Coltura a lungo termine e monitoraggio di Caenorhabditis elegans isolati su terreni solidi in dispositivi multi-pozzetto

Riepilogo

Qui viene presentato un protocollo ottimizzato per la coltura di singoli nematodi isolati su supporti solidi in dispositivi multipozzetto microfabbricati. Questo approccio consente ai singoli animali di essere monitorati per tutta la vita per una varietà di fenotipi legati all'invecchiamento e alla salute, tra cui attività, dimensioni e forma del corpo, geometria del movimento e sopravvivenza.

Abstract

Il nematode Caenorhabditis elegans è tra i sistemi modello più comuni utilizzati nella ricerca sull'invecchiamento grazie alle sue tecniche di coltura semplici e poco costose, al ciclo di riproduzione rapido (~ 3 giorni), alla breve durata della vita (~ 3 settimane) e ai numerosi strumenti disponibili per la manipolazione genetica e l'analisi molecolare. L'approccio più comune per condurre studi sull'invecchiamento in C. elegans, compresa l'analisi di sopravvivenza, prevede la coltura di popolazioni da decine a centinaia di animali insieme su terreni di crescita di nematodi solidi (NGM) in piastre di Petri. Mentre questo approccio raccoglie dati su una popolazione di animali, la maggior parte dei protocolli non traccia i singoli animali nel tempo. Presentato qui è un protocollo ottimizzato per la coltura a lungo termine di singoli animali su dispositivi microfabbricati in polidimetilsilossano (PDMS) chiamati WorMotels. Ogni dispositivo consente di coltivare fino a 240 animali in piccoli pozzi contenenti NGM, con ogni pozzo isolato da un fossato contenente solfato di rame che impedisce agli animali di fuggire. Basandosi sulla descrizione originale di WorMotel, questo documento fornisce un protocollo dettagliato per lo stampaggio, la preparazione e il popolamento di ciascun dispositivo, con descrizioni di complicazioni tecniche comuni e consigli per la risoluzione dei problemi. All'interno di questo protocollo ci sono tecniche per il carico costante di piccoli volumi di NGM, l'essiccazione coerente sia dell'NGM che del cibo batterico, opzioni per fornire interventi farmacologici, istruzioni e limitazioni pratiche al riutilizzo dei dispositivi PDMS e suggerimenti per ridurre al minimo l'essiccazione, anche in ambienti a bassa umidità. Questa tecnica consente il monitoraggio longitudinale di vari parametri fisiologici, tra cui attività stimolata, attività non stimolata, dimensioni corporee, geometria del movimento, durata della salute e sopravvivenza, in un ambiente simile alla tecnica standard per la cultura di gruppo su supporti solidi in piastre di Petri. Questo metodo è compatibile con la raccolta di dati ad alto rendimento se utilizzato in combinazione con software di microscopia e analisi automatizzati. Infine, vengono discussi i limiti di questa tecnica, nonché un confronto di questo approccio con un metodo recentemente sviluppato che utilizza microvassoi per coltivare nematodi isolati su supporti solidi.

Introduzione

I Caenorhabditis elegans sono comunemente usati negli studi sull'invecchiamento a causa del loro breve tempo di generazione (circa 3 giorni), breve durata della vita (circa 3 settimane), facilità di coltivazione in laboratorio, alto grado di conservazione evolutiva dei processi molecolari e dei percorsi con i mammiferi e ampia disponibilità di tecniche di manipolazione genetica. Nel contesto degli studi sull'invecchiamento, C. elegans consente la rapida generazione di dati sulla longevità e popolazioni invecchiate per l'analisi dei fenotipi in età avanzata negli animali vivi. L'approccio tipico per condurre studi sull'invecchiamento dei vermi prevede la misurazione manuale della durata della vita di una popolazione di vermi mantenuti in gruppi da 20 a 70 animali su terreni di crescita solidi di nematodi agar (NGM) in piastre di Petri da 6 cm¹. L'utilizzo di popolazioni sincronizzate per età consente la misurazione della durata della vita o dei fenotipi trasversali nei singoli animali in tutta la popolazione, ma questo metodo preclude il monitoraggio delle caratteristiche dei singoli animali nel tempo. Questo approccio è anche ad alta intensità di manodopera, limitando così le dimensioni della popolazione che può essere testata.

Esistono un numero limitato di metodi di coltura che consentono il monitoraggio longitudinale dei singoli C. elegans per tutta la loro durata di vita, e ognuno ha una serie distinta di vantaggi e svantaggi. I dispositivi microfluidici, tra cui WormFarm², NemaLife³ e il chip "behavior"⁴, tra gli altri ^5,6,7, consentono il monitoraggio dei singoli animali nel tempo. La coltura di vermi in coltura liquida utilizzando piastre multi-pozzetto consente allo stesso modo il monitoraggio di singoli animali o piccole popolazioni di C. elegans nel tempo ^8,9. L'ambiente liquido rappresenta un contesto ambientale distinto dall'ambiente di coltura comune su terreni solidi in piastre di Petri, che può alterare aspetti della fisiologia animale che sono rilevanti per l'invecchiamento, incluso il contenuto di grassi e l'espressione dei geni di risposta allo stress^10,11. La capacità di confrontare direttamente questi studi con la maggior parte dei dati raccolti sull'invecchiamento di C. elegans è limitata dalle differenze nelle variabili ambientali potenzialmente importanti. Il Worm Corral¹² è un approccio sviluppato per ospitare singoli animali in un ambiente che replica più da vicino la tipica cultura dei media solidi. Il Worm Corral contiene una camera sigillata per ogni animale su un vetrino da microscopio che utilizza idrogel, consentendo il monitoraggio longitudinale di animali isolati. Questo metodo utilizza l'imaging standard in campo chiaro per registrare dati morfologici, come le dimensioni e l'attività del corpo. Tuttavia, gli animali vengono collocati nell'ambiente idrogel come embrioni, dove rimangono indisturbati per tutta la durata della loro vita. Ciò richiede l'uso di background genetici mutanti o transgenici condizionatamente sterili, che limitano sia la capacità di screening genetico, poiché ogni nuova mutazione o transgene deve essere incrociato in uno sfondo con sterilità condizionale, sia la capacità di screening farmacologico, poiché i trattamenti possono essere applicati solo una volta agli animali come embrioni.

Un metodo alternativo sviluppato dal laboratorio Fang-Yen consente la coltivazione di vermi su supporti solidi in singoli pozzetti di un dispositivo microfabbricato in polidimetilsilossano (PDMS) chiamato WorMotel^13,14. Ogni dispositivo è posto in un vassoio a pozzetto singolo (cioè con le stesse dimensioni di una piastra a 96 pozzetti) e ha 240 pozzi separati da un fossato riempito con una soluzione avversiva per impedire ai vermi di viaggiare tra i pozzi. Ogni pozzo può ospitare un singolo verme per tutta la durata della sua vita. Il dispositivo è circondato da pellet di gel di poliacrilammide che assorbono l'acqua (denominati "cristalli d'acqua") e il vassoio è sigillato con pellicola da laboratorio Parafilm per mantenere l'umidità e ridurre al minimo l'essiccazione del supporto. Questo sistema consente di raccogliere dati sulla durata della salute e sulla durata della vita per i singoli animali, mentre l'uso di supporti solidi ricapitola meglio l'ambiente vissuto dagli animali nella stragrande maggioranza degli studi pubblicati sulla durata della vita di C. elegans, consentendo così confronti più diretti. Recentemente, una tecnica simile è stata sviluppata utilizzando microvassoi in polistirene originariamente utilizzati per i saggi di microcitotossicità¹⁵ al posto del dispositivo PDMS¹⁶. Il metodo del microvassoio consente la raccolta di dati individualizzati per i vermi coltivati su terreni solidi e ha migliorato la capacità di contenere i vermi in condizioni che tipicamente causerebbero la fuga (ad esempio, fattori di stress o restrizioni dietetiche), con il compromesso che ogni microvassoio può contenere solo 96 animali¹⁶, mentre il dispositivo multi-pozzo utilizzato qui può contenere fino a 240 animali.

Di seguito è presentato un protocollo dettagliato per la preparazione di dispositivi multi-pozzetto ottimizzato per la coerenza da piastra a piastra e la preparazione di più dispositivi in parallelo. Questo protocollo è stato adattato dal protocollo originale del laboratorio Fang-Yen¹³. In particolare, ci sono descrizioni per le tecniche per ridurre al minimo la contaminazione, ottimizzare l'essiccazione coerente sia dei mezzi solidi che della fonte di cibo batterico e fornire RNAi e farmaci. Questo sistema può essere utilizzato per monitorare la durata della salute individuale, la durata della vita e altri fenotipi, come le dimensioni e la forma del corpo. Questi dispositivi multi-pozzetto sono compatibili con i sistemi esistenti ad alta produttività per misurare la durata della vita, che possono rimuovere gran parte del lavoro manuale coinvolto negli esperimenti tradizionali sulla durata della vita e fornire l'opportunità di misurare la longevità automatizzata e diretta e il monitoraggio della salute nei singoli C. elegans su larga scala.

Protocollo

1. Preparazione di soluzioni stock e supporti

NOTA: prima di iniziare la preparazione dei dispositivi multi-pozzetto, preparare le seguenti soluzioni e supporti stock.

1. Soluzioni stock per terreni di crescita di nematodi (NGM) e NGM a basso punto di fusione (lmNGM):
   1. Preparare 1 M K 2 HPO₄: aggiungere 174,18 g di K₂HPO4 inuna bottiglia da 1 L e riempirla fino a 1 L con acqua deionizzata sterile. Autoclave (121 °C, 15 psig) per 30 minuti e conservare a temperatura ambiente (RT).
   2. Preparare 1 M KP_i, pH 6,0: aggiungere 136,09 g di KH₂HPO₄ in una bottiglia da 1 L e riempirla fino a 1 L con acqua deionizzata sterile. Titolare con 1 M K₂HPO₄ a pH 6,0. Autoclave (121 °C, 15 psig) per 30 minuti e conservare presso RT.
   3. Preparare 1 M CaCl 2: aggiungere 73,5 g di CaCl₂ in un flacone da 500 ml e riempirlo fino a 500 ml con acqua deionizzata sterile. Autoclave (121 °C, 15 psig) per 30 minuti e conservare presso RT.
   4. Preparare 1 M MgSO 4: aggiungere 123,25 g di MgSO₄ in un flacone da 500 ml e riempirlo fino a 500 ml con acqua deionizzata sterile. Autoclave (121 °C, 15 psig) per 30 minuti e conservare presso RT.
   5. Preparare 5 mg / ml di colesterolo: combinare 2,5 g di colesterolo, 275 ml di etanolo al 100% e 25 ml di acqua deionizzata sterile in una bottiglia ambrata da 500 ml. Negozio su RT.
   6. Preparare 50 mM di floxuridina: unire 0,1231 g di floxuridina e 10 ml di acqua deionizzata sterile in un tubo conico da 15 ml. Filtrare e sterilizzare con un filtro da 0,22 μm utilizzando una siringa da 10 ml. Aliquot 1 mL ciascuno in 10 provette da microcentrifuga e conservarle a -20 °C.
   7. Preparare 50 mg/ml di carbenicillina: in un tubo conico da 15 ml, combinare 500 mg di carbenicillina con 10 ml di acqua deionizzata sterile. Filtrare e sterilizzare con un filtro da 0,22 μm utilizzando una siringa da 10 ml. Aliquot 1 mL ciascuno in 10 provette da microcentrifuga e conservarle a -20 °C.
   8. Preparare 1 mM di isopropile ß-D-1-tiogalattopiranoside (IPTG): in un tubo conico da 15 ml, combinare 2,38 g di IPTG con 10 ml di acqua deionizzata sterile. Filtrare e sterilizzare con un filtro da 0,22 μm utilizzando una siringa da 10 ml. Aliquot 1 mL ciascuno in 10 provette da microcentrifuga e conservarle a -20 °C.
   9. Preparare 100 mg/ml di ampicillina: in un tubo conico da 15 ml, unire 1 g di ampicillina con 10 mL di acqua deionizzata sterile. Filtrare e sterilizzare con un filtro da 0,22 μm utilizzando una siringa da 10 ml. Aliquot 1 mL ciascuno in 10 provette da microcentrifuga e conservarle a -20 °C.
2. Preparazione dei terreni di crescita dei nematodi (NGM) per il mantenimento generale di C. elegans
   1. Per fare 50 piatti, in un matraccio da 1 L, unire 10 g di agar Bacto, 1,5 g di NaCl, 1,25 g di Bacto peptone e 486 ml di acqua ultrapura. Autoclave a ciclo liquido (121 °C, 15 psig) per almeno 30 minuti per sterilizzare.
   2. Dopo l'autoclave, dopo che il fluido si è raffreddato a 55 °C, aggiungere 12,5 ml di 1 M KP_i, 500 μL di 1 M MgSO₄, 500 μL di 1 M CaCl₂ e 500 μL di 5 mg/ml di colesterolo.
   3. Utilizzando una tecnica sterile, versare 10 ml di supporto in ciascuna lastra da 60 mm (50 in totale). Dopo che il terreno si è solidificato (almeno 30 minuti dopo il versamento), pipettare 300 μL di coltura batterica (preparata secondo la fase 4 e la fase 10) che è stata coltivata durante la notte al centro della piastra. Lasciare la piastra sul banco, permettendo alla coltura batterica di asciugarsi e diventare più spessa (1-2 giorni). Conservare le piastre a 4 °C.
3. Preparare la premiscela di terreni di crescita dei nematodi a basso punto di fusione (lmNGM):
   1. In un matraccio da 500 ml, unire 4 g di agarosio a basso punto di fusione, 0,5 g di Bacto Peptone e 195 ml di acqua ultrapura. Autoclave a ciclo liquido (121 °C, 15 psig) per almeno 30 minuti per sterilizzare.
   2. Mentre il fluido è ancora fuso, distribuire 10 mL di aliquote in provette sterili di vetro. Sigillare ogni provetta con Parafilm seguito da un tappo della provetta per preservare la premiscela lmNGM e prevenire l'essiccazione. Il supporto si solidifica e può essere conservato per ~ 2 settimane a RT prima dell'uso.
4. Preparare 142,8 mM di NaCl: in un flacone da 250 ml, unire 0,8345 g di NaCl e 100 mL di acqua deionizzata sterile. Autoclave (121 °C, 15 psig) per 30 minuti e conservare presso RT.
5. Preparare la soluzione detergente: in un tubo conico da 15 ml, unire 3 ml di Tween 20 e 7 mL di acqua deionizzata sterile. Mescolare accuratamente, filtrare e sterilizzare con un filtro da 0,22 μm utilizzando una siringa da 10 ml e conservare presso RT.
6. Preparare la soluzione di solfato di rame: in un flacone sterile da 50 ml, unire 20 ml di acqua deionizzata sterile, 0,5 g di CuSO₄ e 100 μL di soluzione detergente (preparata al punto 1.5). Mescolare fino a quando il CuSO₄ non si è sciolto. Negozio su RT.
7. Preparare cristalli di poliacrilammide che assorbono l'acqua: in un flacone di compressione sicuro per autoclave, combinare 150 ml di acqua deionizzata e 1 g di polimero super assorbente di tipo S. Mescolare delicatamente capovolgendo più volte la bottiglia. Autoclavare a ciclo liquido (121 °C, 15 psig) per almeno 20 minuti e conservare a RT.
8. Preparare il brodo lisogeno (LB): In un becher da 1 L o più grande, unire 20 g di polvere LB con 1 L di acqua deionizzata. Aliquot in due becher da 500 ml. Autoclave (121 °C, 15 psig) per 30 minuti e conservare presso RT
9. Preparare le piastre di agar di brodo lisogenico (LB):
   1. In un matraccio da 1 L, unire 10 g di polvere LB, 7,5 g di Bacto Agar e 500 ml di acqua deionizzata. Autoclave a ciclo liquido (121 °C, 15 psig) per 30 min.
   2. Se lo si desidera, aggiungere antibiotici opzionali (post-autoclave, dopo che il terreno si è raffreddato a 55 °C): 500 μL di 100 mg/ml di ampicillina. Utilizzando una tecnica sterile, versare 20 ml di terreno in ciascuna lastra da 100 mm (25 in totale) e conservare a 4 °C.

2. Stampa dello stampo del dispositivo multi-pozzetto 3D

NOTA: Ogni dispositivo è stampato da PDMS utilizzando uno stampo personalizzato stampato in 3D. Un singolo stampo può produrre tutti i dispositivi necessari; tuttavia, se si tenta di preparare più dispositivi contemporaneamente, è necessario uno stampo stampato in 3D per realizzare ciascun dispositivo in parallelo.

1. Scaricare il file STL (vedere il file supplementare 1).
2. Stampa lo stampo con una stampante 3D ad alta risoluzione.
   NOTA: la risoluzione della stampante deve essere sufficientemente elevata da consentire volumi di pozzo e fossato costanti. La risoluzione della stampante consigliata è una risoluzione XY minima di ~40 μm e una risoluzione dello strato di 28 μm. Il materiale utilizzato dalla stampante 3D è altrettanto importante, poiché molti tipi di materiali impediranno al PDMS di polimerizzare. Per esperienza, gli stampi prodotti da stampanti PolyJet ad alta risoluzione (risoluzione: asse X = 600 dpi, asse Y = 600 dpi, asse Z = 1.600 dpi) utilizzando il materiale di stampa Vero Black funzionano in modo coerente. La stampa 3D degli stampi utilizzati in questo studio è stata esternalizzata (i dettagli di stampa possono essere trovati nella tabella dei materiali).

3. Preparazione del dispositivo multi-pozzetto

NOTA: questa sezione descrive come viene utilizzato lo stampo stampato in 3D per creare il dispositivo multipozzetto PDMS.

1. Impostare il forno di polimerizzazione a 55 °C per consentire il preriscaldamento.
2. Determinare il numero di dispositivi da preparare in un lotto. Per ciascun dispositivo, mescolare 60 g di base PDMS e 6 g di agente polimerizzante in un grande contenitore di pesatura usa e getta (o contenitore monouso simile) utilizzando una spatola usa e getta.
3. Posizionare la miscela PDMS in una camera a vuoto per 30 minuti a -0,08 MPa per rimuovere le bolle.
4. Versare la miscela PDMS in ogni stampo stampato in 3D. Riempire completamente lo stampo, con la miscela PDMS che si estende leggermente sopra la parte superiore dello stampo. Mantenere la miscela PDMS in eccesso per riempire nuovamente lo stampo in caso di fuoriuscite.
5. Mettere lo stampo riempito e qualsiasi miscela PDMS extra nella camera a vuoto per 25 minuti a -0,08 MPa per rimuovere eventuali bolle create durante il processo di versamento.
6. Rimuovere lo stampo riempito dalla camera a vuoto e far scoppiare eventuali bolle rimanenti con una spatola usa e getta. Utilizzare la spatola per spazzolare eventuali detriti visibili o bolle rimanenti sul bordo dello stampo lontano dai pozzetti. Eventuali detriti o bolle rimanenti possono potenzialmente interferire con l'imaging nelle fasi successive.
7. Assicurarsi che lo stampo sia riempito completamente con la miscela PDMS; È comune che una piccola parte della miscela fuoriesca mentre si trova nella camera a vuoto o durante il trasferimento. Riempire utilizzando la miscela PDMS aggiuntiva che è stata degassata nel passaggio 3.5. Questo non dovrebbe creare bolle, ma se si formano qualcuna, possono essere delicatamente spazzolate sul lato dello stampo con la spatola.
8. Posizionare un foglio acrilico piatto sopra lo stampo riempito con PDMS posizionando prima un bordo e abbassando lentamente l'altro fino a quando l'acrilico non si trova piatto sopra lo stampo, spostando qualsiasi miscela PDMS che si estende sopra il bordo. Se si formano bolle durante il posizionamento del foglio acrilico, rimuovere lentamente l'acrilico, riempire nuovamente lo stampo con la miscela PDMS, se necessario, e riavviare il posizionamento acrilico. Il foglio acrilico formerà un fondo piatto per il dispositivo stampato e assicurerà che tutti i pozzetti siano allo stesso livello rispetto alla base.
9. Posizionare un peso di 2,5 libbre sopra l'acrilico. È possibile impilare più stampi, ciascuno con un foglio acrilico separato. Mettere gli stampini appesantiti nel forno e lasciarli polimerizzare a 55 °C per una notte.
10. Il giorno dopo, rimuovere i pesi e gli stampi dal forno.
11. Lavorare con cura una lametta tra l'acrilico e il PDMS polimerizzato per rompere il sigillo. Rimuovere con attenzione l'acrilico dalla parte superiore dello stampo. Il PDMS avrà impostato a questo punto, e la rimozione dell'acrilico può richiedere una certa forza.
12. Utilizzando un rasoio o una spatola metallica, allentare con cura i lati del PDMS polimerizzato dallo stampo. È facile strappare il PDMS in questa fase; lavorare lentamente e delicatamente attorno al bordo per rimuovere intatto il dispositivo PDMS.
    NOTA: gli stampi appena stampati sono particolarmente appiccicosi per i primi tre usi e il PDMS spesso si strappa mentre tenta di rimuovere il dispositivo. Con più usi, diventa più facile rimuovere il PDMS polimerizzato dallo stampo.
13. Avvolgere il dispositivo in un foglio di alluminio e sigillarlo con nastro adesivo. Autoclave a ciclo asciutto per almeno 15 minuti a 121 °C, 15 psig per sterilizzare. Dopo l'autoclave, conservare i dispositivi avvolti sul banco e utilizzarli secondo necessità.

4. Striature dei batteri

NOTA: Iniziare a preparare i batteri che verranno utilizzati come fonte di cibo dei vermi mentre sono sul dispositivo multi-pozzetto. Il batterio più comune è il ceppo OP50 di Escherichia coli (o ceppo HT115 per esperimenti con RNAi). Completare questo passaggio almeno 2 giorni prima di aggiungere i worm al dispositivo.

1. Strisciare i batteri su una piastra LB fresca. Assicurarsi che eventuali additivi selettivi specifici del ceppo (ad esempio, ampicillina per selezionare un plasmide che conferisce resistenza all'ampicillina ai batteri) siano inclusi nelle piastre LB.
2. Incubare la piastra a 37 °C durante la notte (~18 h) per consentire alle colonie di crescere.

5. Preparazione del dispositivo multipozzetto per il caricamento dei supporti

NOTA: La superficie del materiale siliconico PDMS che costituisce il dispositivo è idrofoba, il che impedisce ai pozzi di piccolo volume e ai fossati avversivi di essere riempiti rispettivamente con NGM e solfato di rame. Per aggirare questo problema, un plasma di ossigeno viene utilizzato per modificare temporaneamente le proprietà superficiali del dispositivo in modo che siano idrofile, consentendo di riempire i pozzi e il fossato entro una finestra temporale limitata (fino a ~ 2 ore). Questa sezione illustra i passaggi per completare il processo di pulizia al plasma. Completa questo passaggio almeno 1 giorno prima di individuare i pozzetti del dispositivo con i batteri, poiché gli effetti persistenti del plasma pulito possono interferire con lo spotting. Data la tempistica delle sezioni 5-7, il limite pratico per questi passaggi per tecnico è di tre dispositivi in parallelo.

1. Preriscaldare un'incubatrice a bagno a perline asciutte a 90 °C in preparazione della sezione 6.
2. Poiché il volume totale di supporto necessario per riempire i pozzetti di un dispositivo multipozzetto è piccolo rispetto a quello delle piastre di Petri, preparare un grande lotto di NGM e distribuirlo in provette (vedere il passaggio 1.3).
   NOTA: Questo può essere fatto in anticipo, poiché i tubi di supporto possono essere conservati sul banco per ~ 2 settimane. Se il mezzo è stato preparato e aliquotato in provette, procedere al punto 5.3.
3. Mentre si indossano i guanti, scartare un dispositivo multipozzetto autoclavato; Evitare di toccare uno qualsiasi dei pozzi. Tagliare una piccola tacca nell'angolo in alto a destra del dispositivo per indicare quante volte è stato utilizzato/riutilizzato (vedere la sezione 15 di seguito per istruzioni e raccomandazioni per la pulizia e il riutilizzo di ciascun dispositivo).
4. Posizionare fino a tre dispositivi non avvolti nel pulitore al plasma con i pozzetti rivolti verso l'alto. Eseguire il pulitore al plasma.
   NOTA: Le seguenti istruzioni dettagliate sono per il pulitore al plasma Etch PE-50. I passaggi e le impostazioni specifiche devono essere adattati e possibilmente riottimizzati per altri detergenti al plasma.
   1. Verificare che il livello di potenza del pulitore al plasma sia impostato su 75%.
   2. Assicurarsi che le valvole di sfiato e di isolamento siano entrambe in posizione OFF .
   3. Aprire la valvola principale sul serbatoio dell'ossigeno. Attendere che la pressione del regolatore scenda tra 15 psig e 20 psig, quindi ruotare la valvola di isolamento in posizione ON .
   4. Accendere la pompa per vuoto e l'aspirapolvere.
   5. Immettere le seguenti impostazioni sul pulitore al plasma (primo utilizzo) o verificare che le impostazioni programmate in precedenza siano corrette:
      Tempo di plasma: 3:00 min
      Set Point del vuoto: 149,5 mTorr
      Sfiato atmosferico: 45 s
      Sfogo di spurgo: 5 s
      Stabilizzazione del gas: 15 s
      Allarme vuoto: 3:00 min
      Spegnimento automatico: ON
   6. Premere Invio per accedere al menu Comandi. Utilizzare la freccia DESTRA per selezionare Menu impostazioni, quindi premere INVIO. Scorrere tutte le impostazioni premendo Invio per confermare ogni impostazione corrente e quindi la freccia destra per passare all'impostazione successiva.
   7. Tornare al menu Comandi premendo la freccia su e quindi la freccia sinistra.
   8. Nella schermata Menu comandi premere INVIO. Selezionare Comandi PLASMA premendo Invio. Il sistema attraverserà le seguenti fasi:
      Pompaggio al plasma
      Stabilizzazione del gas: durante questa fase, regolare la manopola Gas 1 sul pulitore al plasma fino a quando il flussometro è a 10 cc / min.
      Tempo di plasma
      Spurgo Pumpdown
      Ciclo al plasma completo
      Sfiato della camera
      NOTA: il completamento di questo processo dovrebbe richiedere circa 5-10 minuti. Al termine di tutte le fasi, il menu Comandi viene nuovamente visualizzato sullo schermo. Se durante la fase di pompaggio del plasma, la pressione non si abbassa abbastanza, il pulitore al plasma non procederà alla fase successiva e lo schermo visualizzerà un messaggio di errore. Se ciò accade, controllare l'olio della pompa per vuoto. Se i livelli dell'olio sono bassi o l'olio è torbido / sporco, la sostituzione dell'olio può consentire alla pressione del vuoto di raggiungere il livello necessario.
   9. Spegnere la valvola principale sul serbatoio dell'ossigeno.
   10. Molto lentamente, ruotare la valvola di sfiato in posizione ON e consentire alla pressione del regolatore del serbatoio di ossigeno di tornare a zero.
   11. Ruotare la valvola di isolamento in posizione OFF .
   12. Spegnere la pompa per vuoto e l'aspirapolvere.
       NOTA: La modifica superficiale idrofila del dispositivo multipozzetto da parte del pulitore al plasma è temporanea e diventa progressivamente meno efficace nel tempo (fino a circa 2 ore). Procedere attraverso la sezione 6 e la sezione 7 il più rapidamente possibile.

6. Riempire i pozzi con lmNGM

NOTA: un'incubatrice per bagno a corde asciutte deve essere accesa e preriscaldata dal punto 5.1. Assicurarsi che il bagno abbia raggiunto i 90 °C.

1. Sterilizzare un vassoio in polistirolo a pozzetto singolo per dispositivo spruzzando l'interno del vassoio con etanolo al 70% e asciugandolo con una salvietta operativa.
2. Rimuovere ciascun dispositivo dal detergente al plasma con una mano guantata e metterlo in un vassoio pulito.
3. Posizionare una bacinella monouso da 25 ml nell'incubatore a bagno di perline dopo averla riscaldata a 90 °C.
4. Raccogliere un tubo di premiscela lmNGM solidificata per ogni dispositivo da riempire (vedere il punto 1.3).
5. Collocare le provette di premiscela lmNGM in un becher di vetro da 200 mL e rimuovere i tappi e il parafilm. Microonde per ~ 20 s fino a quando il supporto si scioglie sufficientemente per versare (la presenza di alcuni supporti solidi va bene in questa fase).
6. Unire la premiscela lmNGM fusa da più provette in un altro becher sterile da 200 ml. Continuare a microonde per altri 20 s per raggiungere un totale di 40 s. Se la premiscela lmNGM inizia a bollire, fermare il microonde e lasciare che la premiscela lmNGM si depositi prima di continuare.
7. Rimuovere la premiscela lmNGM fusa dal microonde e lasciarla raffreddare a ~60 °C.
   NOTA: In questa fase, il supporto si raffredderà e si risolidificerà dopo ~ 5 minuti. Procedere immediatamente ai passaggi 6.8 e 6.9.
8. Per ogni 10 mL di premiscela lmNGM, aggiungere quanto segue (nell'ordine): 250 μL di 1 M KP_i, 10 μL di 1 M MgSO₄, 10 μL di 1 M CaCl₂ e 10 μL di 5 mg/ml di colesterolo.
   1. Per prevenire la schiusa delle uova durante il monitoraggio degli adulti sul dispositivo, aggiungere 10 μL di 50 mM di floxuridina.
   2. Per selezionare un plasmide RNAi e indurre l'espressione dell'RNA, aggiungere 5 μL di 50 mg/mL di carbenicillina e 12 μL di 1 mM IPTG.
      NOTA: Gli antibiotici o altri additivi possono essere modificati a seconda del design dell'esperimento. I composti / farmaci di prova possono anche essere aggiunti ai media in questa fase.
9. Versare lmNGM fuso nella bacinella da 25 mL nel bagno di perline.
10. Riempire i pozzetti del dispositivo con lmNGM utilizzando una pipetta ripetitrice multicanale da 200 μL.
    1. Impostare il ripetitore in modo da erogare aliquote di 14 μL (14 μL possono essere erogati fino a 14 volte se si utilizza una punta per pipetta da 200 μL).
    2. Montare cinque punte per pipette. I pozzetti del dispositivo hanno la stessa spaziatura di una piastra da 384 pozzetti. Le pipette multicanale standard sono distanziate in modo tale che l'utente possa pipettare in ogni altro pozzetto in una riga/colonna.
    3. Caricare le punte con lmNGM fuso. Erogare nuovamente i primi 14 μL nel bacino contenente lmNGM.
    4. Muovendosi rapidamente ma con attenzione, erogare 14 μL nei pozzetti interni (bianco nella figura 1B), iniziando da quelli contrassegnati con una "x" nella figura 1B e spostandosi attraverso la piastra verso destra e poi verso il basso, erogando un totale di 12 volte (60 pozzetti).
    5. Erogare nuovamente lmNGM rimanente nel bacino, poiché l'aliquota finale è tipicamente inferiore a 14 μL.
    6. Ripetere i passaggi 6.10.3-6.10.5 fino a riempire tutti i pozzetti interni.
    7. Quindi, impostare il ripetitore in modo da erogare aliquote di 15 μL. Ripetere i passaggi 6.10.3-6.10.5, ma invece dei pozzetti interni, riempire l'anello più esterno dei pozzetti (grigio nella figura 1B), iniziando dai pozzetti contrassegnati con "+" nella figura 1B e spostandosi attorno al bordo esterno della piastra.
       NOTA: Lavorare rapidamente in modo che il supporto non si solidifichi nelle punte delle pipette. Evitare di versare qualsiasi lmNGM nel fossato. I pozzi esterni tendono ad asciugarsi più rapidamente. L'extra di 1 μL di lmNGM consente al pozzo finale essiccato di avere una superficie piana nello stesso tempo di asciugatura dei pozzetti interni.
11. Come fase di controllo qualità, esaminare ogni pozzetto per identificare quelli con difetti che possono interferire con l'imaging, compresi i pozzi che sono sottoriempiti (la superficie lmNGM è affondata sotto il bordo del pozzo), troppo riempiti (la superficie lmNGM ha una parte superiore a cupola) e contengono bolle o detriti.
12. Rimuovere lmNGM solidificato dai pozzetti insoddisfacenti con un corto filo di platino o aspiratore a vuoto. Riempire i pozzetti vuoti con lmNGM fresco fuso. Inoltre, rimuovere qualsiasi mezzo che trabocchi nel fossato con un corto filo di platino o aspiratore a vuoto.

7. Aggiunta di solfato di rame al fossato

NOTA: i pozzetti di questo dispositivo sono circondati da un fossato continuo. Qui, il fossato è pieno di solfato di rame, che agisce come repellente e scoraggia i vermi dalla fuga dai loro pozzi.

1. Utilizzando una pipetta da 200 μL, erogare 200 μL di soluzione di solfato di rame (vedere punto 1.6) nel fossato del dispositivo in ciascun angolo, 2 volte per angolo. Questo dovrebbe essere un volume abbastanza grande da consentire al solfato di rame di fluire attraverso l'intero fossato. Fare attenzione a non riempire eccessivamente il fossato in nessun punto; Il solfato di rame non deve toccare la superficie superiore dei pozzetti.
2. Se il solfato di rame non scorre facilmente attraverso l'intero fossato, utilizzare un corto filo di platino per aiutare a rompere la tensione e trascinare il solfato di rame attraverso il fossato.
3. Dopo che il solfato di rame ha attraversato l'intero fossato, rimuovere quanto più solfato di rame possibile dal fossato utilizzando una pipetta da 200 μL o un'aspirazione con vuoto. Il residuo lasciato sarà sufficiente a dissuadere i vermi dal lasciare i loro pozzi. Lasciare il fossato pieno di soluzione di solfato di rame rischia di riversarsi nel solfato di rame nei pozzi, il che causerebbe la fuga dei vermi.

8. Aggiunta di cristalli d'acqua autoclavati

NOTA: Per mantenere l'umidità all'interno della piastra e prevenire l'essiccazione dell'lmNGM, ogni dispositivo è circondato da cristalli di poliacrilammide saturi che assorbono acqua.

1. Preparare i cristalli d'acqua (vedere il punto 1.7).
2. Utilizzando una bottiglia di spremitura, aggiungere i cristalli d'acqua negli spazi tra il dispositivo e le pareti del vassoio. Chiudere il coperchio del vassoio e avvolgere tutti e quattro i lati con un pezzo di Parafilm. Aggiungere altri due pezzi di Parafilm per sigillare completamente la piastra.
   NOTA: I cristalli d'acqua possono essere preparati in un becher e raccolti nel vassoio con una spatola sterilizzata. Tuttavia, questo aggiunge tempo alla procedura e aumenta il tempo in cui ogni vassoio è aperto ed esposto a potenziali contaminanti.
3. Lasciare il dispositivo sigillato sul banco fino al giorno successivo quando i batteri sono pronti per essere individuati. Assicurarsi che i dispositivi siano conservati con i pozzetti rivolti verso l'alto dopo l'aggiunta di lmNGM.

9. Preparazione di una popolazione di vermi sincronizzata per età

NOTA: i seguenti passaggi producono una popolazione sincronizzata di worm pronti per essere aggiunti al dispositivo multipozzetto al quarto stadio larvale (L4). Tuttavia, è possibile aggiungere anche vermi in diverse fasi di sviluppo. Questo passaggio deve essere completato 2 giorni prima di aggiungere i worm al dispositivo se si desidera L4s. Regolare i tempi di sincronizzazione per la fase di vita desiderata.

1. Per studi di invecchiamento coerenti, mantenere C. elegans su piastre NGM standard (vedere punto 1.2 a 20 °C in condizioni ben alimentate).
2. Ottenere una popolazione sincronizzata di animali da una piastra di riserva tramite metodi standard, ad esempio, sbiancamento¹⁷ o deposizione delle uova temporizzata¹.
3. Aggiungi uova isolate a una piastra NGM macchiata di batteri. Le uova si schiuderanno su questo piatto e i vermi raggiungeranno lo stadio larvale L4 in 2 giorni per gli animali selvatici.

10. Inoculare la coltura batterica

NOTA: I batteri sono utilizzati come fonte primaria di cibo per C. elegans, più comunemente ceppi di E. coli OP50 o HT115. I batteri sono concentrati 10 volte, che dovrebbero essere considerati nel volume della coltura preparata. Preparare una coltura batterica il giorno prima di individuare il dispositivo.

1. Dalla piastra LB preparata al punto 4, prelevare una singola colonia e inoculare 12 ml di LB sterile per dispositivo da individuare. Includere agenti selettivi se necessario per il ceppo batterico utilizzato.
2. Coltivare la coltura batterica durante la notte (~18 h) in un'incubatrice a 37 °C con agitazione a ~250 giri/min.

11. Individuare i pozzetti con batteri concentrati

NOTA: Un piccolo volume di batteri concentrati viene aggiunto a ciascun pozzetto, che è sufficiente per nutrire i vermi per tutta la loro durata sul dispositivo. La coltura batterica deve essere asciugata prima che i vermi possano essere aggiunti ai pozzetti. Poiché il volume del mezzo in ciascun pozzetto è piccolo (14-15 μL) rispetto al volume dei batteri aggiunti (5 μL), il contenuto chimico dei mezzi batterici può influire sull'ambiente chimico del pozzo. Per tenere conto di ciò, i batteri sono concentrati e risospesi in acqua salata per rimuovere LB impoverito evitando lo stress ipoosmotico. Non c'è sale aggiunto alla ricetta lmNGM (vedi passaggi 1.3-1.4) come viene aggiunto in questa fase.

1. Dopo aver coltivato i batteri durante la notte come descritto nel paragrafo 10, concentrare la coltura batterica 10x. Pellettare i batteri centrifugando a ~3.400 x g per 20 minuti, smaltire il surnatante e risospendere il pellet in 1/10 del volume di coltura originale di 142,8 mM NaCl (vedere punto 1.4). Ad esempio, per individuare un dispositivo da 240 pozzetti, ruotare 12 ml di coltura e risospendere in 1,2 ml di NaCl da 142,8 mM.
   NOTA: I composti / farmaci in esame possono essere aggiunti alla coltura batterica risospesa prima dell'individuazione.
2. Utilizzando una pipetta ripetuta, individuare ciascun pozzetto con 5 μL di batteri concentrati. Evitare il contatto diretto con la superficie lmNGM, poiché la punta della pipetta può perforare lmNGM e consentire al verme di scavare sotto la superficie del pozzetto. Fai attenzione a non lasciare che i batteri si riversino nel fossato perché i vermi saranno attratti da esso e fuggiranno nel fossato.
3. Asciugare i batteri maculati con i coperchi del vassoio rimossi. Questo passaggio è importante per l'integrità a lungo termine dell'ambiente del pozzo e ci sono una varietà di modi per asciugare i dispositivi maculati. Qualunque sia il metodo utilizzato, assicurarsi che il dispositivo rimanga in un ambiente sterile, poiché deve rimanere scoperto mentre i batteri si asciugano. L'aumento del flusso d'aria riduce notevolmente il tempo di asciugatura. L'asciugatura può essere eseguita come descritto nei passaggi seguenti:
   1. Lasciare il dispositivo scoperto in un contenitore pulito e sigillato, come un bidone di plastica che è stato pulito con candeggina al 10%, seguito da etanolo al 70%. Questo metodo di asciugatura può richiedere diverse ore.
   2. Posizionare i dispositivi scoperti in una cappa a flusso laminare sterile (simile al metodo preferito di seguito).
   3. Asciugare i dispositivi utilizzando una "scatola di asciugatura" costruita su misura (il metodo ottimizzato seguito in questo studio), che può essere costruita a costi minimi utilizzando ventole per case per computer e filtri HEPA (vedere il file supplementare 1).
      NOTA: Indipendentemente dal metodo utilizzato, la fase di essiccazione deve essere ottimizzata per l'ambiente locale. Monitorare frequentemente la velocità con cui i pozzetti si stanno asciugando fino a quando non è stato identificato il tempo di asciugatura tipico. In un ambiente a bassa umidità, l'uso di una scatola di essiccazione si traduce in un tempo di asciugatura di ~ 30-40 min. Non lasciare che le piastre si asciughino troppo, poiché i media nei pozzetti si restringono e affondano. È meglio rimuovere il dispositivo dall'asciugatura mentre alcuni pozzetti sono ancora bagnati piuttosto che lasciarlo asciugare più a lungo e potenzialmente asciugare eccessivamente un gran numero di pozzetti.
4. Controllare i cristalli d'acqua. Se la maggior parte dei cristalli d'acqua nel vassoio si è asciugata e ha perso volume durante il processo di asciugatura, aggiungerne altri al vassoio.
5. Dopo che i batteri sono asciutti, aggiungere immediatamente i vermi (sezione 12) o sigillare il vassoio per utilizzarlo in seguito. Per sigillare, chiudere il coperchio del vassoio e avvolgere tutti e quattro i lati con un unico pezzo di Parafilm. Ripetete due volte per un totale di tre livelli di parafilm. Dopo aver avvolto completamente il vassoio, il dispositivo può essere lasciato sul banco a temperatura ambiente per un massimo di 4 giorni prima di aggiungere i vermi (sezione 12).

12. Aggiunta di worm al dispositivo multi-pozzetto

1. Aggiungere manualmente un verme per pozzetto a ciascun pozzetto utilizzando un plettro di platino per trasferire gli animali dalle piastre di vermi preparate nella sezione 9. Scegli solo vermi che si trovano nella fase di vita e nell'età desiderate.
   NOTA: l'impiego di più di 1 ora per aggiungere i worm al dispositivo può causare l'essiccazione di lmNGM, quindi i worm devono essere aggiunti il più rapidamente possibile. Raccogliere più worm (20+) alla volta prima di aggiungerli ai pozzetti del dispositivo può aiutare ad aumentare la velocità.

13. Completamento della preparazione del dispositivo per l'uso a lungo termine

NOTA: questi passaggi assicurano che i pozzetti del dispositivo rimangano idratati per tutta la durata dell'esperimento.

1. Esamina i cristalli d'acqua. Assicurarsi che i cristalli d'acqua siano allineati con la parte superiore del dispositivo ma non traboccanti su di esso. Se necessario, aggiungere altri cristalli d'acqua al vassoio.
2. Aggiungere una goccia di soluzione detergente preparata (vedere il punto 1.5) all'interno del coperchio del vassoio e strofinare con una salvietta fino a quando la soluzione detergente non si è asciugata. Ciò impedisce l'appannamento sul coperchio dopo che il dispositivo è stato sigillato all'interno del vassoio in modo che i vermi siano chiaramente visibili.
3. Avvolgere il vassoio con tre pezzi di Parafilm utilizzando una tecnica specifica che promuova l'integrità a lungo termine del sigillo Parafilm.
   1. Allungare leggermente un pezzo di Parafilm in modo che copra solo due lati del vassoio. Ripeti questo con un secondo pezzo di Parafilm per coprire gli altri due lati.
   2. Stratificato sopra il primo strato di Parafilm, prendi un ultimo pezzo di Parafilm, allungalo completamente e avvolgi tutti e quattro i lati. Se sigillati correttamente, i pozzetti del dispositivo dovrebbero rimanere idratati per ~ 2 mesi.
      NOTA: L'integrità del parafilm deve essere monitorata ogni 1-2 settimane e il parafilm deve essere sostituito se rotto.
4. Rimuovere eventuali impronte digitali dalla parte superiore del vassoio utilizzando una salvietta bagnata con etanolo al 70%.

14. Raccolta dei dati

NOTA: Lo scopo di questo studio è descrivere la metodologia della cultura. Una volta popolati, i dispositivi multi-pozzetto sono compatibili con il monitoraggio longitudinale di una varietà di fenotipi. Qui viene fornita una guida di base per misurare alcuni dei parametri più comuni.

1. Durata della vita: monitorare la durata della vita toccando la piastra o esponendo i vermi a una luce blu brillante ogni 1-3 giorni. Punteggio come morto se non si osserva alcun movimento. Questi dispositivi multi-pozzetto sono inoltre compatibili con pipeline di imaging e analisi automatizzate per la stima della durata di vita^13,18.
2. Attività: monitorare l'attività dei singoli animali per tutta la vita scattando immagini statiche o video degli animali nei pozzetti del dispositivo e valutando la distanza percorsa, la velocità o altre metriche di movimento. I dispositivi sono inoltre compatibili con pipeline automatizzate di imaging e analisi per la stima dell'attività^13,18.
3. Dimensioni e forma del corpo: monitorare i cambiamenti nelle dimensioni e nella forma del corpo prendendo immagini statiche degli animali nei pozzetti del dispositivo e quantificando i parametri visivi utilizzando tecniche di imaging standard. In linea di principio, questo metodo di coltura dovrebbe essere compatibile con il software esistente per una valutazione più sofisticata della forma del corpo del verme 19,20,21.

15. Riutilizzo dei dispositivi

NOTA: al termine di un esperimento, i dispositivi multipozzetto possono essere puliti e riutilizzati fino a tre volte. Un ulteriore riutilizzo inizia ad avere un impatto sui fenotipi dei vermi, probabilmente causato da sostanze chimiche provenienti dai mezzi o da batteri che si accumulano nelle pareti del materiale PDMS.

1. Eliminare il parafilm e rimuovere il dispositivo dal vassoio. Controlla le tacche nell'angolo in alto a destra del dispositivo, che indicano quante volte è stato utilizzato. Se è stato utilizzato tre volte, scartare il dispositivo. Se è stato utilizzato meno di tre volte, pulirlo e riutilizzarlo.
   NOTA: I vassoi sono realizzati in polistirene e non sono direttamente a contatto con lmNGM, batteri o additivi per il supporto. Possono essere riutilizzati molte volte purché rimangano visivamente chiari.
2. Risciacquare eventuali cristalli d'acqua rimanenti dal vassoio. Spruzzare l'interno del vassoio con una soluzione di candeggina al 10% e lasciarlo riposare per 10 minuti. Risciacquare con acqua deionizzata e asciugare immediatamente per evitare macchie d'acqua.
3. Tenere il dispositivo sotto l'acqua corrente per iniziare a pulire i supporti dai pozzi. Piegare delicatamente e torcere il dispositivo sotto l'acqua per allentare il supporto dai pozzi, ma non piegarsi così lontano da strappare il dispositivo. Individuare eventuali supporti rimanenti bloccati nei pozzetti con una punta per pipetta da 200 μL.
4. Riempire un becher da 2 litri con una barra mescola ~3/4 piena di acqua deionizzata e portare a ebollizione su una piastra calda.
5. Aggiungere uno o due dispositivi multi-pozzetto e una barra di agitazione all'acqua bollente. Accendere l'agitazione magnetica a bassa velocità (~ 200 giri / min) per agitare delicatamente i dispositivi nell'acqua. Lasciare bollire i dispositivi per 10 minuti.
6. Rimuovere i dispositivi dall'acqua con una pinzetta metallica e posizionarli ben rivolti verso il basso su carta assorbente per drenarli. Lasciare asciugare i dispositivi almeno durante la notte.
7. Quando i dispositivi sono completamente asciutti, avvolgerli in un foglio e sigillarli con nastro adesivo. Scrivere sul nastro dell'autoclave il numero di volte che il dispositivo è stato utilizzato. Autoclavare a ciclo asciutto per 15 minuti a 121 °C per sterilizzare. I dispositivi sono ora pronti per il riutilizzo.

Risultati

Il sistema di coltura WorMotel può essere utilizzato per raccogliere una varietà di dati, tra cui la durata della vita, la durata della salute e l'attività. Gli studi pubblicati hanno utilizzato dispositivi multi-pozzo per studiare la durata della vita e la durata della salute ^13,14, la quiescenza e il sonno 22,23,24 e il comportamento ²⁵. La d...

Discussione

Il sistema WorMotel è un potente strumento per raccogliere dati individualizzati per centinaia di C. elegans isolati nel tempo. A seguito degli studi precedenti che utilizzavano dispositivi multi-pozzetto per applicazioni nella quiescenza dello sviluppo, nel comportamento locomotore e nell'invecchiamento, l'obiettivo di questo lavoro era ottimizzare la preparazione di dispositivi multi-pozzo per il monitoraggio a lungo termine di attività, salute e durata della vita in modo più elevato. Questo lavoro fornisce...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
2.5 lb weight	CAP Barbell	RP-002.5
Acrylic sheets (6 in x 4 in x 3/8 in)	Falken Design	ACRYLIC-CL-3-8/1224	Large sheet cut to smaller sizes
Ampicillin sodium salt	Sigma-Aldrich	A9518
Autoclavable squeeze bottle	Nalgene	2405-0500
Bacto agar	BD Difco	214030
Bacto peptone	Thermo Scientific	211677
Basin, 25 mL	VWR	89094-664	Disposable pipette basin
Cabinet style vacuum desiccator	SP Bel-Art	F42400-4001	Do not need to use dessicant, only using as a vacuum chamber.
CaCl2	Acros Organics	349615000
Caenorhabditis elegans N2	Caenorhabditis Genetics Center (CGC)	N2	Wildtype strain
Carbenicillin	GoldBio	C-103-25
Centrifuge	Beckman	360902
Cholesterol	ICN Biomedicals Inc	101380
Compressed oxygen tank	Airgas	UN1072
CuSO4	Fisher Chemical	C493-500
Dry bead bath incubator	Fisher Scientific	11-718-2
Escherichia coli OP50	Caenorhabditis Genetics Center (CGC)	OP50	Standard labratory food for C. elegans
Ethanol	Millipore	ex0276-4
Floxuridine	Research Products International	F10705-1.0
Hybridization oven	Techne	731-0177	Used to cure PDMS mixture, any similar oven will suffice
Incubators	Shel Lab	2020	20 °C incubator for maintaining worm strains and 37 °C incubator to grow bacteria
Isopropyl ß-D-1-thiogalactopyranoside (IPTG)	GoldBio	I2481C100
K2HPO4	Fisher Chemical	P288-500
KH2PO4	Fisher Chemical	P286-1
Kimwipes	KimTech	34155	Task wipes
LB Broth, Lennox	BD Difco	240230
Low melt agarose	Research Products International	A20070-250.0
MgSO4	Fisher Chemical	M-8900
Microwave	Sharp	R-530DK
Multichannel repeat pipette, 20–200 µL LTS EDP3	Rainin	17013800	The exact model used is no longer sold, a similar model's catalog number has been provided
NaCl	Fisher Bioreagents	BP358-1
Nunc OmniTray	Thermo Scientific	264728	Clear polystyrene trays
Parafilm M	Fisher Scientific	13-374-10	Double-wide (4 in)
Petri plate, 100 mM	VWR	25384-342
Petri plate, 60 mM	Fisher Scientific	FB0875713A
Plasma cleaner	Plasma Etch, Inc.	PE-50
PLATINUM vacuum pump	JB Industries	DV-142N
PolyJet 3D printer	Stratasys	Objet500 Connex3	PolyJet 3D printing services provided by ProtoCAM (Matrial: Vero Rigid; Finish: Matte; Color: Gloss; Resolution: X-axis: 600 dpi, Y-axis: 600 dpi, Z-axis: 1600 dpi)
Shaking incubator	Lab-Line	3526CC
smartSpatula	LevGo, Inc.	17211	Disposable spatula
Superabsorbent polymer (AgSAP Type S)	M2 Polymer Technologies	Type S	Referred to in main text as "water crystals"
SYLGARD 184 Silicone Elastomer base	The Dow Chemical Company	2065622
SYLGARD 184 Silicone Elastomer curing agent	The Dow Chemical Company	2085925
Syringe filter (0.22 µm)	Nest Scientific USA Inc.	380111
Syringe, 10 mL	Fisher Scientific	14955453
TWEEN 20	Thermo Scientific	J20605-AP	Detergent
Vacuum pump oil	VWR	54996-082
VeroBlackPlus	Stratasys	RGD875	Rigid 3D printing filament
Weigh boat	Thermo Scientific	WB30304	Large enough for PDMS mixture volume