionizzanti, a differenza di CT che utilizza radiazioni ionizzanti. Gli svantaggi principali di MRI sono i tempi di acquisizione relativamente lunghi e costi operativi elevati. È importante notare che le esplorazioni di MRI non possono essere utilizzate per il calcolo della dose, come non forniscono le informazioni di densità dell'elettrone richiesto, anche se si registrano progressi in questo campo, anche con il recente sviluppo di MR-Linac. Come tale, un set di dati combinati di CT/MRI è il metodo di scelta per la pianificazione l'irradiazione del glioma maligno, contenente sia le informazioni necessarie per il targeting (volumi basati su MRI) e per il calcolo della dose (densità dell'elettrone basati su CT).

Per diminuire il divario tra irradiazione di animali piccolo e routine clinica, MRI chiaramente deve essere integrata nel flusso di lavoro di micro-irradiatore, che richiedono una registrazione corretta tra MRI e CT, che è tutt'altro che banale. In questa carta, il nostro protocollo per MRI-guida 3D conformal irradiazione di F98 glioblastoma in ratti è discussa, che è stato recentemente pubblicato17.

Anche se incorporando CT e MRI del flusso di lavoro di micro-irradiatore è un chiaro passo avanti nella ricerca di piccoli animali irradiazione, queste tecniche di imaging anatomiche non sempre consentono una definizione completa del volume di destinazione. Le mutazioni patologiche nel cervello il CT e MRI sono caratterizzate da maggiore contenuto d'acqua (edema) e perdita della barriera emato - encefalica o aumento di contrasto. Tuttavia, sia aumento di contrasto e iper-intense aree su T2-weighted MRI non sono sempre una misura accurata dell'estensione del tumore.Le cellule del tumore sono state rilevate ben oltre i margini di aumento di contrasto12. Inoltre, nessuna di queste tecniche può identificare le parti più aggressive all'interno del tumore, che può essere responsabile di resistenza terapeutica e ricorrenza del tumore. Di conseguenza, ulteriori informazioni da tecniche di imaging molecolare come animale domestico può avere un valore aggiunto per RT volume individuazione del target perché queste tecniche permettono di visualizzare percorsi biologici in vivo12,18, 19.

Nel 2000, Ling et al ha introdotto il concetto di volume bersaglio biologico (BTV) integrando imaging anatomico e funzionale nel flusso di lavoro di radioterapia, portando a quello che loro chiamano la radioterapia conformal multidimensionali20. Questo crea la possibilità di migliorare la dose di targeting formulando una dose non uniforme per un'area di destinazione utilizzando ad esempio immagini PET. Il più usato traccianti PET per la stadiazione del tumore e per monitorare il trattamento risposta è fluor-18 (18F) con l'etichetta del fluorodeoxyglucose (FDG), che Visualizza il metabolismo di glucosio21. Nel cancro della testa e del collo, studi precedenti hanno dimostrato che l'uso di 18F-FDG PET hanno portato a una migliore stima del volume del tumore effettivo, come definito dagli esemplari patologici, confrontati con il CT e MRI22. In cerebrali primari tumori, dove FDG non è utile a causa del segnale di fondo molto forte dal cervello normale, gli aminoacidi, come 11C-metionina e, più recentemente, 18F-fluoroetthyltyrosine (FET), sono stati studiati per GTV delineazione con spesso marcate differenze tra amminoacido PET e basati su MRI GTVs23. Tuttavia, nessuna prova futura indagare il significato di questa scoperta è stata effettuata ancora. In questo studio, abbiamo selezionato l' amminoacido tracciante 18F-FET e l'ipossia tracciante 18F-fluoroazomycin-arabinoside (18F-FAZA). 18 F-FET e 18F-FAZA sono stati selezionati perché un maggiore assorbimento di aminoacidi è fortemente correlato con il tasso di proliferazione in tumori GB, mentre l'assorbimento di un'ipossia PET-tracciante è correlato con la resistenza a (chemio) radioterapia18 , 23. sub-volume d'amplificazione usando la micro-irradiatore è stato ottimizzato dando una dose di radiazione supplementare ad una parte del tumore in ratti F98 GB PET-definito.

Protocollo

Lo studio è stato approvato dal comitato etico per gli esperimenti sugli animali (ECD 09/23 ed ECD 12/28). Tutti i dettagli commerciali possono essere trovati nella Tabella materiali.

1. F98 GB ratto modello cellulare

  1. Le cellule di F98 GB, ottenute da ATCC, negli strati monomolecolari utilizzando di Dulbecco modificato Eagle Medium, siero del vitello di 10%, 1%, penicillina, streptomicina 1%, 1% L-Glutammina e 0,1% amfotericina b, della cultura e posto in un'incubatrice di CO2 (5% CO2 e 37 ° C).
  2. Inoculare le cellule di glioma nel cervello di ratti femminili di F344 Fischer (170 g di peso corporeo).
    1. Utilizzare strumenti sterili e indossare guanti sterili in ogni momento.
    2. Anestetizzare i ratti iniettando una miscela di 74 mg/kg ketamina e 11 mg/kg xylazina intrapertioneally (IP) con una siringa da insulina (1 mL, 29 G). Confermare l'amputate dall'assenza di risposta per il riflesso di ritiro dell'arto. Immobilizzare i ratti in un dispositivo stereotassica con punti di fissaggio per naso e orecchie. Posto un occhio di carbomer gel per prevenire la secchezza degli occhi mentre sotto anestesia.
    3. Radere il ratto dall'altezza degli occhi alla parte posteriore del cranio e disinfettare la pelle con povidone-iodio.
    4. Esporre il cranio attraverso un'incisione del cuoio capelluto del midline di 2 cm e fare un 1 mm foro (carotatrice) 2 mm posteriore e 2,5 mm laterale per il bregma nell'emisfero frontale di destra.
    5. Inserire un ago da insulina stereotactically guidate (29 G) e iniettare sospensione di 5 µ l cellulare (20.000 celle F98 GB) 3 mm di profondità utilizzando un controller pompa microsiringa (impostazioni: iniettare (I50), tasso (001 SDN) 1 nL/s).
    6. Estrarre la siringa lentamente e chiudere l'incisione con la cera dell'osso. Suturare la pelle e disinfettare con povidone-iodio.
    7. Stabilizzare la temperatura corporea dell'animale post-ambulatorio utilizzando una lampada rossa. Monitorare il risveglio del ratto fino a quando ha riacquistato coscienza sufficiente per mantenere decubito sternale. Non restituire l'animale per la compagnia di altri animali fino a quando completamente recuperato. Tenere tutti gli animali in condizioni ambiente controllate (cicli di luce/buio normali 12 h, 20-24 ° C e umidità relativa 40-70%) con cibo e acqua ad libitum. Assicurarsi di seguire da vicino gli animali monitorando il loro peso corporeo, cibo, assunzione di acqua e loro attività e il comportamento normale. Utilizzare una dose letale di sodio pentobarbital per eutanasia degli animali (160 mg/kg), se si osserva un calo di peso corporeo di 20% o quando il comportamento normale si deteriora gravemente (ad es., mancanza di governare).

2. conferma della crescita del tumore

Nota: Valutare usando MRI di T2-weighted MRI contrapporre-aumentato dinamico (DCE-MRI) e contrapporre-aumentata di T1-weighted MRI post-inoculazione del tumore crescita 8 giorni. Quando il tumore raggiunge una dimensione di 2.5 x 2.5 x 2.5 mm3, selezionare il ratto per la terapia.

  1. In primo luogo, collegare un ago 30 G per un tubo lungo 60 cm, che viene inserito per via endovenosa nella vena caudale laterale. Anestetizzare i ratti attraverso un cono di naso con 2% isoflurane mescolata con ossigeno (0,3 L/min). Confermare amputate quando i ratti non rispondono per il riflesso di ritiro dell'arto. Coprire i ratti con una coperta riscaldata e metterli nel letto del MRI. Utilizzare un gel di carbomer occhio per prevenire la secchezza.
  2. Posizionare il letto nel supporto con una bobina di superficie del cervello di ratto fisso e posizionare il letto in una bobina trasmittente di 72mm ratto tutto il corpo.
  3. Eseguire una scansione di localizzatore seguita da una scansione di filare-eco di T2-weighted per valutare la crescita del tumore. Dettagli di sequenza di T2-MRI: TR/TE 3661/37,1 ms, 109 µm isotropo in piano ad alta risoluzione, fetta spessore 600 µm, 4 medie, TA 9 min 45 s.
  4. Se il tumore è confermato dall'acquisizione di T2-weighted, iniettare un agente di contrasto contenenti gadolinio i tubi posizionati per via endovenosa (agente di contrasto MRI; 0,4 mL/kg) 30 s dopo l'inizio dell'acquisizione DCE-MRI. Acquisire DCE-MRI durante 12 min utilizzando un fast-basso angolo girato sequenza (FLASH) in una sola fetta (fetta di 1 mm di spessore). Utilizzare una risoluzione spaziale nel piano di (312 µm2) e una risoluzione temporale di 1,34 s.
  5. Utilizzando lo strumento di analisi di sequenza di immagine, selezionare una regione di interesse (ROI) all'interno della regione di tumore ritenuto sospetto per tracciare l'intensità del segnale nel tempo. Successivamente, analizzare la forma della curva di DCE risultante per confermare la presenza di glioblastoma (Figura 3).
  6. Infine, acquisire una sequenza di contrapporre-aumentata spin-echo T1-weighted. Dettagli di sequenza T1-MRI: TR/TE 1539/9,7 ms, 117 µm isotropo in piano ad alta risoluzione, fetta spessore 600 µm, 3 medie, TA 4 min 15 s. tipico contrasto T1-weighted MR immagini ottimizzate sono mostrate nella Figura 2.
  7. Dopo aver finalizzato la sequenza di T1-weighted, l'animale può svegliarsi sotto continuo controllo, finché non si riacquista la piena coscienza.

3. multimodality Imaging per la selezione del Volume di destinazione

Nota: Per poter eseguire MRI-guida 3D conformal irradiazione del ratto F98 GB modello con l'animale-guida sub-volume potenziamento, 3 imaging modalità necessità di essere eseguita. Prima di iniettare il radiotraccitore, poi eseguire risonanza magnetica durante l'assorbimento dell'elemento tracciante, successivamente eseguire un'acquisizione PET statica e un trattamento pianificazione CT.

  1. Anestetizzare gli animali utilizzando un cono di naso con 2% isoflurane mescolata con ossigeno (0,3 L/min). Confermare amputate quando i ratti non rispondono per il riflesso di ritiro dell'arto. Utilizzare un carbomer eye gel per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia.
  2. Inserire un catetere (26 G) nella vena della coda, che consente l'iniezione di tracciante radioattivo di 37 MBq di PET sciolto in soluzione salina µ l 200. Iniettare 18F-FET o 18F-FAZA, 30 min o 2 h prima dell'acquisizione di PET, rispettivamente.
  3. Iniettare mezzo di contrasto MRI (0,4 mL/kg) per via endovenosa nella vena caudale utilizzando il catetere 15min prima acquisizione PET.
  4. Mettere i ratti su un in-House ha reso il letto di multimodalità e fissare mediante gancio-e-strappo, mantenendo una posizione fissa durante la formazione immagine e micro-irradiazione (Figura 1).
  5. Difficoltà tre marcatori multimodalità (capillari riempiti con acqua) sotto, sopra e sul lato destro del cranio. Posizionare il ratto, ancora fissato sul letto multimodalità, nel supporto animale dello scanner MRI, fissare la bobina di superficie del cervello del ratto e posizionare questo set-up in una bobina di corpo intero trasmettitore ratto di 72 mm. Eseguire una scansione di localizzatore seguita da una sequenza di contrapporre-aumentata spin-echo T1-weighted.
  6. Trasportare l'animale per eseguire un 18F-FET o 18acquisizione PET F-FAZA. Acquisire una scansione PET statica 30 min in modalità elenco. Scansione dovrebbe essere acquisito o 30 min dopo l'iniezione di 18F-FET o a 2 h dopo l'iniezione di 18F-FAZA.
Ricostruire tutte le esplorazioni dell'animale domestico in una matrice di dimensioni 200 × 200 × 64 da un algoritmo di massimazione di aspettativa massima probabilità (MLEM) 2D utilizzando una dimensione del voxel di 0.5 × 0.5 × 1,157 mm e 60 iterazioni.
  • Metti l'animale, ancora fissata sul letto multimodalità, su un supporto di plastica fissato sul tabella posizionamento robotica quattro-asse del micro-irradiatore. Eseguire una scansione CT per la pianificazione di trattamento ad alta risoluzione utilizzando un filtro di alluminio di 1 mm e un rilevatore a pannello piatto 20 x 20 cm (1.024 x 1.024 pixel) amorfo Si. Ricostruire le immagini di CT con una dimensione del voxel isotropo di 0,2 mm. correggere la tensione di tubo e tubo corrente a 70 kV e 0,4 mA, rispettivamente. Acquisire un totale di 360 proiezioni su 360 °.

    • 4. pianificazione del trattamento RT

    1. Utilizzare il trattamento pre-clinico di pianificazione di sistema (PCTPS) per la pianificazione del trattamento. Importare il CT pianificazione del PCTPS e del segmento manualmente questa immagine di CT in tre codici categoria differenti del tessuto: osso, tessuti molli e aria. Questa segmentazione manuale si basa sulla definizione di tre diverse soglie di valore di grigio sulla pianificazione TAC. Queste soglie grigio-valore manualmente selezionate dovrebbero essere scelto tale che l'aria nel cervello è assente e quello spessore dell'osso del cranio è diverso da zero. Una volta definite queste soglie, densità del materiale vengono assegnati da PCTPS per osso, tessuti molli e aria (Figura 4).
    2. Se solo è necessaria una guida di MRI, caricare l'esplorazione di MRI e co-registrare con il CT pianificazione utilizzando il PCTPS.
      1. Utilizzare le trasformazioni di corpo rigido (tre traslazioni e tre rotazioni), i marcatori di multimodalità e il cranio. Sovrapponendo l'intensità aumentata del segnale del cranio sul CT con nero segnale su MRI, una fusione precisa può essere realizzato (Figura 5).
      2. Selezionare la destinazione per irradiazione al centro del tumore d'aumento su T1-weighted MRI, Vedi Figura 6 e Figura 7.
    3. Quando ulteriori informazioni PET devono essere inclusi, includere una co-registrazione CT/MRI/PET utilizzando il software di quantificazione di immagini biomediche (BIQS).
      1. Utilizzare l'utensile contouring nella BIQS per ottenere la fusione di immagini PET/MRI (Figura 8). Dopo co-registrazione, selezionare la destinazione nel centro del maggiore assorbimento dell'elemento tracciante PET in BIQS (Figura 9) e inserire manualmente le coordinate PCTPS utilizzando le seguenti trasformazioni: X → -X, Y → Z e Z → -Y.
      2. Selezionare la dose prescritta, il numero di archi, posizione di arco, gamma di rotazione di archi e la dimensione del collimatore (Figura 10).
      3. Per MRI-guida RT, utilizzare le seguenti impostazioni: una dose prescritta di 20 Gy, 3 archi posizionati a divano angoli di-45 °, 0 ° e 45 ° con rotazioni di arco di 120 ° e una dimensione di collimatore di 5 x 5 mm.
      4. Per animale-MRI-guida RT, utilizzare le seguenti impostazioni: una dose prescritta di 20 Gy usando 3 archi e un collimatore di 5 x 5 mm ed extra di 5 Gy per sub-volume d'amplificazione utilizzando 3 archi non complanari e un collimatore di 1 x 1 mm. Selezionare una rotazione di 120 ° per tutti gli archi mentre si cambia la posizione del divano (-45 °, 0 ° e 45 °).
    4. Calcolare la distribuzione di dose all'interno dell'animale e i parametri di consegna del fascio di consegnare la dose prescritta di destinazione tramite il PCTPS. Prima di irradiazione effettiva, testare le rotazioni di arco a divano diverse posizioni per evitare qualsiasi collisione durante l'irradiazione.
    5. Per l'irradiazione effettiva, selezionare un filtro di rame di 0,15 mm, impostare la tensione dei raggi x a 220 kV, impostare i raggi x corrente 13 mA, e la posizione del collimatore giusto sul cavalletto. Eseguire il RT trasferendo i parametri di consegna del fascio appropriato dal PCTPS per la micro-irradiatore.
    6. Durante queste procedure, il ratto è tenuto sotto anestesia continuo isoflurano (2% isoflurane, mescolata con ossigeno 0,3 L/min). Dopo l'esecuzione dell'ultimo arco, l'animale può svegliarsi sotto continuo controllo, finché non si riacquista la piena consapevolezza.

    5. dose Volume istogrammi (DVHs)

    Nota: Per confrontare la dose effettiva consegnata per i volumi di destinazione del tumore e del tessuto di cervello normale circostante, calcolare DVHs.

    1. Disegnare un volume di interesse (VOI) intorno al tumore e il cervello normale su T1-weighted contrapporre-aumentata immagini della onorevole per calcolare la media, massima e minima dose (Figura 11).
    2. Come un surrogato per la massima, la media e la dose minima per il volume del tumore e il volume di tessuto cerebrale normale, calcolare la D2, D50e D90. D sta per la dose ricevuta da x % del volume, indicati con l'indice e può essere derivata dal DVH risultante.

    6. TMZ e Sham chemioterapia

    1. Per simulare il trattamento del glioblastoma in pazienti, somministrare la chemioterapia concomitante usando le iniezioni di IP di 29 mg/kg che TMZ disciolti in una soluzione salina con 25% dimetilsulfossido (DMSO) una volta al giorno per 5 giorni a partire dal giorno della irradiazione24, 25. uso 1 mL, siringa da insulina 29 G per iniezione.
    2. Per il gruppo di controllo, è necessario somministrare per iniezione da passo 6.1 senza TMZ.

    Risultati

    Per simulare la metodologia di trattamento umano per l'irradiazione del glioblastoma in un modello preclinico, l'inclusione della radioterapia MRI-guida era necessario. Utilizzando il PCTPS e l'interfaccia di micro-irradiatore siamo stati in grado di irradiare F98 glioblastoma in ratti con molteplici archi non complanari conformi targeting per regione contrapporre-aumentata su T1-weighted MRI17. Trasformazioni del rigido-corpo in combinazione con un letto di multim...

    Discussione

    Per raggiungere irradiazione accurata del bersaglio del tumore glioblastoma nel cervello del ratto, Consiglio di CT di micro-irradiatore a bordo non era sufficiente. I tumori cerebrali sono difficilmente visibili a causa di contrasto insufficiente dei tessuti molli, anche se l'aumento di contrasto sarebbe stato utilizzato. Come tale, MRI deve essere incluso per consentire l'irradiazione più precisa. Utilizzando un'acquisizione di MR sequenziale su un sistema di T 7 e un'acquisizione di CT su micro-irradiatore di che sia...

    Divulgazioni

    Gli autori non hanno conflitti di interesse di divulgare

    Riconoscimenti

    Gli autori vorrei ringraziare Stichting Luka Hemelaere e Soroptimist International per sostenere questo lavoro.

    Materiali

    NameCompanyCatalog NumberComments
    GB RAT model
    F98 Glioblastoma cell lineATCCCRL-2397
    Fischer F344/Ico crl RatsCharles RiverN/Ahttp://www.criver.com/products-services/basic-research/find-a-model/fischer-344-rat
    Micropump systemWorld Precision InstrumentsUMP3Micro 4: https://www.wpiinc.com/products/top-products/make-selection-ump3-ultramicropump/#tabs-1
    Stereotactic frameKopf902Model 902 Dual Small Animal Stereotaxic frame
    diamant drillVellemanVTHD02https://www.velleman.eu/products/view/?id=370450
    Bone waxAesculap1029754https://www.aesculapusa.com/products/wound-closure/hemostatic-bone-wax
    Insulin syringe MicrofineBeckton-Dickinson3209241 mL, 29G
    InfraPhil IR lampPhilipsHP3616/01
    EthilonEthicon662G/662HFS-2, 4-0, 3/8, 19 mm
    NameCompanyCatalog NumberComments
    Cell culture
    DMEMInvitrogen14040-091
    Penicilline-streptomycineInvitrogen15140-148
    L-glutamineInvitrogen25030-032
    FungizoneInvitrogen15290-018
    Trypsin-EDTAInvitrogen25300-062
    PBSInvitrogen14040-224
    FalconsThermo Scientific178883175 cm2 nunclon surface, disposables for cell culture with filter caps
    Cell freezing mediumSigma-aldrichC6164Cell Freezing Medium-DMSO, sterile-filtered, suitable for cell culture, endotoxin tested
    NameCompanyCatalog NumberComments
    Animal irradiation
    Micro-irradiatorX-strahlSARRP
    software for irradiationX-strahlMuriPlanpre-clinical treatment planning system (PCTPS), version 2.0.5.
    NameCompanyCatalog NumberComments
    Small animal PET
    microPET system possibility 1MolecubesB-Cubehttp://www.molecubes.com/b-cube/
    microPET system possibility 2TriFoil Imaging, Northridge CAFLEX Triumph IIhttp://www.trifoilimaging.com
    PET tracersIn-house made18F-FDG, 18F-FET, 18F-FAZA, 18F-Choline
    NameCompanyCatalog NumberComments
    Small animal MRI
    microMRI systemBruker BiospinPharmascan 70/16https://www.bruker.com/products/mr/preclinical-mri/pharmascan/overview.html
    Dotarem contrast agentGuerbetMRI contrast agent, Dotarem 0,5 mmol/ml
    rat whole body transmitter coilRapid BiomedicalV-HLS-070
    rat brain surface coilRapid BiomedicalP-H02LE-070
    Water-based heating unitBruker BiospinMT0125
    30 G Needle for IV injectionBeckton-Dickinson30512830 G
    PE 10 tubing (60 cm/injection)Instech laboratories, IncBTPE-10BTPE-10, polyethylene tubing 0.011 x .024 in (0.28 x 60 mm), non sterile, 30 m (98 ft) spool, Instech laboratories, Inc Plymouth meeting PA USA- (800) 443-4227- http://www.instechlabs.com
    non-heparinised micro haematocrit capillariesGMBH7493 21these capillaries are filled with water to create markers visible on MRI and CT
    NameCompanyCatalog NumberComments
    Consumables
    isoflurane: IsofloZoetisB506Anaesthesia
    ketamine: KetamidorEcupharAnaesthesia
    xylazine: SedaxylCodifar NVAnaesthesia
    catheterTerumoVersatus-W26G
    TemozolomideSigma-aldrichT2577-100MGchemotherapy
    DMSOSigma-aldrich276855-100ML
    Insulin syringe MicrofineBeckton-Dickinson3209241 mL, 29G
    NameCompanyCatalog NumberComments
    Image analysis
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